ÁCIDO CÍTRICO E QUITOSANA NA CONSERVAÇÃO PÓS

UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JULIO DE MESQUITA FILHO”
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CAMPUS DE JABOTICABAL
ÁCIDO CÍTRICO E QUITOSANA NA CONSERVAÇÃO PÓSCOLHEITA DE LICHIAS ‘BENGAL’
João Emmanuel Ribeiro Guimarães
Biólogo e Engenheiro Agrônomo
JABOTICABAL – SÃO PAULO - BRASIL
Julho de 2012
UNIVERSIDADE ESTADUAL PAULISTA “JULIO DE MESQUITA FILHO”
FACULDADE DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS E VETERINÁRIAS
CAMPUS DE JABOTICABAL
ÁCIDO CÍTRICO E QUITOSANA NA CONSERVAÇÃO PÓSCOLHEITA DE LICHIAS ‘BENGAL’
João Emmanuel Ribeiro Guimarães
Orientador: Prof. Dr. Ben-Hur Mattiuz
Dissertação apresentada a Faculdade de
Ciências Agrárias e Veterinárias – Unesp,
Campus de Jaboticabal, como parte das
exigências para a obtenção do titulo de
Mestre em Agronomia (Produção Vegetal).
JABOTICABAL – SÃO PAULO - BRASIL
Julho de 2012
G963a
Guimarães, João Emmanuel Ribeiro
Ácido cítrico e quitosana na conservação pós-colheita de lichias
‘bengal’ / João Emmanuel Ribeiro Guimarães. – – Jaboticabal, 2012
x, 57 f. : il. ; 28 cm
Dissertação (mestrado) - Universidade Estadual Paulista,
Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias, 2012
Orientador: Ben-Hur Mattiuz
Banca examinadora: Maria Luzenira de Souza, Teresinha de Jesus
Deleo Rodrigues
Bibliografia
1. Escurecimento. 2. Litchi chinensis Sonn. 3. Qualidade. I. Título.
II. Jaboticabal-Faculdade de Ciências Agrárias e Veterinárias.
CDU 634.652.2
Ficha catalográfica elaborada pela Seção Técnica de Aquisição e Tratamento da Informação –
Serviço Técnico de Biblioteca e Documentação - UNESP, Câmpus de Jaboticabal.
e-mail: [email protected]
JOÃO EMMANUEL RIBEIRO GUIMARÃES
Nascido em Ituverava, SP, no dia vinte dois de junho de 1985, Filho de Cleiton
Tadeu Guimarães e Maria Auxiliadora Ribeiro Cavalari Guimarães. Iniciou o curso
de Ciências Biológicas em 2003 na Faculdade de Filosofia Ciências e Letras de
Ituverava, que foi concluído em Dezembro de 2006. Iniciou sua segunda
graduação de engenharia agronômica em 2007 na Faculdade Dr. Francisco
Maeda, que foi concluída em Dezembro de 2010. Foi bolsista de iniciação
cientifica da Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP),
onde desenvolveu o trabalho intitulado “Conservação Pós-colheita de caju anão
CCP76 através do uso de ceras associadas a embalagem”. Ainda obteve bolsas
do Conselho Nacional de Desenvolvimento Cientifico e Tecnológico (CNPq) sendo
três vezes na modalidade EXP 3 e uma na DTI I. Em agosto de 2010 iniciou o
curso de pós-graduação em Agronomia, a nível de mestrado, na área de
concentração em Produção Vegetal, pela Universidade Estadual Paulista “Julio de
Mesquita Filho”, Campus de Jaboticabal (FCAV/UNESP), dando continuidade a
sua formação em pós-colheita de frutas e hortaliças.
Aos meus pais, Tadeu e Dorinha, pela
educação, amor, compreensão, colaboração,
apoio e principalmente dedicação por esses
anos todos.
Aos meus professores pela paciência
dedicação com que me ensinaram ao longo
de todos estes anos, em especial a
Dra. Maria Amália Brunini, Dr. Márcio
Pereira e Msc. Regina Eli
Aos meus amigos e familiares que
acreditaram em mim e me incentivaram para
realização deste trabalho.
DEDICO.
AGRADECIMENTOS
Primeiramente a Deus, que iluminou meu caminho e me deu forças para
chegar até o fim.
A Universidade Estadual Paulista (UNESP-FCAV) e ao Departamento de
Tecnologia, pela oportunidade de realização do curso.
Ao CNPq pela concessão da bolsa de estudos. Ao professor Dr. Ben-Hur
Mattiuz, pela orientação, confiança, ensinamentos, convívio e apoio que deu
origem a essa Dissertação.
Aos meus amigos do laboratório, Cristiane, Vanessa, Joana, Isabela, Kelly,
Maria Carolina, Andréia, pelo agradável convívio, auxilio nas analises de
laboratório e por compartilhar experiências.
A
todos
meus
amigos
da
faculdade e
da
cidade,
pelo
apoio,
companheirismo durante este período.
A Dirce Renata Tostes e Willian Pereira, por todo apoio e ajuda.
A todos os professores e colegas do curso de mestrado, aos funcionários
da Seção de pós-graduação e da Biblioteca, pelo auxilio e amizade.
Aos produtores que ao longo do meu mestrado sempre se coloração a
disposição para contribuir.
E a todos que, direta ou indiretamente, contribuíram para a realização deste
trabalho e acreditaram na minha vitória.
Meu muito Obrigado.
vii
SUMÁRIO
PÁGINA
RESUMO ............................................................................................................................. viii
ABSTRACT: ............................................................................................................................ x
1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................... 1
2. REVISÃO DE LITERATURA ............................................................................................. 4
2.1. Características gerais da lichia ................................................................................. 4
2.2. Quitosana.................................................................................................................... 6
3. MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................................ 12
3.1. Material vegetal .........................................................................................................12
3.2. Condução dos Experimentos ...................................................................................12
3.2.1. Quitosana de baixo peso molecular .................................................................12
3.2.2. Quitosana de médio peso molecular ................................................................13
3.3. Avaliações .................................................................................................................14
3.4 Análise estatística ......................................................................................................15
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO ...................................................................................... 17
3.1 Quitosana de baixo peso molecular .........................................................................17
3.2 Quitosana de médio peso molecular ........................................................................29
4. CONCLUSÕES ................................................................................................................ 40
5. REFERÊNCIAS ................................................................................................................ 41
APÊNDICE ............................................................................................................................ 53
viii
ÁCIDO CÍTRICO E QUITOSANA NA CONSERVAÇÃO PÓS-COLHEITA DE
LICHIAS ‘BENGAL’.
RESUMO: O objetivo foi avaliar a aplicação de ácido cítrico em duas
concentrações, associadas ou não à quitosana de baixo e médio peso molecular,
na manutenção da qualidade de lichias ‘Bengal’. Foram utilizadas lichias, no
estádio de maturação maduro. Após a seleção, os frutos foram imersos por um
minuto nas seguintes soluções de ácido cítrico e de quitosana, sendo o
experimento I quitosana de baixo peso molecular e experimento II quitosana de
médio peso molecular: [1] Testemunha - sem imersão; [2] ácido cítrico a 300 g L -1,
[3] ácido cítrico a 300 g L-1 + 0,3% quitosana, [4] ácido cítrico a 300 g L -1 + 0,6%
quitosana, [5] ácido cítrico a 600 g L -1, [6] ácido cítrico a 600 g L -1 + 0,3%
quitosana, [7] ácido cítrico a 600 g L -1 + 0,6% quitosana. A quitosana utilizada
possui grau de desacetilização de 75,58% (Sigma – Aldrich®). Após a imersão, os
frutos foram colocados em gôndolas para escorrer o excesso de solução. Em
seguida, foram armazenados em câmara fria, previamente higienizada, a 5 °C,
durante 20 dias. O experimento foi conduzido seguindo um delineamento
inteiramente casualizado, num esquema fatorial composto por sete soluções de
recobrimento e cinco datas de amostragem. A cada cinco dias foi avaliada a
perda de massa fresca dos frutos; a coloração (luminosidade, cromaticidade,
ângulo Hue e aparência), os teores de sólidos solúveis, acidez titulável, ácido
ascórbico, antocianinas, “ratio” e a atividade das enzimas polifenoloxidase e
peroxidase da casca. Todos os tratamentos foram eficientes em manter os teores
de sólidos solúveis, acidez titulável, antocianinas, ácido ascórbico, “ratio”, e
atividade das enzimas polifenoloxidase, peroxidase. O tratamento com 300 g L-1
de ácido cítrico e 0,3% de quitosana, independente do peso molecular, apresentou
as menores perdas de massa fresca durante os 20 dias de armazenamento a 5
°C. Os frutos tratados com 600 g L-1 de ácido cítrico, foram mais eficientes na
manutenção da coloração vermelha, luminosidade, cromaticidade, ângulo Hue e
aparência de lichias ‘Bengal’ armazenadas por 20 dias a 5 ºC.
ix
Palavras-chave: Litchi chinensis Sonn., qualidade, escurecimento.
x
CITRIC ACID AND CHITOSAN IN POSTHARVEST CONSERVATION OF
LITCHIS ‘BENGAL’
ABSTRACT: This study aimed to evaluate the use of citric acid applied at two
concentrations, associated or not with chitosan of low and medium molecular
weight, in maintaining the quality of litchi 'Bengal'. It was used litchi on mature
maturation stage. After selection, the fruits were immersed for one minute in
following solutions of citric acid and chitosan, and the first experiment of low
molecular weight chitosan and chitosan, the second experiment of medium
molecular weight: [1]Control – without immersion; [2] citric acid 300 g L-1, [3] citric
acid 300 g L-1 + chitosan 0,3%, [4]citric acid 300 g L-1 + chitosan 0,6%, [5] citric
acid 600 g L-1, [6] citric acid 600 g L-1 + chitosan 0,3%, [7] citric acid 600 g L -1 +
chitosan 0,6%. Chitosan deacetylation degree of 75,58% (Sigma - Aldrich®) was
used. After immersion, fruits were put to drain the excess of solution. Then, they
were stored in cool chamber at 5 °C, previously sanitized, for 20 days. The
experiment was conducted following a completely randomized design, with a
factorial scheme composed by seven coating solutions and five sampling dates.
Every five days we evaluated the weight loss of fruits, the color (luminosity,
chroma, Hue angle and appearance), soluble solids, titratable acidity, ascorbic acid
and anthocyanins content, ratio and enzyme activity of peroxidase and
polyphenoloxidase skin. Treatment with 300 g L-1 of citric acid and 0.3% of
chitosan, independent molecular weight, showed the lowest loss of weight during
the 20 days of storage at 5 °C. The fruits treated with 600 g L-1 citric acid were
more efficient in maintaining the red color, brightness, chroma, Hue angle and
appearance of lychee 'Bengal' stored for 20 days at 5 ° C.
Keywords: Litchi chinensis Sonn., quality, darkening.
1
1. INTRODUÇÃO
A lichia foi introduzida no Brasil aproximadamente em 1810, no Jardim
Botânico do Rio de Janeiro, passando a ser comercializada somente a partir de
1970 (CARVALHO & SALOMÃO, 2000). Possui um grande número de cultivares,
sendo a ‘Bengal’, a ‘Brewster’ e a ‘Americana’ as mais presentes no território
nacional, destacando a maior produção para os estados de São Paulo, sul de
Minas Gerais e norte do Paraná, onde a colheita ocorre no período de final de
outubro a início de fevereiro (MENZEL, 2002; MARTINS, 2005; CEAGESP, 2011).
A lichia (Litchi chinensis Sonn.) é uma fruta que apresenta polpa translúcida
(arilo), doce e suculenta. Pertence à família Sapindaceae e é originária da região
subtropical da China. Seu alto potencial comercial é devido ao seu sabor
levemente acidificado, excelente aroma, elevado valor nutritivo e cor vermelha
brilhante da casca (GARCÍA-PÉREZ & MARTINS, 2006; SAADERA DEL AGUILA,
2009a).
É um excelente fruto para o consumo humano, dado ao elevado teor de
açúcares, minerais (potássio, magnésio e fósforo) e vitaminas (riboflavina, niacina
e tiamina) além de ser considerado um fruto com elevado poder antioxidante
(MOTTA, 2009). Dentre as várias utilizações da lichia, destacam-se a culinária (in
natura, enlatada, desidratada ou processada em sucos, vinhos, compotas,
sorvetes e iogurtes), os cosméticos (perfumes, cremes, xampu) bem como o uso
medicinal (MENZEL & WAITE, 2005; WALL, 2006).
Este fruto apresenta grandes problemas pós-colheita, devido ao seu rápido
escurecimento e perda da coloração vermelha da casca, o que limita a sua
comercialização (SAADERA DEL AGUILA et al., 2009b; HOJO et al., 2011a).
O escurecimento pós-colheita, por sua vez, é resultado de um processo
atribuído à degradação dos pigmentos vermelhos (antocianinas), associado à
oxidação de compostos fenólicos pela atividade das enzimas polifenoloxidase
(PPO) e/ou peroxidase (POD) (ZHANG et al., 2000; JIANG et al., 2004).
2
Outro fator que também pode acelerar a senescência é a perda de água e
as micro-rachaduras que ocorrem na superfície do pericarpo, acelerando o
processo de desidratação e escurecimento (UNDERHILL & CRITCHLEY, 1993;
UNDERHILL & SIMONS, 1993).
Vários são os tratamentos sugeridos para reduzir o escurecimento do
pericarpo de lichias, dentre os quais se destacam a imersão em soluções de
ácidos (ascórbico, cítrico, dentre outros), quitosana, lecitina, ceras e compostos de
enxofre e o acondicionamento em embalagens plásticas (HOJO, 2010). Os
tratamentos com ácido são de grande interesse, embora ocasione “redução” nos
teores de antocianinas e aumento no escurecimento da casca, torna a coloração
da lichia vermelha mais intensa ao longo do tempo (ZHANG et al., 2005), isso
ocorre porque a antocianina é diretamente influenciada pela substituição dos
grupos hidroxila e metoxila na molécula, ou seja, incrementos no número de
grupos hidroxila tendem a tornar a coloração azulada. Na direção contrária,
incrementos no número de grupos metoxilas aumentam a intensidade do
vermelho, que é influenciado pelo meio ácido (LÓPEZ et al., 2000).
A quitosana é uma forma desacetilada da quitina, solúvel em ácidos
orgânicos, comestível e considerada segura para o uso na alimentação humana.
Apresenta propriedade “filmogênica”, pois forma uma camada protetora sobre os
frutos imersos em suas soluções, o que é importante para reduzir a perda de
água, modificar a atmosfera e reduzir o amadurecimento dos frutos (SOUZA et al.,
2011). A quitosana também possui ação antifúngica e antibacteriana, o que vêm
sendo bastante estudado no sentido de aumentar a vida útil pós-colheita de frutos
e hortaliças (CAMILI, 2007).
Essas propriedades vêm sendo observadas em diversas frutas, como
morangos (HAN et al., 2004), longans (JIANG & LI, 2001), lichias (ZHANG &
QUANTICK, 1997), araçá-vermelho (TURRA, 2007) e mangas (SOUZA et al.,
2011). Apesar das inúmeras possibilidades de aplicação da quitosana, existem
fatores limitantes para o uso deste polissacarídeo. Um é a sua baixa solubilidade
em água, uma vez que em pH acima de 6,5 sua natureza catiônica começa a ser
3
prejudicada (LIM & HUDSON, 2004) e outro é sua viscosidade, que acaba por
limitar a utilização de concentrações mais elevadas de quitosana (DEREUCK,
2009).
O objetivo deste trabalho foi avaliar o efeito da aplicação de ácido cítrico,
associado ou não à quitosana, na manutenção da qualidade de lichias ‘Bengal’.
4
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1. Características gerais da lichia
No Brasil, a lichia foi introduzida, aproximadamente, em 1810 no Jardim
Botânico do Rio de Janeiro, passando a ser comercializada somente a partir da
década de 70, por alguns produtores localizados no oeste do estado de São
Paulo, (CARVALHO & SALOMÃO, 2000). Dentre as diversas cultivares, a
‘Bengal’, a ‘Brewster’ e a ‘Americana’ são as que estão mais presentes no território
nacional, destacando a maior produção para os estados de São Paulo, seguido
pelo sul de Minas Gerais e norte do Paraná, onde a colheita ocorre no período de
final de outubro a início de fevereiro (MENZEL, 2002; MARTINS, 2005;
CEAGESP, 2011). As cultivares ‘Bengal’ e ‘Brewster’, possuem uma produtividade
oscilando entre 150 a 180 kg de frutos por planta, após a estabilização da
produção (DO SANTOS, 2009).
A lichia pode ser considerada uma fruta exótica para os brasileiros, apesar
de cultivada no país desde a década de 70, devido à limitada produção nacional,
oriunda de pequenas áreas, além de apresentar pouca divulgação (MOTTA,
2009). Estima-se que o Brasil tenha uma produção de 5.000 toneladas de lichia,
colhidas em, aproximadamente, 3.500 hectares, valores que colocam o País em 9º
lugar no ranking mundial (ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE LICHIA E LONGANA,
2011).
Dentre os países produtores, a China, a Índia, o Vietnã, o Taiwan, a
Tailândia, Madagascar, Israel e a África do Sul são os principais produtores de
lichia, sendo os chineses responsáveis por 80% da produção mundial
(ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DE LICHIA E LONGANA, 2011).
É uma fruta que apresenta polpa translúcida (arilo), doce e suculenta,
pertencente à família Sapindaceae, é originária da província de Guangdong na
região subtropical do sul da China (GARCÍA-PÉREZ & MARTINS, 2006), Possui
elevado potencial comercial, devido ao seu alto valor agregado, cuja popularidade
5
crescente nos últimos anos é devido ao seu sabor levemente acidificado,
excelente aroma, alto valor nutritivo e coloração vermelha brilhante da casca
(GARCÍA-PÉREZ & MARTINS, 2004; SAADERA DEL AGUILA, 2009a).
O fruto apresenta elevado teor de açúcares, minerais (potássio, magnésio,
fósforo) e vitaminas (riboflavina, niacina, tiamina) além do seu elevado poder
antioxidante (MOTTA, 2009). Vêm sendo bastante utilizado na indústria de
cosméticos, bem como na gastronomia, onde é utilizado fresco, enlatado,
desidratado ou processado em sucos, vinhos, compotas, sorvetes e iogurtes
(MENZEL & WAITE, 2005; WALL, 2006).
A lichia tem como principal atrativo comercial sua intensa coloração
vermelha, porém apresenta rápido escurecimento, sendo este um dos maiores
entraves à sua comercialização. Mesmo sem causar alteração na qualidade da
polpa, o escurecimento faz com que sua aparência fique comprometida, limitando
sua aquisição pelo consumidor (MIZOBUTSI et al., 2010).
A perda de água associada à transpiração e à respiração da fruta é
considerada a principal causa da rápida senescência do fruto, atribuída às microrachaduras que ocorrem na superfície do pericarpo, que aceleram o processo de
desidratação e escurecimento (UNDERHILL & CRITCHLEY,1993; UNDERHILL &
SIMONS, 1993).
O escurecimento pós-colheita, por sua vez, é resultado de um processo
atribuído à degradação dos pigmentos vermelhos associado com a oxidação de
compostos fenólicos pela atividade das enzimas polifenoloxidase (PPO) e/ou
peroxidase (POD) (ZHANG et al., 2000)
UNDERHILL & CRITCHLEY (1995) demonstraram correlação entre a
atividade da POD e o escurecimento celular, fato comprovado pela elevada
atividade desta enzima no pericarpo escurecido. Já JIANG (2000) verificou que a
PPO tem afinidade muito baixa pelas antocianinas da casca da lichia e a
descoloração destas substâncias pode ocorrer como consequência do pH
vacuolar elevado, o qual resulta no aumento da taxa de escurecimento (ZHANG et
al., 2005)
6
Sendo assim, os frutos logo depois da colheita, já começam os processos
de desidratação e escurecimento, devendo, assim, serem empregadas técnicas
adequadas de conservação para aumentar sua vida de prateleira.
2.2. Quitosana
Segundo JIANG et al. (2005), a quitosana é um amino polissacarídeo
catiônico de elevada massa molecular, solúvel em ácidos orgânicos, muito
utilizada na conservação pós-colheita, sendo considerada segura para os seres
humanos. Ocorre naturalmente na natureza em pequenas quantidades nas
paredes celulares e esporos de alguns fungos (Mucor e Zygomicetes), podendo
também ser obtida pela hidrólise alcalina da quitina, principal componente dos
exoesqueletos dos artrópodes (ROBERTS, 1992).
A quitosana tem sido bastante estudada atualmente, devido às suas
diversas aplicações, das quais se pode destacar a floculação e coagulação no
processamento de alimentos; a recuperação de íons de metais pesados no
tratamento
de
efluentes;
os
cosméticos;
as
aplicações
biotecnológicas,
biomédicas, bem como na conservação pós-colheita de frutas e hortaliças.
(KUMAR, 2000).
Dentre as variadas aplicações da quitosana, a sua propriedade de formar
filmes semipermeáveis desperta o interesse dos pesquisadores e da comunidade
científica, pois quando aplicada sobre frutos e hortaliças, acaba modificando a
atmosfera ao redor, consequentemente, diminui perdas por transpiração e
desidratação dos frutos, além de atrasar o amadurecimento e o escurecimento de
alguns frutos (PEN & JIANG, 2003). Também possui ação antifúngica e
antibacteriana, o que vem sendo bastante estudada para aumentar a vida útil póscolheita de frutas e hortaliças (CAMILI, 2007).
Apesar das inúmeras possibilidades de utilização da quitosana, um dos
principais fatores limitantes para seu uso é sua baixa solubilidade em água, uma
vez que em pH acima de 6,5 sua natureza catiônica começa a ser prejudicada
7
(LIM & HUDSON, 2004), sendo indicada a sua solubilização em ácidos orgânicos
(como o ácido acético, o fórmico, o cítrico) e inorgânicos diluídos (como o ácido
clorídrico, o nítrico e o perclórico), devido à protonação dos grupos amina.
Comprovado o efeito benéfico da quitosana, a mesma se torna atualmente
destaque no mercado pós-colheita, devido o aumento da preocupação com a
segurança ambiental e a procura por alimentos mais seguros, uma vez que o uso
de fungicidas em pós-colheita está cada vez mais limitado. Além disso,
atualmente, não existe registro de defensivos para uso pós-colheita em diversos
frutos. Deste modo, vários métodos alternativos de controle de doenças vêm
sendo estudados. Para uso da quitosana na indústria alimentar é mais apropriado
solubilizá-la em um dos ácido: acético, cítrico, málico ou ascórbico nas proporções
apropriadas (OKUYAMA et al., 2000).
A quitosana pode exercer dupla função, interferindo diretamente no
desenvolvimento do patógeno e ativando várias respostas de defesa no tecido
vegetal, sendo uma delas a criação de uma barreira à saída de nutrientes,
reduzindo sua disponibilidade e restringindo o crescimento do patógeno
(BAUTISTA-BAÑOS et al., 2006; EL GHAOUTH et al., 1994).
A quitosana vem sendo utilizada na pós-colheita como revestimento em
frutas. Sua maior eficiência vem sendo comprovada quando dissolvida em solução
ácida na qual tende a minimizar o escurecimento do pericarpo de lichias (ZHANG,
1997; JOAS et al., 2005; CARO, 2005). Seu uso na dosagem 1 g L-1 em lichias,
aliada ao armazenamento dos frutos sob condições de atmosfera modificada,
reduziu a incidência de podridões, o escurecimento de casca e a taxa de
respiração dos frutos (DEREUCK et al., 2009).
Tratamentos
com quitosana
reduziram as
perdas
de antocianina,
flavonóides e compostos fenólicos totais inibindo a atividade da polifenoloxidase e
da peroxidase na casca de lichias (ZHANG, 1997). A utilização de quitosana pode
ser benéfica, pela redução dos custos de produção, facilidade na aplicação,
devido à sua menor viscosidade, quando aplicada em baixas concentrações
(REUCK, 2009).
8
Sendo o escurecimento do pericarpo um dos maiores problemas póscolheita da lichia, HOJO et al. (2011a) verificaram que a aplicação de quitosana a
0,5%, dissolvida em ácido tartárico a 10%, pH 0,8, mostrou-se efetiva na
manutenção da coloração vermelha e na prevenção ao escurecimento de lichias,
conservando a aparência dos frutos por até 24 dias a 5 °C e 94 %UR.
SILVA et al. (2011) ao testar ácidos e filmes poliméricos na prevenção do
escurecimento do pericarpo de lichias ‘Bengal’, acondicionados em bandejas de
poliestireno, armazenados em câmara fria a 5 ± 1,2 °C e 90 ± 5% UR, durante 20
dias, verificaram que a fécula de mandioca e o ácido cítrico não foram eficientes
em prevenir ou retardar o escurecimento do pericarpo da lichia, enquanto o filme
de PVC manteve a coloração vermelha do pericarpo somente até o quarto dia de
armazenamento e o HCl foi efetivo em prevenir o escurecimento do pericarpo de
lichias armazenadas durante 20 dias.
JOAS et al. (2005) trabalhando com lichias ‘Kwaimi’, tratadas em soluções
de ácido cítrico, ácido tartárico, ácido cítrico e 1% de quitosana e acido tartárico e
1% de quitosana, em diferentes pH, armazenadas durante 2 semanas a 10 ºC
verificaram que a utilização de ácidos orgânicos, em associação com quitosana foi
eficiente para retardar a taxa de escurecimento.
LIMA et al. (2010) estudando lichias da cv. Bengal tratadas com película de
fécula de mandioca (3%), acondicionados em bandejas recobertas com filme de
polietileno de baixa densidade em temperatura ambiente (25,1 ºC), armazenadas
por seis dias, verificaram que as embalagens recobertas com filme de polietileno
perfurado apresentaram-se eficientes na redução da perda de massa, no
escurecimento da casca e na manutenção do teor de antocianina da casca de
lichias.
HOJO et al. (2011b) trabalhando com lichias ‘Bengal’, armazenadas a 20 ºC
e 82% UR após o tratamento hidrotérmico e/ou imersão em solução de HCl,
verificaram que a combinação entre o tratamento hidrotérmico (52 ºC por 1
minuto) e o resfriamento em HCl a 1% permitiu conservar a coloração das lichias
9
‘Bengal’ por até dois dias. Mesmo assim houve escurecimento em 25% da
superfície.
Segundo EL GHAOUTH et al. (1991) citado por CAMILI et al. (2007),
estudos demonstraram que a aplicação de quitosana (1,0 ou 1,5 %) reduziu
significativamente a podridão de B. cinerea em morangos armazenados por 21
dias a 13 ºC, não havendo diferenças significativas entre os tratamentos com
quitosana e com o fungicida iprodione. Além disso, o tratamento com quitosana
induziu a atividade das enzimas quitinase e b-1,3-glucanase, mantendo os frutos
mais firmes com redução da taxa respiratória durante o armazenamento por 21
dias a 4 ºC.
DA COSTA (2009) verificou que a firmeza, o pH, a acidez titulável, o teor de
sólidos solúveis e a coloração de frutos de morangos cv. Aromas tratados com
coberturas comestíveis à base de quitosana contendo cálcio e ácidos graxos
armazenados durante 10 dias sob condições de 0 °C e 75% UR, não
apresentaram variação significativa ao final do armazenamento, não sendo
verificada diferença entre os tratamentos quando comparados ao controle.
Ainda em morangos, a pulverização nas plantas com 6 g L-1 de quitosana,
protegeu os frutos do mofo cinzento na pós-colheita e atrasou a senescência,
mantendo a qualidade dos frutos a um nível aceitável durante quatro semanas de
armazenamento a 3 ºC. Além disso, os tratamentos com quitosana mantiveram os
morangos mais firmes. Os autores sugerem que o controle da doença pode ser
atribuído à propriedade fungistática da quitosana e sua habilidade em induzir
enzimas de defesa e fitoalexinas nas plantas, ou ainda, a combinação desses
fatores, REDDY et al. (2000).
DA COSTA (2009), avaliando o efeito de coberturas comestíveis à base de
quitosana, combinada ou não com cálcio e ácido ascórbico, na manutenção da
qualidade pós-colheita de morangos durante o armazenamento refrigerado (0 °C)
e a temperatura ambiente (25 °C) durante sete dias, verificou que a aplicação póscolheita de coberturas à base de quitosana em morangos preservou sua qualidade
durante o armazenamento. A incorporação de ácido ascórbico ou cloreto de cálcio
10
na cobertura possibilitou ganho adicional no controle do desenvolvimento fúngico,
obtendo-se maior aceitação para as coberturas contendo ácido ascórbico. O uso
dessa cobertura permitiu estender a vida útil de morangos armazenados sob
refrigeração e à temperatura ambiente, por até doze e três dias, respectivamente.
SANTOS et al. (2008) ao trabalharem com pêssegos ‘Douradão’
observaram que a quitosana não foi eficiente para conter a perda de massa,
porém reduziu a incidência de podridões, quando comparado aos frutos
embalados. No entanto, em todos os tratamentos foi constatada a ocorrência de
danos fisiológicos causado pelo frio (lanosidade), após 21 dias a 3
ºC.
A quitosana demonstrou ser uma alternativa viável, reduzindo em até cinco
vezes a contaminação de bolores e leveduras e em 60% a contaminação de
mesófilos, prolongando a vida de prateleira de mamões armazenados em
temperatura ambiente em 6 dias (DOTTO et al., 2008), quando aplicada na
concentração de 5 g L-1.
VIEIRA et al. (2009) trabalhando com mamão papaia (Carica papaya L.),
associado a filmes de quitosana de diferentes massas moleculares (média 150
kDa e 300 kDa) e armazenados em temperatura ambiente durante 15 dias,
verificaram que a quitosana de alta massa molecular (300 kDa) não se mostrou
adequada para o recobrimento de mamão papaia.
CERQUEIRA (2007), estudando a utilização de filmes comestíveis, em
goiabas ‘Kumagai’, armazenadas a 22 ºC durante oito dias, verificou que todos os
recobrimentos testados a base de quitosana proporcionaram brilho e aderiram
bem às frutas, melhorando a aparência em relação ao controle, com exceção da
associação quitosana+carnaúba, que apresentaram intensa descamação. A
quitosana quando aplicada isoladamente não conferiu proteção satisfatória contra
os patógenos, não sendo verificadas as propriedades elicitoras deste material para
goiabas.
Com o objetivo de avaliar a influência de cobertura com quitosana a 0%;
1,0%; 1,5% e 2,0% na conservação pós-colheita de mangas ‘Tommy Atkins’,
colhidas “de vez” e armazenadas a 23 ºC (65% UR), por nove dias, SOUZA et al.
11
(2011) verificaram que a concentração de 1,5% foi a que apresentou melhor
manutenção da coloração da polpa, dos teores de sólidos solúveis, de acidez
titulável, de ácido ascórbico, dos valores de SS/AT e da firmeza.
12
3. MATERIAL E MÉTODOS
3.1. Material vegetal
Foram utilizadas lichias da variedade Bengal, adquiridas de pomar
localizado no município de Taquaritinga-SP. Os frutos foram colhidos pela manhã
e selecionados quanto à uniformidade do estádio de maturação, considerando-se
madura, com casca avermelhada, conforme padronização estabelecida para
comercialização no mercado interno (SALOMÃO et al., 2006).
Os frutos foram acondicionados cuidadosamente em caixas plásticas
revestidas com plástico-bolha e transportados, por 25 km, até o Laboratório de
Tecnologia dos Produtos Agrícolas da FCAV/UNESP, Jaboticabal-SP.
No laboratório as lichias foram novamente selecionados quanto ao
tamanho, coloração (luminosidade: 36 a 40; cromaticidade: 45 a 51; ângulo Hue:
27º a 30º) e ausência de injúrias, visando maior uniformidade do lote. Após a
seleção, os frutos foram higienizados, imergindo-os por 5 minutos em solução de
dicloro s. triazinatriona sódica dihidratada (Sumaveg ®) na concentração de 0,66%,
que corresponde a 200 mg 100g-1 de cloro livre, e colocados para escorrer o
excesso de água, sob condição de ambiente.
3.2. Condução dos Experimentos
3.2.1. Quitosana de baixo peso molecular
As lichias foram imersas, por 1 minuto, nas seguintes soluções de ácido
cítrico e quitosana: [1] Testemunha - sem imersão; [2] ácido cítrico a 300 g L -1, [3]
ácido cítrico 300 g L-1 + 0,3% quitosana, [4] ácido cítrico 300 g L -1 + 0,6%
quitosana, [5] ácido cítrico a 600 g L -1, [6] ácido cítrico 600 g L-1 + 0,3% quitosana,
[7] ácido cítrico 600 g L-1 + 0,6% quitosana.
13
Foi empregada quitosana com baixo peso molecular (20-300 cP) e grau de
desacetilização de 75,58% (Sigma-Aldrich®, código 448869).
Após a imersão, os frutos foram colocados em prateleiras vazadas para
escorrer o excesso de solução e secar a solução. Em seguida, foram
armazenados em câmara fria, previamente sanitizadas, a 5 °C, durante 20 dias.
Estes frutos foram analisados a cada cinco dias, quanto aos teores de ácido
ascórbico, sólidos solúveis, acidez titulável e antocianinas, além da atividade das
enzimas polifenoloxidase e peroxidase e a coloração da casca. A análise da perda
massa fresca e da aparência foi avaliada sempre em um mesmo lote com 12
frutos.
O experimento foi conduzido em delineamento inteiramente casualizado, em
esquema fatorial 7x5: sete soluções de recobrimento e cinco datas de
amostragem, com duas repetições de 12 frutos cada.
3.2.2. Quitosana de médio peso molecular
As lichias foram imersas, por 1 minuto, nas seguintes soluções de ácido
cítrico e quitosana: [1] Testemunha - sem imersão; [2] ácido cítrico a 300 g L -1, [3]
ácido cítrico 300 g L-1 + 0,3% quitosana, [4] ácido cítrico 300 g L -1 + 0,6%
quitosana, [5] ácido cítrico a 600 g L -1, [6] ácido cítrico 600 g L-1 + 0,3% quitosana,
[7] ácido cítrico 600 g L-1 + 0,6% quitosana.
Foi utilizada quitosana com médio peso molecular (200-800 cP) e grau de
desacetilização de 75,58% (Sigma- Aldrich®, código 448877).
Após a imersão, os frutos foram colocados em prateleiras vazadas para
escorrer o excesso de solução e secar a solução. Em seguida, foram
armazenados em câmara fria, previamente higienizada, a 5 °C, durante 20 dias.
Estes frutos foram analisados a cada cinco dias, quanto aos teores de ácido
ascórbico, sólidos solúveis, acidez titulável e antocianinas, além da atividade das
polifenoloxidase e peroxidase e a coloração da casca. A análise da perda de
14
massa fresca e da aparência foi avaliada sempre em um mesmo lote com 12
frutos.
O experimento foi conduzido em delineamento inteiramente casualizado, em
esquema fatorial 7x5: sete soluções de recobrimento e cinco datas de
amostragem, com duas repetições de 12 frutos cada.
3.3. Avaliações
O mesocarpo (polpa) foi triturado e utilizado nas determinações dos teores
de sólidos solúveis, acidez titulável e ácido ascórbico. Para as análises de
atividade das enzimas peroxidase, polifenoloxidase e teor de antocianina, utilizouse a casca dos frutos que foi cortada em pedaços, imediatamente congeladas em
nitrogênio liquido e armazenadas a -18 °C, para posterior análise.
O teor de sólidos solúveis foi quantificado em gotas extraídas da polpa
triturada, por compressão em gaze e quantificado em refratômetro digital Atago
PR-101 Palette, o qual expressa os resultados em ºBrix (AOAC, 1997 - método
932.12).
A acidez titulável foi determinada em 10 gramas de polpa triturada, que foi
diluída em 50 mL de água destilada, através de titulação com NaOH a 0,05 M e
expressa em porcentagem de ácido cítrico (AOAC, 1997- método 942.15).
O teor de ácido ascórbico foi determinado em polpa triturada, que foi diluída
em ácido oxálico a 0,5%, frio, através de titulação com reativo de Tillmans (2,6
diclorofenolindofenol de sódio a 0,1%) e expresso em miligramas por 100 g de
polpa (RANGANA, 1977).
O “ratio”, obtido pela relação entre sólidos solúveis e acidez titulável.
O teor de antocianinas da casca foi determinado através de método
colorimétrico, que utiliza como extrator a mistura de etanol a 95°GL e HCl a 1,5M
(15:85, v:v), e leitura direta da absorbância a 535 nm (FRANCIS, 1982). Os
resultados foram expressos em mg de antocianina por 100 g de casca.
15
A atividade das enzimas polifenoloxidase (PPO) e da peroxidase (POD) foi
determinada na casca e na polpa dos frutos utilizando-se o sobrenadante de
amostras homogeneizadas em tampão fosfato de potássio a 0,2M, pH 6,7, e
centrifugadas a 11655xg, por 10 minutos, a 4°C. O sobrenadante foi utilizado para
determinar a atividade da enzima peroxidase conforme o indicado por LIMA et al.
(1998), com leitura feita espectrofotométrica a 505 nm e expressa em nmol H 2O2
consumido min-1 g-1 e a da polifenoloxidase, segundo o proposto por ALLAIN et al.
(1974), com leituras a 420 nm e a atividade expressa em μmol de fenol consumido
min-1 g-1.
A coloração da casca dos frutos foi estabelecida através de reflectometria,
utilizando-se colorímetro Minolta CR400, e expressa em luminosidade como sendo
o atributo de uma cor que indica o maior ou menor grau de luz por ela refletida
onde valores próximo a 0 = preto e 100= branco, cromaticidade sendo está a
propriedade de uma radiação luminosa visível que caracteriza a sua cor,
independente da sua intensidade, é a qualidade colorimétrica da raidação e
ângulo Hue atributo de uma cor, que indica a predominância de determinada cor,
primária ou secundária (MINOLTA CORP., 1994); utilizando-se a metodologia
indicada por MATTIUZ & DURIGAN, (2001). A coloração da casca foi feita na
região equatorial dos frutos.
A perda de massa fresca foi calculada pela diferença entre a massa inicial
dos frutos e a obtida em cada tempo da amostragem, expressa em porcentagem.
Foi determinada com auxílio de balança semi-analitica Marte modelo AS2000, com
capacidade para 1200 g e precisão de 0,1 g.
A aparência dos frutos foi avaliada visualmente, usando-se uma escala de
notas: 5 = 100% vermelho; 4 = 25% da casca escurecida; 3 = 50% da casca
escurecida; 2 = 75% da casca escurecida; e 1 = totalmente escurecida.
3.4 Análise estatística
16
Os dados obtidos foram submetidos à análise de variância pelo teste F e as
médias foram comparadas mediante o teste de Tukey, a 5% de probabilidade.
Havendo interação significativa entre os fatores, os resultados foram submetidos à
regressão polinomial (BANZATTO & KRONKA, 1992).
17
4. RESULTADOS E DISCUSSÃO
3.1 Quitosana de baixo peso molecular
Houve perda gradativa de massa fresca ao longo do armazenamento,
sendo que as maiores foram verificadas nos frutos do Testemunha, que no quinto
dia de armazenamento já obteve uma diferença significativa quando comparado
com os demais frutos tratados, principalmente aqueles imersos em 600 g L -1 de
ácido cítrico (Tabela 1 e Figura 1). Conforme CHITARRA & CHITARRA (2005),
isto está diretamente associado às reações metabólicas da respiração e com a
transpiração do produto, que reduzem a quantidade de água presente no tecido
vegetal.
Tabela 1. Perda acumulada de massa fresca em porcentagem, nos frutos de
lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico associado ou não à
quitosana de baixo peso molecular, armazenadas a 5 ºC.
Dias de armazenamento
Tratamentos
Testemunha[1]
Ac 300 [2]
Ac 300 + Quit 0,3%[3]
Ac 300 + Quit 0,6%[4]
Ac 600 [5]
Ac 600 + Quit 0,3%[6]
Ac 600 + Quit 0,6%[7]
Média Geral
[1]
0
0aD
0aE
0aD
0aE
0aD
0aA
0aE
0,00
5
10
15
8,50aC 10,00aB 11,00aAB
6,50bD 8,50bC 10,00abB
4,00dD 5,00cC
7,00cB
5,50bcD 7,50bC
9,50bB
4,50cdC 5,50cC
8,00cB
4,00dB 6,00cC
8,00cD
4,50cdD 6,00cC
8,00cB
5,35
6,92
8,78
20
Média
Geral
12,00aA
8,30
12,00aA
7,40
9,50cA
5,10
11,00abA
6,70
10,50bcA
5,70
11,00abE
5,80
10,00bcA
5,70
10,85
Testemunha - sem imersão; [2]ácido cítrico a 300 g L-1, [3]ácido cítrico 300 g L-1 + 0,3% quitosana,
-1
[5]
-1 [6]
-1
ácido cítrico 300 g L + 0,6% quitosana, ácido cítrico a 600 g L , ácido cítrico 600 g L + 0,3%
[7]
-1
quitosana, ácido cítrico 600 g L + 0,6% quitosana. Médias seguidas de mesma letra, minúscula
na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre si pelo teste de Tukey (P < 0,05).
[4]
18
Figura 1. Perda acumulada de massa fresca, em porcentagem, de lichias
‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico associado ou não à quitosana
de baixo peso molecular e armazenadas a 5 °C.
É possível verificar que todos os tratamentos, com exceção do
Testemunha, foram eficientes em diminuir a perda de massa fresca, destacandose a solução de ácido cítrico a 600 g L -1 que, independentemente da associação
com quitosana de baixo peso molecular, foram os que levaram às menores
perdas, juntamente com a combinação de ácido cítrico a 300 g L -1 com 0,3% de
quitosana (Tabela 1 e Figura 1). Cabe destacar que aos 20 dias de
armazenamento o valor médio de perda de massa fresca foi de 10,85%. Esse
valor foi inferior aos encontrados por SILVA et al. (2010), em lichias ‘Bengal’
tratadas com diferentes doses de ácido ascórbico e armazenadas a 5 °C, por 12
dias (16,80%). HOJO et al. (2011a) também encontraram valores superiores
(18,51%) em lichias tratadas com quitosana a 0,5% e armazenadas durante 24
19
dias, a 5 °C. CHITARRA & CHITARRA (2005) ressaltaram que perdas de massa
na ordem de 3 a 6% já são suficientes para causar perdas na qualidade da maioria
dos produtos hortícolas.
Segundo SILVA et al. (2011), perdas de massa fresca acima de 6,6%
resultam em escurecimento do pericarpo de lichias. Isto reafirma que os
tratamentos com solução de ácido cítrico a 600 g L -1 associado ou não à quitosana
e a combinação ácido cítrico a 300 g L -1 com 0,3% de quitosana, foram melhores,
pois apresentaram perdas menores que os valores mencionados acima.
Quanto aos teores de sólidos solúveis, não se observaram diferenças
significativas entre os tratamentos, destacando-se o Testemunha e o tratamento
300 g L-1 de ácido com 0,6% de quitosana de baixo peso molecular, os que
apresentaram menores valores 18,80 e 18,90 °Brix respectivamente (Tabela 2).
HOJO et al. (2011a), estudando lichias ‘Bengal’ tratadas com quitosana a 0,5% e
armazenadas durante 24 dias, a 5 °C (94% UR), encontraram valores entre 18 e
19° Brix, o que foi semelhante ao relatado nesse trabalho. SILVA et al. (2011)
avaliando lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico, ácido clorídrico, fécula de
mandioca e filme de policloreto de vinila acondicionadas em bandejas de
poliestireno, ao final do 20° dia de armazenamento a 5 ºC, encontraram valores
inferiores (16 ºBrix) aos apresentados neste trabalho.
Verificou-se que ao longo do período de armazenamento houve um
incremento nos teores de sólidos solúveis, contradizendo SAADERA DEL AGUILA
(2009a), que afirmou que os teores de sólidos solúveis tendem a diminuir ao longo
do armazenamento. Segundo o autor, isso se deve ao metabolismo do fruto, que
consome açúcares para produção de energia na forma de ATP, além de outros
compostos, com o objetivo da manutenção da homeostasis do fruto. SILVA et al.
(2011) também encontraram decréscimo nos teores de sólidos solúveis de lichias
‘Bengal’ durante o período de armazenamento, embora com menor intensidade
nos tratados com HCl, contradizendo os resultados deste trabalho. Contudo, a
lichia, por ser uma fruta não climatérica e não acumular carboidratos de reserva, o
aumento no teor de sólidos solúveis após a colheita não é comum (PAULL et al.,
20
1984). Este aumento verificado pode ser justificado pelo efeito da concentração,
devido à perda de massa fresca da polpa durante o período de armazenamento.
Tabela 2: Teores de sólidos solúveis (SS), acidez titulável (AT), acido ascórbico
(AA) e razão SS/AT em lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico
associado ou não à quitosana de baixo peso molecular, armazenadas
a 5 ºC.
SS
° Brix
Testemunha[1]
[2]
Ac 300
AT
AA
g de ácido cítrico
100g de polpa
mg de ácido ascórbico 100
g de polpa
SS/AT
18,80a
0,306a
43,34a
61,65a
19,00a
0,312a
44,39a
61,18a
Ac 300 + Quit 0,3%
[3]
19,30a
0,313a
43,49a
62,52a
Ac 300 + Quit 0,6%
[4]
18,90a
0,306a
43,62a
62,64a
[5]
Ac 600
19,00a
0,314a
46,06a
61,50a
Ac 600 + Quit 0,3%
[6]
19,60a
0,323a
42,48a
60,98a
Ac 600 + Quit 0,6%
[7]
19,20a
0,315a
43,97a
61,76a
NS
NS
NS
NS
0
18,50c
0,344a
41,50c
54,52d
5
18,92bc
0,319bc
47,33a
59,34c
10
19,28ab
0,325b
46,15ab
59,22c
15
19,21ab
0,307c
43,53bc
62,55b
20
19,64a
0,269d
40,91c
73,09a
**
**
**
**
NS
NS
F
Armazenamento (Dia)
Teste F
TratxArmazen
[1]
[2]
NS
-1 [3]
NS
-1
Testemunha - sem imersão; ácido cítrico a 300 g L , ácido cítrico 300 g L + 0,3% quitosana,
[4]
-1
[5]
-1 [6]
-1
ácido cítrico 300 g L + 0,6% quitosana, ácido cítrico a 600 g L , ácido cítrico 600 g L + 0,3%
[7]
-1
quitosana, ácido cítrico 600 g L + 0,6% quitosana. Médias seguidas de pelo menos uma mesma
letra nas colunas não diferem entre si pelo teste de Tukey (P < 0,05).
Quanto à acidez das lichias, pode se verificar que os tratamentos não
influenciaram nos teores, não havendo diferenças significativas entre os mesmos
(Tabela 2). Os valores encontrados neste trabalho foram semelhantes aos
encontrados por HOJO et al. (2011a), em lichias ‘Bengal’ tratadas com quitosana a
0,5%. Verificou-se um decréscimo nos teores de acido cítrico durante o período de
armazenamento, como decorrência natural da evolução do amadurecimento, na
qual os ácidos orgânicos são metabolizados na via respiratória (PECH, 2002).
21
Dentre os tratamentos não se verificaram diferenças significativas para os
teores de ácido ascórbico, tendo uma média de 43,88 mg de ácido ascórbico 100
g-1 de polpa (Tabela 2). Estes resultados foram semelhantes aos encontrados por
DA SILVA et al. (2009) que, trabalhando com diferentes doses de ácido ascórbico
em lichia ‘Bengal’ acondicionadas em bandejas de poliestireno e armazenadas em
câmara fria a 5 °C e 90% de UR, encontraram, no final do 12° dia de
armazenamento teores de 30,30 mg de ácido ascórbico 100g-1 para o testemunha
(sem imersão) e, em média, 49,60 mg de ácido ascórbico 100g-1 para os tratados
com concentrações de ácido ascórbico. Essa não diferenciação dos frutos do
testemunha para os frutos tratados no presente trabalho, indica que o uso de
ácido cítrico associado à quitosana não interfere no teor de ácido ascórbico da
polpa,e, consequentemente, pode indicar que o ácido cítrico associado ou não a
quitosana, quando aplicado na casca acaba não sendo absorvido pela polpa.
Ao longo do período de armazenamento verificou-se que houve variações
nos teores de ácido ascórbico, porém do primeiro para o 20° dia de
armazenamento não foram apresentadas diferenças significativas, diferindo de DA
SILVA et al. (2009), SILVA et al. (2011) e HOJO et al. (2011a) que obtiveram
decréscimo nos teores de ácido ascórbico. Segundo UNDERHILL & CRITCHLEY,
(1992), os teores de ácido ascórbico devem apresentar decréscimos durante o
escurecimento do pericarpo de lichias, o que leva a um aumento na oxidação do
ácido ascórbico.
Os valores do “ratio” (razão entre sólidos solúveis e acidez titulável) não
diferiram entre os tratamentos, tendo valor médio de 61,72 (Tabela 2). Observouse que ao longo do armazenamento houve um acréscimo nestes valores, de 54,52
no primeiro dia de armazenamento a 73,09 no 20° dia de armazenamento,
consequência do aumento nos teores de sólidos solúveis e diminuição nos teores
de acidez titulável durante o período de armazenamento. Este incremento no
“ratio” também foi observado por HOJO et al. (2011a) em lichias ‘Bengal’ tratadas
com quitosana 0,5%, no qual aumentou de 35 para aproximadamente 45 no final
do 24° dia de armazenamento a 5 °C. Segundo PESIS et al. (2002), em países
22
como Austrália a faixa requerida de “ratio” é entre 30 e 40, abaixo dos valores
encontrados neste trabalho.
Quanto à luminosidade da casca das lichias, houve interação significativa
entre os tratamentos e os dias de armazenamento (Figura 2). Houve diminuição
nos valores de luminosidade aos cinco dias, indicando escurecimento dos frutos,
em todos os tratamentos. Esse escurecimento foi maior nos frutos do tratamento
Testemunha, onde se verificou diminuição progressiva da luminosidade até o final
do armazenamento. Observou-se que a partir do 5º dia de armazenamento, as
soluções de ácido cítrico a 600 g L -1 associadas ou não à quitosana e a
combinação da solução de ácido cítrico a 300 g L -1 com 0,3% de quitosana
mantiveram os valores até o final do armazenamento.
Figura 2. Luminosidade da casca de lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico
associado ou não à quitosana de baixo peso molecular e armazenadas a
5 ºC.
23
Esse escurecimento, observado através da mudança da coloração
vermelha para marrom pode ocorrer até mesmo em frutos ligados à planta mãe,
em poucas horas ou até três a quatro dias após a colheita (LIMA et al. 2010), o
que corrobora com este trabalho, no qual foi relatado o escurecimento a partir do
5° dia de armazenamento.
SAENGNIL et al. (2006) verificaram que a imersão de lichias em ácido
ascórbico ou em ácido cítrico não foram eficazes na prevenção do escurecimento
do pericarpo em condições de ambiente (25±1 °C), pois os frutos tratados com
este ácido mudaram a
coloração em um dia para marrom, diferindo deste
trabalho, no qual verificou-se que as soluções de ácido cítrico com ou sem adição
de quitosana foram eficientes em retardar o escurecimento do pericarpo de lichias.
Comportamento similar foi observado para a cromaticidade da casca, em
que os valores para os frutos não tratados (Testemunha) diminuíram ao longo do
período
de
armazenamento,
diferenciando-se
significativamente
dos
que
receberam os demais tratamentos (Figura 3). Observou-se que as soluções de
ácido cítrico a 600 g L-1, associado ou não à quitosana e a combinação de ácido
cítrico a 300 g L-1 com 0,3% de quitosana mantiveram a intensidade dos
pigmentos, até o final do período de armazenamento. Desta maneira, pode-se
concluir que estes tratamentos permitiram a manutenção da coloração vermelha,
característica, das lichias por até 20 dias, quando armazenadas a 5 ºC.
SILVA et al. (2011), no entanto, verificaram que a coloração de lichias
‘Bengal’, armazenadas a 5 °C, foi mantida por apenas quatro dias em frutos
envoltos com filme de PVC e em até 20 dias nos tratados com HCl, corroborando
com os resultados deste trabalho, onde as soluções ácidas foram eficientes em
manter a coloração vermelha do pericarpo das lichias.
24
Figura 3. Cromaticidade da casca de lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico
associado ou não à quitosana de baixo peso molecular e armazenadas
a 5 ºC.
HOJO et al. (2011a) verificaram que a quitosana se mostrou efetiva na
manutenção da coloração vermelha e na prevenção do escurecimento,
conservando a aparência dos frutos por até 20 dias. JIANG et al. (2004) também
obtiveram resultados satisfatórios para a coloração de lichias revestidas com
quitosana e armazenadas durante 20 dias a 2 °C, corroborando com os resultados
deste trabalho, na qual os frutos tratados com solução de ácido cítrico associado
ou não com quitosana apresentaram menor ou quase nenhum escurecimento.
DUCAMP-COLLIN et al. (2008), ao armazenarem lichias das cultivares
Kwai e Guiwei, a 4 °C e 90% UR, tratadas com ácido cítrico a 600 g L -1 associado
a 0,75% de quitosana, verificaram prologamento da vida de prateleira destes
frutos em três semanas, quando comparado com os não tratados, que passaram
rapidamente da coloração vermelha para o marrom. Os autores ressaltaram que o
fator limitante para este tipo de tratamento foi a viscosidade da solução de ácido
25
cítrico, que nesta concentração e associada à quitosana, dificultou e aumentou
o tempo de secagem após a imersão, o que também foi observado neste trabalho.
Verificou-se que para o ângulo Hue da casca das lichias houve interação
significativa entre os tratamentos (Figura 4), ficando em média 28,84, o que está
coerente com os valores obtidos por HOJO et al. (2011a) que foi de 25,74 para
lichias
tratadas
com
quitosana
a
0,5%.
Observou-se
que
durante
o
armazenamento os valores do ângulo tiveram comportamentos distintos para os
tratamentos, sendo que a maioria apresentou um acréscimo nos valores. SILVA et
al., (2011), verificaram em lichias ‘Bengal’ tratadas com 30 mM de ácido ascórbico
armazenadas a 5 °C, perdas na coloração vermelha do pericarpo, de 25,3° para
56,7° no 12° dia, valor este mais elevado quando comparado com os encontrados
neste trabalho, no final do 20º dia de armazenamento.
Figura 4: Ângulo Hue da casca de lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico
associado ou não à quitosana de baixo peso molecular e armazenadas
a 5 ºC.
Verificou-se que a atividade da polifenoloxidase (PPO) aumentou até o 10°
dia de armazenamento, com posterior redução (Tabela 3). Este incremento
26
também foi relatado por LEDSHAM (1994) em lichias ‘Brewster’ tratadas com
ácido ascórbico a 0 e a 10%, cujo o pico de atividade foi no primeiro dia de
armazenamento, com redução após o quarto dia. Com relação aos tratamentos
utilizados, notou-se que apesar de não ocorrerem diferenças significativas, os
frutos tratados tiveram valores superiores aos do Testemunha (Tabela 3)
Tabela 3. Atividade das enzimas polifenoloxidase e peroxidase da casca de lichias
‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico associado ou não à quitosana de
baixo peso molecular, armazenadas a 5 ºC.
Polifenoloxidade
Peroxidase
Tratamentos (T)
-1 -1
-1 -1
[1]
Testemunha
Ac 300 [2]
Ac 300 + Quit 0,3%[3]
Ac 300 + Quit 0,6%[4]
Ac 600 [5]
Ac 600 + Quit 0,3%[6]
Ac 600 + Quit 0,6%[7]
F
Dias de armazenamento (D)
0
5
10
15
20
F
F para interação (T x D)
[1]
[2]
(μmol de fenol min g )
(nmol de H2O2 min g )
5,85a
6,51a
6,83a
6,58a
6,64a
6,70a
6,55a
NS
6,15a
6,16a
6,46a
7,78a
6,06a
6,57a
6,04a
NS
4,78c
7,48a
7,70a
6,28b
6,37b
**
NS
4,60b
6,68a
6,26a
7,53a
7,22a
**
NS
-1 [3]
-1
Testemunha - sem imersão; ácido cítrico a 300 g L , ácido cítrico 300 g L + 0,3% quitosana,
-1
[5]
-1 [6]
-1
ácido cítrico 300 g L + 0,6% quitosana, ácido cítrico a 600 g L , ácido cítrico 600 g L + 0,3%
[7]
-1
quitosana, ácido cítrico 600 g L + 0,6% quitosana. Médias seguidas de pelo menos uma mesma
letra nas colunas não diferem entre si pelo teste de Tukey (P < 0,05).
[4]
Apesar de ocorrerem diferenças significativas somente no primeiro dia de
armazenamento, nota-se incremento da atividade da peroxidase (POD) ao longo
do armazenamento (Tabela 3). Os incrementos nas atividades das enzimas PPO e
POD não foram suficientes para promover o escurecimento dos frutos, fato este
27
que pode ser explicado através da manutenção do pH ácido da casca com o uso
dos recobrimentos (ZAUMBERMAN et al., 1991). Observou-se que a enzima POD
teve comportamento similar à atividade da PPO, não ocorrendo diferenças
significativas entre os tratamentos.
Vários autores vêm relacionando o escurecimento do pericarpo com a
degradação das antocianinas através da atividade da PPO e da POD,
UNDERHILL & CRITCHLEY (1992), TAYLOR (1993), HOJO (2010), o que não foi
observado neste trabalho.
Segundo DUCAMP-COLLIN et al. (2008), a atividade da PPO e POD na
casca de lichias diferem quanto à cultivar. Estes autores relatam que lichias da
cultivar chee Wai, tratadas com ácido cítrico e quitosana, tiveram a atividade da
PPO aumentada em mais de oito vezes e a da POD, em 20 vezes, enquanto que
na variedade Kwai houve incremento da PPO em 15% e não foi constatada
atividade enzimática da POD na casca.
Observou-se redução significativa no teor de antocianinas das lichias ao
longo do período de armazenamento, sendo que as maiores degradações foram
encontradas nos frutos não tratados (Figura 5). Verificou-se também, que a maior
perda de antocianina nas lichias do tratamento Testemunha foi a partir do 5º dia
de armazenamento, coincidindo com o período em que as enzimas PPO e POD
mostraram as maiores atividades. ZHANG et al. (2005) também observaram que
os teores de antocianinas diminuem com o aumento do escurecimento da casca e
com o tempo de armazenamento. Embora os teores de antocianinas diminuam no
pericarpo, observou-se que após os tratamentos com ácidos, a coloração
vermelha da lichia tornou-se mais intensa. Esse fato reforça o interesse em usar
tratamentos ácidos em frutas de coloração vermelha
28
Figura 5. Teores de antocianinas em mg 100 g -1, na casca de lichias ‘Bengal’,
tratadas com ácido cítrico associado ou não à quitosana de baixo peso
molecular e armazenadas a 5 °C.
Verificou-se decréscimo nas notas atribuídas para aparência ao longo do
período de armazenamento (Figura 6), onde o Testemunha foi o que apresentou
maior escurecimento já a partir do 5º dia de armazenamento, com 50% de
escurecimento da casca (Apêndice 1). SOUZA et al. (2010) trabalhando com
lichias tratadas por 0; 5; 10; 15; 20 e 25 minutos em imersão em água a 45 ºC,
embaladas em bandejas de poliestireno expandido e filme de policloreto de vinila
0,020 mm e armazenadas a 5 ºC e 90 % de UR, também verificaram
escurecimento progressivo da casca de lichias.
O Testemunha apresentou a casca totalmente escurecida já aos 10 dias de
armazenamento. O tratamento com ácido cítrico a 600 g L -1 mais 0,3% de
quitosana de baixo peso molecular, foi o que propiciou menor escurecimento,
obtendo nota 4 (25% da casca escurecida) no final do 20º dia de armazenamento
29
(Figura 6 e Apêndice 2), seguido pelos tratamentos ácido cítrico a 600 g L-1 e
ácido cítrico a 600 g L-1 mais 0,6% de quitosana, com 50% da casca escurecida.
Figura 6: Aparência de lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico associado
ou não à quitosana de baixo peso molecular e armazenadas a 5 °C.
Escala de notas: 5 = 100% vermelho; 4 = 25% da casca escurecida;
3 = 50% da casca escurecida; 2 = 75% da casca escurecida; e 1 =
totalmente escurecida.
3.2 Quitosana de médio peso molecular
Os tratamentos apresentaram perda significativa de massa fresca ao longo
do período de armazenamento (Tabela 4 e Figura 7). Dentre eles observou-se que
no Testemunha ocorreram as maiores perdas (8,30%). HOJO et al. (2011)
encontraram valores superiores para o testemunha que foi de 13,14%. A solução a
300 g L-1 de ácido cítrico e a de 600 g L-1 de ácido cítrico associado com 0,6% de
quitosana, apresentaram maiores perdas (7,40 e 7,30%, respectivamente) (Figura
7). Resultados superiores de perda de massa fresca foram obtidos por NAGAR
(1994), em lichias ‘Calcuttia’, que foi de 13%, ao longo de 10 dias de
30
armazenamento a 25°C e 80 %UR. HOJO et al. (2011) também encontraram
valores superiores para os frutos tratados com quitosana a 0,5%, sendo 18,51%.
Tabela 4. Perda de massa fresca acumulada em porcentagem, nos frutos de
lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico associado ou não à
quitosana de médio peso molecular, armazenadas a 5 ºC.
Tratamentos
[1]
Testemunha
Ac 300 [2]
Ac 300 + Quit 0,3%[3]
Ac 300 + Quit 0,6%[4]
Ac 600 [5]
Ac 600 + Quit 0,3%[6]
Ac 600 + Quit 0,6%[7]
Média Geral
[1]
0
0,00aD
0,00aD
0,00aD
0,00aC
0,00aD
0,00aD
0,00aD
0
[2]
Dias de Armazenamento
5
10
15
20
8,50aC 10,00aBC 11,00aAB 12,00abA
6,50bC 8,50abB 10,00abB 12,00abA
5,00bcC 6,00cdC
8,00cB
10,00cA
5,50bcB 7,00bcdB 9,00bcA 10,00cA
4,50cC
5,50dC
8,00cB 10,50bcA
4,50cC 6,00cdC
8,00cB
11bcA
6,00bcC 7,50bcC 10,00abB 13,00aA
5,78
7,21
9,14
11,21
-1 [3]
Média
Geral
8,3
7,4
5,8
6,3
5,7
5,9
7,3
-1
Testemunha - sem imersão; ácido cítrico a 300 g L , ácido cítrico 300 g L + 0,3% quitosana,
-1
[5]
-1 [6]
-1
ácido cítrico 300 g L + 0,6% quitosana, ácido cítrico a 600 g L , ácido cítrico 600 g L + 0,3%
[7]
-1
quitosana, ácido cítrico 600 g L + 0,6% quitosana. Médias seguidas de mesma letra, minúscula
na coluna e maiúscula na linha, não diferem entre si pelo teste de Tukey. (P < 0,05).
[4]
Figura 7. Perda acumulada de massa fresca, em porcentagem, de lichias
‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico associado ou não à quitosana
de médio peso molecular e armazenadas a 5 °C.
31
Pode-se verificar também que o Testemunha obteve maior perda a partir do
5° dia de armazenamento, evidenciando que a associação de ácido cítrico com
quitosana de médio peso molecular foi eficiente em diminuir a perda de massa
fresca inicial. O uso de quitosana na conservação pós-colheita de pêssegos
‘Douradão’ não foi eficiente para reduzir a perda de massa fresca dos frutos
(SANTOS et al., 2008), enquanto JIANG & LI (2001) relataram que frutos de
longan (Dimocarpus longan Lour) tratados com cobertura de quitosana a 0,5; 1,0 e
2,0%, armazenados a 2 °C e 90 %UR durante 30 dias, apresentaram reduções na
perda de massa quando comparados com os não tratados, estando de acordo
com este trabalho.
Verificou-se que houve diferença significativa entre o Testemunha e a
solução de ácido cítrico a 600 g L-1 com 0,6% de quitosana para os teores de
sólidos solúveis (Tabela 5). DA COSTA (2009) não verificou diferenças nos teores
de sólidos solúveis entre o testemunha e os frutos de morango cv. Aromas
tratados com quitosana e armazenados a 0ºC e 75% de UR, durante 10 dias de
armazenamento, o que foi diferente do encontrado neste trabalho. Observou-se
incremento
nos
teores
de
sólidos
solúveis
ao
longo
do
período
de
armazenamento, o que não foi encontrado por HOJO et al. (2011b) que não
observaram variações nos teores de sólidos solúveis na polpa de lichias tratadas
com quitosana, ao longo do período de armazenamento.
32
Tabela 5. Teores de sólidos solúveis(SS), acidez titulável (AT), ácido ascórbico
(AA) em lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico associado ou não à
quitosana de médio peso molecular, armazenadas a 5 ºC.
SS
° Brix
Testemunha[1]
Ac 300 [2]
Ac 300 + Quit 0,3%[3]
Ac 300 + Quit 0,6%[4]
Ac 600 [5]
Ac 600 + Quit 0,3%[6]
Ac 600 + Quit 0,6%[7]
F
Armazenamento (Dia)
0
5
10
15
20
F
TratxArmazen
[1]
AT
AA
g de ácido cítrico
100g de polpa
mg de ácido ascórbico
100g de polpa
18,80b
19,00ab
19,00ab
19,10ab
19,00ab
19,20ab
19,70a
*
0,306a
0,312a
0,314a
0,312a
0,314a
0,305a
0,304a
NS
43,34ab
44,39ab
42,24b
43,02ab
46,06a
41,68b
41,84b
**
18,50c
18,78bc
19,28ab
19,28ab
19,71a
**
NS
0,344a
0,313bc
0,320b
0,304c
0,266d
**
NS
41,50b
47,01a
45,72a
42,19b
39,71b
**
NS
[2]
-1 [3]
-1
Testemunha - sem imersão; ácido cítrico a 300 g L , ácido cítrico 300 g L + 0,3% quitosana,
-1
[5]
-1 [6]
-1
ácido cítrico 300 g L + 0,6% quitosana, ácido cítrico a 600 g L , ácido cítrico 600 g L + 0,3%
[7]
-1
quitosana, ácido cítrico 600 g L + 0,6% quitosana. Médias seguidas de pelo menos uma mesma
letra nas colunas não diferem entre si pelo teste de Tukey (P < 0,05).
[4]
Para acidez titulável verificou-se que não houve diferença significativa entre
os tratamentos (Tabela 5), porém o Testemunha e os frutos tratados com solução
de ácido cítrico a 600 g L-1, com 0,3% e 0,6% de quitosana foram os que
apresentaram os menores valores. Ao longo do período de armazenamento
observou-se diminuição nos teores, o que foi semelhante ao encontrado por HOJO
et al. (2011a) em lichias tratadas com quitosana, cujos valores também reduziram
durante o armazenamento, como decorrência natural do processo de senescência,
no qual os ácidos orgânicos são metabolizados na via respiratória (PECH, 2002).
JIANG et al. (2004) também relataram diminuição nos valores de acidez titulável
em lichias tratadas com HCl a 1% após 12 dias de armazenamento, semelhantes
aos encontrados neste trabalho.
Os teores de ácido ascórbico diminuíram a partir do 10º dia de
armazenamento (Tabela 5). Esta redução pode ter ocorrido devido ao efeito deste
33
ácido para tentativa de evitar as reações oxidativas que são ativadas durante a
senescência do fruto (FOYER et al., 1994). Dentre os tratamentos pode-se
verificar que os frutos tratados com solução de 600 g L -1 foram os que
apresentaram o maior teor de ácido ascórbico, porém não diferiu estatisticamente
do Testemunha. A média para os teores de ácido ascórbico foi de 43,23 mg de
ácido ascórbico, o que foi inferior ao encontrado por HOJO et al. (2011b) para
lichias tratadas com HCl a 1%, que constatou teor de 60 mg de ácido ascórbico.
SILVA et al. (2011) encontraram valores inferiores aos observados neste trabalho
em lichias tratadas com ácido cítrico no final do 20° dia de armazenamento.
Na razão sólidos solúveis (SS/AT), comumente conhecida como “ratio”, é
possível verificar que houve interação entre os tratamentos e os dias de
armazenamento (Figura 8). HOJO et al. (2011a) também verificaram esta
interação significativa, que aumentou durante o período de armazenamento. As
soluções de ácido cítrico a 600 g L -1 associado com 0,6% e 0,3% de quitosana de
médio peso molecular, foram as que apresentaram maiores valores no final do 20°
dia de armazenamento (74,13). Verificou-se que houve incremento neste
parâmetro durante o período de armazenamento, tendo os tratamentos média de
62,43.
34
Figura 8. Razão entre sólidos solúveis (SS) e acidez titulável (AT) de lichias
‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico associado ou não à quitosana de
médio peso molecular e armazenadas a 5 °C.
O parâmetro luminosidade (L) é indicador de escurecimento do fruto.
Verificou-se decréscimo acentuado nos valores do Testemunha em relação aos
demais tratamentos, indicando maior escurecimento da casca destes frutos
(Figura 9). Em morangos, a aplicação de quitosana não influenciou no
escurecimento, no qual o testemunha não se diferenciou dos frutos tratados com
quitosana ao longo de 10 dias de armazenamento (DA COSTA, 2009). O maior
escurecimento do Testemunha foi verificado até o 5° dia de armazenamento. Os
tratamentos de ácido cítrico a 600 g L -1, associado com 0,3 e 0,6% de quitosana
foram os que mantiveram a luminosidade ao longo do período de armazenamento,
indicando que ocorreu maior influência do ácido cítrico na manutenção da
luminosidade. A média dos tratamentos foi 32,26. VARGAS et al. (2006)
observaram redução da luminosidade de morangos durante o armazenamento de
35
amostras recobertas ou não com quitosana ao longo do armazenamento,
atribuindo a perda de luminosidade à desidratação das amostras não recobertas
com quitosana. Tal relação não foi evidenciada neste trabalho.
Figura 9. Luminosidade da casca de lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico
associado ou não à quitosana de médio peso molecular e armazenadas
a 5 ºC.
Quanto a cromaticidade das lichias ‘Bengal’ tratadas com solução de ácido
cítrico com ou sem quitosana de médio peso molecular, observou-se decréscimo
acentuado nos valores para o Testemunha, apresentando os menores valores
entre o 10° e 15° dia de armazenamento (Figura 10). Os tratamentos com solução
de ácido cítrico a 600 g L-1 associado ou não com quitosana foram mais eficientes
quando comparado com os demais tratamentos, reforçando que o ácido cítrico
pode ser responsável pela manutenção da coloração da casca. A média para
36
cromaticidade entre os tratamentos foi de 44. Este resultado não corrobora com o
encontrado por VARGAS et al. (2006), que não observaram diferenças
significativas na cromaticidade entre frutos revestidos ou não com quitosana em
diferentes concentrações de ácido oléico.
Figura 10. Cromaticidade da casca de lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico
associado ou não à quitosana de médio peso molecular e armazenadas
a 5 ºC.
Com relação ao ângulo Hue, nota-se que, apesar da diferença significativa,
os valores foram muito próximos entre si, o que não levam a um efeito satisfatório
do efeito dos tratamentos (Tabela 6). Entretanto, ao longo do armazenamento
observou-se incremento até o 2º dia, indicando diminuição da cor vermelha. HOJO
et. al. (2011a) também encontraram valores semelhantes (25,74), para lichias
tratadas com quitosana.
37
Tabela 6: Ângulo Hue, atividade das enzimas polifenoloxidase, peroxidase e
teores de antocianina da casca de lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido
cítrico associado ou não à quitosana de médio peso molecular,
armazenadas a 5 ºC.
Ângulo
Hue
Testemunha[1]
Ac 300 [2]
Ac 300 + Quit 0,3%[3]
Ac 300 + Quit 0,6%[4]
Ac 600 [5]
Ac 600 + Quit 0,3%[6]
Ac 600 + Quit 0,6%[7]
DMS (5%)
Armazenamento (Dia)
0
5
10
15
20
CV (%)
DMS (5%)
Média
Teste F
Tratamento
Armazenamento
TratxArmazen
[1]
Polifenoloxidase
-1
-1
Peroxidase
-1
-1
(μmol de fenol min g ) (nmol de H2O2 min g
Antocianina
-1
(mg 100g )
29,17ab
29,74a
29,47ab
28,25b
29,93a
28,65ab
29,81a
1,28
5,85a
6,51a
7,12a
6,74a
6,64a
7,22a
6,98a
1,40
6,15a
6,16a
5,88a
7,36a
6,06a
6,12a
6,65a
1,79
80,63b
96,82a
95,27ab
100,65a
97,92a
95,39ab
98,72a
14,97
29,46ab
28,34bc
28,80c
29,89a
29,95a
3,14
1,00
29,29
4,78c
7,87a
7,76a
6,59b
6,61b
14,94
1,09
6,72
4,60a
6,86b
6,25b
7,12b
6,86b
20,26
1,39
6,34
102,42a
100,63ab
96,72abc
89,98bc
85,54c
11,27
11,64
95,06
4,74**
8,14**
0,77ns
2,13ns
21,47**
0,88ns
1,54ns
8,86**
0,95ns
3,83**
6,23**
0,74ns
[2]
-1 [3]
-1
Testemunha - sem imersão; ácido cítrico a 300 g L , ácido cítrico 300 g L + 0,3% quitosana,
ácido cítrico 300 g L-1 + 0,6% quitosana, [5]ácido cítrico a 600 g L-1, [6]ácido cítrico 600 g L-1 + 0,3%
[7]
-1
quitosana, ácido cítrico 600 g L + 0,6% quitosana. Médias seguidas de pelo menos uma mesma
letra nas colunas não diferem entre si pelo teste de Tukey (P < 0,05).
[4]
Com relação à atividade da enzima polifenoloxidase (PPO) observou-se
aumento na atividade ao longo do período de armazenamento, apresentando
entre o 5º e 10° dia de armazenamento os maiores valores, estabilizando-se logo
após este período (Tabela 6). HOJO et al. (2011b) também verificaram incremento
no 3º e 4º dia de armazenamento em lichias tratadas por imersão em solução de
HCl a 1% e armazenadas a 20 ºC. Não foi verificada diferença significativa entre
os tratamentos, tendo o Testemunha a menor média. A média para atividade da
PPO foi de 6,72 mmol de fenol consumido min -1 g-1, que foi inferior ao encontrado
por Hojo et al. (2011b) em lichias imersas em HCl a qual foi de 7,88 mmol de fenol
consumido min-1 g-1, no final do 12° dia de armazenamento.
38
A atividade enzimática da peroxidase (POD) não apresentou diferenças
significativas entre os tratamentos, no entanto, a solução de ácido cítrico a 300 g
L-1 associada com 0,3% de quitosana de médio peso molecular apresentou menor
atividade (Tabela 6). Verificou-se incremento na atividade POD ao longo do
período de armazenamento, no qual foi verificado o escurecimento do pericarpo
das lichias, cuja média foi de 6,34.
Vários autores vêm relatando que a inibição da atividade da PPO e da POD
retarda o escurecimento do pericarpo em lichias (HOJO et al., 2011b; JIANG &
FU, 1999; JIANG et al., 2004; SOUZA et al., 2009; SAAVEDRA DELL AGUILLA et
al., 2009b). No entanto neste trabalho os resultados vão de encontro aos dos
autores, pois foram verificados os menores valores da atividade da PPO e POD
para o Testemunha que apresentou maior escurecimento.
Quanto aos teores de antocianinas da casca das lichias, observou-se que
ocorreram diferenças significativas entre os tratamentos (Tabela 6). Os maiores
valores
obtidos
foram
para
os
diferentes
tratamentos
que
diferiram
significativamente do Testemunha, com exceção para os tratamentos associados
a 0,3% de quitosana de médio peso molecular. Ao longo do período de
armazenamento foi verificado decréscimo dos teores, principalmente entre o 5° e
10° dia de armazenamento, relacionado com o período de acréscimo na atividade
da enzima PPO.
Para a aparência das lichias ‘Bengal’, foi possível verificar rápida perda da
qualidade dos frutos Testemunha, onde no quinto dia de armazenamento
verificou-se 50% da casca escurecida (Figura 11 e Apêndice 3). Este rápido
escurecimento vem corroborando com os resultados encontrados neste trabalho
para luminosidade, cromaticidade e teores de antocianinas que demonstraram o
escurecimento dos frutos do Testemunha em função da maior perda de massa
fresca. Hojo et al. (2011b) também verificaram comportamento semelhante para
lichias tratadas com HCl 1% e tratamento hidrotérmico, em que o Testemunha já
no primeiro dia de armazenamento apresentou 75% da casca escurecida. No
décimo dia de armazenamento os frutos do Testemunha já se apresentavam com
39
100% da casca escurecida enquanto que o tratamento com ácido cítrico e 600 g L1
associado a 0,3% de quitosana de médio peso molecular se manteve com a
coloração vermelha intensa. No final do 20º dia de armazenamento os tratamentos
com ácido cítrico e 600 g L-1 associado ou não a quitosana apresentaram menor
escurecimento, tendo somente 50% da casca escurecida, seguido pelos
tratamentos com ácido cítrico a 300 g L-1 que apresentaram 75% da casca
escurecida (Apêndice 4). SAADERA DEL AGUILA et al. (2009c) também
encontraram maiores porcentagens de escurecimento para frutos do testemunha
no final do décimo dia armazenamento a 5 ºC, mais 3 dias de comercialização
simulada (20 ºC).
Figura 11: Aparência de lichias ‘Bengal’, tratadas com ácido cítrico associado ou
não à quitosana de médio peso molecular e armazenadas a 5 °C.
escala de notas: 5 = 100% vermelho; 4 = 25% da casca escurecida; 3 =
50% da casca escurecida; 2 = 75% da casca escurecida; e 1 =
totalmente escurecida.
40
4. CONCLUSÕES
O tratamento com 300 g L-1 de ácido cítrico e 0,3% de quitosana,
independente do peso molecular, apresentou as menores perdas de massa fresca
durante os 20 dias de armazenamento a 5 °C.
Os frutos tratados com 600 g L-1 de ácido cítrico, foram mais eficientes na
manutenção da coloração vermelha, luminosidade, cromaticidade, ângulo Hue e
aparência de lichias ‘Bengal’ armazenadas por 20 dias a 5 ºC.
41
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53
APÊNDICE
54
A
B
C
D
E
F
G
APÊNDICE 1 - Quitosana de
baixo peso molecular: A Testemunha - sem imersão; B -1
ácido cítrico a 300 g L , C -1
ácido cítrico 300 g L + 0,3%
quitosana, D - ácido cítrico 300
-1
g L + 0,6% quitosana, E -1
ácido cítrico a 600 g L , F -1
ácido cítrico 600 g L + 0,3%
quitosana, G - ácido cítrico 600
-1
g L + 0,6% quitosana, no 5°
dia de armazenamento a 5 ºC.
55
A
B
C
D
E
F
G
APÊNDICE 2 - Quitosana de
baixo peso molecular: A Testemunha - sem imersão; B -1
ácido cítrico a 300 g L , C -1
ácido cítrico 300 g L + 0,3%
quitosana, D - ácido cítrico 300
-1
g L + 0,6% quitosana, E -1
ácido cítrico a 600 g L , F -1
ácido cítrico 600 g L + 0,3%
quitosana, G - ácido cítrico 600
-1
g L + 0,6% quitosana, no 20°
dia de armazenamento a 5 ºC.
56
A
B
C
D
E
F
G
APÊNDICE 3 - Quitosana de
médio peso molecular: A Testemunha - sem imersão; B -1
ácido cítrico a 300 g L , C -1
ácido cítrico 300 g L + 0,3%
quitosana, D - ácido cítrico 300
-1
g L + 0,6% quitosana, E -1
ácido cítrico a 600 g L , F -1
ácido cítrico 600 g L + 0,3%
quitosana, G - ácido cítrico 600
-1
g L + 0,6% quitosana, no 5°
dia de armazenamento a 5 ºC.
57
A
B
C
D
E
F
G
APÊNDICE 4 - Quitosana de
médio peso molecular: A Testemunha - sem imersão; B -1
ácido cítrico a 300 g L , C -1
ácido cítrico 300 g L + 0,3%
quitosana, D - ácido cítrico 300
-1
g L + 0,6% quitosana, E -1
ácido cítrico a 600 g L , F -1
ácido cítrico 600 g L + 0,3%
quitosana, G - ácido cítrico 600
-1
g L + 0,6% quitosana, no 20°
dia de armazenamento a 5 ºC.