REAÇÃO DE GENÓTIPOS DE Capsicum spp. A - NBCGIB

i
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE SANTA CRUZ
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PRODUÇÃO VEGETAL
MARIANA SOUZA DA SILVA
REAÇÃO DE GENÓTIPOS DE Capsicum spp. A Phytophthora
capsici Leonian
ILHÉUS – BAHIA
2013
ii
MARIANA SOUZA DA SILVA
REAÇÃO DE GENÓTIPOS DE Capsicum spp. A Phytophthora
capsici Leonian
Dissertação apresentada à Universidade
Estadual de Santa Cruz, como parte das
exigências para obtenção do título de
Mestre em Produção Vegetal.
Orientadora: Profª Drª Norma Eliane Pereira
Co-orientadora: DrªEdna Dora Martins Newman Luz
Co-orientadora: Drª Margarida Gorete Ferreira do Carmo
ILHÉUS – BAHIA 2013
iii
MARIANA SOUZA DA SILVA
REAÇÃO DE GENÓTIPOS DE Capsicum spp. A Phytophthora capsici Leonian
Ilhéus – BA, 28/01/2013.
______________________________________
Norma Eliane Pereira - DS
(UESC)
(Orientadora)
______________________________________
Edna Dora Martins Newman Luz - PhD
UESC/CEPLAC
(Co- Orientadora)
______________________________________
José Luiz Bezerra -PhD
UFRB/ CEPLAC
______________________________________
Rosana Rodrigues- DS
(UENF)
iv
Aos Meus Pais, Aladio e Maria do Carmo...
E Meu noivo Cleiton...
Dedico.
A minha querida vovó Maria Amélia (Milú),
Pelo seu grande amor, garra, força e incentivo.
Ofereço.
v
AGRADECIMENTOS
A Deus por ter me concedido o dom da vida e por estar presente em todos os
momentos me dando força e coragem para seguir em busca dos meus objetivos.
Ao meu pai Aladio Ferreira e minha mãe Maria do Carmo pelo amor incondicional,
apoio e compreensão sempre que precisei. Aos meus irmãos Fabricio e Marcela
pelo incentivo.
Ao meu noivo Cleiton que sempre se fez presente me dando amor, compreensão,
incentivo e idealizando sonhos comigo. Obrigada! Te amo...
A Universidade Estadual de Santa Cruz pela oportunidade de realização deste
trabalho.
A CAPES pela concessão da bolsa de estudo.
A professora e orientadora Drª Norma Eliane Pereira pela confiança, pela eficiente
orientação, apoio e colaboração na execução desse projeto, meu muitíssimo
Obrigada!
A minha queridíssima co-orientadora a Drª Edna Dora Martins N. Luz pelos
grandiosos ensinamentos, serenidade, delicadeza e compreensão.
Ao “anjo” que Deus colocou no meu caminho pelas ajudas incondicionais e palavras
de incentivo, Eduardo Catarino, obrigada!
Ao Dr. José Bezerra, pelos ensinamentos, brincadeiras e amizade.
Ao professor Derly José Henriques Silva por disponibilizar o BGH 176 para nossas
pesquisas.
As minhas irmãzinhas por opção Ane, Cris e Lica pelo carinho, amizade e
companheirismo.
A minha prima e afilhada Viviane, aos amigos Joedson e Léo pelas valiosas
contribuições nas coletas de dados dos experimentos.
vi
Ao pessoal da Ceplac especialmente da Sefit pela ajuda na montagem dos
experimentos e em especial ao Seu Ananias que sempre se fez presente e disposto
a ajudar.
Aos eternos amigos: Edinélia Lima, Lucylia (mamãe), Gilberto Lima, Ana Cleide,
Rosana, Flávia, que mesmo não estando juntos fisicamente no dia a dia, estão
sempre no coração.
A Mirían (ADAB) pelo incentivo e compreensão de minha ausência nos momentos
em que mais precisei.
Aos amigos da CEPLAC: Marcos Vinícius, Marcela Venturini, Kaliúsia, Carol
Benjamin, Nadja, Joel Feitosa, Lindolfo Pereira, Neto, pelas ajudas e palavras de
incentivo.
Aos alunos de iniciação científica da Profª Norma, Clécio e Malta pela ajuda na
coleta dos experimentos.
Ao Pessoal do Phytolab: Tita, Cenilda, Milde, Dilze, Lurdinha, pelos ensinamentos e
ajuda.
A Dona Virgínia e Ana Rosa pela disponibilidade de uso do laboratório de
Ceratocystis.
A Carol do PPGPV, pela sua competência profissional e ajuda.
A Comissão Executiva do Plano da Lavoura Cacaueira – CEPLAC, por toda a
estrutura física para desenvolvimento das atividades do projeto proposto.
Só tenho a dizer para vocês... Muito Obrigada e que Deus os abençoe!
vii
SUMÁRIO
1
RESUMO --------------------------------------------------------------------- ix
ABSTRACT------------------------------------------------------------------ xi
LISTA DE FIGURAS------------------------------------------------------- xiii
LISTA DE TABELAS ------------------------------------------------------xiv
INTRODUÇÃO -------------------------------------------------------------- 1
2
REVISÃO DE LITERATURA --------------------------------------------5
2.1
O Gênero Capsicum--------------------------------------------------------5
2.2
Importância econômica: ------------------------------------------------- 7
2.3
O Gênero Phytophthora ------------------------------------------------- 9
2.4
Phytophthora capsici -------------------------------------------------------10
2.4.1
Hospedeiros de Phytophthora capsici ---------------------------------10
2.4.2
Sintomas e danos causados por Phytophthora capsici -----------10
2.4.3
Descrição do patógeno -------------------------------------------------- 11
2.4.4
Variabilidade do patógeno ------------------------------------------------12
2.4.5
Epidemiologia ----------------------------------------------------------------13
2.4.6
Métodos de controle ------------------------------------------------------- 14
2.4.7
Fontes de resistência a Phytophthora capsici em pimentões e16
e pimentas --------------------------------------------------------------------
2.5
Métodos de avaliação de sintomas de Phytophthora spp em 17
plantas hospedeiras ------------------------------------------------------
2.5.1
Métodos de avaliação de sintomas de Phytophthora spp em 17
plântulas de pimentões---------------------------------------------------
2.5.2
Inoculação por ferimento em caule ------------------------------------ 18
2.5.3
Inoculação por pulverização em folhas ------------------------------- 18
2.5.4
Avaliações em solos infestados no campo e em casa de 19
vegetação -------------------------------------------------------------------
3
MATERIAL E MÉTODOS ------------------------------------------------ 20
3.1
Localização da área e material vegetal ------------------------------- 20
3.2
Avaliação do potencial infectivo e seleção de isolados de P. 22
capsici para utilização nos experimentos -------------------------------
3.2.1
Delineamento experimental ----------------------------------------------24
viii
3.3
Definição da concentração de P. capsici ----------------------------- 24
3.3.1
Experimento 1----------------------------------------------------------------24
3.3.1.1 Preparo do substrato, semeadura e manutenção das plantas- 24
3.3.1.2 Preparo do inóculo de Phytophthora e inoculação---------------- 26
3.3.1.3 Delineamento experimental, avaliação e análise estatística--- 27
3.3.2
Experimento 2----------------------------------------------------------------27
3.4
Avaliação de diferentes idades de Capsicum sp inoculadas 28
com Phytophthora capsici ----------------------------------------------
3.4.1
Preparo do substrato, semeadura e manutenção das plantas- 28
3.4.2
Preparo do inóculo de Phytophthora e inoculação---------------- 29
3.4.3
Delineamento experimental, avaliação e análise estatística---- 29
4
RESULTADOS E DISCUSSÃO----------------------------------------- 29
4.1
Seleção do isolado----------------------------------------------------------29
4.2
Escolha da concentração de inóculo----------------------------------- 31
4.3
Repetição do experimento de escolha da concentração----------40
4.4
Experimento 4: Efeito da idade de inoculação-----------------------43
5
CONCLUSÕES-------------------------------------------------------------- 53
6
REFERÊNCIAS--------------------------------------------------------------54
ANEXOS-----------------------------------------------------------------------62
IX
REAÇÃO DE GENÓTIPOS DE Capsicum spp. A Phytophthora capsici Leonian
RESUMO
A produção de pimenta do gênero Capsicum spp. no Brasil vem crescendo
nos últimos anos, contribuindo para o aumento da demanda por novas cultivares que
associem
resistência
às
pragas
e
doenças,
qualidade
e
produtividade,
principalmente para atender ao processamento industrial. Dentre as doenças mais
importantes destaca-se a podridão de raiz e requeima causada pelo oomyceto
Phytophthora capsici, que se constitui em um fator limitante para diversas culturas
no mundo. Visando ajustar metodologia para avaliação da resistência à P. capsici
em Capsicum spp. foi necessário fazer seleção de isolados, estabelecer nível de
concentração de isolados e idade de inoculação de plântulas. O objetivo desta
pesquisa foi: i) selecionar isolados de P. capsici; ii) avaliar a reação de cinco
genótipos de Capsicum spp. quanto a resistência a P. capsici por meio da
inoculação de 5x103, 104, 5x104, 105 e 5x105
suspensão de zóosporos/mL; iii)
definição da idade de inoculação de plântulas de Capsicum spp. com P. capsici após
os 15, 20, 25 e 30 dias após a semeadura. Os experimentos foram conduzidos em
laboratório (seleção de isolados) e em sistema de campo semiaberto (concentração
de inóculo e idade de inoculação de plântulas), três experimentos foram conduzidos
em delineamento experimental em blocos casualizados com 10 repetições por
tratamentos mais o tratamento controle, sendo os materiais semeados em
recipientes individuais com 288 cm3 de substrato. Foram utilizadas sementes dos
genótipos: pimenta malagueta (Capsicum frutescens), pimenta de bode amarela (C.
chinese), pimentão cv. Yolo Wonder (C. annuum) e pimentão cv. Cascadura Ikeda
(C. annuum) e BGH 176 (C. annuum) do banco de germoplasma da UFV. As
características analisadas para seleção de inóculo de P. capsici foram: comprimento,
largura e diâmetro de colônia em placas de petri e em frutos de pimentão. Para os
demais experimentos foi analisado o diâmetro, altura das plantas, comprimento do
sistema radicular, massa fresca da parte aérea, massa fresca do sistema radicular,
massa seca da parte aérea e massa seca de raiz. Quanto à avaliação da
agressividade o isolado 575 foi o que apresentou maiores médias de crescimento de
X
sua colônia em placas de petri e em frutos de pimentão. Todos os caracteres
avaliados apresentaram diferenças altamente significativas entre concentrações de
inóculo
e
genótipos
nos
dois
experimentos
analisados.
Houve
interação
concentração X genótipo para a maioria das variáveis, exceto, para comprimento do
sistema radicular. Não houve morte de plântulas. As concentrações de 10 5 e 5 x 105
zóosporos/1mL de P. capsici causaram maiores severidades da doença nos
genótipos em análise, havendo necessidade de ajuste no volume a ser aplicado de
suspensão de zóosporos para intensificar a severidade da doença. A melhor idade
para inoculação das plântulas é aos 15 ou 20 dias após o plantio. Um novo ensaio
de idade de inoculação deve ser realizado incluindo um padrão de resistência.
Palavras- chave: resistência a doenças, pimentas, podridão da raiz e colo, prémelhoramento.
XI
GENOTYPE REACTION OF Capsicum spp. To Phytophthora capsici LEONIAN
ABSTRACT
The Brazilian Capsicum spp. pepper production has been growing in recent years,
contributing to increasing
demand for new cultivars with pests and diseases
resistance, fruit quality and production, primarily to meet the industrial processing.
Among the most important diseases are phytophthora leaf blight and phytophthora
root rot caused by the oomycete pathogen Phytophthora capsici, which constitutes a
limiting factor to production of many crops worldwide. In order to fit a methodology for
selecting Capsicum spp. genotypes resistant to P. capsici, it was necessary to
proceed with isolate selection and establishment of isolate concentrations and
seedling age for inoculation. The aim of this study was: i) to select isolates of P.
capsici from Phytophthora CEPLAC/CEPEC (BA) Collection; ii) to evaluate the
resistance reaction of five genotypes of Capsicum spp. to P. capsici by inoculation of
5x103, 104, 5x104, 105 e 5x105
zoospores cells/mL; iii) to evaluate
the best
seedling age for inoculation among 15, 20, 25 and 30 days after sowing. The
experiments were carried out in laboratory (isolate selection) and in semi-open
system under field conditions (inoculum concentration and age of seedlings
inoculation), in a completely randomized design with 10 replications treatments plus
controls, and repeated twice. The seeds were sown into individuals pots with 288 cm 3
filled with potting media (1:1 - soil + Gioplat® substrate). Seeds of malagueta pepper
(Capsicum frutescens), bode amarela pepper (C. chinese), bell pepper cv. Yolo
Wonder (C. annuum), bell pepper cv. Cascadura Ikeda (C. annuum) and BGH 176
(C. annuum) (the last from Germplasm Bank of UFV) were used. The characteristics
analyzed for P. capsici isolate selection were: length, width and diameter of the
colony of P. capsici growing in petri dish and in pepper fruit. For all the other
experiments were analysed seedling width, seedling height, root lenght, root fresh
weight, shoot lenght, shoot fresh weight, root dry weight and shoot dry weight. The
isolate 575 showed larger colony growth in petri dishes and in bell pepper fruit when
evaluated the aggressiveness among the different isolates. All the variables
evaluated showed highly significant differences among inoculum concentrations and
XII
genotypes in the two analyzed experiments. There was an interaction between
genotype and inoculum concentration for most variables measured in this study,
except root length. Plant death was not observed. The 105 and 5 x 105 inoculum
concentrations caused more disease severity in all the evaluated genotypes, existing
a need for adjusting the inoculum concentration to intensify the symptoms of the
disease. The best seedling age for inoculation was 15 or 20 days after sowing. A new
experiment to define the best seedling
age for inoculation must be carried out,
including a resistance standard genotype.
Key-words: disease resistance, pepper, Phytophthora Root Rot, pre-breeding.
XIII
LISTA DE FIGURAS
Figura 1. Mudas de pimenta e pimentão em bancadas em sistema misto de
cobertura e a pleno sol, (2012).
Figura 2. Figura 2. (A e B) Inoculação com disco de micélio em frutos de
pimentão, (C e D) Câmara úmida, (E e F) crescimento dos
isolados.
Figura 3. Plântulas de pimenta aos 15 dias após a semeadura em bandejas
com capacidade para 54 tubetes.
Figura 4. Plantas de pimenta e pimentão aos 65 dias após emergência,
quando foram inoculadas com Phytophthora capsic (CEPEC,
janeiro de 2012).
Figura 5. Figura 5. Plantas de pimenta inoculadas com Phytophthora capsici
aos 15 dias após a emergência.
Figura 6. Plântulas de pimenta malagueta aos 15 dias após a emergência,
inoculada e não inoculada com P. capsici na concentração de 105
zóosporos /ml.
Figura 7. Plântulas de pimenta malagueta não inoculadas (esquerda) e
inoculadas (direita) com P.capsici na concentração de 105
zóosporos/mL aos 15, 20, 25 e 30 dias após a emergência.
Figura 8. Mudas de pimentão Ikeda não inoculadas (direita) e inoculadas
(esquerda) com P.capsici na concentração de 105 zóosporos/ml
aos 15, 20, 25 e 30 dias após a emergência.
XIV
LISTA DE TABELAS
Tabela 1. Identificação das espécies de pimenta e pimentão para a avaliação
da resistência a Phytophthora capsici.
Tabela 2. Isolados de Phytophthora capsici avaliados quanto ao potencial
infectivo.
Tabela 3. Médias de comprimento, largura e diâmetro das colônias crescidas
em cenoura – ágar e das lesões em frutos de pimentão (Capsicum
annuum) causados por seis isolados de Phytophthora capsici.
Tabela 4.
Médias de diâmetro do caule (mm), altura das plantas (cm) e
comprimento do sistema radicular (cm) obtidos para plantas de
Capsicum annuum cultivar Yolo Wonder (YW) e cultivar Cascadura
Ikeda (CI), Pimenta Malagueta (Capsicum frutescens)(PM) e
Pimenta de Bode Amarela (Capsicum chinense) (PA), obtidas com
45 dias após a inoculação com diferentes concentrações de
zóosporos de Phytophthora capsici. (Experimento implantado em
janeiro de 2012).
Tabela 5. Médias de massa frescada parte aérea (g), massa seca da raiz (g)
e massa seca da parte aérea (g) obtidos para plantas de Capsicum
annuum cultivar Yolo Wonder (YW) e cultivar Cascadura Ikeda
(CI), Pimenta Malagueta (Capsicum frutescens)(PM) e Pimenta de
Bode Amarela (Capsicum chinense) (PA), obtidas com 45 dias
após a inoculação com diferentes concentrações de zóosporos de
Phytophthora capsici. (Experimento implantado em janeiro de
2012).
XV
Tabela 6. Médias dos genótipos Capsicum annuum cultivar Yolo Wonder
(YW), Capsicum annuum cultivar Cascadura Ikeda (CI), Pimenta
Malagueta (Capsicum frutescens) (PM) e Pimenta de Bode
Amarela (Capsicum chinense) (PA) para a variável massa seca
da raiz em resposta às diferentes concentrações de zóosporos
de Phytophthora capsici Leon, em experimento implantado em
janeiro de 2012.
Tabela 7. Médias do diâmetro do caule (mm), altura das plantas (cm),
comprimento do sistema radicular (cm) e massa frescada parte
aérea (g) obtidos para plantas de Capsicum annuum cultivar Yolo
Wonder (YW) e cultivar Cascadura Ikeda (CI), Pimenta Malagueta
(Capsicum
frutescens)
(PM),
Pimenta
de
Bode
Amarela
(Capsicum chinense) (PA) e BGH 176, obtidas com 45 dias após
a inoculação com diferentes concentrações de zóosporos de
Phytophthora capsici. (Experimento implantado em julho de
2012).
Tabela 8. Médias da massa fresca do sistema radicular (g), massa seca da
parte aérea (g) e massa seca do sistema radicular (g), obtidos
para plantas de Capsicum annuum cultivar Yolo Wonder (YW) e
cultivar Cascadura Ikeda (CI), Pimenta Malagueta (Capsicum
frutescens) (PM), Pimenta de Bode Amarela (Capsicum chinense)
(PA) e BGH 176, obtidas com 45 dias após a inoculação com
diferentes concentrações de zóosporos de Phytophthora capsici.
(Experimento implantado em julho de 2012).
Tabela 9. Médias do diâmetro do caule (cm), altura das plantas (cm),
comprimento do sistema radicular (cm), massa fresca da parte
aérea (g), dos genótipos de pimenta Malagueta (Capsicum
XVI
frutescens) e Cascadura Ikeda (Capsicum annuum), em resposta
as diferentes idades de inoculação de P. capsici na concentração
de 105 em mudas.
Tabela 10. Médias da massa fresca do sistema radicular (g), massa seca da
parte aérea (g), massa seca da raiz (g) dos genótipos de pimenta
Malagueta (Capsicum frutescens) e Cascadura Ikeda (Capsicum
annuum), em resposta as diferentes idades de inoculação de P.
capsici na concentração de 105 em mudas.
Tabela 11.
Porcentagem de perda dos genótipos pimenta malagueta e cultivar
Ikeda promovido pela concentração de 105 de P. capsici nas
idades de inoculação de 15, 20, 25 e 30 dias após a semeadura
com relação a testemunha (0 de inoculação), para os parâmetros
diâmetro do caule, altura das plantas, comprimento do sistema
radicular e massa fresca da parte aérea.
Tabela 12.
Porcentagem de perda dos genótipos pimenta malagueta e cultivar
Ikeda com relação a testemunha (0 de inoculação), promovido pela
concentração de 105 de P. capsici nas idades de inoculação de
15,20,25 e 30 dias após a semeadura, para os parâmetros Massa
fresca do sistema radicular, massa seca da parte aérea e massa
seca da raiz.
1
1 INTRODUÇÃO
O gênero Capsicum é composto por 31 espécies, sendo cinco
domesticadas (C. annuum, C. baccatum, C. chinense, C. frutescens e C.
pubescens), e as demais classificadas como semidomesticadas e silvestres. C.
chinense, como todas as demais espécies cultivadas de pimenta do gênero
Capsicum, teve sua origem na América e, dentre as espécies domesticadas é a
mais difundida na América tropical, onde apresenta uma grande diversidade
biológica
(PICKERSGILL,
2007). Muitos genótipos de
Capsicum são
conhecidos por diferentes nomes populares, principalmente de acordo com o
nível de pungência (BOSLAND, 1996).
As pimentas possuem diversas aplicabilidades: na indústria farmacêutica
para artrites e dores musculares, na culinária utilizada principalmente como
condimento nas formas in natura, como páprica, pasta, desidratada e
conservas (REIFSCHNEIDER, 2000). Algumas variedades são comercializadas
como plantas ornamentais, em razão da folhagem variegada, do porte anão e
dos frutos exibirem diferentes cores no processo de maturação (RÊGO et al,
2011).
As pimentas são apreciadas em várias partes do mundo: México,
América Central, Antilhas, Índia Ocidental, Caribe, Bolívia (maior diversidade) e
em todo Brasil, principalmente no Nordeste, Sudeste e Bacia Amazônica
(BOSLAND, 1994; BIANCHETTI, 1996; CASALI; COUTO, 1984). No Brasil a
região que se destaca como maior consumidora de pimenta é o Nordeste, em
função de ser um condimento fundamental para a culinária local (RIBEIRO;
CRUZ, 2002). O cultivo de pimenta ocorre praticamente em todas as regiões do
país, sendo que os principais estados produtores são Minas Gerais, Goiás, São
Paulo, Ceará e Rio Grande do Sul (MADAIL et al., 2005).
A produção de pimenta do gênero Capsicum spp. no Brasil, vem
crescendo muito, com cultivos tanto em regiões de clima subtropical como
tropical (RUFINO; PENTEADO, 2006). Isso contribui para um aumento da
demanda por novas cultivares que associem resistência às pragas e doenças,
qualidade e produtividade, principalmente para atender ao processamento
industrial (BENTO et al., 2007).
2
As espécies de Capsicum são afetadas por diferentes doenças bióticas,
dentre elas a murcha de Phytophthora, cujo agente etiológico é o oomiceto
Phytophthora capsici Leonian, sendo fator limitante à produção da cultura
(LOPES et al., 2005).
Phytophthora capsici (Leonian, 1922), é capaz também de causar
doença em espécies de outros quarenta gêneros de plantas (LUZ et al., 2003).
No campo a doença é devastadora, mas pode provocar prejuízos também no
armazenamento (GUBLER; DAVIS, 1996).
O patógeno P. capsici afeta primeiramente o sistema radicular e o colo
da planta, podendo também atacar a parte aérea. P. capsici é um patógeno
polífago, amplamente distribuído nos solos cultivados do Brasil e de muitos
outros países, sendo de difícil controle (LOPES et al., 2005; PERNEZNY et al.,
2003). As plantas sofrem murcha da parte aérea em consequência da morte
das raízes e necrose do colo, em seguida ocorre o tombamento (LUZ et al.,
2001). Em pimentas e pimentão, os sintomas associados à infecção por P.
capsici estão muito ligados às condições ambientais, especialmente à
ocorrência de água livre, por meio da chuva ou irrigação. A doença é por vezes
denominada de murcha ou canela preta, especialmente quando os sintomas
caracterizam-se por podridão de raiz e colo (“canela preta”) e murcha da
planta. Quando P. capsici ataca plantas nos primeiros estádios de crescimento
também pode causar tombamento de plântulas. Sob condições de alta umidade
relativa e, principalmente, de chuvas fortes e frequentes, pode ocorrer também
podridão de fruto e queima foliar, por vezes denominado requeima (LOPES;
ÁVILA, 2003; PERNEZNY et al., 2003; RISTAINO; JOHNSTON, 1999;
ZAMBOLIM et al., 2000).
Temperatura, estresse hídrico, concentração do inoculo, período de
incubação, isolado fúngico, método de incubação e idade da planta, são os
fatores mais importantes que atuam na expressão das doenças causadas por
P. capsici (ANSANI; MATSUOKA, 1983; MALOT; MAS, 1983; BARKSDALE et.
al., 1994; KIM; HWANG; PARK, 1989; REIFSCHNIEDER et al., 1986).
Segundo Parra e Ristaino (2001), P. capsici por ser um patógeno de
solo, onde se estabelece por longos períodos, o uso do controle químico é
relativamente eficiente, porém de custo elevado e indutor de mudanças na
composição genética do organismo. Reações diferenciadas entre cultivares de
3
C. annuum e raças fisiológicas de P. capsici já foram verificadas comprovando
a existência de diferentes raças fisiológicas de P. capsici em raízes e folhas e
de fontes de resistência (BARKSDALE et. al., 1994; BOSLAND; STEINER,
2003; MONROY-BARBOSA; BOSLAND, 2008; OELKE; BOSLAND; RIBEIRO;
BOSLAND, 2012). Entretanto a obtenção de cultivares resistentes tem sido
lenta em razão do surgimento de raças fisiológicas, estipes ou grupos
diferentes de patógenos (SANTOS et al., 2004).
Kimble e Grogam (1960) e Smith et al. (1967), selecionaram fontes de
resistência a P. capsici pela inoculação, do sistema radicular com zóosporos.
Várias fontes de resistência genética para controle da doença têm sido
testadas, porém, os resultados na literatura quanto à natureza genética da
resistência são variáveis (GIL-ORTEGA et al., 1991, 1992, 1995; KOBORI et
al., 2000; PRINCE et al., 2001; REIFSCHNEIDER, 2000.). Resistência
monogênica ou do tipo completa e conferida por alelos de poucos genes,
alguns de natureza dominante sob efeito de modificadores, tem sido relatado
no acesso Criollo Morellos 334 (CM-334), em trabalhos realizados tanto no
Brasil como em outros países (GUERRERO-MORENO; 1980; KOBORI et al.,
2000; PALLOIX et al., 1988).
Apesar das divergências quanto ao controle genético da resistência,
CM334 consistentemente tem se apresentado como a mais efetiva dentre as
fontes de resistência a P. capsici comumente utilizadas (GUERREROMORENO; LABORDE, 1980; PALLOIX et al., 1990; GIL-ORTEGA et al., 1991,
1992, 1995; KOBORI, 1999).
No cultivo comercial de espécies de Capsicum a utilização de produtos
químicos em larga escala tem trazido repercussões negativas, tanto de caráter
técnico quanto de comercialização, demonstrando ser um tratamento
dispendioso, anti-ecológico e de baixa eficiência para o controle da doença.
Frente aos prejuízos causados à lavoura, justifica-se a necessidade de
pesquisas para ampliar o número de genótipos resistentes, atualmente quase
indisponíveis ao patógeno.
Há uma grande necessidade de novas cultivares que associem
resistência às principais pragas e doenças, sendo esta a melhor estratégia de
controle, e o conhecimento dos genes de resistência é fundamental para uma
maior proteção efetiva contra as doenças. Assim como o fenótipo da reação do
4
hospedeiro à infecção, o estádio de desenvolvimento da planta em que a
resistência se expressa, as interações com o ambiente, os mecanismos
genéticos envolvidos, entre outros, também são aspectos importantes a serem
considerados (BENTO et al., 2007; CERUTI; LÁZZARI, 2003). No gênero
Capsicum há uma ampla variabilidade genética, o que resulta em grande
variedade de formas silvestres e cultivadas. O gênero possui grande
diversidade genética que pode ser útil tanto em programas de melhoramento,
quanto para o uso imediato (CARVALHO et al., 2003; PEREIRA; RODRIGUES,
2005). Portanto, selecionar cultivares de Capsicum com nível de resistência é
uma medida promissora para o controle de P. capsici.
Devido a isto, este trabalho teve como objetivos: 1) Avaliar o potencial
infectivo de seis isolados de Phytophthora capsici provenientes da micoteca do
CEPEC/ CEPLAC a frutos de capsicum annuum; 2) Avaliar a reação de quatro
genótipos comerciais de Capsicum spp e um padrão de resistência (BGH 176).
Quando inoculadas com cinco concentrações de zóosporos, de Phytophthora
capsici; 3) Definir a idade ideal de plantas de pimenta e pimentão para a
avaliação da resistência a Phytophthora capsici .
5
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 O Gênero Capsicum
No gênero Capsicum (GRÊGO Kapso – picar ou arder) encontram-se os
pimentões, as pimentas doces e pimentas picantes. A classificação do gênero
é realizada com base nos níveis de domesticação, podendo as espécies serem
consideradas silvestres, semidomesticadas e domesticadas (BIANCHETTI;
CARVALHO, 2005). Este gênero consistem pelo menos 26 espécies silvestres
e 5
domesticadas denominadas: Capsicum frutescens, C. baccatum, C.
chinense, C. annuum e apenas C. pubescens não é comercializada no Brasil
(BOSLAND; VOTAVA, 2003).
O centro primário de diversidade de C. annuum var. annuum (a forma
domesticada mais variável e largamente cultivada, a qual pertence o pimentão)
inclui México e América Central (BIANCHETTI; CARVALHO, 2005). A espécie
pertence à família Solanaceae sendo composto por cerca de 31 espécies de
Capsicum domesticadas, semidomesticadas e silvestres (MOSCONE et al.,
2007). Centros secundários de C. annuum existem no sudeste e centro da
Europa, África, Ásia e partes da América Latina. O Brasil é um importante
centro secundário de espécies domesticadas de Capsicum.
Ainda não há consenso quanto ao número de espécies classificadas de
acordo com o nível de domesticação. Já foi mencionada a existência de 20
espécies (CARVALHO et al., 2003), 25 espécies (ESHBAUGH, 1993) e cerca
de 33 espécies (REIFSCHNEIDER, 2000). Mas no que se refere às espécies
domesticadas, Reifschneider (2000) e Pickersgill (1997) concordaram ao
afirmar a existência de cinco, que são: Capsicum annuum L., Capsicum
chinense Jacq., Capsicum frutescens L., Capsicum baccatum L. e Capsicum
pubescens Ruiz e Pav. Essas cinco espécies formam três complexos gênicos
de Capsicum: complexo C. annuum, complexo C. baccatum e complexo C.
pubescens. Um complexo de espécies inclui aquelas que podem hibridar,
embora algumas vezes com dificuldade. Embora as barreiras entre os pools
gênicos possam ser quebradas pela hibridação artificial, raramente isso ocorre
em natureza (BOSLAND; VOTAVA, 2000). O complexo C. annuum inclui três
espécies proximamente relacionadas, C. annuum, C. chinense e C. frutescens,
6
sendo o complexo mais amplamente distribuído nas Américas e no mundo
inteiro. O complexo C. baccatum consiste em pelo menos três espécies, C.
baccatum, C. praetermissum e C. tovarii. O complexo C. pubescens contém: C.
pubescens Ruiz & Pav., C. cardenasii Heiser e Smith e C. eximium Hunz
(PICKERGILL,1997; TONG, 1999).
Capsicum annuum foi domesticada nas terras altas do México. Esta
espécie inclui a maioria das pimentas mexicanas, pimentas quentes da África e
Ásia, e muitas das cultivares de pimenta doce cultivadas em países
temperados. No entanto, ela não está bem adaptada às planícies úmidas dos
trópicos, onde, ao menos na América Latina, ela é substituída por C. frutescens
e C. chinense (PICKERGILL, 1997). A espécie Capsicum chinense foi
originalmente encontrada na bacia do rio Amazonas, mas está comercialmente
distribuída por todo o Sul e Norte do Brasil, devido a sua adaptabilidade a
diferentes solos e climas, e seu popular aroma cítrico (LANNES et al., 2007;
REIFSCHNEIDER, 2000).
Capsicum frutescens está distribuída por toda a América Central e
planícies da América do Sul, e também em outras regiões tropicais e
subtropicais, tais como Ásia, África e ilhas do Pacífico. Capsicum frutescens é
geralmente muito picante e tem um sabor característico que realça o gosto dos
alimentos nos trópicos. Esta espécie é de maturação tardia (YAMAMOTO;
NAWATA, 2005).
Capsicum baccatum var. baccatum possui ampla distribuição geográfica,
enquanto C. baccatum var. praetermissum é exclusiva do Brasil, ou seja, é
endêmica. A ocorrência de C. baccatum var. pendulum abrange o noroeste da
América do Sul, incluindo Colômbia, Equador, Peru e Bolívia, e sudoeste do
Brasil (REIFSCHNEIDER, 2000). As diferentes espécies e variedades de
pimenta podem ser discriminadas por características morfológicas dos frutos e,
principalmente das flores (MOREIRA et al., 2006).
Uma característica exclusiva do gênero Capsicum, é a pungência
atribuída à presença de capsaicinóides. Tais alcalóides acumulam-se na
superfície da placenta e são liberados quando o fruto sofre qualquer dano físico
(CARVALHO et al., 2003).
7
2.2 Importância econômica
As pimentas são especiais para a produção de condimentos, devido a
características como cor dos frutos e princípios ativos, que lhes conferem
aroma e sabor. Do ponto de vista social, o agronegócio de pimenta tem
importância, principalmente, em função de requerer grande quantidade de
mão-de-obra, em especial durante a colheita. Além disso, o mercado de
pimenta abrange a comercialização de frutos para consumo in natura e
conservas caseiras até a exportação de páprica, pó de pimentão ou pimenta
doce madura vermelha. Os frutos das pimentas picantes podem ser
desidratados e comercializados inteiros, em flocos (calabresa) e em pó (páprica
picante) ou, ainda, em conservas e em molhos líquidos (MOREIRA, 2006). As
pimenteiras também estão sendo utilizadas como plantas ornamentais, em
razão da folhagem variegada, do porte anão e dos frutos com diferentes cores
no processo de maturação (RÊGO et al, 2011; MOREIRA, 2006).
As pimentas são cultivadas em todo o território nacional, por pequenos
agricultores e também por empresas multinacionais. Para agregar valor ao
produto os agricultores além de proceder à venda in natura, a processam e
transformam em molhos, conservas, grânulos, entre outros produtos.
Na maioria dos estados brasileiros, as pimentas cultivadas são do
gênero Capsicum, sendo os principais produtores Minas Gerais, São Paulo,
Goiás, Ceará e Rio Grande do Sul. A área cultivada anualmente é cerca de
cinco mil hectares, com uma produção aproximada de 75 mil toneladas. A
produtividade da pimenta depende muito da variedade podendo produzir 10 t
/ha a 30 t /ha (EMBRAPA HORTALIÇAS, 2008).
De acordo com a Embrapa Hortaliças, desde o preparo do solo até a
colheita, a atividade gera de três a quatro empRÊGOs diretos, com uma renda
bruta que oscila entre R$ 4 e 12 mil/ha/ano (PANORAMA RURAL, 2006).
Para a ABCSEM (2011), em 2007 foram comercializados no Brasil 590,1
kg de sementes de cultivares de pimentas pungentes e não pungentes,
permitindo estimar uma área cultivada aproximada de 1,9 mil ha. Apesar de
sua importância, as estatísticas de produção e comercialização de pimenta no
Brasil são escassas e a informação disponível não reflete a realidade
8
econômica dessa hortaliça, visto
que grande parte da produção é
comercializada em mercados regionais e locais, e não faz parte das estatísticas
(DOMENICO et al., 2010).
A área destinada à produção de Capsicum no ano de 2000 foi estimada
em 12.000 ha, com uma produção média anual de cerca de 250.000 toneladas
(REIFSCHNEIDER, 2000). Seis anos após foi observado um aumento nesta
produtividade de cerca de 11%.
Em razão da elevada capacidade de geração de emprego e renda,
principalmente para os pequenos produtores, as pimentas posicionam-se
dentro da agricultura brasileira como cultura de elevada importância
socioeconômica. Alguns tipos, como a ‘Malagueta’, a ‘Dedo-de-Moça’ e a ‘De
Cheiro’ são comercializadas no mercado durante o ano inteiro (EMBRAPA
HORTALIÇAS, 2008).
As pimentas do gênero Capsicum são amplamente cultivadas no mundo,
sendo
utilizadas
como
matéria-prima
para
as
indústrias
alimentícia,
farmacêutica e cosmética (YAMAMOTO; NAWATA, 2005; BENTO et al., 2007).
No Japão, um produto especial chamado koregusu é feito pelo
embebimento de frutos maduros de C. frutescens em shochu, sendo este
usado para dar sabor a macarrão e outros alimentos. Os frutos maduros e às
vezes imaturos de C. frutescens substituem a planta Wasabia japonica (Miq.)
Matsum, sendo misturados a um molho de soja, que é usado para se comer
com peixe cru (YAMAMOTO; NAWATA, 2005).
Tem aumentado a demanda por novas cultivares que associem
resistência às pragas e doenças, qualidade e produtividade, sobretudo para
atender o processamento industrial (BENTO et al, 2007). Um exemplo disso
ocorre no Ceará, com a empresa Agropecuária Avaí 956, que desde 1998, vem
trabalhando na produção e beneficiamento da polpa de pimenta malagueta
(Capsicum frutescens) destinada a exportação para o mercado norteamericano (EMBRAPA- AGROINDÚSTRIA TROPICAL, 2001).
9
2.3 O gênero Phytophthora
O gênero Phytophthora foi estabelecido por Anton de Bary em 1876,
quando da descrição de Phytophthora infestans como agente causal da
devastação dos batatais da Irlanda que promoveu a morte na população
irlandesa e êxodo para América do Norte entre os anos de 1845 e 1846 (LUZ;
MATSUOKA, 2001). Novas espécies sucederam a este relato, sendo que no
momento mais de 80 espécies são mencionadas em relatos variados (HO; LU,
1997 apud LUZ; MATSUOKA, 2001), algumas inválidas outras com sua
validade ainda por ser comprovada (LUZ; MATSUOKA , 2001).
A classificação atual do gênero Phytophthora considera-o pertencente
ao Reino Straminipila, Filo Oomycota, Classe Pythiales e Família Pythiaceae.
As diferentes espécies existentes podem ser homo ou heterotálicas, com a
presença de gametas de compatibilidade diferentes que se unem para formar
um único oósporo no interior do oogônio (gameta feminino), sendo os
anterídios (gameta masculino) anfígenos ou paráginos. Não possuem
habilidade para sintetizar ergosterol (comum no Reino Fungi); algumas
espécies têm uma forma única de armazenar polissacarídeos, microlaminarina
( - 1,3 - glucano), substância semelhante a algumas encontradas em alguns
grupos de algas (LUZ; MATSUOKA, 2001).
As características dos esporângios, sua caducidade e comprimento do
pedicelo; a presença de anterídios anfígenos ou paráginos, a ornamentação
das paredes dos oogônios, a presença ou ausência de clamidósporos são
critérios
importantes
para
uma
rápida
identificação
de
espécies
de
Phytophthora (LUZ; MATSUOKA, 2001).
O gênero Phytophthora pode ser encontrado afetando a parte aérea de
algumas espécies vegetais, mas se destaca como patógeno do solo, atacando
raízes e o coleto de diversas plantas. Em alguns cultivos, apesar dos maiores
danos serem computados por perdas dos frutos ou de folhagens, é no solo que
as espécies de Phytophthora completam e, normalmente, iniciam novos ciclos
de vida (LUZ; MATSUOKA, 2001).
Há muitos relatos da ocorrência de Phytophthora em várias espécies
vegetais no mundo, no Brasil além dos hospedeiros já conhecidos existe uma
gama de hospedeiros ainda não identificados, distribuídos nos diversos
10
ambientes e biomas favorecidos pelas diferenças entre os mesmos. Os
primeiros relatos em território brasileiro foram de Phytophthora infestans em
batata, P. faberi em cacaueiros (sinonímia de P. palmivora) e P. nicotianae (=P.
parasítica) em citrus. Dezoito espécies já foram identificadas atualmente no
Brasil, sendo P. nicotianae considerada a mais freqüente ocorrendo em 22
hospedeiros, P. capsici (16), P. citrophthora (14), P. palmivora (12), P.
cactorum e P. cinnamomi (9), também foram considerados de grande
ocorrência no país (LUZ; MATSUOKA, 2001).
2.4 Phytophthora capsici
2.4.1 Hospedeiros de Phytophthora capsici
A espécie P. capsici é um importante patógeno de hortaliças, causando
grandes perdas em todo o mundo. Causa a murcha ou requeima do pimentão,
bem como murchas e podridões de frutos em outras hortaliças solanáceas
como as pimentas do gênero Capsicum, o tomateiro e a berinjela e em
cucurbitáceas como pepino e melancia, além de outras espécies vegetais
arbustivas e arbóreas como cacaueiro (Theobromae cacao L.), seringueira
(Hevea brasiliensis Wild. Ex. A. Juss.) e pimenta-do-reino (Piper nigrum) (LUZ
et al., 2003). É um patógeno polífago, amplamente distribuído nos solos
cultivados do Brasil e de muitos outros países. Ataca a planta a partir do solo
infestado e é de difícil controle (LOPES et al., 2005; PERNEZNY et al., 2003).
Muitas invasoras também são hospedeiras de P. capsici e isto têm importância
epidemiológica, pois estas mantêm e até multiplicam o inóculo do patógeno no
solo (FRENCH-MONAR et al., 2006).
2.4.2 Sintomas das doenças causadas por Phytophthora capsici
Em pimentas e pimentões, os sintomas associados à infecção por P.
capsici estão muito ligados às condições ambientais, especialmente à
ocorrência de água livre, por meio da chuva ou irrigação. A temperatura
também é importante, pois os sintomas são normalmente atenuados em
temperaturas mais baixas. A doença é por vezes denominada de murcha ou
canela preta, especialmente quando os sintomas caracterizam-se por podridão
11
de raiz e colo (“canela preta” e murcha da planta). Esses sintomas ocorrem em
condições de pouca disponibilidade de água livre, como em regiões ou épocas
secas de cultivo. Sob condições de alta umidade relativa e, principalmente, de
chuvas fortes e freqüentes, pode ocorrer também podridão de fruto e queima
foliar, por vezes denominado requeima (LOPES; ÁVILA, 2003; PERNEZNY et
al., 2003; RISTAINO; JOHNSTON, 1999; ZAMBOLIM et al., 2000).
Os frutos de pimentão e pimentas atacados apresentam um crescimento
filamentoso esbranquiçado sobre as lesões, este crescimento esbranquiçado é
constituído de micélio, esporangióforos e esporângios do fungo (LOPES;
ÁVILA, 2003; ZAMBOLIM et al., 2000). Quando P. capsici ataca plantas nos
primeiros estádios de crescimento também pode causar tombamento de
plântulas. Em tomate, P. capsici pode causar problemas em todos os estádios
de desenvolvimento da planta, tais como tombamento de plantas, podridão de
raiz e colo, murcha e podridão de fruto, especialmente em frutos de tomate
rasteiro, onde causa o sintoma de olho-de-cervo (‘buckeye’, em Inglês) (JONES
et al., 1991; LOPES et al., 2005; ZAMBOLIM et al., 2000).
Em Brasília, São Paulo e outras regiões é comum a infecção severa de
frutos dessas solanáceas na época chuvosa, afetando até mesmo frutos em
pós-colheita. Em cucurbitáceas, P. capsici causa podridão de colo e de hastes,
murcha da planta e podridões de frutos. Existem linhagens com altos níveis de
resistência no colo e raízes e resistência apenas mediana na parte aérea.
Estas podridões de frutos podem ocorrer ainda no campo ou em pós-colheita,
causando grandes prejuízos a toda a cadeia produtiva destas hortaliças
(KIMATI et al. 1997; ZAMBOLIM et al., 2000; ZITTER et al., 1996).
Normalmente, planta de abóbora e abobrinha são mais suscetíveis que as de
pepino e melancia. A doença também é mais severa em épocas chuvosas e
quentes (HENZ; LIMA, 1994).
2.4.3 Descrição do patógeno
Apresenta reprodução assexuada e sexuada (ERWIN; RIBEIRO, 1996).
Na reprodução assexuada, forma esporângios, que são dispostos em
esporangióforos simpodiais. Os esporângios são geralmente elipsóides, mas
12
podem apresentar diversos formatos. Apresentam dimensões médias de
60x36μm. Normalmente são papilados, ocorrendo com pouca freqüência
esporângios bipapilados, com papilas distintas. Apresentam pedicelos longos e
caducos. Os esporângios podem germinar diretamente, produzindo um ou mais
tubos germinativos, sendo um o mais comum. Podem ainda germinar
indiretamente dando origem a diversos zóosporos, cujo número depende do
seu tamanho. Os zósporos são biflagelados e perdem estes flagelos com o
tempo,
transformando-se
em
cistos de 10-12μm
de
diâmetro
(LUZ;
MATSUOKA, 2001; PAZ-LIMA, 2006; RÊGO; REIFSCHNEIDER, 1982).
Tanto os esporângios quanto os zóosporos de P. capsici funcionam
como estruturas infectivas, sendo que as epidemias mais severas ocorrem
quando as condições são favoráveis para a formação de zóosporos (água livre
e temperaturas altas). É uma espécie heterotálica, isto é, necessita de dois
talos (isolados) compatíveis para reproduzir-se de maneira sexuada. O
oósporo, esporo de origem sexual, é globoso, apresenta diâmetro de 25-35μm
e representa a principal estrutura de sobrevivência de P. capsici. Sob
condições
favoráveis,
pode
germinar
diretamente,
emitindo
um
tubo
germinativo, que pode ser infectivo. Também pode germinar indiretamente
produzindo um ou mais esporângios (LUZ; MATSUOKA, 2001; PAZ-LIMA,
2006; RÊGO; REIFSCHNEIDER, 1982).
Não se tem observado a formação de esporos de resistência
(clamidósporos) por isolados de P. capsici de solanáceas ou cucurbitáceas
(LUZ et al., 2001), havendo apenas um relato disto em berinjela (UCHIDA;
ARAGAKI, 1985).
2.4.4 Variabilidade do Patógeno
A espécie Phytophthora capsici Leonian, foi descrita pela primeira vez no
Novo México, EUA, como agente etiológico da requeima ou mela do pimentão
(Capsicum annuum L.) (Leonian, 1922 apud LUZ et al, 2003). Inicialmente P.
capsici foi considerada hospedeiro-específica, mas com a descoberta de vários
hospedeiros, em outras regiões do mundo, mostrou-se polífaga e cosmopolita.
Quarenta gêneros de diferentes famílias de plantas, alguns com mais de uma
espécie, são hospedeiros de P. capsici. No Brasil, P. capsici foi assinalada pela
primeira vez, em pimentão, por J.F. Amaral, em 1952 (AMARAL, 1952 apud
13
LUZ et al., 2003), tendo aumentado muito o número de seus hospedeiros no
país desde então. Na Bahia, entre os vários hospedeiros de importância
econômica desta espécie, estão: o cacaueiro (Theobroma cacao L.), a
seringueira (Hevea brasiliensis) a pimenta-do-reino (Piper nigrum) e o
mamoeiro (Carica papaya L.), todas culturas de expressão na região sul e
sudeste do Estado.
No final dos anos 1970 e início da década de 1980, P. capsici foi
responsável pela perda de inúmeras plantações de pimenta-do-reino no sul da
Bahia, quase sempre localizadas próximas a plantios de cacaueiro e
seringueira. Em estudos de diversidade genética molecular de P. capsici com o
uso de marcadores RAPD realizados por Luz et al., (2003), em 22 isolados,
sendo oito de cacaueiro, oito de seringueira, três de pimentão (dois antigos e
um recente), um de abóbora, um de tomateiro e um de pimenta-do-reino,
verificaram com base em análises de agrupamento, a formação de três grupos:
o primeiro formado por oito isolados de cacaueiro, o segundo por dois isolados
de pimentão e o terceiro por sete isolados de seringueira. Os isolados de
tomateiro, pimenta-do-reino, abóbora, pimentão e um de seringueira foram
mais distantes geneticamente dos demais, e os três isolados obtidos de
pimentão não ficaram no mesmo grupo. Os isolados 18 e 20, antigos na
coleção da UFV, foram mais semelhantes, entretanto o isolado 17, coletado em
1999 na mesma região, apresentou-se distante geneticamente dos demais.
Estudos realizados com hospedeiros diferenciais identificaram nove
raças fisiológicas de P. capsici para síndrome de raízes (OELKE et al, 2003) e,
posteriormente mais onze raças foram identificadas (SY; BOSLAD, 2008).
Outras pesquisas vêm elucidando a relação raça específica da resistência no
patossistema
Capsicum
annuum
x
P.
capsici
(MONROY-BARBOSA;
BOSLAND, 2008; RIBEIRO; BOSLAND, 2012) e a complexidade do controle
deste patógeno.
2.4.5 Epidemiologia
Phytophthora capsici sobrevive no solo principalmente na forma de
oósporos, uma vez que na forma de esporângio ou zóosporos o fungo tem vida
muito curta no solo. Entretanto, o inóculo residual pode sobreviver em restos de
cultura colonizados entre duas safras, levando à severas epidemias no ano
14
subseqüente se as condições forem favoráveis (CAFÉ FILHO; DUNIWAY,
1993). O patógeno pode sobreviver, ainda, em plantas voluntárias ou invasoras
(FRENCH-MONAR et al., 2006). A disseminação no campo se dá via água de
irrigação (CAFÉ FILHO; DUNIWAY, 1995; PERNEZNY et al., 2003; RISTAINO;
JOHNSTON, 1999) ou chuva e implementos agrícolas. Dentro de uma cultura,
o inóculo também pode ser disseminado pelo vento, a partir de lesões
esporulantes em frutos, ramos e folhas (RISTAINO e JOHNSTON, 1999). A
longa distância, a disseminação pode ser via mudas infectadas. Períodos
prolongados de chuva, temperaturas de 20°C a 22°C e solos mal drenados são
condições favoráveis à doença (RISTAINO; JOHNSTON, 1999; ZAMBOLIM et
al.,
2000).
O
oomiceto
ataca
as
plantas
em
qualquer estádio
de
desenvolvimento e penetra na planta por aberturas naturais ou ferimentos.
Cerca de 5 a 8 dias após a infecção, surgem os sintomas da doença (JONES
et al., 1991; LOPES; ÁVILA, 2003; RISTAINO; JOHNSTON, 1999). Sabe-se
que P. capsici causa múltiplas síndromes de doença com danos nas raízes,
frutos, caule e folhas (SY et al., 2005).
A doença é policíclica, isto é, ocorre mais de um ciclo numa mesma
estação de cultivo, sendo estes mais curtos e freqüentes tanto mais favoráveis
forem as condições ambientais, principalmente temperatura e umidade
(RISTAINO; JOHNSTON, 1999).
2.4.6 Métodos de Controle
Para controle das doenças causadas por Phytophthora spp. em
hortaliças, alguns agricultores tem usado fungicidas, sendo o mais comum
deles o metalaxyl ou o seu enantiômero mefenoxam. Estes fungicidas têm sido
largamente recomendados para o uso em culturas sujeitas ao ataque de
oomicetos. Infelizmente, depois de poucos anos de uso intensivo, estirpes
resistentes ao metalaxil passaram a se desenvolver, fato resultante de uma
seleção natural, e foram relatadas em diferentes países (PARRA; RISTAINO,
2001). Com isso, a eficiência do controle ficou comprometida. Entretanto, no
Brasil, a freqüência de isolados de P. capsici resistentes ao metalaxyl ou a
mefenoxam ainda é muito baixa, talvez porque ainda é pouco usado para o
controle deste patógeno em solanáceas e cucurbitáceas, ou porque o produto
15
comercial seja disponibilizado em mistura de múltiplos princípios ativos
(mefenoxam) (PAZ-LIMA, 2006).
Outra medida de manejo das doenças por P. capsici em hortaliças é
evitar
plantios
em
solos
infestados
pelo
patógeno,
ou
sujeitos
ao
encharcamento, notadamente os argilosos. Também deve-se evitar o plantio
nas épocas quentes e chuvosas do ano e, quando o fizer, os canteiros devem
ser mais elevados, visando a redução da umidade do solo nas proximidades do
colo da planta, sendo recomendado também aumentar o tempo entre os
eventos de irrigação por sulco (CAFÉ FILHO; DUNIWAY, 1995; CAFÉ FILHO
et al., 1995); utilizar a irrigação por gotejamento, com o emissor de água
afastado do colo da planta (CAFÉ FILHO; DUNIWAY, 1993, 1996). Além
dessas medidas, utilizar mudas sadias e usar palhada como cobertura orgânica
do solo é recomendada (RISTAINO; JOHNSTON, 1999); evitar plantios
adensados e excesso de adubação nitrogenada. Fazer rotação de culturas, de
preferência com gramíneas; evitar plantio em sucessão de solanáceas e
cucurbitáceas em uma área; e, finalmente, utilizar fungicidas registrados com
parcimônia e em rotação dando preferência àqueles produtos que combinam
princípios ativos de contato e sistêmicos, para evitar seleção de biótipos do
fungo resistentes (LOPES; ÁVILA, 2003; PERNEZNY et al., 2003; RISTAINO;
JOHNSTON, 1999).
Como a resistência genética pode ser encontrada em poucos genótipos,
pesquisas para desenvolvimento de materiais resistentes têm sido realizadas
no país com o uso de fontes de resistência diversas (NASCIMENTO et al.,
2007; REIFSCHNEIDER et al, 1992). O controle da requeima do pimentão
deve ser feito por uma combinação de medidas que em conjunto tem efeito
aditivo para redução dos níveis finais da doença (REIFSCHNEIDER et al.,
1986).
O uso de substâncias que ativam respostas de resistência induzida em
plantas hospedeiras por meio da produção de fitoalexinas tem sido
preconizados nos últimos anos. Uma destas substâncias é o Fosfito que usado
em plantas de pimentão intensificam reações de resistência a P. capsici. Sala
et al., (2004), testaram o uso de fosfito em acessos de pimentão suscetíveis e
acessos de pimentas e pimentões resistentes a P. capsici, tendo verificado que
o fosfito não modifica a reação das cultivares suscetíveis e com resistência do
16
tipo imunidade tanto em plantas jovens quanto em plantas transplantadas, as
cultivares com resistência parcial tiveram uma melhoria da manifestação da
resistência em plantas jovens aos 80 dias após a semeadura, entretanto as
mesmas não apresentaram resistência em plantas transplantadas com ou sem
o uso do fosfito.
2.4.7 Fontes de resistência a Phythopthora capsici em pimentões e
pimentas.
A resistência genética a Phythopthora capsici é considerada a melhor
forma de deter a evolução da doença no campo. A utilização de genótipos com
diferentes níveis de resistência, especialmente na fase mais crítica (resistência
juvenil), pode contribuir para reduzir os prejuízos causados pela doença.
Pesquisas para identificação e seleção de novas fontes de resistência no
gênero Capsicum a P. capsici no Brasil e em outros países tem aumentado nos
últimos anos (BARKSDALE; PAPAVIZAS; JOHNSTON, 1984; BARTUAL et al,
1994; HENZ; LIMA, 1998; KOBORI et al., 2000; MATSUOKA; CASALI;
SARAIVA, 1984; MONROY-BARBOSA; BOSLAND, 2008; OELKE, BOSLAND;
RIBEIRO, 2003; REIFSCHNAIDER et al., 1992; RIBEIRO; BOSLAND, 2012).
Resistência do tipo completa (imunidade) conferida por alelos de poucos
genes, alguns de natureza dominante sob efeito de modificadores tem sido
relatado no acesso de pimenta Criollo Morellos 334 (CM-334) (OELKE,
BOSLAND; RIBEIRO, 2003; REIFSCHNAIDER et al., 1992; RIBEIRO;
BOSLAND, 2012). Ao se analisar neste acesso à resistência raça específica
confirmou-se a relação gene a gene entre C. annuum e P. capsici para
resistência em raízes, sendo verificado que um gene R específico foi requerido
para cada raça de P. capsici em reações de resistência (BARKSDALE;
PAPAVIZAS; JOHNSTON, 1984; MONROY-BARBOSA; BOSLAND, 2008).
Interações de isolados x variedade de Capsicum podem ser verificadas em
várias pesquisas (BARKSDALE; PAPAVIZAS; JOHNSTON, 1984; MONROYBARBOSA; BOSLAND, 2008; OELKE, BOSLAND; STEINER, 2003; RIBEIRO;
BOSLAND, 2012). Em algumas mostram que a resistência a P. capsici em
raízes evolui separadamente da resistência em folhas (OELKE, BOSLAND;
STEINER, 2003).
17
A variedade de Capsicum annuum Criolo de Morelos tem se destacado
por ser a única resistente a diversas raças testadas nos estudos de
caracterização de raças fisiológicas de P. capsici, por apresentar atributos
fisiológicos que conferem a mesma uma amplitude de resistência (MONROYBARBOSA; BOSLAND, 2008; OELKE, BOSLAND; STEINER, 2003; RIBEIRO;
BOSLAND, 2012).
2.5 Métodos de avaliação de sintomas de Phythopthora spp. em plantas
hospedeiras
Ensaios de avaliação da resistência de pimentas e pimentões a P.
capsici são altamente dependente da idade da planta. Inoculações feitas em
estádio de plântulas podem quebrar a resistência e a resistência de plantas
adultas a Phytophthora somente se manifesta após 60 dias de idade
(REIFSCHNEIDER et al., 1986; ECHER, 2001 apud SALA et al., 2004).
2.5.1 Em plântulas de pimentões
Um dos primeiros relatos de avaliação de resistência a P. capsici em
mudas de Capsicum foi feito por Kimble e Grogan (1960) da Universidade da
Califórnia (EUA). Nesta metodologia plantas em estádio de 8 a 10 folhas
definitivas foram inoculadas com 25 mL de uma suspensão de esporos
contendo 5 x 103 zóosporos. Amostras de sementes de 613 acessos de
Capsicum annuum da Universidade da Califórnia foram testados, sendo a
cultivar Califórnia Wonder utilizada como testemunha suscetível, tendo as
plantas desta cultivar morrido após cinco dias da inoculação. As 13 linhas
selecionadas foram testadas quanto à resistência, concluindo que cinco linhas
tinham alta resistência.
Ansani e Matsuoka (1983) verificaram em plantas de 30 a 40 dias após a
semeadura, que a infectividade está diretamente ligada a concentração de
zóosporos e mais que 104 zóosporos por planta ou 1,6 x 104 zóosporos/ g de
solo seco são eficientes para matar 100% de mudas de pimentão. Este mesmo
método foi utilizado em trabalho posterior possibilitando a identificação de cinco
fontes de resistência a P. capsici em C. annuum do Banco de Germoplasma de
Hortaliças da UFV, com alta resistência à infecção na raiz e no colo, e menos
resistentes no caule e na folha (MATSUOKA; CASALI; SARAIVA, 1984).
18
Reifschneider et al., (1986) apud Reifschneider et al., (1992),
desenvolveram metodologia de avaliação precoce da resistência de pimentões
a P. capsici, onde plantas jovens são inoculadas aos 36 dias (Reifschneider et
al., 1992), 45 dias (Reifschneider et al., 1986 apud Reifschneider et al., 1992)
ou 48 dias após a repicagem, na altura do colo sendo pipetados 3 ou 5 ml de
uma suspensão de zoóporos (concentração de 5 x 10 4 zóosporos/ml) a uma
distância de 1 cm sem molhar o caule.
Este método foi usado por
Reifschneider et al., 1992, sendo observado o número de plantas mortas em
um ensaio em que se analisou a herança da resistência de cruzamentos (F 1,
RC1 e RC2) com a cultivar resistente Criollos de Morellos (CNPH 148). Este
método é eficiente, pois uma semana após a inoculação, 100% das plantas
inoculadas apresentavam sintomas e três semanas após a inoculação todas
estavam mortas. O método de inoculação também foi eficiente na avaliação e
identificação de fontes de resistência de plântulas de cucurbitáceas a P. capsici
(HEINZ; LIMA, 1998).
Avaliações em estádio de mudas vêm sendo utilizadas por outros
autores com comprovada eficiência (BOSLAND;LINDSEY, 1991; KABORI et
al., 2000; KIM; HWANG; PARK, 1989; KOÇ et al., 2011; OELKE; BOSLAND;
STEINER, 2003; REIFSCHNEIDER, 1991; RIBEIRO; BOSLAND, 2012).
Ribeiro e Bosland (2012) verificaram que metodologias de inoculação de
P. capsici em mudas de Capsicum de 10.000 zóosporos/ célula e 150000
zóosporos/ célula em cada bandeja, apresentaram resultados consistentes e
similares para distinguir genótipos resistentes dos suscetíveis, causando 100%
de sintomas de lesão nas raízes.
2.5.2 Inoculação por ferimento em caule
Alguns trabalhos de avaliação da resistência são realizados por meio de
ferimento de caule (KIM; HWANG; PARK, 1989; BARTUAL et al., 1994).
Pequenas incisões são realizadas no caule sobre as quais são adicionados
pedaços de algodão embebidos com suspensões na concentração de 104
zóosporos/mL, em plantas em diferentes estádios de desenvolvimento (KIM;
HWANG; PARK, 1989), ou mesmo discos de ágar contendo micélio de P.
capsici podem ser adicionados na incisão (BARTUAL et al., 1994). Sintomas de
19
danos de Phytophthora inoculada no caule de Capsicum apresentaram reações
similares às inoculadas no solo (KIM; HWANG; PARK, 1989).
2.5.3 Inoculação por pulverizações em folhas
Suspensões com diferentes concentrações de zóosporos podem ser
pulverizadas nas folhas superiores das plantas de pimentão com diferentes
níveis de maturação (KIM; HWANG; PARK, 1989; BARKSDALE; PAPAVIZAS;
JOHNSTON, 1984). KIM; HWANG; PARK (1989) observaram que em
concentrações de 104 e 105 zóosporos/ mL todas as plantas juvenis no 6º
estágio foliar morreram de cinco a dez dias após a inoculação. Pulverizações
com 2000 esporângios/mL em plantas de 15 a 20 cm com seis semanas de
idade podem ser realizadas (BARKSDALE; PAPAVIZAS; JOHNSTON, 1984).
Os resultados demonstraram que este método é inadequado quando se
considera que a resistência em raiz pode não ser relacionado a resistência em
folhas (KIM; HWANG; PARK,1989), pois nem sempre a linha que sobreviveu
em seleções feitas com pulverizações foliares sobreviveu quando seu plantio
era realizado sob condições de solos infestados no campo (BARKSDALE;
PAPAVIZAS; JOHNSTON, 1984).
2.5.4 Avaliações em solos infestados no campo e em casa de vegetação
Algumas pesquisas avaliam a reação de acessos de plantas sob solos
infestados em sua ocorrência natural no campo (BARKSDALE; PAPAVIZAS;
JOHNSTON, 1984; CORRÊA, 2007; FIORINI et al., 2010).
Corrêa (2007) analisou metodologias de avaliação e seleção de
genótipos de tomate resistência a P. infestans (de Bary), instalado em campo
com histórico de infestação natural 66 genótipos de tomateiro, no período de
ocorrência, que foram avaliados por escalas diagramáticas de danos foliares e
o grau de confiabilidade das mesmas. Fiorini et al. (2010), cuja pesquisa visava
identificar linhagens de tomate tolerantes à requeima realizou plantios e
inoculações sob condições de campo, com irrigações pesadas para facilitar a
disseminação do patógeno. Neste experimento foi feito uso de escalas de
notas para avaliação da evolução dos sintomas.
20
Barksdale, Papavizas, Johnston (1984) observaram que algumas linhas
de Capsicum annuum selecionadas previamente em casa de vegetação como
resistentes a P. capsici por meio de pulverizações foliares de suspensão de
zóosporos, não se manifestaram como resistentes no campo, podendo até
manifestar sintomas da doença mais intensos que a cultivar considerada
padrão de resistência. Sabe-se que P. capsici causa múltiplas síndromes de
doença com danos nas raízes, frutos, caule e folhas (SY et al., 2005) e que a
resistência a P. capsici em raízes evolui separadamente da resistência em
folhas (OELKE, BOSLAND; STEINER, 2003). Portanto fontes de resistência ao
dano de P. capsici por sintomas em raízes não são necessariamente fontes de
resistência da síndrome foliar.
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Localização da área e material vegetal
Os experimentos foram conduzidos em viveiro no sistema misto de
cobertura e a pleno sol (Figura 1) e no Laboratório de Phytophthora (Phytolab)
da Seção de Fitopatologia do Centro de Pesquisas do Cacau (CEPEC) –
CEPLAC, em Ilhéus – Bahia. Foram utilizadas genótipos de Capsicum:
Capsicum annuum cv. Ikeda, C. annuum cv. Yolo Wonder, C. frutescens
(pimenta malagueta) e C. chinense (pimenta de bode amarela) (Tabela 1).
21
Figura 1. Mudas de pimenta e pimentão em bancadas em sistema misto
de cobertura e a pleno sol, (2012).
Tabela 1. Identificação das espécies de pimenta e pimentão para avaliação
da resistência a Phytophthora capsici.
IMAGEM
DESCRIÇÃO DOS MATERIAIS








Espécie: Capsicum annuum
Variedade: Cascadura Ikeda
Época de plantio: Ano todo
Ciclo: 110 a 120 dias
Formato: Cônico
Coloração:Verde forte
Germinação: 90%
Pureza: 99,90%








Espécie: Capsicum annuum
Variedade: Yolo Wonder
Época de plantio: Agosto a janeiro
Ciclo: 100 dias
Formato: Quadrado com 4 lombadas
Coloração: Verde a vermelho
Germinação: 84%
Pureza: 100%
22
BGH 176 (acesso do Banco de
Germoplasma de Hortaliça da
Universidade Federal de Viçosa)








Espécie: Capsicum chinense
Variedade: Pimenta de bode amarela
Época de plantio: verão
Ciclo: 90 dias
Formato: esférico
Coloração: amarela
Germinação: 80%
Pureza: 99,3 %








Espécie: Capsicum frutescens
Variedade: Pimenta malagueta
Época de plantio: Agosto a dezembro
Ciclo: 120 dias
Formato: Cônico alongado
Coloração: Verde a vermelha
Germinação: 90 %
Pureza: 99,5%








Espécie: Capsicum sp.
Variedade: pimenta Hontaka
Época de plantio: Ciclo: Formato: Coloração:Germinação: Pureza: -
3.2 Avaliação do potencial infectivo e seleção de isolados de P. capsici
para utilização nos experimentos
Foram usados da Coleção de Phytophthora Arnaldo Gomes Medeiros
seis isolados de Phytophthora capsici de pimentão: 318, 320, 580, 578, 575 e
581 (Tabela 2). Esses isolados foram mantidos sob óleo mineral, repicados
cada um para três placas de Petri contendo meio seletivo para Phytophthora
(PARPH): Corn meal agar (17 g); Pimaricina (10 mg); Ampicilina (250 mg);
Rifampicina (10 mg); Hymexazol (50mg); PCNB pa (100 mg); Água destilada
(1.000 mL), (KANNWISCHER; MITCHELL, 1978). Após 5 dias, foram retirados
discos de 5 mm de diâmetro da cultura e inoculados em frutos de pimentão
para revitalização do isolado. Utilizou-se 4 pimentões, cultivar Cascadura Ikeda
para cada isolado. As inoculações foram feitas colocando-se discos de cultura
nas duas extremidades dos frutos de pimentão. Após o desenvolvimento das
lesões, o patógeno foi re-isolado para placas contendo PARPH e depois
23
transferido para placas de Petri de 9,20 cm 2 contendo meio de cultura cenouraágar (CA), na seguinte proporção: Cenoura triturada (20gr.), Agar (17gr.), água
destilada (1000mL), sendo a cenoura triturada, fervida durante 5 minutos, o
caldo foi filtrado em gaze e misturado ao ágar previamente fundido em 500 ml
de água. O volume foi completado para 1000 mL com água destilada e
esterilizado em autoclave. As placas contendo o isolado do patógeno foram
incubadas em câmara de crescimento (BOD) com temperatura de 25 ºC e luz
constante durante doze dias, sendo medido diariamente o comprimento, a
largura e calculado o diâmetro das colônias com uma régua (Figura 2).
Tabela 2. Isolados de Phytophthora capsici avaliados quanto ao potencial
infectivo
Nº
Nº de registro
Local de origem
Hospedeiro
Ano de isolamento
1
318
Viçosa- MG
Pimentão
1978
2
320
Viçosa- MG
Pimentão
1997
3
580
Viçosa- MG
Pimentão
2002
4
578
Brasília- DF
Pimentão
2002
5
575
Itapetininga- SP
Pimentão
1995
6
581
Brasília- DF
Pimentão
2002
24
A
B
C
D
E
F
Figura 2. (A e B) Inoculação com disco de micélio em frutos de pimentão, (C
e D) Câmara úmida, (E e F) crescimento dos isolados.
3.2.1 Delineamento experimental
O experimento foi realizado no esquema inteiramente casualizado, com
três repetições e seis isolados, para as avaliações dos diâmetros das colônias
em placas e com quatro repetições e seis isolados para as avaliações das
áreas de lesão nos frutos de pimentão.
3.3 Definição da concentração de inóculo de P. capsici
3.3.1 Experimento 1
3.3.1.1 Preparo do substrato, semeadura e manutenção das plantas.
Sementes comerciais de pimenta e pimentão dos genótipo: Malagueta,
Pimenta de bode amarela, Yolo Wonder, Cascadura Ikeda, foram semeadas
em bandejas com 54 tubetes cada um, com capacidade para 300 cm 3,
contendo como substrato Gioplanta (50 %) + solo autoclavado (50 %),
comumente usado no preparo de mudas de hortaliças (Figura 3). Foram
plantadas três sementes de Capsicum/tubete a 1 cm de profundidade, as quais
25
foram irrigadas com nitrato de potássio a 0,2% (2g/ 10 litros de água) com o
objetivo de auxiliar na emergência. Após a germinação procedeu-se o desbaste
deixando apenas uma plântula/tubete. Foi feita análise química do solo obtendo
como resultado pH= 5,6, em cmolc/dm3 , Al=0,0; H+Al=5,4; Ca=14,2; Mg=4,3;
K=0,56 e em mg/dm3, Fe=70; Zn=140; Cu=28 e Mn=134. As plântulas foram
mantidas em bancadas com sistema misto de cobertura e a pleno sol (Figura
4). O sistema de irrigação por aspersão era ligado conforme as condições
climáticas: nos dias de pleno sol, o sistema era ligado três vezes ao dia, com
irrigação de 5 minutos e, nos dias chuvosos, era desligado. As plântulas foram
fertirrigadas quinzenalmente com um regador, utilizando o biofertilizante
Bioamino® (20 litros de água para 50 mL de Bioamino®). As inoculações foram
realizadas quando as plântulas estavam com 65 dias após a emergência.
Figura 3. Plântulas de pimenta aos 15 dias após a semeadura em bandejas com
capacidade para 54 tubetes.
26
3.3.1.2 Preparo do inóculo de Phytophthora e Inoculação
O isolado 575 de P. capsici foi repicado para placas de Petri de 9 cm de
diâmetro com meio V-8 (100 ml de suco de tomate V-8; 2,0 g de carbonato de
cálcio; 17 g de ágar; 900 mL de água destilada) (HINE e ARAGAKI, 1963).
Foram incubadas em câmara de crescimento (BOD) com temperatura de 25 0C
e luz constante durante doze dias.
Ao final deste período, 8 mL de água
destilada, esterilizada e gelada foram adicionados a cada placa, e estas
colocadas em geladeira por 20 minutos. Logo após, ficaram à temperatura
ambiente durante 25 minutos para liberação dos zóosporos (LUZ et al., 2008).
As suspensões obtidas em cada placa foram vertidas cuidadosamente em um
béquer e a suspensão composta foi colocada na geladeira para evitar a
germinação
dos
zóosporos,
enquanto
se
aferia
em
hemacitômetro.
Posteriormente, a suspensão original foi desdobrada e ajustada para 5x10 3,
104, 5x104, 105 e 5x105 zóosporos/mL, procedendo-se imediatamente a
inoculação das plântulas, conforme o tratamento que iriam receber. Foi
depositado com pipeta automática 1 mL da suspensão de P. capsici
diretamente no substrato ao redor do coleto de cada plântula, sem tocá-la
(Santos et. al, 2009).
Figura 4. Plantas de pimenta e pimentão aos 65 dias após emergência, quando
foram inoculadas com Phytophthora capsici (CEPEC, janeiro de 2012).
27
3.3.1.3 Delineamento experimental, avaliação e análise estatística.
O experimento foi instalado em delineamento experimental em blocos
casualizados, com quatro genótipos de Capsicum (Malagueta, Pimenta de
bode amarela, Yolo Wonder, Cascadura Ikeda) e cinco concentrações de
inóculo ( 5x103, 104, 5x104, 105 e 5x105 zóosporos/mL) e uma testemunha (
inoculo 0), em esquema fatorial 4 (genótipos) x 6 (concentração de inóculo),
com quatro repetições e 12 plantas por parcela.
As plantas testemunhas
(inoculo 0) receberam 1 mL de água ao redor do coleto das plântulas em vez
da suspensão de zóosporos. As plântulas inoculadas foram avaliadas
diariamente por 45 dias após a inoculação para observação dos sintomas em
plântulas de amarelecimento, murcha ou morte. Aos 45 dias após a inoculação
foram mensurados o diâmetro do caule e a altura das plantas de todos os
genótipos. Posteriormente, as plantas foram retiradas dos tubetes, lavadas em
água corrente para retirada do substrato, secas em papel toalha e seccionadas
para separar a parte aérea da raiz para aferição do peso fresco. Após isto,
foram colocadas por 48h em estufa de circulação forçada de ar e a seguir
aferido o massa seca.
Os dados foram submetidos a análise de variância, sendo as médias
separadas pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade. Os dados foram
analisados pelo programa computacional SAS (2003).
3.3.2 Experimento 2
No segundo experimento para a avaliação da melhor concentração de
inóculo a ser usada em testes para avaliar a resistência de genótipos foi
utilizado mais um genótipo o BGH 176 selecionado como padrão de resistência
a P. capsici (MATSUOKA; CASALI; SARAIVA, 1984) e que foi disponibilizado
pelo curador do Banco de Germoplasma de Hortaliças da UFV, Dr. Derly José
Henriques Silva para a presente pesquisa. Os procedimentos de semeadura,
manejos das plantas e inoculação foram semelhantes ao primeiro experimento,
porém as inoculações foram realizadas quando as plântulas estavam com 30
dias após a emergência.
28
Figura 5. Plantas de pimenta inoculadas com Phytophthora capsici aos 15 dias
após a emergência.
Este experimento também foi instalado em blocos casualizados, com
cinco genótipos de Capsicum (Malagueta, Pimenta de bode amarela, Yolo
Wonder, Cascadura Ikeda e um padrão de resistência BGH 176), cinco
concentrações de inóculo (5x103, 104, 5x104, 105 e 5x105 zóosporos/mL) e uma
testemunha (0 de inóculo), em esquema fatorial 5 (genótipos) x 6
(concentração de inóculo), com quatro repetições e 10 plantas por parcela. As
plântulas inoculadas foram avaliadas diariamente por 30 dias após a
inoculação
para
observação
do
aparecimento
de
sintomas,
como
amarelecimento, murcha e morte. Os procedimentos de coleta de dados e
análise foram semelhantes nos dois experimentos.
3.4 Avaliação de diferentes idades de Capsicum para inoculação com
Phytophthora capsici.
3.4.1 Preparo do substrato, semeadura e manutenção das plantas.
29
O preparo do substrato foi semelhante ao experimento de concentração
de inóculo em que foram utilizados tubetes com capacidade para 300 cm3 da
mistura do substrato Gioplanta (50 %) com solo autoclavado (50 %), sendo o
experimento instalado em bancadas com sistema misto de cobertura e a pleno
sol, regime de irrigação, adubação e inoculação realizadas como nos
experimentos anteriores.
3.4.2 Preparo do inóculo de Phytophthora e Inoculação
A suspensão de zóosporos do isolado 575 usado também neste
experimento foi preparada conforme o item 3.3.1.2, sendo a suspensão original
ajustada para 105 zóosporos/ml, procedendo-se imediatamente a inoculação
das plântulas do mesmo modo que descrito para o experimento anterior. A
inoculação foi feita em plântulas aos 15, 20, 25 e 30 dias após a emergência.
3.4.3 Delineamento experimental, avaliação e análise estatística.
O experimento foi instalado em blocos casualizados, com dois acessos
de Capsicum (Malagueta e Cascadura Ikeda), uma concentração de inóculo
(105 zóosporos/mL) e plântulas de quatro idades, em arranjo bifatorial 2x4 ( 2
acessos e 4 idades), com 4 repetições contendo 10 plantas cada uma e as
testemunhas. As testemunhas receberam 1 mL de água ao redor do coleto das
plântulas em vez da suspensão de zóosporos. A avaliação dos sintomas e
variáveis analizadas foram as mesmas descritas anteriormente (item 3.3.1.3).
Os dados foram submetidos a análise de variância, sendo as médias
separadas pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade. Os dados foram
analisados pelo programa computacional SAS (2003).
30
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 Seleção do isolado
Observaram-se
diferenças
altamente
significativas
quanto
ao
comportamento dos isolados tanto em meio de cultura quanto quando
inoculados em frutos de pimentão (Anexo 1). Os diâmetros médios das
colônias dos isolados crescidos em CA por 12 dias a 25 oC sob luz constante
variaram de 5,54 a 9,28 cm. De um modo geral as colônias dos isolados 575,
581, 580, 578 e 320, tiveram respostas similares e não diferiram
estatisticamente entre si, pois apresentaram um maior crescimento micelial. Em
relação ao isolado 318 que apresentou o menor crescimento micelial diferindo
estatisticamente dos demais (Tabela 3).
Na avaliação do diâmetro das lesões de P. capsici em fruto (Tabela 3)
observou-se que o isolado 575 apresentou médias de comprimento, largura e
diâmetro de lesão, superiores aos demais, diferindo estatisticamente dos
mesmos. Similar ao que foi observado em meio CA o isolado 318 foi o que
apresentou menor lesão em frutos diferindo estatisticamente dos demais
isolados.
Estudos realizados por Erwin e Ribeiro (1996), ressaltaram que vários
fatores podem afetar a morfologia esporangial desde o conteúdo do meio de
cultura, aeração, luminosidade, além de características genéticas. Quase todos
os isolados aqui estudados, exceto o isolado 318 vindo de Viçosa, isolado no
ano de 1978, apresentaram um crescimento micelial abundante o que
demonstra que o meio CA foi adequado a multiplicação dos mesmos. Trabalho
realizado por Urben (1980), demonstrou que as colônia de patógenos que se
desenvolveram em meios de batata –dextrose- ágar (BDA), “Corn meal” ágar
(CMA) e suco V-8 ágar (V-8), variaram quanto a sua morfologia e velocidade
de crescimento. Verificaram também, que a idade das colônias, era um fator
importante na formação dos esporângios.
Por provocar em frutos de pimentão as maiores lesões em comparação
aos demais, o isolado 575 foi escolhido para a realização dos demais
experimentos.
31
Tabela 3. Médias de comprimento, largura e diâmetro das colônias crescidas
em cenoura – ágar e das lesões em frutos de pimentão (Capsicum annuum)
causados por seis isolados de Phytophthora capsici.
ISOLADOS
CRESCIMENTO DAS COLÔNIAS
LESÕES EM FRUTOS
COMP(cm)
LARG(cm)
DIÂM(cm)
COMP(mm)
575
9,25 A
9,31 A
9,28 A
0,72 A
0,72 A
0,51 A
581
8,92 A
9,08 A
9,00 A
0,48 B
0,48 B
0,23 B
580
8,90 A
8,87 A
8,88 A
0,40 B
0,43 BC
0,17 C
578
8,84 A
8,81 A
8,82 A
0,30 B
0,34 C
0,10 CD
320
8,47 A
8,64 A
8,55 A
0,27 C
0,24 D
0,07 DE
318
5,53 B
5,55 B
5,54 B
0,12 D
0,12 E
0,01 E
CV (%)
8,9
LARG (mm)
DIÂM (mm)
10,36
*Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna não diferem significativamente entre si pelo
teste de Tukey a 5% de probabilidade.
4.2 Escolha da concentração de inóculo
Todos os caracteres avaliados apresentaram diferenças altamente
significativas, para as diferentes concentrações de zóosporos e genótipos, pelo
teste de Tukey (p<0,05). Observou-se também que não houve interação
concentração de inóculo por genótipos para a maioria das variáveis, exceto,
para comprimento do sistema radicular.
A não existência de interação
concentração de zóosporos por genótipos indica que os efeitos de genótipos e
concentração são independentes (Anexos II, III, IV e V).
Na Tabela 4, podem ser observadas as médias da análise desdobrada
para as variáveis diâmetros do caule, altura das plantas e comprimento de raiz.
Para a variável diâmetro do caule sem discriminação de genótipo (MGCI),
observou- se que as concentrações 5x103, 105 e 5 x 105 zóosporos/ml foram as
que causaram maiores
danos aos genótipos em análise, diferindo
estatisticamente somente da testemunha não inoculada. Quando se considera
a média de diâmetro de caule para cada um dos genótipos de Capsicum,
houve variação no diâmetro apenas para as cultivares Ikeda (CI) e pimenta de
32
bode amarela (BA), com o aumento da concentração de inóculo de P. capsici
as concentrações mais altas como 105 (para BA) e 5x105 zóosporos/ml (para
CI), foram as que causaram significativa redução nas médias desta variável
(Tabela 4). Em relação à comparação entre os diferentes genótipos para as
diferentes concentrações, observou-se que Yolo Wonder e Ikeda obtiveram
menores perdas de massa, 12,08% e 4,08%, respetivamente, quando
comparado as de pimenta malagueta e pimenta de bode amarela, 13,63% e
20,83%, respectivamente, apesar de Yolo Wonder e Ikeda serem considerados
padrões de suscetibilidade a P. capsici.
Para a variável altura das plantas, observou-se que a concentração de 5
x 105 zóosporos/ ml de P. capsici causou a maior redução de altura das plantas
com relação a testemunha, que foi de 28,82%.
Para a maioria das
concentrações de inóculo utilizadas observou-se que as médias dos genótipos
Yolo Wonder e Ikeda foram superiores as médias dos genótipos pimentas
malagueta
e
pimenta
de
bode
amarela,
as
duas
últimas
similares
estatisticamente entre si, mas diferindo das duas primeiras. A ordem
decrescente de classificação dos genótipos quanto à severidade de danos
causado na altura das plantas foi: Pimenta de bode amarela, pimenta
malagueta, Yolo Wonder e Ikeda, com 31,25%, 20%, 12,6% e 10,2%. As
diferenças verificadas entre genótipos se deve ao fato dos genótipos de
Capsicum annuum (Yolo Wonder e Ikeda), serem plantas anuais com
desenvolvimento morfofisiológicos mais rápido, sendo genótipos mais precoces
que Capsicum chinense e Capsicum frutescens, este último genótipo de ciclo
perene, com desenvolvimento mais lento, estando com os tecidos menos
lignificados, favorecendo desta forma a infecção pelo patógeno. Fato também
verificado por Santos (2009), quando testou diferentes concentrações e
métodos de inoculação de P. palmivora em mamão.
Para a variável comprimento do sistema radicular o sintoma observado
foi um decréscimo progressivo do comprimento do sistema radicular conforme
se aumentava a concentração de inóculo de P. capsici para todos os genótipos
analisados, nota-se que a maior concentração de inóculo de P. capsici (5 x 105
zóosporos) causou maior perda no comprimento do sistema radicular (15,19%)
não diferindo estatisticamente da concentração 10 5 zóosporos. Houve
diferença entre genótipos apenas para a concentração 5x103 zóosporos/ml,
33
individualmente todos os genótipos avaliados apresentaram uma visível
diminuição do comprimento do sistema radicular, conforme se aumentava a
concentração de inoculo, não havendo diferença estatística para a maior parte
dos genótipos entre as concentração 5 x 10 5 e 105 zóosporos. A redução do
comprimento do sistema radicular proporcionada pela infecção de P. capsici na
concentração de inoculo 5 x 105 zóosporos, quando comparada ao tratamento
testemunha de Yolo Wonder, Ikeda, pimenta malagueta e pimenta de bode foi
de 21,31%, 19,04%, 18,75% e 23, 66%, respectivamente.
Tabela 4. Médias de diâmetro do caule (mm), altura das plantas (cm) e
comprimento do sistema radicular (cm) obtidos para plantas de Capsicum annuum
cultivar Yolo Wonder (YW) e cultivar Cascadura Ikeda (CI), Pimenta Malagueta
(Capsicum frutescens)(PM) e Pimenta de Bode Amarela (Capsicum chinense) (PA),
obtidas com 45 dias após a inoculação com diferentes concentrações de zóosporos
de Phytophthora capsici. (Experimento implantado em janeiro de 2012).
CONC. DE
VARIÁVEL
INÓCULO
GENÓTIPOS
MGCI
YW
CI
PM
BA
(zóosporos/ml)
Diâmetro do
caule
(mm)
0 (Test)
0,49 A
0,58 a A
0,49 ab A
0,44 b A
0,48 ab A
1 (5X103)
0,43 B
0,46 a A
0,48 a AB
0,37 a A
0,40 a A
2 (104)
0,42 AB
0,53 a A
0,47 a AB
0,37 b A
0,39 b AB
3 ( 5X104)
0,44 AB
0,51 a A
0,47 b AB
0,39 c A
0,38 c AB
4 ( 105)
0,41 B
0,49 a A
0,46 a AB
0,40 a A
0,29 a B
5 ( 5X105)
0,40 B
0,51 a A
0,44 b B
0,35 c A
0,33 c AB
0,51 a
0,47 b
0,38 c
0,38 c
10,10
3,38
9,65
15,42
MGG
CV(%)
Altura das
plantas
(cm)
MGG
11,17
0 (Test)
37,44 A
45,24 a A
47,45 a A
26,43 b A
30,62 ab A
1 (5X103)
27,49 B
34,96 a A
35,89 a A
19,02 b AB
20,12 b AB
2 (104)
30,17 B
42,61 a A
35,79 a A
19,98 b AB
22,29 b AB
3 ( 5X104)
28,62 B
39,04 a A
35,77 a A
18,47 b AB
21,21 b AB
4 ( 105)
27,08 B
33,58 a A
34,90 a A
25,89 a A
13,95 a B
5 ( 5X105)
26,65 B
39,07 a A
34,03 a A
16,69 b B
16,82 b B
30,08 a
37,30 a
21,08 b
20,83 b
34
CV(%)
15,66
14,27
14,65
18,17
0 (Test)
28,63 A
28,29 a A
27,36 a A
28,63 a A
30,25 a A
1 (5X103)
27,16 AB
26,02 a AB
26,29 a A
27,77 b A
28,54 b B
2 (104)
26,33 BC
25,87 a AB
25,31 a AB
27,19 a AB
26,94 a BC
3 ( 5X104)
25,28 BC
24,81 a BC
24,47 a AB
25,68 a BC
26,16 a CD
4 ( 105)
24,28 CD
23,58 a BC
23,91 a AB
25,02 a C
24, 61 a DE
5 ( 5X105)
22,74 D
22,46 a C
22,15 a B
23,26 a D
23,09 a E
MGG
25,17 ab
25,00 b
26,25 ab
26,60 a
CV(%)
4,13
5,38
2,25
2,20
Comprimento
do sistema
radicular
(cm)
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna e minúsculas na linha não diferem significativamente entre si
pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade.MGG=Média Geral dos Genótipos. MGCI=Média Geral das Concentrações
de inoculo
Test= testemunha ou plantas não inoculadas.
Para a variável massa fresca de parte aérea independente do genótipo
utilizado (Tabela 5), observou-se que a testemunha só não diferiu
estatisticamente da concentração de inóculo mais baixa (5 x 103 zóosporos/ml),
sendo novamente a concentração 5x105 (44,88%) aquela que causou maior
perda na massa fresca da parte aérea, não diferindo estatisticamente das
concentrações 105 e 5 x 104 zóosporos/ml. Houve diferenças significativas no
comportamento das plantas inoculadas com diferentes concentrações de
inóculo para todos os genótipos avaliados, à exceção da pimenta malagueta. A
maior perda de massa foi ocasionada pela concentração 5 x 105 zóosporos/ml
de P. capsici e com relação a testemunha foram verificadas nas espécies
pimenta malagueta e pimenta de bode amarela (50%).
Para massa fresca do sistema radicular houve diferença estatística
significativa entre as concentrações de inoculo 5 x 10 3, 105 e
5 x 105
zoósporos com relação a testemunha (Tabela 5), sendo que a maior perda de
massa fresca de raiz foi proporcionada pela concentração 10 5 zóosporos
(36%). Não houve diferença estatística significativa entre concentrações de
inóculo dentro de cada genótipo, com exceção ao genótipo de pimenta
malagueta, onde se verificou redução significativa entre a testemunha e a
concentração de 105 zoóporos. Para todos os genótipos analisados a
concentração de 105 zoóporos foi a que causou maior perda de massa fresca
de raiz com relação à concentração testemunha.
35
Com relação a variável massa seca de parte aérea (Tabela 5) houve
diferença entre as plantas testemunhas (concentração 0) e todas as demais
com exceção da concentração de 104 zóosporos/ml, sendo que na
concentração 5x 105 zóosporos/ml ocorreu a maior perda de massa com
relação a testemunha (57%), não diferindo estatisticamente das concentrações
105 e 5 x 104 zóosporos. Os genótipos que apresentaram maiores perdas em
relação as plantas testemunhas, e onde se obteve o menor valor de massa
seca de parte aérea foram pimenta de bode amarela e pimenta malagueta, com
65,3 e 66% de perda, respectivamente.
Tabela 5. Médias de massa fresca da parte aérea (g), massa seca da raiz (g)
e massa seca da parte aérea (g) obtidos para plantas de Capsicum annuum
cultivar Yolo Wonder (YW) e cultivar Cascadura Ikeda (CI), Pimenta
Malagueta (Capsicum frutescens)(PM) e Pimenta de Bode Amarela
(Capsicum chinense) (PA), obtidas com 45 dias após a inoculação com
diferentes concentrações de zóosporos de Phytophthora capsici.
(Experimento implantado em janeiro de 2012).
GENÓTIPOS
VARIÁVEL INÓCULO
0 (Test)
MGG
YW
CI
PM
BA
5,08 A
8,63 a A
5,60 ab A
3,01 b A
3,10 b A
4,24 AB
7,57 a AB
4,74 a AB
2,21 a A
2,45 a AB
3,93 BC
7,02 a AB
4,78 a AB
1,77 b A
2,15 b AB
3 ( 5X10 ) 3,06 CD
5,17 a AB
3,68 a B
1,49 b A
1,89 b AB
6,42 a AB
3,98 ab AB
1,87 bc A
1,06 c B
4,60 a B
3,57 a B
1,50 b A
1,55 b AB
MÉDIA
6,57 a
4,40 b
1,97 c
2,03 c
CV(%)
21,62
13,18
29,90
28,54
6,40 A
7,73 a A
4,60 b A
6,66 ab A
6,61 ba A
4,77 BC
5,97 a A
3,74 ba A
4,35 b AB
5,01 b A
5,98 BA
6,79 a A
4,65 a A
5,54 a AB
6,57 a A
6,68 a A
3,74 b A
4,63 ab AB
6,05 a A
5,97 a A
3,67 a A
4,22 a B
2,54 a A
5,39 a A
3,93 a A
4,70 a AB
4,57 a A
6,42 a
4,05 c
5,01 bc
5,22 b
3
1 (5X10 )
Massa
fresca da
parte
aérea
4
2 (10 )
4
5
4 ( 10 )
3,33 CD
5
5 ( 5X10 ) 2,80 D
0 (Test)
3
1 (5X10 )
4
Massa
fresca do
sistema
radicular
2 (10 )
4
3 ( 5X10 ) 5,27 ABC
5
4 ( 10 )
4,10 C
5
5 ( 5X10 ) 4,65 BC
MÉDIA
36
CV(%)
18,18
10,75
16,56
28,64
1,35 A
1,94 a A
1,40 b A
1,07 bc A
0,98 c A
0,98 BC
1,52 a AB
1,13 ab AB
0,55 b AB
0,71 b AB
1,05 AB
1,46 a AB
1,16 a AB
0,74 a AB
0,85 a A
1,15 a B
0,84 ab BC
0,43 c B
0,52 bc AB
1,23 a AB
0,78 ab BC
0,51 ab AB
0,34 b B
0,84 a B
0,55 a C
0,36 a B
0,59 a AB
MÉDIA
1,35 a
0,97 b
0,61 c
0,66 c
CV(%)
20,04
18,30
33,25
26,03
0 (Test)
3
1 (5X10 )
Massa
seca da
parte
aérea
4
2 (10 )
4
3 ( 5X10 ) 0,73 CD
5
4 ( 10 )
0,71 D
5
5 ( 5X10 ) 0,58 D
*Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna não diferem significativamente entre si
pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade. MGG= Média Geral dos Genótipos. MGCI= Média
Geral das Concentrações de inóculo
Para a variável massa seca de raiz (Tabela 6), os resultados foram
similares aos de massa seca de parte aérea para a média geral dos genótipos,
em que houve diferença estatística entre a testemunha (0) e as concentrações
5 x 103, 5x104 ,105 e 5 x 105 zóosporos/ml que não foram estatisticamente
diferente entre si, porém a concentração 5x 105 zóosporos/ml proporcionou a
maior perda de massa seca de sistema radicular com relação a testemunha.
Para a maior parte dos genótipos houve diferença entre as concentrações de
P. capsici utilizadas, especialmente entre o tratamento testemunha e as
concentrações 5 x104, 105 e 5 x 105 zóosporos/ml. Não houve diferença
estatística entre as plantas de pimenta de bode amarela inoculadas com as
diferentes concentrações de inóculo, sendo que para este genótipo a
concentração de inóculo que causou maior perda de massa do sistema
radicular (57,65%) com relação à testemunha foi 105 zóosporos/ml. Maiores
porcentagens de perda de massa foram evidenciadas nas espécies Yolo
Wonder 37,24% e pimenta malagueta 36,79%. As concentrações de inóculo de
P. capsici que causaram danos mais severos proporcionaram perdas de massa
seca de raiz com relação à testemunha nos genótipos Yolo Wonder, Ikeda,
pimenta malagueta e pimenta de bode em 70,34%, 52,08%, 50, 94% e 57,
65%, respectivamente.
Massa seca da raiz e massa seca de parte aérea foram às variáveis que
apresentaram danos mais intensos nos diferentes genótipos e proporcionaram
37
maiores perdas com relação ao tratamento testemunha, devendo assim ser
utilizadas para avaliar a resistência de genótipos de Capsicum a P. capsici.
Tabela 6. Médias de massa seca da raiz (g) obtido para plantas de
Capsicum annuum cultivar Yolo Wonder (YW) e cultivar Cascadura Ikeda
(CI), Pimenta Malagueta (Capsicum frutescens)(PM) e Pimenta de Bode
Amarela (Capsicum chinense) (PA), obtidas com 45 dias após a inoculação
com diferentes concentrações de zóosporos de Phytophthora capsici.
(Experimento implantado em janeiro de 2012).
GENÓTIPOS
VARIÁVEL INÓCULO
0 (Test)
MGG
YW
CI
PM
BA
1,14 A
1,45 a A
0,96 b A
1,06 ab A
1,11 ab A
0,74 BC
0,88 a BC
0,77 a AB
0,53 a B
0,77 a A
0,92 AB
1,00 a AB
0,81 a AB
0,85 a AB
1,04 a A
0,80 a BC
0,58 ab B
0,50 b B
0,76 ab A
0,61 C
0,91 a B
0,48 a B
0,58 a B
0,47 a A
5 ( 5X10 ) 0,52 C
0,43 a C
0,46 a B
0,52 a B
0,70 a A
MÉDIA
0,91ª
0,67 b
0,67 b
0,80 ab
CV(%)
17,95
18,51
24,44
32,87
3
1 (5X10 )
Massa
seca da
raiz
4
2 (10 )
4
3 ( 5X10 ) 0,66 C
(g)
5
4 ( 10 )
5
*Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna não diferem significativamente
entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade.
MGG= Média Geral dos Genótipos
MGCI= Média Geral das Concentrações de inóculo
Na presente pesquisa verificou-se que todos os genótipos foram
suscetíveis a P. capsici apresentando perdas com relação a testemunha,
entretanto em nenhuma das diferentes concentrações de inóculo usadas no
experimento houve a morte em plantas, mesmo após 30 dias da inoculação.
Sabe-se que P. capsici causa podridões de raiz e frutos em tomateiro, plantas
de pimentão e pimentas, além de outras solanáceas como berinjela e jiló (PAZLIMA,
2006).
Pesquisas
realizadas
por
Reifschneider
et
al.
(1986),
demonstraram 100% de mortalidade em variedades de Capsicum spp.
suscetíveis a P. capsici utilizando concentrações iguais ou superiores a 104
zóosporos/mL. Alguns autores afirmam que a concentração mínima de
zóosporos/planta que causa danos em plantas é de 104 zoósporos/mL
38
(ANSANI; MATSUOKA, 1983), entretanto também se observa que há muita
variação na literatura científica quanto ao volume adicionado de suspensão de
zóosporos, pois há os que aplicam 1mL (BOSLAND; LINDSAY, 1991; KOÇ et
al., 2011), 3 mL (REIFSCHNEIDER, 1991; KABORI et al., 2000), 15 ML
(REIFSCHNEIDER, 1991), 20mL (KIM; HWANG; PARK, 1989) de suspensão
104 de zóosporos, e há até os que defendam que para evitar escapes são
necessárias 40mL de suspensão de inóculo ou solo infestado (100mL de
suspensão/ kg de solo) (ANSANI; MATSUOKA,1983; MATSUOKA et al.,1984).
Ribeiro e Bosland (2012) verificaram que a metodologia de inoculação
aplicando 5mL da concentração de inóculo de 103 zóosporos/mL por célula, ou
10.000 zóosporos/célula de bandeja multicelular e 5mL da concentração de
inóculo de 3 x 104, ou 150000 zóosporos/célula, apresentaram resultados
consistentes e similares para distinguir genótipos resistentes dos suscetíveis,
sendo que os isolados de P. capsici utilizados causaram 100% de sintomas de
lesão nas raízes.
Quando se trata de estabelecimento de ensaios de avaliação da
resistência a P. capsici em Capsicum spp. a precisão na definição da idade de
inoculação, concentração de inóculo, método de inoculação e uso de plantas
testemunha são necessários (KIM; HWANG; PARK,1989), além de considerar
que a efetividade de determinada concentração depende da agressividade do
isolado utilizado (PALLOIX et al., 1988; GIL ORTEGA et al., 1995).
No presente experimento foram usados recipientes individuais de
produção de mudas com 300 cm3 de substrato, onde foi adicionado uma
alíquota de 1mL/plântula das diferentes suspensões de zóosporos avaliadas,
que pode ter sido insuficiente para causar a morte das mudas alguns dias
após a inoculação, em especial as concentrações maiores. Luz e Silva (2001)
mencionam que níveis de infecção baixos e altos do patógeno devem ser
evitados, e que devem ser priorizados níveis adequados que permitam
discriminar genótipos resistentes de suscetíveis e, possivelmente, seus
intermediários. Ribeiro e Bosland (2012) comparando as concentrações de
inóculo de P. capsici utilizadas na Universidade do Novo México- NMCA (EUA)
com o método da EMBRAPA (Brasil), concluíram que apesar do método da
EMBRAPA ter uma concentração 15 vezes superior ao método do NMCA,
métodos com baixa concentração de inóculo são tão efetivos quanto os de alta
39
concentração, além de possibilitar menores recursos na avaliação da
resistência sendo eficientes na determinação se genótipos de Capsicum são
resistentes ou suscetíveis a P. capsici.
Um
dos
fatores
que
devem
ser
considerados
junto
com
o
estabelecimento da concentração de inóculo de P. capcisi na avaliação da
resistência de Capsicum é o volume do substrato onde vai ser aplicada a
suspensão de zóosporos, pois a suspensão de zóosporos fornecida pode não
ser suficiente para causar sintomas em plantas suscetíveis (VALLE, 2001), ou
mesmo impedir que a resistência se expresse devido a uma alta concentração
do inóculo (KIM; HWANG; PARK, 1989; KOBORI et al., 2000).
Uma possível baixa severidade do isolado 575 foi considerada ao ser
avaliar os resultados deste experimento, a princípio motivado pelo tempo mais
longo de esporulação, quando comparado a outros trabalhos (KOBORI et al.,
2000;
MATSUOKA;
CASALI;
SARAIVA,
1984;
MONROY-BARBOSA;
BOSLAND, 2008; RIBEIRO; BOSLAND, 2012) o que ocasionou atrasos na
obtenção das suspensões de zóosporos e consequentemente na inoculação
do primeiro experimento. Entretanto houve consistência e similaridade no
resultado nos dois experimentos de concentração de inóculo desta pesquisa,
sendo que no primeiro experimento (janeiro de 2012) as plantas foram
inoculadas aos 65 dias após a semeadura e no segundo (julho de 2012) aos 30
dias após a semeadura. No segundo experimento a severidade dos sintomas
foi mais evidente, com perdas maiores das plantas inoculadas em relação às
plantas testemunhas.
Baseado nisto a suposição de baixa severidade do isolado foi
descartada, face a contundência dos resultados aqui apresentados, que
demonstrou que o isolado e o método de inoculação utilizado foram eficientes
para causar danos em genótipos suscetíveis por meio de seu contraste com
relação a testemunha do mesmo genótipo, havendo necessidade de ajustes no
volume da suspensão de esporos a ser aplicada para melhor discriminação da
resistência dos genótipos a serem avaliados.
40
4.3 Experimento 2
O segundo experimento para a escolha da concentração de inóculo foi
repetido em julho de 2012, sendo testado mais um genótipo, o BGH 176
(Capsicum annuum cultivar Hontaka) considerado padrão de resistência a P.
capsici. Apesar de neste experimento a inoculação ter ocorrido em mudas mais
precoces (30 dias após a semeadura), a análise de variância (Anexos II, III, IV
e V) mostrou resultados similares ao primeiro experimento, onde se verificou
que as concentrações 105 e 5 x 105 zóosporos/mL foram as que causaram
maiores danos em plantas de Capsicum nos diferentes genótipos em avaliação
(Tabela 7) em especial para as variáveis massa seca de raiz e parte aérea
(Tabela 8), como já visto no primeiro experimento. As diferenças entre
genótipos com relação a severidade dos danos foram atribuídas a diferenças
na idade das plantas entre os dois experimentos.
O BGH 176 não apresentou resultados que o caracterizassem como
padrão de resistência a P. capsici, tendo se comportado de forma similar aos
demais genótipos considerados suscetíveis. Matsuoka et al. (1984) verificaram
que houve variabilidade na manifestação da reação de resistência do BGH 176
após autofecundação deste e de outros materiais resistentes, sendo que por
meio de algumas gerações de autofecundação e seleção tentou-se fixar a
resistência identificada. Rêgo (2001) em trabalho com 47 acessos de C.
baccatum, pertencentes ao Banco de Germoplasma de Hortaliças da
Universidade Federal de Viçosa – BGH/UFV, avaliados durante os anos de
1997 e 1998 mostrou que dos 47 acessos estudados, 23 acessos mostraram
segregação dentro da linha, refletindo que na manutenção do banco de
germoplasma de Capsicum houve fecundação não controlada, ao longo de 11
a 25 anos, o que favoreceu o cruzamento dentro e entre espécies formando
híbridos, que quando autofecundados e plantados, e a geração seguinte
segregava para diversos descritores. Entretanto também há relatos que
mencionam a existência de herança controlada por um único gene dominante
com modificadores em genótipos Capsicum resistentes a P. capsici
(BARKSDALE; PAPAVIZAS; JOHNSTON, 1984), o que resulta na presença de
plantas suscetíveis, dentro de materiais selecionados como resistentes a este
patógeno.
41
Tabela 7. Médias do diâmetro do caule (mm), altura das plantas (cm), comprimento do
sistema radicular (cm) e massa fresca da parte aérea (g) obtidos para plantas de
Capsicum annuum cultivar Yolo Wonder (YW) e cultivar Cascadura Ikeda (CI),
Pimenta Malagueta (Capsicum frutescens) (PM), Pimenta de Bode Amarela
(Capsicum chinense) (PA) e BGH 176, obtidas com 45 dias após a inoculação com
diferentes concentrações de zóosporos de Phytophthora capsici. (Experimento
implantado em julho de 2012).
CONC. DE
VARIÁVEL
INÓCULO
GENÓTIPOS
MGCI
YW
CI
PM
BA
BGH176
(Zóosporos/ml)
0 (test)
0,48ª
0,47 ab A
0,52a A
0,45 b A
0,47ab BA
0,47a B
1(5x105)
0,48ª
0,50 a A
0,50 a B
0,43 a AB
0,49 a A
0,49a A
2(104)
0,46BA
0,51 a A
0,48 a bBC
0,40 c ABC
0,42 c ABC
0,46 abc B
3(5x104)
0,44BC
0,51 a A
0,46ab C
0,40 b ABC
0,40b BCD
0,44ab C
4(105)
0,42C
0,46 a A
0,46 a C
0,37 a BC
0,39 a CD
0,41a d
5(5x105)
0,37D
0,40 a A
0,40 a D
0,33 a C
0,34 a D
0,36 a E
MGG
0,48 a
0,47 ab
0,40 d
0,42 cd
0,44 bc
CV(%)
10,66
2,12
8,16
7,85
1,31
Diâmetro do
caule
(mm)
0 (test)
34,00BA
33,89ab A
39,54a A
30,27b A
33,05b A
33,26ab A
1(5x105)
34,86ª
41,63 a A
37,85 a AB
26,51 b AB
32,48 ab A
35,86 ab B
2(10 )
30,80BC
35,96 a A
36,56 a AB
27,80 ab AB
24,21 b BC
29,45 ab C
3(5x104)
29,51DC
39,87 a A
35,48 a AB
22,82 bc AB
21,18 c C
28,22 b C
4(105)
26,34DE
33,46 a A
34,00 a B
17,56 b B
20,95 b C
25,76 ab D
5(5x105)
23,27E
28,55 a A
25,78 a C
20,58 a AB
19,39 a C
22,08 a E
MGCI
35,56 a
39,87 a
24,26 c
25,21 c
29,11 b
CV(%)
16,71
6,47
20,43
14,52
2,58
Comprimento
da parte aérea
(cm)
4
0 (test)
28,65ª
28,30a A
28,85a A
29,76a A
29,20a A
27,16a A
1(5x105)
26,84B
25,87 a B
25,63 a A
27,35 a B
28,13 a AB
27,23 a A
2(10 )
25,76CB
25,55 a B
24,21 a BC
26,87 a BC
26,17 a BC
25,97 a A
3(5x104)
24,89CD
24,59 a B
23,39 a BC
25,63 a CD
25,54 a C
25,28 a AB
4(105)
23,91D
23,62 a BC
22,60 a BC
24,56 a DE
24,44 a C
24,31 a AB
5(5x105)
22,03E
21,51 a C
21,52 a C
23,03 a E
22,02 a C
22,09 aB
MGG
24,91ab
24,37 b
26,20 a
25,92 a
25,34 ab
CV(%)
4,84
6,01
2,75
3,63
6,07
5,33ab A
6,62a A
4,23b A
5,06ab A
5,14ab A
Comprimento
do sistema
radicular
(cm)
Massa fresca
da parte aérea
4
0 (test)
5,27ª
42
1(5x105)
(cm)
4,84BA
6,59 a A
5,89 a AB
2,60 b AB
3,81 ab B
5,25 ab A
2(10 )
4,07BC
6,56 a A
4,77 ab ABC
2,61 b AB
2,27 b C
4,15 ab B
3(5x104)
3,65DC
6,24 a A
4,01 b BC
2,77 bc AB
1,82 c CD
3,42 bc BC
4(105)
2,94DE
4,42 a A
3,63 a C
1,44 c B
2,23 bc CD
2,96 abc C
5(5x105)
2,19E
3,56 a A
3,09 ab C
1,63 bc AB
1,02 c D
1,65 bc D
MGG
5,45 a
4,67aA
2,55 c
2,70 c
3,76 b
CV(%)
32,50
18,43
44,68
19,74
9,80
4
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna e minúscula na linha não diferem significativamente entre si pelo teste de
Tukey a 5% de probabilidade. MGG=Média Geral dos Genótipos. MGCI=Média Geral das Concentrações de inoculo.
No presente experimento, o BGH 176 disponibilizado pelo Banco de
Germoplasma de Hortaliças da Universidade Federal de Viçosa possivelmente
se encontra em heterozigose com relação à resistência a P. capsici, devendo
passar por sucessivas etapas de autofecundação/seleção para fixação da
resistência.
Tabela 8. Médias da massa fresca do sistema radicular (g), massa seca da parte
aérea (g) e massa seca do sistema radicular (g), obtidos para plantas de Capsicum
annuum cultivar Yolo Wonder (YW) e cultivar Cascadura Ikeda (CI), Pimenta
Malagueta (Capsicum frutescens) (PM), Pimenta de Bode Amarela (Capsicum
chinense) (PA) e BGH 176, obtidas com 45 dias após a inoculação com diferentes
concentrações de zóosporos de Phytophthora capsici. (Experimento implantado em
julho de 2012).
GENÓTIPOS
VARIÁVEL CONCENTRAÇÃ
MGCI
YW
DE INÓCULO
(ZÓOSPOROS/mL)
0 (test)
6,64BA 5,61a AB
CI
PM
BA
BGH176
5,43a A
5,83a A
5,67a AB
5,65a B
5,95BA 6,13 a AB
4,77 a AB
5,75 a A
6,54 a A
6,55a A
6,16ª
7,69 a A
4,34 c AB
5,68 b A
6,26 b A
6,83 ab A
5,34B
5,85 a AB
4,53 a AB
4,79 a B
5,75 a AB
5,77 a B
4,45C
5,19 a AB
4,14 a AB
4,19 a B
4,13 a BC
4,59 a C
3,77C
4,11 a B
3,50 a B
4,11 a B
3,45 a C
3,66 a D
MGG
5,76 a
4,45 c
5,06 b
5,30 ab
5,51 ab
CV(%)
19,31
14,58
6,12
14,06
2,47
5
1(5x10 )
Massa
fresca do
sistema
radicular
(g)
4
2(10 )
4
3(5x10 )
5
4(10 )
5
5(5x10 )
43
0 (test)
1,44ª
1,45a A
1,57a A
1,33a A
1,42a A
1,44a A
1,25B
1,52 a A
1,33 a AB
0,86 b B
1,20 ab A
1,33 a A
1,04C
1,51 a A
1,15 abBC
0,69 c BC
0,80 bc B
1,07 abc B
0,79C
1,14 a AB
0,97 a CD
0,44 b BC
0,59 b B
0,79 ab C
0,69D
0,93 a B
0,75 a DE
0,55 a BC
0,57 a BC
0,69 a C
0,49E
0,65 a B
0,57 a E
0,41 a C
0,26 a C
0,58 a C
MGG
1,20 a
1,06 ab
0,71 c
0,81 c
0,98 b
CV(%)
18,64
14,83
27,50
17,45
10,73
1,21ª
1,22a A
1,17 a A
1,24a A
1,22a A
1,22a A
1,06B
1,17 a A
0,88 a B
0,91 a B
1,13 a AB
1,19 a A
0,88C
1,07 a A
0,80 a B
0,76 b BC
0,83 ab BC 0,93 ab B
0,70D
0,79 a AB
0,61 a C
0,58 a CD
0,75 a C
0,75 a C
0,61D
0,67 a AB
0,53 a CD
0,50 a D
0,69 a C
0,66 a C
0,41D
0,43 a B
0,40 a D
0,45 a D
0,34 a D
0,43 a D
MGG
0,89 a
0,73 c
0,74 bc
0,83 abc
0,86 ab
CV(%)
29,77
9,34
14,73
18,17
4,90
5
1(5x10 )
Massa
seca de
parte
aérea
(g)
4
2(10 )
4
3(5x10 )
5
4(10 )
5
5(5x10 )
0 (test)
5
1(5x10 )
Massa
seca do
sistema
radicular
(g)
4
2(10 )
4
3(5x10 )
5
4(10 )
5
5(5x10 )
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna e minúscula na linha não diferem
significativamente entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade. MGG=Média Geral dos
Genótipos. MGCI=Média Geral das Concentrações de inoculo.
4.4 Experimento 3: Efeito da idade das plantas para inoculação
Para determinar o efeito da idade das plantas na severidade dos danos
causados por P. capsici em genótipos de Capsicum foram utilizadas as
cultivares Ikeda de pimentão e pimenta malagueta.
A análise de variância do experimento com diferentes idades de plantas
para inoculação com P. capsici, mostrou diferenças altamente significativas
tanto para as idades para inoculação como também entre genótipos para todas
as variáveis avaliadas. Houve interação idade/ genótipo para a maioria das
variáveis analisadas, exceto para diâmetro do caule e massa seca de raiz
(Anexos VI, VII, VII, IX).
Nas tabelas 9 e 10 são apresentadas as médias dos genótipos pimenta
malagueta e cultivar Ikeda para as variáveis diâmetro do caule, altura das
plantas, comprimento do sistema radicular, massa fresca da parte aérea,
44
massa fresca do sistema radicular, massa seca da parte aérea e massa seca
de raiz nas deferentes idades de inoculação.
Tabela 9. Médias do diâmetro do caule (cm), altura das plantas (cm), comprimento
do sistema radicular (cm), massa fresca da parte aérea (g), dos genótipos de
pimenta Malagueta (Capsicum frutescens) e Cascadura Ikeda (Capsicum annuum),
em resposta as diferentes idades de inoculação de P. capsici na concentração de
105 em mudas.
INOCULADAS
VARIÁVEL
IDADE
NÃO INOCULADAS
MALAGUETA
IKEDA
MGII
MALAGUETA IKEDA
15
0,23 a B
0,26 a C
0,24 C
0,31 a C
0,31 a C
20
0,25 a AB
0,33 a B
0,29 B
0,36 a B
0,32 b C
25
0,32 a AB
0,34 a B
0,33 B
0,36 b B
0,39 a B
30
0,36 b A
0,40 a A
0,37 A
0,40 b A
0,43 a A
MGG
0,30 B
0,33 A
0,31
0,36 A
0,36 A
CV (%)
5,13
6,57
2,52
2,74
15
7,45 b D
12,00 a D
9,72 D
11,45 b D
21,30 a C
20
8,58 b C
17,20 a C
12,89 C
14,15 b C
25,00 Abc
25
10,35 b B
23,80 a B
17,07 B
16,02 b B
29,22 a B
30
11,38 b A
31,60 a A
21,50 A
17,35 b A
38,92 a A
MGG
9,44 B
21,15 A
15,3
14,74 B
28,61 A
CV (%)
4,94
5,25
3,51
7,16
11,47 C
24,65 a C
19,05 b D
(DAS)
Diâmetro do
caule(cm)
Altura das
plantas (cm)
15
15,55 a D
20
18,40 a C
14,68 a B
16,53 B
31,65 a B
21,12 b C
25
24,80 a B
23,05 a A
23,92 A
35,65 a A
23,55 b B
30
27,60 a A
23,28 b A
25,44 A
37,47 a A
30,47 b A
MGG
21,58 A
17,10 B
19,34
32,35 A
23,54 B
CV (%)
5,61
7,86
3,41
3,27
15
0,54 b C
1,15 a D
0,84 D
1,89 b D
3,92 a B
20
0,62 b C
1,54 a C
1,08 C
2,22 b C
5,05 a A
25
1,35 b B
3,26 a B
2,31 B
2,34 b B
5,33 a A
30
1,50 b A
4,61 a A
3,05 A
2,47 b A
5,91 a A
Comprimento
do sistema
radicular
(cm)
Massa fresca
da parte
aérea (g)
7,40 b C
45
MGG
1,14 B
2,64 A
CV (%)
4,71
5,13
1,82
2,23 B
5,05 A
2,02
8,52
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna e minúscula na linha (entre genótipos) não diferem
significativamente entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade. DAS= dias após a semeadura. MGG=Média Geral
dos Genótipos. MGII=Média Geral da idade de inoculação
Tabela 10. Médias da massa fresca do sistema radicular (g), massa seca da
parte aérea (g), massa seca da raiz (g) dos genótipos de pimenta Malagueta
(Capsicum frutescens) e Cascadura Ikeda (Capsicum annuum), em resposta as
diferentes idades de inoculação de P. capsici na concentração de 105 em
mudas.
INOCULADAS
VARIÁVEL
MALAGUETA
IKEDA
0,41 D
1,89 a C
1,44 b D
0,86 a C
0,62 C
2,22 a B
1,65 b C
1,40 a B
1,20 b B
1,29 B
2,39 a A
1,90 b B
1,60 a A
1,57 a A
1,59 A
2,48 a A
2,33 a A
MGG
0,93 B
1,03 A
0,98
2,24 A
1,83 B
CV (%)
7,02
6,78
2,94
2,24
15
0,10 b C
0,31 a C
0,21 C
1,10 a C
1,19 a B
20
0,20 b C
0,43 a BC
0,31 C
1,33 a B
1,33 a AB
25
0,31 b B
0,54 a B
0,43 B
1,43 a B
1,35 a AB
30
0,42 b A
0,97 a A
0,70 A
1,56 a A
1,47 a A
MGG
0,26 B
0,56 A
0,41
1,35 A
1,33 A
CV (%)
18,01
17,53
4,26
7,94
15
0,06 a B
0,10 a D
0,09 C
0,24 a C
0,28 a C
20
0,11 b B
0,15 a C
0,13 C
0,35 a C
0,38 a BC
25
0,16 a B
0,21 a B
0,18 B
0,55 a B
0,47 a B
30
0,28 a A
0,31 a A
0,30 A
0,79 a A
0,65 a A
MGG
0,15 B
0,19 A
0,48 A
0,44 A
CV (%)
28,83
7,91
Massa
fresca do
sistema
radicular
(g)
Massa
seca da
parte aérea
(g)
Massa
seca da
raiz (g)
IDADE
MALAGUETA
IKEDA
15
0,33 b C
0,49 a D
20
0,38 b C
25
30
NÃO INOCULADAS
MGII
12,14
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna e minúscula na linha (entre genótipos) não diferem
significativamente entre si pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade. DAS= dias após a semeadura. MGG=Média Geral
dos Genótipos. MGII=Média Geral da idade de inoculação
MGG= Média Geral dos Genótipos
MGII=Média Geral da idade de inoculação
46
Observou-se que quando comparado aos tratamentos não inoculados,
quanto mais nova a muda, maior é o dano causado por P. capsici na
concentração de 105 zóosporos/mL, sendo que a inoculação feita em plântulas
aos 15 dias após a emergência resultou em uma maior severidade nos
sintomas, quando comparado as demais idades de inoculação e a testemunha,
muitas vezes não diferindo estatisticamente da idade de 20 dias após a
semeadura para a maior parte das variáveis, exceto a variável diâmetro do
caule em que não foi observada diferença estatística para as perdas
ocasionadas nas diferentes idade de inoculação (Figura 7). Não foram
observados sintomas externos de danos causados por P.capsici em caule e
folhas, das plantas inoculadas.
Quanto maior a idade das plantas dos genótipos avaliados mais
adiantado o estado de desenvolvimento da muda e, consequentemente,e
menor foi o dano causado pelo patógeno à concentração de inóculo de 105
zoósporos/ml. Isto pode ser melhor visualizado na Figura 8 e nas Tabelas 11 e
12, onde são apresentadas as porcentagem de perda com relação a
testemunha para os dois genótipos estudados para todas as variáveis em
plantas nas diferentes idades de inoculação.
Tecidos mais jovens são em geral mais suscetíveis, como observado em
mudas de Capsicum inoculadas em diferentes idades (KIM et al., 1989;
MATSUOKA et al., 1984; REIFSCHNEIDER et al., 1986; VALLE, 2001),
entretanto há relatos que mudas de genótipos de Capsicum resistentes quando
inoculadas com suspensão de zóosporos de P. capsici antes de apresentar
oito folhas não manifestam resistência, e podem se comportar como plantas
suscetíveis ao patógeno (KIM, HWANG, PARK,1989). Alguns autores propõem
inoculação de suspensões de zóosporos de P.capsici em datas diversas como:
aos 14 dias após a emergência (BOSLAND; LINDSAY, 1991), seis semanas de
idade ou 15 a 20 cm de altura (BARKSDALE, PAPAVIZAS; JOHSTON, 1984),
estádio de seis folhas definitivas (KIM, HWANG, PARK,1989), 36 dias após a
emergência (REIFSCHNEIDER et al., 1992) ou mesmo 30 a 40 dias após a
semeadura (ANSANI; MATSUOKA, 1983; MATSUOKA, CASALI, SARAIVA,
1984). No presente experimento optou-se por definir a data de inoculação em
47
dias após a semeadura, devido a diferenças de tempo de germinação
apresentada pelas duas espécies utilizadas.
Figura 7. Plântulas de pimenta
malagueta aos 15 dias após a
emergência,
inoculada
e
não
inoculada com P. capsici na
concentração de 105 zóosporos /ml.
Figura 8. Plântulas de pimenta malagueta não inoculadas (esquerda) e
inoculadas (direita) com P.capsici na concentração de 105 zóosporos/mL aos
15, 20, 25 e 30 dias após a emergência.
48
Observa-se que a interação idade por genótipos fica evidenciada pela
resposta diferenciada entre os genótipos pimenta malagueta e Ikeda para as
variáveis diâmetro do caule, altura das plantas e massa seca de raiz foram
significativas apenas para o genótipo Ikeda (Tabelas 11 e 12).
Para alguns autores, é muito importante o estabelecimento da idade
adequada de inoculação de mudas na avaliação da resistência em
patossistemas,
como
por
exemplo,
nos
patossistemas
Citros
sp.
x
Phytophthora parasitica (BOWMAN; GRAHAM, 1996), Capsicum annuum x
Phytophthora capsici (REIFSCHNEIDER, et al., 1986), Passiflora edulis f.
flavicarpa x Phytophthora nicotianae var. nicotianae (COLE et al.,1992), onde a
idade das plantas é um dos fatores que afetam a expressão da resistência dos
genótipos ao patógeno.
Tabela 11: Porcentagem de perda dos genótipos pimenta
malagueta e cultivar Ikeda promovido pela concentração
de 105 zoóporos de P. capsici nas idades de inoculação
de 15, 20, 25 e 30 dias após a semeadura com relação a
testemunha (0 de inoculação), para os parâmetros
diâmetro do caule, altura das plantas, comprimento do
sistema radicular e massa fresca da parte aérea
GENÓTIPOS
VARIÁVEL
IDADE
MALAGUETA
IKEDA
*MGII
15
26,17 a A
16,83 a A
21,5 A
20
25, 1 a A
1,47 a B
13,28 A
25
14,01 a A
12,49 a AB
13,24 A
30
13,30 a A
9,42 a AB
11,35 A
19,64 a
10,05 b
15
43,54 a A
34,64 a A
39,10 A
20
39,35 a A
31,23 a B
35,30 A
25
35,4 a A
18,5 b C
26,95 B
30
34,37 a A
18,4b C
26,37 B
35,94 a
27,91 b
(DAS)
Diâmetro do
caule (mm)
MGG
Altura das
plantas (cm)
MGG
49
Comprimento
do sistema
radicular (cm)
15
61,26 a AB
36,81 b A
49,04 A
20
42,03 a A
30,38a B
36,20 B
25
30,41 a BC
2,23 b C
16,32 D
30
26,34 a C
23,60 a B
24,97 C
33,9 a
29,36 b
15
71,46 a A
70,52 a A
71,00 A
20
71,93 a A
71,1 a A
71,5 A
25
42,00a B
35,05 a B
38,51 B
30
39,48 a B
21,84b C
30,70 C
56,21 a
49,63 b
MGG
Massa fresca
da parte aérea
(g)
MGG
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna e minúscula
na linha não diferem significativamente entre si pelo teste de Tukey a
5% de probabilidade.
MGG=Média Geral dos Genótipos
MGI=Média Geral das Idades.
Tabela 12: Porcentagem de perda dos genótipos
pimenta malagueta e cultivar Ikeda com relação a
testemunha (0 de inoculação), promovido pela
concentração de 105 de P. capsici nas idades de
inoculação de 15,20,25 e 30 dias após a
semeadura, para os parâmetros Massa fresca do
sistema radicular, massa seca da parte aérea e
massa seca da raiz
GENÓTIPOS
VARIÁVEL
IDADE
MALAGUETA
IKEDA
MGII
15
82,66 a A
66,46 b A
74,56 A
20
82,75 a A
47,76b B
65,26 B
25
42,00 a B
41,00 a BC
41,23 C
30
34,35 a C
33,56 a C
34,00 D
60,2 a
47,32 b
15
90,72 a A
73,70b A
82,21 A
20
85,66 a A
67,5 b A
76,60 AB
25
78,22 a B
59,50 b A
68,85 B
30
73,14 a B
33,55 b B
53,34 C
(das)
Massa
fresca do
sistema
radicular(g)
MGG
Massa
seca da
parte
aérea (g)
50
MGG
Massa
seca da
raiz (g)
MGG
81,94 a
58,56 b
15
73,54 a A
62,54 a A
68,04 A
20
68,84 a A
61,2 a AB
65,01 AB
25
71,00 a A
55,43 b AB
63,23 AB
30
64,05 a A
51,05 a B
57,55 B
69,36 a
57,55 b
Médias seguidas pela mesma letra maiúscula na coluna e
minúscula na linha não diferem significativamente entre si
pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade.
MGG=Média Geral dos Genótipos
MGII=Média Geral das idades de inoculação.
Estudos de Kim, Hwang e Park (1989) demonstraram que mudas de
Capsicum resistentes e suscetíveis inoculadas com suspensão de zóosporos
de P. capsici no estádio de duas folhas definitivas se comportaram como
suscetíveis e, somente no estádio de seis folhas definitivas se observou a
manifestação da resistência.
As variáveis massa fresca e massa seca de raiz e parte aérea foram as
que apresentaram maiores porcentagens de perdas com a inoculação de P.
capsici, sendo importantes para futuras avaliações da resistência de genótipos
de Capsicum quanto a resistência.
51
Figura 9. Mudas de pimentão Ikeda não inoculadas (direita) e inoculadas
(esquerda) com P.capsici na concentração de 105 zóosporos/ml aos 15, 20, 25 e 30
dias após a emergência.
Na avaliação anterior concluiu-se que há necessidade de uma melhor
definição do volume da suspensão de zóosporos de P. capsici, para uma
melhor ampliação da severidade dos sintomas de danos em plântulas de
Capsicum. No presente ensaio dois genótipos suscetíveis foram usados no
experimento de idade de inoculação, e os sintomas de infecção da doença se
manifestaram, mas a severidade dos danos ainda esteve aquém do esperado
aparecimento de manchas no caule, murcha e morte da planta, como
observado por outros autores, permitindo a seleção de genótipos resistentes
entre os avaliados (BOSLAND; LINDSAY, 1991; BOSLAND, STAINER, 2003;
REIFSCHNEIDER et al., 1992; RIBEIRO; BOSLAND, 2012). A existência de
um ou mais padrões de resistência em ensaios onde se avalia a reação de
genótipos de Capsicum a P. capsici, auxiliaria no aferimento da avaliação em
virtude da complexidade observada quanto a multiplicação do patógeno,
metodologia de inoculação/ avaliação, manifestação e herança da resistência.
52
No entanto, mesmo na presente condição dos experimentos utilizados nesta
pesquisa foi possível determinar novas variáveis que podem ser usadas para
avaliar resistência e definir concentração de inóculo.
Observou-se que quanto mais velhas forem as plântulas tanto de
pimentão como de pimenta inoculadas, menores são os danos causados pelo
patógeno, entretanto no presente experimento os dois genótipos utilizados
apresentam reações de suscetibilidade, sendo o genótipo Ikeda considerado
uma padrão de suscetibilidade, não foi possível incluir nesta avaliação um
padrão de resistência, o que cria dificuldades na definição da idade ideal para
inoculação quando considera-se os resultados obtidos por Kim, Hwang e Park
(1989). Sugere-se portanto para o estabelecimento da idade ideal de
inoculação deve-se observar também a reação de materiais considerados
resistentes. Conclui-se que os resultados apresentados não asseguram que a
idade de 15 dias após a semeadura seja adequada para distinguir genótipos de
Capsicum suscetíveis de resistentes a P. capsici. Um novo ensaio deve ser
realizado em que seja incluído pelo menos uma padrão de resistência, além do
já mencionado ajuste no volume de suspensão de zóosporos em função do
volume do substrato.
Observou-se que o uso de recipientes individuais foi aprovado para
ensaio de avaliação da resistência, bem como a implantação dos experimentos
no sistema semi- aberto em campo, por não exigir a transferência das mudas
de local para o procedimentos das inoculações, bastando manter o substrato
adequadamente umedecido para permitir a mobilidade dos zóosporos
inoculados e alia-lo a formas de avalição não destrutivas, para permitir
preservar mudas de genótipos resistentes para a realização de multiplicações
controladas do genótipo selecionado, ou mesmo, possibilitar a hibridação do
mesmo com outros genótipos promissores.
53
5 CONCLUSÕES
1) Dentre os seis isolados analisados no presente estudo 575 destacou-se por
apresentar crescimento micelial mais rápido que os demais;
2) Todos os genótipos foram suscetíveis a P. capsici apresentando perdas com
relação à testemunha, não houve a morte de plantas, mesmo após 30 dias da
inoculação;
3) As concentrações 105 e de 5 x 105 zóosporos/mL foram as que causaram
maiores danos em mudas de Capsicum dos diferentes genótipos em avaliação
em especial nas variáveis massa seca de raiz e parte aérea, havendo
necessidade de adequação do volume de suspensão da zóosporos aplicada;
4) O ensaio de avaliação da idade de inoculação não foi conclusivo e deve ser
repetido, incluindo pelo menos um padrão de resistência.
54
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SARAIVA, T.R.C.B.
Herança da resistência à murcha do pimentão
(Capsicum annuum L.) causada por Phytophthora capsici Leonian.
Viçosa-MG: UFV, 1982.
40p. Dissertação (Mestrado em Genética e
Melhoramento) – Universidade Federal
de Viçosa, 1982.
SAS Institute. SAS/STAT user’s guide. SAS Institute, Cary, N.C., (2003).
SY, O.R; BOSLAND, P.W. Reccombinant inbred line differential identifies racespecific resistance to Phytophthora root rot in
Capsicum annuum.
Phythopathology, v.98, p. 867-87, 2008.
TONG, N; BOSLAND, P. W. Capsicum tovarii, a new member of the Capsicum
baccatum complex. Euphytica, v. 109, p. 71-77, 1999.
TSAO, P.H. The identities, nomenclature and taxonomy of Phytophthora
isolates from black pepper. In: SARMA & PERMKUMAR. Disease of Black
Pepper. Pages 185-211 Proc. Int Pepper Comm. Workshop on Black Pepper
Diseases. Goa, India 1991.
UCHIDA, J. Y.; ARAGAKI, M. Occurrence of Chlamydospores in Phytophthora
capsici. Mycologia, New York, v. 77, p. 832-835, 1985.
URBEN, A. F. Phytophthora capsici Leonian agente etiológico da murcha
de Capsicum annuum. Viçosa-MG: UFV, 1980. 63p. Dissertação (Mestrado
em Microbiologia Agrícola) – Universidade Federal de Viçosa, 1982.
VALLE, L.A.C. Análise Genética e identificação de regiões genômicas que
conferem resistência a Phytophthora capsici em ‘Criolo de Morelos 334’
(Capsicum annuum). 2001 Tese. Programa de Pós Graduação em
Fitopatologia. Universidade Federal de Viçosa.
ZAMBOLIM, L.; VALE, F. X. R.; COSTA, H. Controle de doenças de plantashortaliças. Viçosa, MG: Editora UFV, vol.1, 2000. 441 p.
ZITTER, T. A.; HOPKINS, D. L. ; THOMAS, C. E. Compendium of cucurbit
diseases. St. Paul: APS Press, 1996. 87 p.
YAMAMOTO, S.; NAWATA, E. Capsicum frutescens L. in southeast and east
Asia, and its dispersal routes into Japan. Economic Botany, v. 59, n. 1, p. 1828, 2005.
62
ANEXO I Escolha do isolado
Tabela de análise de variância das variáveis: Comprimento, largura e diâmetro de isolados de Phytophthora capsici crescido em
placas de Petri contendo meio de cultura cenoura ágar e em fruto de pimentão Capsicum annum.
VARIÁVEL
EM MEIO DE CULTURA
FV
COMPRIMENTO
VARIÁVEL
GL
QM
VALOR F
P> F
Isolado
5
19,27
35,22
0,0001
Repetição
9
0,85
1,56
0,1572
Resíduo
45
Total
59
FV
COMPRIMENTO
0,54
CV(%) 8,89
FV
LARGURA
QM
VALOR F
P> F
Isolado
5
19,31
30,26
0,0001
Repetição
9
0,56
0,87
0,5568
Resíduo
45
0,65
Total
59
VALOR F
P> F
Isolado
5
0,1691
108,3
0,0001
Repetição
3
0,0012
0,78
0,5243
Resíduo
15
0,1001
Total
23
LARGURA
GL
QM
VALOR F
P> F
Isolado
5
0,1703
92,53
0,0001
Repetição
3
0,0024
1,31
30,91
Resíduo
15
0,0018
Total
23
CV (%) 11,01
GL
QM
VALOR F
P> F
Isolado
5
19,47
39,48
0,0001
Repetição
9
0,5398
1,09
0,3861
Resíduo
Total
CV(%) 8,41
QM
FV
CV(%) 9,65
LARGURA
GL
CV(%) 10,36
GL
FV
EM FRUTO
FV
GL
QM
VALOR F
P> F
Isolado
5
0,1286
130,46
0,0001
Repetição
3
0,0010
1,05
0,005
45
Resíduo
15
0,0009
59
Total
23
DIÂMETRO
CV (%) 17,023
63
ANEXO II Escolha da concentração e repetição
Tabela de análise de variância dos dois experimentos de diferentes concentrações de inoculo de Phytophthora capsici em
diferentes genótipos de Capsicum para as variáveis: Diâmetro do caule (DIAM) e altura das plantas (CPA).
VARIÁVEL
EXPERIMENTO II
FV
DIÂM
VARIÁVEL
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
3
0,0751
31,22
< 0,0001
Concentração
5
0,0126
5,25
0,0007
Repetição
2
0,001
0,65
0,5251
Con,X Genótipo
15
0,0029
1,21
0,3004
Resíduo
46
0,0024
Total
71
FV
DIÂM
CV(%) 11,17
FV
CPA
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
4
0,0255
21,28
> 0,0001
Concentração
5
0,0354
29,21
> 0,0001
Repetição
3
0,0006
0,54
0,6531
Con,X Genótipo
20
0,0014
1,19
0,279
Resíduo
87
0,0012
Total
119
CV(%) 7,89
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
3
1792,17
70,44
> 0,0001
Concentração
5
197,169
7,75
> 0,0001
Repetição
2
80,7262
3,17
0,0512
Con,X Genótipo
15
28,1293
1,11
0,3782
Resíduo
46
25,441
Total
71
CV(%)17,05
Significativo (p<0,5),
EXPERIMENTO III
FV
CPA
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
4
66,45
36,79
> 0,0001
Concentração
5
395,4
21,83
> 0,0001
Repetição
3
22,45
1,24
0,3003
Con,X Genótipo
20
31,4
1,73
0,0427
Resíduo
87
18,11
Total
119
CV(%) 14,28
64
ANEXO III Escolha da concentração e repetição
Tabela de análise de variância dos dois experimentos de diferentes concentrações de inoculo de Phytophthora capsici em
diferentes genótipos de Capsicum para as variáveis: Comprimento do sistema radicular (CRA), massa frescada parte aérea
(PFPA).
VARIÁVEL
EXPERIMENTO II
FV
CRA
VARIÁVEL
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
3
12,0517
4,2
> 0,0001
Concentração
5
5,9361
18,44
0,0105
Repetição
2
8,1894
2,85
0,0679
Con,X Genótipo
15
0,5797
0,2
0,9992
Resíduo
46
2,8707
Total
71
FV
CRA
CV(%) 6,58
FV
PFPA
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
4
13,9076
5,68
0,0004
Concentração
5
106,43
43,48
> 0,0001
Repetição
3
24,7459
10,11
> 0,0001
Con,X Genótipo
20
1,2026
0,49
0,9355
Resíduo
87
2,447
Total
119
CV(%) 6,17
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
3
86,6848
121,14
> 0,001
Concentração
5
8,6537
12,09
> 0,0001
Repetição
2
0,0486
0,07
0,9344
Con,X Genótipo
15
0,828
1,16
0,3374
Resíduo
46
0,7155
Total
71
CV(%) 22,58
Significativo (p<0,5).
EXOERIMENTO III
FV
PFPA
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
4
37,3497
33,15
> 0,0001
Concentração
5
26,7
23,7
> 0,0001
Repetição
3
0,2105
0,19
0,9051
Con,X Genótipo
20
1,7919
1,59
0,0734
Resíduo
87
1,1267
Total
119
CV(%) 27,71
65
ANEXO IV Escolha da concentração e repetição
Tabela de análise de variância dos dois experimentos de diferentes concentrações de inoculo de Phytophthora capsici em
diferentes genótipos de Capsicum para as variáveis: Massa frescado sistema radicular (PFRA), massa seca da parte aérea (PSPA)
e massa seca da raiz (PSRA).
VARIÁVEL
EXPERIMENTO II
FV
PFRA
VARIÁVEL
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
3
17,0651
14,03
> 0,0001
Concentração
5
8,6879
7,14
> 0,0001
Repetição
2
1,1716
0,96
0,3892
Con,X Genótipo
15
1,2578
1,03
0,4402
Resíduo
46
Total
71
FV
PFRA
1,2165
CV(%) 21,28
FV
PSPA
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
4
6,0178
10,47
> 0,0001
Concentração
5
17,2567
30,03
> 0,0001
Repetição
3
0,847
1,47
0,2272
Con,X Genótipo
20
1,0866
1,89
0,023
Resíduo
87
Total
119
0,5746
CV(%) 14,52
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
3
2,1277
44,98
> 0,0001
Concentração
5
0,9422
19,92
> 0,0001
Repetição
2
0,1238
2,62
0,0838
Con,X Genótipo
15
0,0446
0,94
0,5253
Resíduo
46
Total
71
CV(%) 23,99
Significativo (p<0,5).
EXOERIMENTO III
0,0473
FV
PSPA
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
4
0,907
26,9
0,0001
Concentração
5
2,5588
75,89
0,0001
Repetição
3
0,0139
0,42
0,7426
Con,X Genótipo
20
0,0563
1,67
0,0541
Resíduo
87
Total
119
CV(%) 19,22
0,0337
66
ANEXO V Escolha da concentração e repetição
Tabela de análise de variância dos dois experimentos de diferentes concentrações de inoculo de Phytophthora capsici em
diferentes genótipos de Capsicum para a variável: Massa seca da raiz (PSRA).
VARIÁVEL
EXPERIMENTO II
FV
PSRA
VARIÁVEL
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
3
0,2375
5,91
0,0017
Concentração
5
0,6289
15,63
> 0,0001
Repetição
2
0,1554
3,86
0,0281
Con,X Genótipo
15
0,476
1,18
0,3175
Resíduo
46
0,0402
Total
71
CV(%) 26,06
Significativo (p<0,5).
EXOERIMENTO III
FV
PSRA
GL
QM
VALOR F
P> F
Genótipos
4
0,1233
4,76
0,0016
Concentração
5
1,7693
68,24
0,0001
Repetição
3
0,0281
1,09
0,3592
Con,X Genótipo
20
0,0205
0,79
0,7137
Resíduo
87
0,0259
Total
119
CV(%) 19,81
67
ANEXO VI Escolha da idade para inoculação
Tabela de análise de variância do experimento com diferentes idades de inoculação com Phytophthora capsici em mudas de
pimentão Ikeda (Capsicum anuum) e pimenta malagueta ( Capsicum frutescens) para as variáveis: Diâmetro do caule (DIÂM) e
altura das plantas (CPA).
VARIÁVEL
INOCULADAS
FV
DIÂM
VARIÁVEL
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
0,0223
27,01
<0,0001
Genótipos
1
0,0120
14,55
0,0010
Repetição
3
0,0004
0,52
0,7600
Idade X Genótipo
3
0,0003
0,38
0,7677
Resíduo
21
0,00082
Total
31
FV
DIÂM
CV(%) 9,25
FV
CPA
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
0,0165
200,07
<0,0001
Genótipos
1
0,00015
1,85
<0,0001
Repetição
3
0,00015
1,87
0,1662
Idade X Genótipo
3
0,00219
26,45
0,1885
Resíduo
21
0,000082
Total
31
CV(%) 2,50
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
209,10
2,6917
<0,0001
Genótipos
1
1096,87
1411,98
<0,0001
Repetição
3
0,7052
0,91
0,4540
Idade X Genótipo
3
9,73
116,8
<0,0001
Resíduo
21
0,7768
Total
31
CV(%) 5,73
Significativo (p<0,5).
NÃO INOCULADAS
FV
CPA
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
200,44
94,45
<0,0001
Genótipos
1
1538,73
725,06
<0,0001
Repetição
3
0,9553
0,45
<0,7198
Idade X Genótipo
3
65,7311
26,73
<0,0001
Resíduo
21
12,1222
Total
31
CV(%) 6,72
68
ANEXO VII Escolha da idade para inoculação
Tabela de análise de variância do experimento com diferentes idades de inoculação com Phytophthora capsici em mudas de
pimentão Ikeda (Capsicum anuum) e pimenta malagueta ( Capsicum frutescens) para as variáveis: Comprimento do sistema
radicular (CRA) e massa frescada parte aérea (PFPA).
VARIÁVEL
INOCULADAS
FV
CRA
VARIÁVEL
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
341,10
141,09
<0,0001
Genótipos
1
161,10
66,63
<0,0001
Repetição
3
2,74
1,13
0,3582
Idade X Genótipo
3
14,34
5,93
0,0043
Resíduo
21
2,471
Total
31
FV
CRA
CV(%) 8,03
FV
PFPA
NÃO INOCULADAS
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
209,7986
237,68
<0,0001
Genótipos
1
620,40
702,85
<0,0001
Repetição
3
0,1853
0,21
0,8864
Idade X Genótipo
3
18,2303
20,65
<0,0001
Resíduo
21
0,8826
Total
31
VALOR F
P> F
CV(%) 3,36
GL
QM
VALOR F
P> F
FV
GL
QM
Idade
3
8,6864
893,45
<0,0001
Idade
3
2,3050
25,74
<0,0001
Genótipos
1
21,3580
2196,78
<0,0001
Genótipos
1
63,7405
711,71
0,6841
Repetição
3
0,0205
2,11
0,1292
Repetição
3
0,0450
0,50
<0,0001
Idade X Genótipo
3
2,5560
262,90
<0,0001
Idade X Genótipo
3
0,7307
8,16
0,0009
Resíduo
21
0,0097
Resíduo
21
0,0895
Total
31
Total
31
CV(%) 5,41
Significativo (p<0,5).
PFPA
CV(%) 8,21
69
ANEXO VIII Escolha da idade para inoculação
Tabela de análise de variância do experimento com diferentes idades de inoculação com Phytophthora capsici em mudas de
pimentão Ikeda (Capsicum anuum) e pimenta malagueta ( Capsicum frutescens) para as variáveis: Massa frescado sistema
radicular (PFRA), massa seca da parte aérea (PSPA),
VARIÁVEL
INOCULADAS
FV
PFRA
VARIÁVEL
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
2,4211
626,29
<0,0001
Genótipos
1
0,0316
8,18
<0,0001
Repetição
3
0,0035
0,92
0,4492
Idade X Genótipo
3
0,2122
54,90
0,0094
Resíduo
21
0,0038
Total
31
FV
PFRA
CV(%) 6,40
FV
PSPA
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
0,7885
218,50
<0,0001
Genótipos
1
1,3898
385,12
<0,0001
Repetição
3
0,0006
0,17
0,9164
Idade X Genótipo
3
0,0702
19,46
<0,0001
Resíduo
21
0,0036
Total
31
CV(%) 2,94
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
0,3556
50,90
<0,0001
Genótipos
1
0,7719
110,48
<0,0001
Repetição
3
0,0030
0,44
0,7254
Idade X Genótipo
3
0,0540
7,74
0,0011
Resíduo
21
0,0069
Total
31
CV(%)20,32
Significativo (p<0,5).
NÃO INOCULADAS
FV
PSPA
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
0,1942
30,44
<0,0001
Genótipos
1
0,0026
0,41
0,5992
Repetição
3
0,0121
1,9
0,1611
Idade X Genótipo
3
0,013895
2,18
0,1209
Resíduo
21
0,0063
Total
31
CV(%) 5,93
70
ANEXO IX Escolha da idade para inoculação
Tabela de análise de variância do experimento com diferentes idades de inoculação com Phytophthora capsici em mudas de
pimentão Ikeda (Capsicum anuum) e pimenta malagueta ( Capsicum frutescens) para as variáveis: Massa seca da raiz (PSRA),
VARIÁVEL
INOCULADAS
FV
PSRA
VARIÁVEL
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
0,0665
60,30
<0,0001
Genótipos
1
0,0137
12,45
0,0020
Repetição
3
0,0019
1,73
0,1921
Idade X Genótipo
3
0,00014
0,13
0,9390
Resíduo
21
0,0011
Total
31
CV(%) 19,19
Significativo (p<0,5).
NÃO INOCULADAS
FV
PSRA
GL
QM
VALOR F
P> F
Idade
3
0,3150
77,24
<0,0001
Genótipos
1
0,0106
2,62
0,1203
Repetição
3
0,0048
1,2
0,3358
Idade X Genótipo
3
0,0153
3,75
0,0266
Resíduo
21
0,0040
Total
31
CV(%) 13,74
71
ANEXO X Experimento porcentagem de perdas.
Tabela de análise de variância do experimento com diferentes idades de
inoculação com Phytophthora capsici em mudas de pimentão Ikeda (Capsicum
anuum) e pimenta malagueta ( Capsicum frutescens) para a porcentagem de
perda de massa das variáveis: Diâmetro do caule (DIAM) e altura das plantas
(CPA).
VARIÁVEL
% DE PERDA
FV
DIÂM
Idade
Genótipos
Repetição
Idade X Genótipo
Resíduo
Total
GL
3
3
1
2
21
31
QM
164,04
734,84
41,2288
196,58
74,58
VALOR F
P> F
2,2
O,1182
9,85
0,6519
0,55
0,0050
2,64
0,0764
CV(%) 58,16
FV
CPA
Idade
Genótipos
Repetição
Idade X Genótipo
Resíduo
Total
CV(%) 17,89
Significativo (p<0,5).
GL
QM
3
315,44
3 515,68147
1
9,779
2
285,9195
21
32,6495
31
VALOR F
9,66
15,79
0,28
8,76
P> F
0,0003
0,0007
0,8406
0,0006
72
ANEXO XI Experimento porcentagem de perdas.
Tabela de análise de variância do experimento com diferentes idades de
inoculação com Phytophthora capsici em mudas de pimentão Ikeda (Capsicum
anuum) e pimenta malagueta ( Capsicum frutescens) para a porcentagem de
perda de massa das variáveis: Comprimento do sistema radicular (CRA) e
massa frescada parte aérea (PFPA).
VARIÁVEL
% DE PERDA
FV
CRA
Idade
Genótipos
Repetição
Idade X Genótipo
Resíduo
Total
GL
3
3
1
2
21
31
QM
1607,55
164,24
17,83
968,34
34,06
VALOR F
P> F
47,2
<0,0001
4,82
0,6708
0,52
0,0395
28,43
<0,0001
CV(%) 18,45
FV
PFPA
Idade
Genótipos
Repetição
Idade X Genótipo
Resíduo
Total
CV(%) 7,5
Significativo (p<0,5).
GL
QM
3 3668,8761
3
346,8816
1
6,5350
2
124,6486
21
16,0916
31
VALOR F
P> F
228
<0,0001
21,56
<0,0001
0,41
0,7502
7,75
0,0011
73
ANEXO XII Experimento porcentagem de perdas.
Tabela de análise de variância do experimento com diferentes idades de inoculação
com Phytophthora capsici em mudas de pimentão Ikeda (Capsicum anuum) e
pimenta malagueta ( Capsicum frutescens) para a porcentagem de perda de massa
das variáveis:Massa frescado sistema radicular (PFRA) e massa seca da parte
aérea (PSPA).
VARIÁVEL
PFRA
% DE PERDA
FV
Idade
Genótipos
Repetição
Idade X Genótipo
Resíduo
Total
GL
QM
3 2970,91
3 1324,05
1
551,06
2
9,49
21
31
VALOR F
312,97
139,48
1,33
58,05
P> F
<0,0001
<0,0001
0,2904
<0,0001
GL
QM
3 1255,98
3 4373,02
1
4,28
2
234,49
21
42,32
31
VALOR F
29,67
103,31
0,10
5,54
P> F
<0,0001
<0,0001
0,9584
0,0058
CV(%) 5,73
PSPA
FV
Idade
Genótipos
Repetição
Idade X Genótipo
Resíduo
Total
CV(%) 9,26
Significativo (p<0,5).
ANEXO XIII Experimento porcentagem de perdas.
Tabela de análise de variância do experimento com diferentes idades de inoculação
com Phytophthora capsici em mudas de pimentão Ikeda (Capsicum anuum) e
pimenta malagueta ( Capsicum frutescens) para a porcentagem de perda de massa
das variável: Massa seca da raiz (PSRA).
VARIÁVEL
% DE PERDA
FV
PSRA
Idade
Genótipos
Repetição
Idade X Genótipo
Resíduo
Total
CV(%) 11,08
Significativo (p<0,5).
GL
QM
3
155,63
3 1115,68
1
101,60
2
22,27
21 56,0758
31
VALOR F
2,78
19,90
1,81
0,40
P> F
0,0666
0,0002
0,1759
0,7564