UNIVERSIDADE DO EXTREMO SUL CATARINENSE – UNESC

UNIVERSIDADE DO EXTREMO SUL CATARINENSE – UNESC
CURSO DE CIÊNCIAS BIOLÓGICAS - BACHARELADO
GUILHERME ALVES ELIAS
EFEITOS DO ÁCIDO INDOLIACÉTICO (AIA) E CINETINA NO
ENRAIZAMENTO DE ESTACAS EM Trema micrantha (L.) Blume E
Myrsine coriacea (Sw.) R. Br.
CRICIÚMA, NOVEMBRO DE 2010.
1
GUILHERME ALVES ELIAS
EFEITOS DO ÁCIDO INDOLIACÉTICO (AIA) E CINETINA NO
ENRAIZAMENTO DE ESTACAS EM Trema micrantha (L.) Blume E
Myrsine coriacea (Sw.) R. Br.
Trabalho de Conclusão de Curso, apresentado para
obtenção do grau de Biólogo Bacharel no curso de
Ciências Biológicas da Universidade do Extremo
Sul Catarinense, UNESC.
Orientador: Prof. MSc. Roberto Recart dos Santos
CRICIÚMA, NOVEMBRO DE 2010.
2
GUILHERME ALVES ELIAS
EFEITOS DO ÁCIDO INDOLIACÉTICO (AIA) E CINETINA NO
ENRAIZAMENTO DE ESTACAS EM Trema micrantha (L.) Blume E
Myrsine coriacea (Sw.) R. Br.
Este Trabalho de Conclusão de Curso foi julgado adequado à obtenção do
título de Bacharel em Ciências Biológicas e aprovado em sua forma final
pelo Curso de Ciências Biológicas, da Universidade do Extremo Sul
Catarinense.
CRICIÚMA, NOVEMBRO DE 2010.
BANCA EXAMINADORA
_______________________________________________
Prof. MSc. Roberto Recart dos Santos – Orientador - (UNESC)
_______________________________________________
Prof. Dr. Jairo José Zoche - Biólogo - (UNESC)
_______________________________________________
Prof. MSc. Marcos Back – Eng. Agrônomo - (UNESC)
3
Dedico este trabalho a minha mãe, Albertina de Souza Alves Elias,
que mesmo sozinha, conseguiu concretizar o sonho de ter seus dois
filhos graduados.
4
AGRADECIMENTOS
Gostaria de agradecer primeiramente a Deus, criador, que me permitiu continuar
minha evolução e me deu força e paciência pra continuar na caminhada.
Ao meu Pai, Euclides Elias, que mesmo estando em outro plano, sei que olhou por
mim em todos os meus momentos de necessidade e de
angústia ao longo dessa jornada.
À minha Família, minha mãe Albertina e meu segundo pai Hercílio, aos meus irmãos
Lisiane e Marlon, os quais amo incondicionalmente, e que me deram o apoio necessário para
nunca desanimar no cumprimento de mais essa meta da minha vida.
À minha melhor amiga e namorada, Maiara da Silva Francisconi, que sempre esteve
ao meu lado, desde o ensino médio até o fim da graduação, e que me auxiliou a ser uma
pessoa melhor, e com seu carinho e compreensão ajudou-me a organizar essa correria que é
minha vida, Te amo!
Ao meu orientador, Professor Roberto Recart dos Santos, pela amizade, atenção e
tempo desprendidos para a conclusão deste trabalho.
Ao Alencar e Cristian, funcionários do Horto florestal da UNESC, pela amizade e
pelas horas de apoio na confecção e preparação dos experimentos.
À Dona Silvia, coordenadora da biblioteca, pela oportunidade de estagiar e ser
contratado, e assim concluir meus estudos com mais comodidade.
À equipe da Biblioteca, que faz com que o meu dia seja mais produtivo e proveitoso.
Ao Professor Marcos Back, pelo auxílio e orientação nas análises estatísticas do meu
trabalho e ao outro membro da banca examinadora, professor Jairo pela paciência e pelo
tempo disponibilizado.
Aos melhores quatro amigos do mundo, Peterson (Pépe), Aline (Line), Emilaine
(Mila), Roberto (Citrus); não me arrependo de nenhum momento ao lado de vocês, obrigado
pelo aprendizado, diversão, compreensão, cumplicidade e acima de tudo a amizade, estaremos
juntos, mesmo cada um seguindo seu caminho, levarei sempre um pedaço de todos. Obrigado,
amo vocês!
À todos os colegas de classe e professores, que ajudaram direta e indiretamente na
minha formação.
E a todos os não citados aqui, mas que fizeram parte da construção desse trabalho e da
minha vida.
Obrigado por Tudo!
5
“Jamais perca seu equilíbrio Por mais forte que seja o vento da
tempestade Busque em seu interior o abrigo...uma árvore sem raiz,
não para em pé”.
(Hélio Bentes / André Sampaio)
6
RESUMO
A Mata Atlântica é um importante hotspot mundial, onde abriga espécies endêmicas de
importância ecológica inimaginável. Algumas plantas nativas, apresentam algum tipo de
dificuladade para a reprodução através da semente, o que dificulta a sua propagação. Na
tenativa de amenizar essa problemática, a técnica de propagação vegetativa, estaquia, se
mostra como um método viável e de baixo custo. Nesse método, são utilizados raizes, caules e
outras regiões ao invés de sementes.Para tanto, são utilizados fitorreguladores, o que
apresenta maior eficiência na formação de raízes, uma auxina, o ácido indolacético (AIA), e a
citocinina mais indicada é a cientina. Trema micrantha (L.) Blume e Myrsine coriacea (Sw.)
R. Br. são espécies nativas pioneiras, de grande interesse ecológico e econômico, já que são
largamente utilizadas na recuperação de áreas degradadas, porém, ambas encontram
dificuldade na obtenção de sementes além do baixo percentual de germinação. O objetivo
deste estudo é avaliar a eficiência dos dois fitorreguladores em relação ao enraizamento de
estacas caulinares lenhosas e herbáceas na propagação vegetativa dessas duas espécies
pioneiras. As estacas foram confeccionadas a partir de ramos do tipo lenhoso e herbáceo de
matrizes de plantas adultas. As coletas aconteceram em janeiro e julho, todas medindo 15cm
de comprimento e um par de folhas cortadas ao meio para herbáceas e sem folhas para
lenhosas. As estacas foram submetidos a dois tipos de tratamento, um com apenas AIA e
outro com AIA e Cinetina combinados, as concentrações utilizadas apenas com AIA foram de
0ppm, 125 ppm, 250 ppm, 500 ppm, 1000 ppm e 2000 ppm, para AIA e cinetina combinados
usou-se as mesmas concentrações de AIA mas com adição de 25 ppm de cinetina. A imersão
é de 15 segundos nos hormônios e após o tratamento em laboratório as estacas foram
acondicionadas em tubetes de plástico, com substrato comercial e aclimatados em estufa do
tipo túnel, com temperatura e umidade controladas. O estudo procedeu no Horto florestal da
UNESC e na EPAGRI de Urussanga onde permaneceu por 90 dias. Após o leito foi avaliado
o número de estacas vivas/mortas, brotamento, formação de calos e formação de raízes. Os
resultados apontaram as estacas herbáceas de T. micrantha na concentração de 25 – 2000
pppm como o tratamento mais eficiente, já na estaca lenhosa da mesma espécie o AIA
apresentou-se como um bom atuante no tratamento de 25 – 1000 ppm, já nas estacas lenhosas
de M. coriacea, o tratamento que mais representou eficácia foi o de 25 – 250 ppm, e nas
estacas herbáceas, a concentração de 25 ppm de cinetina bastou para a manutenção da estaca
viva. O AIA como já esperado, apresentou boa relação com o enraizamento, porém, a cinetina
mostrou-se como importante ferramenta para o enraizamento. Porém, necessita-se de um
tempo maior de leito, ambiente melhor controlado e estudos aprofundados sobre os
mecanismos de ação desses hormônios.
Palavras-chave: Propagação. Vegetativa. Estaquia. Trema micrantha. Myrsine coriacea.
Ácido Indolacético.
7
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1: Formula Estrutural do Ácido Indolilacético ............................................................. 24
Figura 2: Formula Estrutural da Cinetina. ................................................................................ 25
Figura 3: Localização geográfica de Santa Catarina- Criciúma (em destaque). ...................... 26
Figura 6: Detalhe de uma árvore a esquerda e de um galho com as folhas e frutos a direita. .. 28
Figura 7: Locais identificados no mapa de ocorrência natural de Trema micrantha (L.) Blume,
no Brasil. ................................................................................................................................... 30
Figura 8: Detalhe das folhas a esquerda e do tronco à direita. ................................................. 32
Figura 9: Locais identificados no mapa de ocorrência natural de Myrsine coriacea (Sw.) R. Br
, no Brasil. ................................................................................................................................. 33
Figura 10: Preparação das estacas em laboratório. ................................................................... 34
Figura 11: Estacas de consistência herbácea. ........................................................................... 35
Figura 12: Estacas de consistência lenhosa.. ............................................................................ 35
Figura 13: Estacas emersas em água destilada. ........................................................................ 36
Figura 14: Acondicionamento em tubetes. ............................................................................... 38
8
LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Concentrações dos tratamentos com ácido indolilacético (AIA) sem cinetina. ....... 36
Tabela 2: Concentrações dos tratamentos cruzados com ácido indolilacético (AIA) e cinetina.
.................................................................................................................................................. 37
Tabela 3: Resultados para estacas lenhosas de Myrsine coriace (Sw) R. Br. apenas na
presença de AIA. ...................................................................................................................... 39
Tabela 4: Resultados para estacas lenhosas de Myscine coriaceae (Sw) R. Br. na presença de
AIA e KIN. ............................................................................................................................... 40
Tabela 5: Resultados para estacas herbáceas de Myrsine coriaceae (Sw.) R. Br. apenas na
presença de AIA. ...................................................................................................................... 41
Tabela 6: Resultados para estacas herbáceas de Myrsine coriaceae (Sw.) R. Br. na presença de
AIA e KIN. ............................................................................................................................... 42
Tabela 7: Resultados para estacas lenhosas de Trema Micrantha (L.) Blume na presença de
AIA. .......................................................................................................................................... 43
Tabela 8: Resultados para estacas lenhosas de Trema Micrantha (L.) Blume na presença de
AIA e KIN. ............................................................................................................................... 43
Tabela 9: Resultados para estacas herbáceas de Trema Micrantha (L.) Blume na presença de
AIA. .......................................................................................................................................... 44
Tabela 10: Resultados para estacas lenhosas de Trema Micrantha (L.) Blume na presença de
AIA e KIN. ............................................................................................................................... 44
Tabela 11: Detalhe das estacas enraizadas, no tratamento de 25-1000 ppm. ........................... 45
9
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ................................................................................................................... 11
2 OBJETIVOS ........................................................................................................................ 14
2.1 OBJETIVO GERAL ........................................................................................................... 14
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS.............................................................................................. 14
3 REFERENCIAL TEÓRICO .............................................................................................. 15
3.1 PROPAGAÇÃO ASSEXUADA OU VEGETATIVA ....................................................... 15
3.1.1 Propagação vegetativa por estaquia ................................................................................. 16
3.1.2 Tipos de estaca................................................................................................................. 17
3.1.3 Fatores relacionados ao enraizamento na estaquia .......................................................... 18
3.1.4 Fatores internos relacionados ao enraizamento na estaquia ............................................ 19
3.1.5 Fatores externos relacionados ao enraizamento na estaquia ........................................... 20
3.2 HORMÔNIOS VEGETAIS EM ESPÉCIES FLORESTAIS ................................................................ 21
3.2.1 Auxinas ............................................................................................................................ 22
3.2.1.1 Ácido Indolacético (AIA) ............................................................................................. 23
3.2.2 Citocininas ....................................................................................................................... 24
3.2.2.1 Cinetina......................................................................................................................... 25
4 MATERIAIS E MÉTODOS ............................................................................................... 26
4.1 DESCRIÇÃO DO LOCAL DO EXPERIMENTO ............................................................................. 26
4.2 DESCRIÇÃO DAS ESPÉCIES .......................................................................................... 28
4.2.1 Trema micrantha (Linnaeus) Blume ............................................................................... 28
4.2.1.1 Importância ecológica .................................................................................................. 29
4.2.1.2 Distribuição geográfica ................................................................................................ 29
4.2.1.3 Usos .............................................................................................................................. 30
4.2.1.4 Fenologia ...................................................................................................................... 31
4.2.1.5 Descrição Botânica ....................................................................................................... 31
4.2.2 Myrsine Coriacea (Sw.) R.Br. ......................................................................................... 31
4.2.2.1 Importância Ecológica .................................................................................................. 32
4.2.2.2 Distribuição Geográfica ................................................................................................ 32
4.2.2.3 Usos .............................................................................................................................. 33
4.2.2.4 Fenologia ...................................................................................................................... 33
4.2.2.5 Descrição Botânica ....................................................................................................... 33
10
4.3 COLETA DAS ESTACAS ................................................................................................. 34
4.4 PREPARAÇÕES DAS ESTACAS EM LABORATÓRIO................................................. 34
4.5 ACONDICIONAMENTO DAS ESTACAS....................................................................... 37
4.5.1 Acondicionamento das estacas – Horto florestal UNESC .............................................. 37
4.5.2 Acondicionamento das estacas – EPAGRI...................................................................... 37
4.6 ANÁLISE DE DADOS....................................................................................................... 38
4.7 ANÁLISE ESTATÍSTICA ................................................................................................. 38
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO ........................................................................................ 39
5.1 ESTACAS LENHOSAS DE MYRSINE CORIACEA (SW) R. BR. ........................................... 39
5.2 ESTACAS HERBÁCEAS DE MYRSINE CORIACEAE (SW) R. BR. ....................................... 40
5.3 ESTACAS LENHOSAS DE TREMA MICRANTHA (L.) BLUME ............................................. 42
5.4 ESTACAS HERBÁCEAS DE TREMA MICRANTHA (L.) BLUME .......................................... 43
6 CONSIDERAÇÕES FINAIS .............................................................................................. 46
REFERÊNCIAS ..................................................................................................................... 47
11
1 INTRODUÇÃO
A Mata Atlântica é a formação florestal mais antiga do Brasil, estabelecida a cerca
de 70 milhões de anos, demonstra algumas afinidades com outras formações florestais
brasileiras (LEITÃO-FILHO, 1987). É considerado o conjunto de ecossistema com maior
biodiversidade do planeta, detendo 22 a 24% da flora global, e 33 a 36% da flora brasileira
(SCHÄFFER; PROCHNOW, 2002). Atualmente a Mata Atlântica é classificada como
patrimônio natural da humanidade.
O bioma está enquadrado como um dos 25 hotspots por abrigar grande
biodiversidade associadas às altas taxas de endemismo, ou seja, 8,7 espécies de plantas
endêmicas para cada 100 km2 que correm risco iminente de extinção (MYERS et al., 2000).
A Mata Atlântica mostra-se como um dos ecossistemas mais devastados e mais
seriamente ameaçados do planeta, é nesse hotspot em que o ritmo das mudanças está entre os
mais rápidos, e, consequentemente, a necessidade de ação para conservação é mais urgente,
apesar da área de abrangência ainda ser grande, algo em torno de 1 a 1,5 milhão de km 2, em
termos proporcionais ao que se tinha antes, restam apenas de 7 a 8% da floresta original
(GALINDO-LEAL & CÂMARA, 2005).
A diminuição dessa importante reserva de biodiversidade pode incluir perdas no
que diz respeito a ecossistema, populações, variabilidade genética, espécies e processos
biológicos e evolutivos. Neste hotspot, as causas e a dinâmica da perda de biodiversidade são
extraordinariamente complexas, historicamente impulsionadas por um sistema desigual de
posse de terra e por relações comerciais locais, nacionais e internacionais; atualmente a
situação não é diferente, os fragmentos remanescentes de mata atlântica original continuam a
se deteriorar devido a retirada de lenha, ao corte ilegal de madeira, à captura ilegal de plantas
e animais e à introdução de espécies exóticas (GALINDO-LEAL & CÂMARA, 2005).
O elevado índice de perturbações antrópicas gerou na Mata Atlântica uma das
maiores ameaças para a diversidade biológica brasileira, a fragmentação dos ecossistemas
naturais (VIANA, 1998). No Brasil, assim como na maioria dos países, a degradação
ambiental sempre foi contínua, sendo fruto da expansão desordenada das fronteiras agrícolas
(RODRIGUES; GANDOLFI, 2000).
Assim, a recuperação de áreas degradadas é uma consequência do uso incorreto da
paisagem e fundamentalmente dos solos por todo o país, sendo apenas uma tentativa limitada
de remediar um dano que, na maioria das vezes poderia ter sido evitado (FERREIRA, 2001).
12
Com isso, vários aspectos devem ser estudados para a formulação e implantação
de programas de restauração ambiental, principalmente no que se refere à escolha adequada
de espécies. Essa escolha deve levar em consideração a adaptabilidade diferencial das
espécies para cada condição ambiental identificada, as quais apresentam particularidades nas
diferentes regiões fitogeográficas (RODRIGUES; NAVE, 2000).
A utilização de mudas de espécies nativas tem importância sob vários aspectos
econômicos, sociais e ambientais. Os sistemas agroflorestais representam alternativas viáveis
para a recuperação de áreas degradadas em pequenas propriedades e para a fixação do
pequeno produtor no campo (REIS; HILDEBRAND, 2000).
Entretanto, com a crescente demanda, a inexistência ou escassez de mudas de
espécies nativas dificulta a implantação de programas de recuperação de áreas degradadas
(XAVIER; SANTOS, 2002). O que revela a necessidade de obtenção de técnicas para
processos de propagação que possam garantir um alto grau de qualidade em quantidade
necessária para o reflorestamento (ONO; RODRIGUES, 1996).
Muitas das espécies vegetais que são consideradas de extrema importância para a
recuperação ambiental apresentam algum tipo de problema para reprodução através de
sementes. Na tentativa de minimizar este problema, pesquisas procuram desenvolver
tecnologias para a propagação vegetativa de espécies florestais nativas destinadas a estas
áreas (ANTUNES et al., 2000).
A propagação assexuada mostra-se como uma relevante alternativa a
multiplicação, possibilitando a manutenção de boas características das plantas matrizes e a
redução do período juvenil, o que por consequência leva à antecipação do mecanismo
reprodutivo (RODRIGUES, 1990). Bem como economicamente viável, pois mostra-se como
uma técnica de baixo custo, para a multiplicação de plantas nativas ameaçadas ou com
restrições na germinação através de sementes (ANTUNES et al., 2000).
A estaquia é uma das técnicas de propagação vegetativas mais rápidas e de mais
fácil execução, sendo muito utilizada nas espécies que apresentam maior facilidade para a
formação de raízes adventícias (GARBUIO et al., 2007). A estaquia é uma forma de
propagação assexuada ou agâmica das plantas, por meio de seus órgãos vegetativos. Esta
técnica apresenta vários benefícios, onde permitem o clone de plantas que estão em
produtividade, uniformidade e qualidade de frutos ou folhas, além disso, adsorvem
características agronômicas que são esperadas de forma mais eficiente (HARTMANN et al.,
1990).
13
As pesquisas sobre enraizamento de estacas em espécies florestais nativas, em
condições de viveiro, são alternativas para a produção de mudas e tem a finalidade de
aprimorar e definir métodos, visando o melhoramento genético e o reflorestamento
(RODRIGUES, 1990).
Técnicas auxiliares, como o uso de reguladores de crescimento, que agem
regulando o crescimento e o desenvolvimento em parte devido ao fato de produzirem efeitos
amplificados (RAVEN; EVERT; EICHHORN, 1996), estão sendo utilizados frequentemente
com a finalidade de proporcionar melhores adaptações de enraizamento. Esta técnica tem o
intuito de elevar a porcentagem de estacas enraizadas, apressarem o aparecimento do sistema
radicular, padronizar o enraizamento, entre outros (BIASI, 2002).
Espécies vegetais como Trema micrantha (L.) Blume, popularmente conhecida
como Grandiúva e Myrsine coriacea (Sw.) R. Br. conhecida como Capororoca, são
potencialmete indicadas para recuperação de ambientes degradados, devido principalmente ao
seu caráter pioneiro, o qual permite que os ambientes mais variados e com degradações
distintas, possam receber uma cobertura vegetal necessária para a formação do horizonte “A”
do solo e o reinício do processo sucessional (REIS et AL., 1996), e também por um alto grau
de regeneração ambiental, porém, são plantas que necessitam de agentes dispersores,
principalmente ornitocoria, para que ocorra a quebra de dormência das sementes, já que
quando estas são cultivadas em viveiros a obtenção dessa quebra é muito dificil.
14
2 OBJETIVOS
2.1 OBJETIVO GERAL
Avaliar a eficiência dos hormônios vegetais: ácido 3 indolilacético (AIA) e
cinetina, no enraizamento de estacas de Trema micrantha (L.) Blume e Myrsine coriacea
(Sw.) R. Br.
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
 Testar diferentes concentrações de ácido indolilácetico (AIA) e cinetina,
combinados ou não, como indutor de formação de raízes em estacas lenhosas e herbáceas;
 Analisar as respostas do enraizamento das espécies vegetais em relação às
diferentes concentrações de AIA e cinetina;
 Verificar a influência da consistência das estacas em relação aos tratamentos de
AIA e cinetina.
15
3 REFERENCIAL TEÓRICO
3.1 PROPAGAÇÃO ASSEXUADA OU VEGETATIVA
A propagação vegetativa ou assexuada tem sido definida como: "a produção de
plantas, empregando partes vegetativas como caules, raízes, folhas, etc., no lugar de
sementes" (VILANOVA, 1959), ou seja, não há fusão de gametas, consequentemente não
ocorre recombinação genética, permitindo, assim, a reprodução fiel da planta mãe, a qual é
chamada de clone, este se caracteriza por ser bastante uniforme e produtivo quando as
condições do clima e de tempo são favoráveis (LOPES; BARBOSA, 2002).
A propagação vegetativa ou assexuada é uma técnica utilizada para reproduzir
uma planta geneticamente idêntica à planta matriz. Isso só é possível porque as células
contêm, em seus núcleos, a informação necessária para gerar uma nova planta, em um
princípio denominado totipotência. Essas células reproduzidas são somáticas, não havendo a
união de gametas, resultando em clones (GRAÇA; TAVARES, 2000); com isso, eliminando a
fase juvenil da planta, tornando precoce a produção (JANICK, 1966).
A propagação assexuada pode ser efetuada por meio de processos naturais ou
artificiais, onde os naturais são aqueles que se utilizam estruturas naturalmente produzidas
pelas plantas, com a finalidade de propagação, já quando são artificiais, é quando ocorre a
manipulação antrópica, utilizando partes da planta para o uso na propagação (LOPES;
BARBOSA, 2002).
A propagação vegetativa é destacadamente empregada a espécies que não
produzem sementes viáveis (FACHINELLO, 1995) ou àquelas em que se deseja multiplicar
um genótipo que é altamente heterozigoto e que apresenta características consideradas
superiores, que se perdem quando propagadas por sementes (PAIVA & GOMES, 2001).
A propagação assexuada ou vegetativa apresenta como vantagens (YAMAZOE &
VILAS BOAS, 2003):
 A rapidez de produção da muda;
 A reprodução fiel da planta-mãe;
 Permite multiplicar indivíduos que não florescem por falta de adaptação, etc.;
 Permite multiplicar indivíduos estéreis;
16
 Indivíduos obtidos são mais precoces.
Como desvantagens, podem-se relacionar (YAMAZOE & VILAS BOAS, 2003):
 Transmissão de doenças bacterianas, viróticas e vasculares;
 Necessidade de plantas matrizes adequadas;
 Instalações adequadas;
 Volume de material a ser transportado, armazenado, etc.
A técnica de propagação vegetativa constitui-se atualmente, um dos principais
processos de produção de mudas, principalmente pela sua efetividade em capturar os ganhos
genéticos obtidos dos programas de melhoramento, onde as técnicas mais utilizadas são a
enxertia, a estaquia e a micro propagação (XAVIER, 2002), onde a estaquia aparece como a
técnica de maior variabilidade econômica para o estabelecimento de plantios clonais, pois
permite, a um custo menor, a multiplicação de genótipos selecionados em um curto período
de tempo (PAIVA & GOMES, 2001).
3.1.1 Propagação vegetativa por estaquia
A propagação por estacas caracteriza-se pela obtenção de uma nova planta a partir
de partes de caule, raiz ou folha, destacadas de uma planta matriz (SILVA, 2007), sendo o
método mais simples e rápido de propagação de indivíduos genotipicamente superiores,
resistentes a doenças e pragas; além de possibilitar a propagação de espécies que apresentam
dificuldade na produção de sementes e na germinação (RIBAS, 1997).
A estaquia é uma das principais técnicas de propagação vegetativa de clones
selecionados que visa atender aos objetivos da silvicultura clonal, dada sua
aplicabilidade operacional e levando-se em conta o custo de produção competitivo
em relação às demais técnicas de propagação assexuada. É o processo de propagação
vegetativa que consiste em destacar de uma planta-matriz um órgão, ramo, uma
folha ou uma raiz e colocá-los em meio adequado para enraizamento da parte aérea.
(XAVIER, 2002)
Na reprodução por estaquia há quatro fases que se pode distinguir, iniciando-se
com a produção de brotos, seguida da preparação da estaca e do meio de crescimento, o
enraizamento e por fim a aclimatação das mudas. As fases mais importantes são o
17
enraizamento e a produção de brotos, porque limitam a possibilidade ou não e a quantidade de
mudas a produzir (FLORIANO, 2004).
As estacas podem ser produzidas a partir de porções vegetativas de caules,
rizomas, tubérculos e bulbos, folhas e raízes. Sendo que em algumas espécies as estacas
podem ser propagadas por um ou mais tipos de estacas, dependendo da facilidade de sua
obtenção e disponibilidade do material vegetativo (BORTOLINI, 2006).
As estacas caulinares podem ser classificadas em três grupos segundo a natureza
do lenho: estacas lenhosas, com tecidos endurecidos; herbáceas, que possuem tecidos tenros e
semilenhosas, com estágio intermediário entre dois extremos (BORTOLINI, 2006).
Quando ocorre o enraizamento de estacas caulinares, a origem da maioria das
raízes formadas se encontra em grupos de células que podem retomar suas funções
meristemáticas. Os calos, pequenos grupos de células, continuam sua divisão, formando um
aglomerado de várias células que podem se converter em primórdios radiciais. (HARTMANN
et al., 2002).
O sucesso na propagação de uma espécie por estacas varia, principalmente, de
acordo com a época do ano, balanço hormonal e outras substâncias necessárias ao
enraizamento (PEDRAS; SILVA, 1997). Sendo assim, muitos fatores estão envolvidos no
processo de enraizamento de estacas, tanto fatores exógenos como endógenos, onde se pode
citar o estado fisiológico da planta matriz (presença de carboidratos, substâncias nitrogenadas,
aminoácidos, auxinas, compostos fenólicos e outras substâncias), o período e posição de
coleta das estacas, juvenilidade, estiolamento, presença de folhas e gemas, idade da planta
matriz e fatores do ambiente, como disponibilidade de água, luminosidade e substrato
(GOMES, 1986; HARTMANN et al., 2002).
3.1.2 Tipos de estaca
Segundo Xavier (2002), dentre os vários tipos de estaca possíveis, a estaca foliar,
a estaca caulinar e a estaca radicular são as mais utilizadas na propagação de plantas por
estaquia.
 A estaca foliar é raramente aplicado na silvicultura, tendo maior expressão de
uso na floricultura; pode ser constituída pelo pecíolo ou o limbo da folha ou apenas pelo
limbo foliar da planta da qual se deseja multiplicar vegetativamente;
 A estaca radicular é obtida a partir de segmentos das raízes da planta da qual
se deseja propagar vegetativamente, como o próprio nome indica;
18
 A estaca caulinar é o tipo mais difundido e de uso mais comum na silvicultura
clonal. Estas estacas são segmentos de ramos contendo gemas terminais e, ou, laterais,
podendo ser herbáceas, semilenhosas e lenhosas. As estacas herbáceas têm mais facilidades
na regeneração de uma nova planta, porém, possuem baixa resistência à desidratação, já a
lenhosa tem mais dificuldade em plantas com difícil enraizamento.
Hartmam (et al. 2002), classifica as estacas caulinares em três grupos segundo a
natureza do lenho: estacas lenhosas, com tecidos endurecidos; herbáceas, que possuem tecidos
tenros e semilenhosas, com estágio intermediário entre dois extremos. A época do ano está
muito relacionada com a consistência da estaca, sendo que se forem coletadas em um período
de crescimento vegetativo intenso (primavera/verão) apresentam-se mais herbácea
proporcionando mais o enraizamento, num período de pouco crescimento vegetativo (inverno)
possuem um alto grau de lignificação e tendem a enraizar menos.
Segundo Hartmann (et al., 2002), em geral, estacas provenientes de material
vegetativo juvenil enraízam com maior facilidade; quanto mais juvenis, mais rápida é a
formação das raízes, melhor é a qualidade do sistema radicial formado e menor é a
probabilidade de barreiras anatômicas que podem interferir negativamente para a formação de
raízes adventícias, quanto maior for à dificuldade na formação de raízes adventícias, maior
será o cuidado na hora de escolher o tipo de estaca, pois a estaca ideal vai variar de acordo
com cada espécie ou até mesmo com maneira de cultivar.
A Época do ano está muito relacionada com a consistência da estaca, sendo que se
forem coletadas em um período de crescimento vegetativo intenso (primavera/verão)
apresentam-se mais herbácea proporcionando mais o enraizamento, num período de pouco
crescimento vegetativo (inverno) possuem um alto grau de lignificação e tendem a enraizar
menos (PAIVA E GOMES, 1993).
3.1.3 Fatores relacionados ao enraizamento na estaquia
É importante conhecer os fatores que afetam o enraizamento, para conseguir
explicar por que uma espécie tem facilidade ou dificuldade de enraizar (PAIVA; GOMES,
1993).
Os principais fatores que afetam a propagação vegetativa pelo enraizamento de
estacas, ou seja, pela técnica de estaquia, são aqueles relacionados com o genótipo, com as
condições fisiológicas da planta fornecedora das estacas, nutrição mineral, maturação, o tipo
19
de propágulo, a sua origem na copa tratamento das estacas e a manipulação das condições
ambientais quanto à luminosidade, temperatura, umidade e ao substrato (XAVIER, 2002),
além da época de coleta, que influencia, sobretudo na capacidade e na rapidez do
enraizamento (FACHINELLO, 1995).
O crescimento vegetal pode ser afetado por fatores intrínsecos ou internos e
extrínsecos ou externos (SAMPAIO, 1998). Os fatores internos estão relacionados à eficiência
de processos metabólicos como fotossíntese, respiração, translocação de solutos, metabolismo
de nitrogênio e processos morfogenéticos, bem como a condição fisiológica da planta matriz,
tipo de estaca, época do ano e idade da planta mãe (FACHINELLO, 1995; SAMPAIO, 1998).
Conhecimento a par destes fatores pode explicar melhor as causas do
enraizamento e ver que quanto mais dificuldade uma espécie tiver pra enraizar, maior é a
importância dos fatores que o afetam (FACHINELLO, 1995).
3.1.4 Fatores internos relacionados ao enraizamento na estaquia
A indução do sistema radicial é provocada pela ação do ácido indol acético (IAA)
uma auxina natural, que atua em conjunto com carboidratos, compostos nitrogenados e
vitaminas (TAIZ; ZEIGER, 2004).
Além da concentração endógena de auxina, outros fatores influenciam o
enraizamento de estacas. A oxidação de compostos fenólicos, fenômeno responsável pela
liberação de exsudatos tóxicos ao tecido da estaca, tem sido apontada como fator que reduz a
capacidade de enraizamento. O controle das reações de oxidação destes compostos pode vir a
favorecer a formação de raízes (FACHINELLO et al., 1995).
A presença de carboidratos é um parâmetro que reflete a condição de
desenvolvimento da planta matriz que pode coincidir com sua capacidade de enraizamento
(VEIERSKOV, 1988) e representa a principal fonte de energia e de carbono para a síntese de
substâncias necessárias ao enraizamento de estacas (TOFANELLI, 1999).
A auxina produzida nas folhas e nas gemas move-se naturalmente para a parte
inferior da estaca, acumulando-se na base do corte, junto com açúcares e outros nutrientes
(JANICK, 1966). Considerando que a formação de raízes é um processo de crescimento que
necessita de nutrientes, é importante que haja equilíbrio da auxina com carboidratos e
compostos nitrogenados (ONO; RODRIGUES, 1996).
Deste modo, a presença de folhas em estacas é um fator que auxilia o
enraizamento em muitas espécies, pois as mesmas são fontes de auxina e cofatores do
20
enraizamento, os quais continuam a ser sintetizados durante a permanência das estacas no
substrato (COUVILLON, 1988).
Contudo, Paiva e Gomes (1993) destacam alguns fatores que exercem influência
direta e internamente, no enraizamento de estacas caulinares, entre elas, a condição
fisiológica da planta matriz, que deve apresentar um nível alto de carboidrato juntamente
com um alto teor de água e com relação à idade das plantas matrizes. Além dos já citados
tipos de estaca e época do ano.
Outras condições endógenas que também influenciam o crescimento podem ser
mencionadas, entre elas, o tecido precisa estar em um estágio potencial de crescimento, pois,
de um modo geral, um tecido adulto não é mais capaz de crescer, a não ser em condições
específicas; a capacidade de sintetizar hormônios do crescimento e o controle genético
também são importantes fatores quem influenciam o enraizamento (FERRI, 1979).
3.1.5 Fatores externos relacionados ao enraizamento na estaquia
A formação de raízes em estacas é influenciada diretamente pela intensidade
luminosa, principalmente com relação à fotossíntese, degradação de compostos como as
auxinas e relações hídricas (ZUFFELLATO-RIBAS; RODRIGUES, 2001).
Para que o processo de enraizamento tenha sucesso, necessita-se da escolha de um
substrato apropriado, o qual deve possuir qualidades que auxiliem a iniciação radicial nas
estacas, proporcionando o suporte da mesma durante o enraizamento (PAIVA; GOMES,
1993). Essa escolha depende da espécie, tipo da estaca e estação do ano, porém em todos os
casos o substrato deve proporcionar umidade, facilidade de trocas gasosas e penetração das
raízes, sendo relativamente livre de contaminações (JANICK, 1966).
Em espécies de fácil enraizamento, as estacas podem ser colhidas em qualquer
época do ano, enquanto para outras espécies o período de maior enraizamento coincide com a
estação de repouso ou com a estação de crescimento (PAIVA; GOMES, 1993). A coleta de
material para a propagação vegetativa nas várias estações do ano acarreta diferentes
resultados na porcentagem de enraizamento das estacas (BLAKESLEY et al., 1991). Cada
espécie responde diferentemente à época de obtenção de propágulos (KERSTEN, 1990;
MACHADO, 1993).
Alguns fatores externos foram propostos por Fachinello (1995), como:
Temperatura que favorece a divisão celular para a formação de raízes, a Luz que ajuda na
fotossíntese e na degradação de compostos voláteis como as auxinas, Umidade que é
21
necessária para que haja a divisão celular, pois a perda de água é umas das principais causas
de morte das estacas; Substrato que vai influenciar muito no sucesso do enraizamento das
estacas o qual as sustenta com sua base úmida, escura e aerada, durante o período do
enraizamento. Os substratos podem ser do tipo: areia, vermiculita, cinza de casca de arroz,
casca de arroz carbonizada, solo e outros.
O meio ambiente precisa fornecer água, oxigênio, gás carbônico, nutrientes,
temperatura adequada e luz; as plantas só crescem quando as células estão turgidas e, portanto
o suprimento de água pode limitar o crescimento (FERRI, 1979).
O sistema vegetal precisa estar em condições de crescer, e deve ter capacidade de
sintetizar hormônios; o ambiente precisa fornecer água (para ocorrer a turgidez), oxigênio,
nutriente inorgânicos e temperatura adequada (SAMPAIO, 1998).
O crescimento tem um ritmo diário; máxima e mínima ocorrem em períodos
definidos do dia, nas raízes, ocorrem 2 a 4 máximos de alongamento celular em um período
de 24 horas, sendo que os máximos de alongamento coincidem com os mínimos de atividade
de divisão celular (RAY, 1971).
Uma das principais causas da mortalidade de caules, e consequentemente o não
enraizamento, é por dessecação, já que a ausência de raízes impossibilita a absorção de água
suficiente, e as folhas presentes, assim como as novas brotações emitidas continuam perdendo
água por transpiração, deste modo, a manutenção da turgescência se faz necessária (JANIK,
1966). Entretanto, o excesso de água pode dificultar as trocas gasosas, favorecendo o
desenvolvimento de doença, impedindo o enraizamento e levando a morte dos tecidos
vegetais (XAVIER; SANTOS, 2002).
3.2 Hormônios vegetais em espécies florestais
Para a formação de raízes adventícias em estacas, é necessária a presença de
certos níveis de substâncias de crescimento natural na planta. Dependendo muito da espécie,
do estado de maturação, dentre outros fatores; várias substâncias, quando aplicadas
exogenamente, promovem ou inibem a iniciação de raízes adventícias (XAVIER, 2002).
As concentrações a serem aplicadas são muito variáveis de acordo com a espécie,
clone, estado de maturação e tipo de estaca, condições ambientais, forma de aplicação entre
outros (XAVIER, 2002).
A aplicação dos reguladores pode ser feita de duas vias, pela via líquida e pela de
pó. Na forma líquida, as bases das estacas são imersas em solução por períodos variáveis, mas
22
geralmente por cinco segundos, já na forma de pó, as estacas são introduzidas no pó contendo
o regulador, e em seguida dever ser estaqueadas (BLAZICH, 1987).
3.2.1 Auxinas
Diversas substâncias, existem, com propriedades reguladoras de crescimento
vegetal, Hartmann et al. (1997) destaca as auxinas como uma das substâncias de maior
interesse no enraizamento de estacas, as quais são sintetizadas principalmente nas gemas
apicais e folhas jovens.
Aplicações exógenas de auxinas proporcionam maior percentagem, velocidade,
qualidade e uniformidade de enraizamento (HACKETT, 1987), porém, as respostas positivas
não são universais (BLAZICH, 1987). As auxinas podem ser encontradas naturalmente nos
vegetais sob a forma livre ou conjugada (FERREIRA, 2001).
Quando a auxina é aplicada em estacas, ocorre aumento da sua concentração, o
que produz efeito estimulador de raízes até um ponto máximo, a partir do qual qualquer
acréscimo do nível de auxina torna-se inibitório (ALVARENGA; CARVALHO, 1983).
A auxina produzida nas folhas e nas gemas move-se naturalmente para a parte
inferior da estaca, o que gera o acúmulo na base do corte, junto com açúcares e outros
nutrientes (JANICK, 1966). Considerando que a formação de raízes é um processo de
crescimento que necessita de nutrientes, é essencial que haja equilíbrio da auxina com
carboidratos e compostos nitrogenados (ONO; RODRIGUES, 1996). Deste modo, a presença
de folhas em estacas é um fator que auxilia o enraizamento em muitas espécies, pois as
mesmas são fontes de auxina e promotores do enraizamento, os quais continuam a ser
sintetizados durante a permanência das estacas no substrato (COUVILLON, 1988).
O transporte de auxinas é polar. Ocorre do caule, em direção às raízes,
independentemente da ação da gravidade e de um gradiente de concentração. Esse transporte
é ativo e depende de um suprimento adequado de oxigênio (SAMPAIO, 1998).
Sampaio (1998) destaca os principais efeitos biológicos e a forma de atuação das
auxinas:
 No crescimento do caule, estimulando a divisão e o alongamento celular;
 No crescimento de folhas, através da divisão, expansão e diferenciação celular,
onde em folhas jovens a concentração de auxina é maior;
 No crescimento da raiz, que é muito sensível a esses hormônios, apresentando
alongamento em baixas concentrações;
23
 No enraizamento de estacas caulinares, onde o hormônio se transloca das
gemas ou das folhas para a parte basal da estaca, estimulando o enraizamento;
 Estimulando a atividade cambial em plantas lenhosas quando, na primavera, é
fornecida pelas gemas em desenvolvimento;
 Provocando a dominância apical ao estimularem translocação de nutrientes
para o ápice do caule, dificultando o desenvolvimento das gemas laterais;
 No desenvolvimento das flores, estimulando a formação de flores femininas e
retardando sua queda;
 Na abcisão foliar;
 Nos movimentos de geotropismo e fototropismo, nos quais a distribuição
irregular do hormônio provoca crescimento com curvatura de raízes e caules.
Dentro do grupo das auxinas destacam-se o Ácido Indollacético (AIA), ácido
indolbutírico (AIB), ácido naftalenoacético (ANA) e o 2,4-diclorofenoxiacético (2,4D)
(XAVIER, 2002).
3.2.1.1 Ácido Indolacético (AIA)
Esse hormônio vegetal é de ampla ocorrência dentro do reino das plantas,
principalmente em órgãos que estão em crescimento ativo, tais como regiões meristemáticas,
folhas jovens, coleoptiles e sementes em desenvolvimento (FERRI, 1979).
Os níveis de AIA (fig. 1) na planta geralmente são controlados por variações nas
velocidades de síntese, destruição e inativação do hormônio, tais variações podem ser
influenciadas por fatores ambientais e pela idade fisiológica da planta ou do órgão
(SAMPAIO, 1998).
Atua na capacidade de expansão, alongamento celular, divisão celular, cultura de
tecidos e enraizamento (CENTELAS et al., 1999) folhas e frutos apresentam teores diferentes
de AIA, conforme o seu desenvolvimento; em plantas perenes de regiões onde o clima é
temperado há maior concentração de AIA na primavera e no verão (FERRI, 1979;
SAMPAIO, 1998).
24
Figura 1: Formula Estrutural do Ácido Indolilacético
Fonte: Taiz e Zeiger (2004).
3.2.2 Citocininas
As citocininas são substâncias reguladoras do crescimento que causam divisão
celular nas plantas. Embora tenham sido descobertas há pouco tempo, em cultivo de callus, o
impacto no estudo dos hormônios vegetais, pode ser comparado ao da descoberta das auxinas
e giberelinas, devido a seu papel admirável no crescimento das plantas (FERRI, 1979;
SAMPAIO, 1998).
Além dessas características, muitos outros efeitos são observados nos processos
fisiológicos do desenvolvimento, incluindo a senescência foliar, a mobilização de nutrientes, a
dominância apical, a formação e a atividade dos meristema apicais, o desenvolvimento floral,
a germinação das sementes e a quebra da dormência das gemas (TAIZ; ZEIGER, 2006).
São hormônios sintetizados nos meristemas da raiz e em frutos em
desenvolvimento; ocorrem como parte do RNAt solúvel e são translocados pelo xilema e
podem ser encontrados durante a germinação de sementes de cevada, alface, e ervilha, e nos
frutos de maçã, pêssego, pêra, tomate e ameixa (SAMPAIO, 1998).
Quanto aos efeitos biológicos causados pelas citocininas, Sampaio (1998) destaca
que elas:
 Estimulam a divisão e o alongamento celular;
 Controlam a morfogênese e a formação de órgãos em cultura de tecidos;
 Retardam a senescência foliar ao conservarem as proteínas foliares e a
clorofila;
 Estão envolvidas na síntese de proteína;
 Atuam na quebra de dormência apical ao induzirem o crescimento das gemas
em estacas e em plantas intactas;
 Matém a permeabilidade da membrana dos estômatos.
25
A diversidade de efeitos das citocininas, parecem se confundir, pois, se tem pouco
conhecimento acerca de como essas moléculas operam nos níveis, celular e molecular,
complicando ainda mais pelo fato de muitas das citocininas usadas em pesquisas são
sintéticas e podem ter ou não, estruturas diferentes das naturais, podendo agir de maneiras
anormais (FERRI, 1979).
3.2.2.1 Cinetina
A cinetina ou KIN é uma das citocininas mais utilizadas, e é produto sintético, que
até hoje não foi encontrado naturalmente, nem em nenhuma base no DNA de nenhuma
espécie (FERRI, 1979).
Esse hormônio é o produto de da degradação induzida pelo aquecimento do DNA,
no qual o açúcar desoxirribose da adenosina é convertido a um anel furfuril e deslocado da
posição 9 para a 6 no anel da adenina, a descoberta da cinetina foi importante para demonstrar
que a divisão celular pode ser induzida por uma simples substância química (TAIZ; ZEIGER,
2006).
A cinetina, em situação balanceada com auxina, estimula o callus a crescer; em
meio de cultura onde ocorre mais auxina que cinetina, crescem raízes; e quando a quantidade
de cinetina é maior que a de auxina, crescem caules (SAMPAIO, 1998).
Porém, é ainda desconhecido se estas substâncias são modificadas dentro dos
tecidos ou servem de precursores das citocininas naturais (FERRI, 1979).
Figura 2: Formula Estrutural da Cinetina.
Fonte: Taiz e Zeiger (2004).
26
4 MATERIAIS E MÉTODOS
4.1 Descrição do local do experimento
O estudo foi realizado no Horto Florestal da Universidade do Extremo Sul
Catarinense (UNESC), situada na região sul de Santa Catarina no município de Criciúma,
localizado nas coordenadas geográficas, latitude 28º 40’ 39” S e longitude 49º 22’ 11” W; e
na Empresa de Pesquisa Agropecuária e Extensão Rural de Santa Catarina - EPAGRI de
Urussanga, localizada nas coordenadas geográficas, latitude 28º 32’ 45’’S e longitude 49º 18’
21’’.
Figura 3: Localização geográfica de Santa Catarina- Criciúma (em destaque).
Fonte: ?
27
Figura 4: Horto florestal UNESC.
Fonte: Google Earth <Acesso em 25/07/2010>
Figura 5: EPAGRI Urussanga.
Fonte: Google Earth. <Acesso em 25/07/2010>
O Clima dos dois locais, segundo a Classificação climática de Köppen caracteriza
esta região com o predomínio do clima mesotérmico úmido com verão quente (CFA). A
média das temperaturas anuais oscila entre 16 e 18ºC, sendo que a média em julho tem sido
entre 12 e 14ºC e a de janeiro entre 22 e 24ºC.
28
4.2 DESCRIÇÃO DAS ESPÉCIES
4.2.1 Trema micrantha (Linnaeus) Blume
Conhecida vulgarmente por Grandiúva, crindiúva, grindiúva, pau-pólvora,
candiúba, polveiro, coatidiba, curumim, trema e tamanqueiro, é uma espécie da família
Cannabaceae.
Segundo Backes & Irgang, (2004), é uma das pioneiras mais importantes do
Brasil e também uma das mais amplamente distribuídas. Qualquer derrubada, queimada ou
outras alterações que permitem a penetração de luz nas florestas fazem surgir imediatamente
essa espécie de maneira explosiva. Costuma crescer também em vegetação secundária e no
ambiente urbano. De crescimento rápido, seu ciclo é curto, provavelmente até 15 anos,
quando então é substituída por outras espécies.
Figura 6: Detalhe de uma árvore a esquerda e de um galho com as folhas e frutos a direita.
Fonte: Lorenzi, 2000.
29
4.2.1.1 Importância ecológica
Frutífera importante para a avifauna e para peixes; Pioneira importante na
recomposição de áreas degradadas ou mesmo em reflorestamento inicial é polinizada por
pequenos insetos (BACKES & IRGANG, 2004).
A ação pioneira dessa espécie é marcante no interior de ecossistemas não
degradados: em clareiras grandes recém-formadas, sementes do banco de sementes do solo ou
da ultima chuva germinam, formando povoamentos densos (CARVALHO, 2003).
Planta perenifólia ou semidecídua, heliófita, pioneira, característica das formações
secundárias das florestas semidecíduas e pluvial atlântica. Ocorre em todos os tipos de
ambientes exceto os muito úmidos, o que explica sua vasta dispersão. É uma das primeiras
espécies arbóreas que ocorrem em áreas abandonadas, continuando a existir em todos os
estágios da sucessão secundária, exceto na floresta clímax. Produz anualmente grande
quantidade de sementes, amplamente disseminada por pássaros (LORENZI, 2000).
4.2.1.2 Distribuição geográfica
Ocorre no sul dos Estados Unidos, México, America Central, América do Sul e
Brasil (BACKES & IRGANG, 2004), neste ocorrendo nos estados do Rio de Janeiro, Minas
Gerais, Goiás, e Mato Grosso do Sul até o Rio Grande do Sul, incluído Santa Catarina, em
diversas formações florestais (LORENZI, 2000).
30
Figura 7: Locais identificados no mapa de ocorrência natural de Trema micrantha (L.) Blume, no Brasil.
Fonte: Carvalho, 2003.
4.2.1.3 Usos
É uma planta de aproveitamento total. A casca fornece fibras para cordas e
tecidos. A madeira leve, marrom-clara, excelente para celulose e papel. Ótima lenha e carvão
o qual é usado na fabricação de pólvora, também aplicada em marcenaria rústica e caixotaria.
O tronco fornece resina. As folhas têm bom valor forrageiro para bovinos, eqüinos, ovinos e
coelhos. Melífera. As folhas e a casca são usadas medicinalmente em sífilis, feridas e
reumatismo (BACKES & IRGANG, 2004).
Além de queimar muito bem, a espécie apresenta uma ótima qualidade na
obtenção de pasta química ou alvejada; o papel obtido é muito resistente e de ótima qualidade
(LORENZI, 2000).
Seus pequenos frutos são avidamente consumidos por várias espécies de pássaros;
A árvore, pioneira e de rápido crescimento, não pode faltar em qualquer reflorestamento
heterogêneo destinado à recomposição de áreas degradadas de preservação permanente
(CARVALHO, 2003).
31
4.2.1.4 Fenologia
Para Backes & Irgang, (2004) e Lorenzi, (2000), varia conforme a região onde as
plantas estão inseridas; A floração apresenta-se de forma contínua, de setembro a janeiro e a
frutificação janeiro a maio.
4.2.1.5 Descrição Botânica
Árvore perenifólia, de pequeno porte, de até 20 m de altura, com fustes retos e
altos, de até 70 cm de diâmetro. Casca cinza até marrom, quase lisa, coberta de lenticela se
fissuras longitudinais rasas. Folhas simples, alternas, ásperas, oblongas, serradas, com três
nervuras basais, de até 16 cm de comprimento por até 7 cm de largura. Panículas axilares.
Flores pentâmeras, hermafroditas ou unissexuais, verde-amareladas, de cerca de 4 mm de
diâmetro. Frutos do tipo drupa, globosa, avermelhada, de até 3mm de diâmetro.
4.2.2 Myrsine Coriacea (Sw.) R.Br.
Conhecida
vulgarmente
como
capororoca,
capororoca-de-folhas-miúdas,
azeitoneira, capororoca-mirim e capororoca.
É certamente uma das frutíferas nativas mais importantes, pois, é consumida por
gralhas, sábias, jacus, bugios e cerca de 30 outras espécies de pássaros. Pioneira indiferente ao
tipo de solo costuma formar caules subterrâneos horizontais em dunas arenosas. Importante
pioneira formadora de florestas diretamente sobre o campo merece uma melhor atenção
quanto às suas propriedades (BACKES & IRGANG, 2004).
32
Figura 8: Detalhe das folhas a esquerda e do tronco à direita.
Fonte: Backes & Irgaing, 2004.
4.2.2.1 Importância Ecológica
Aparece como uma das espécies pioneiras mais importantes da flora sul brasileira tanto pelo aspecto fauna-flora, como também pelo aspecto de regeneração florestal
(BACKES & IRGANG, 2004).
Destaca-se como uma importante espécie na vegetação secundaria, tornando-se
uma das espécies dominantes nas capoeirinhas, capoeiras e capoeirões, sendo rara em
florestas primárias, invade também as áreas abandonadas pela agricultura e pastagem,
caracterizando por ser uma das primeiras espécies arbóreas a ocupar esses ambientes
(CARVALHO, 2000).
4.2.2.2 Distribuição Geográfica
Colômbia, Bolívia, Argentina, Paraguai, Uruguai e Brasil, onde destacam-se os
estados de Bahia, Minas Gerais até o Rio Grande do Sul, passando pelo estado de Santa
Catarina (BACKES & IRGANG, 2004).
33
Figura 9: Locais identificados no mapa de ocorrência natural de Myrsine coriacea (Sw) R. Br , no Brasil.
Fonte: Carvalho, 2003.
4.2.2.3 Usos
A madeira dessa espécie é leve, variando de 500 a 600 kg/m³, de cor branca até
castanha, de baixa qualidade, indicada para paisagismo urbano e lenha; Melífera, os frutos são
usados na alimentação humana em conservas de vinagre (BACKES & IRGANG, 2004). Pode
também ser usada em obras internas, como esteios e em estaqueamentos (CARVALHO,
2000).
4.2.2.4 Fenologia
Varia conforme a região; a floração é de março a junho e a frutificação de
setembro a janeiro (BACKES & IRGANG, 2004).
4.2.2.5 Descrição Botânica
Árvore perenifólia, dióica, pequeno porte, de até 20 m de altura. Fustes retos, de
até 60 cm de diâmetro. Casca cinza-rosada, quase lisa, separando-se em pequenas placas.
Folhas simples, alternas, ferrugíneas, lanceoladas, de até 9 cm de comprimento por até 2,5 cm
de largura. Flores unissexuais, em pseudo-umbelas (caulifloria), de cor amarelo-esverdeada.
Fruto do tipo drupa, negro, com até 33 mm de diâmetro (BACKES & IRGANG, 2004).
34
4.3 COLETA DAS ESTACAS
As estacas foram coletadas nas dependências da Universidade do Extremo Sul
Catarinense, UNESC, em duas épocas distintamente diferentes observando o estado
fisiológico em que a planta matriz encontra-se, sendo realizado nos meses de janeiro e julho
de 2010. Para a confecção das estacas foram selecionados ramos apicais do tipo lenhoso e
herbáceo de plantas adultas.
No mês de janeiro as estacas lenhosas foram coletadas com as matrizes de
Myrsine coriacea (Sw.) R. Br. em florescência e Trema micrantha (L.) Blume em frutificação
no mês de julho estacas lenhosas, onde as plantas matrizes apresentam-se respectivamente em
florescência e dormência. Após a coleta as estacas foram deixadas de molho em baldes
previamente desinfetados com hipoclorito contendo água, por 24 horas, para melhor
hidratação das mesmas.
4.4 PREPARAÇÕES DAS ESTACAS EM LABORATÓRIO
Para a confecção das estacas foram selecionados ramos apicais do tipo lenhoso, e
herbáceo de plantas adultas. As estacas foram preparadas com aproximadamente 15 cm de
comprimento e 5-7 mm de diâmetro, com corte reto no ápice e em forma de bisel na base,
com o propósito de aumentar a área de exposição do câmbio, sendo mantidas duas folhas
superiores cortadas ao meio, para reduzir a perda d’água, nas estacas herbáceas e apenas a
estaca sem folhas nas lenhosas.
Figura 10: Preparação das estacas em laboratório.
Fonte: Jeovane Warmiling, 2007.
35
Figura 11: Estacas de consistência herbácea.
Fonte: Dados do autor.
Figura 12: Estacas de consistência lenhosa.
Fonte: Dados do autor.
36
Após serem desinfetadas em solução de hipoclorito de sódio 2% por 15 segundos,
com imersão de cerca de 30% da base da estaca, as mesmas foram lavadas com água
destilada.
Figura 13: Estacas emersas em água destilada.
Fonte: Deise Backes.
Na sequência foram utilizados tratamentos distintos com diferentes concentrações
de AIA e sem cinetina: 2.000 ppm, 1.000 ppm, 500 ppm, 250 ppm, 125 ppm de AIA para 0
ppm de cinetina e as mesmas concentrações de AIA acrescentado 25 ppm de cinetina para
cada concentração de AIA nas mesmas diluições já citadas. O fitorregulador ácido
indolilacético (AIA) foi diluído em hidróxido de sódio (NaOH) 2 molar e completado com
água destilada até 1L. E a partir disso diluído em várias vezes até chegar às concentrações
desejadas.
O tempo de imersão nas soluções com AIA e cinetina foi de 15 segundos, com
30% da base da estaca, posteriormente foram acondicionas em um béquer contendo água para
retirada do excesso dos hormônios.
Tabela 1: Concentrações dos tratamentos com ácido indolilacético (AIA) sem cinetina.
Hormônios
T1
T2
T3
AIA
125ppm
250ppm
500ppm
Cinetina
0ppm
0ppm
0ppm
(T) Tratamento;
Fonte: Dados do autor
T4
T5
1000ppm 2000ppm
0ppm
0ppm
37
Tabela 2: Concentrações dos tratamentos cruzados com ácido indolilacético (AIA) e cinetina.
Hormônios
T1
T2
T3
T4
T5
T6
T7
AIA
0ppm
0ppm
125ppm
250ppm
500ppm
1000ppm
2000ppm
25ppm
25ppm
25ppm
25ppm
Cinetina
0ppm
25ppm
25ppm
(T) Tratamento;
Fonte: Dados do autor
4.5 ACONDICIONAMENTO DAS ESTACAS
As estacas foram distribuídas em tubetes de 10 cm X 2 cm de diâmetro contendo
substrato comercial e cinza de casca de arroz, ambas os substratos foram autoclavados no
laboratório de química da UNESC e acondicionados no Horto florestal da UNESC e na
EPAGRI de Urussanga.
4.5.1 Acondicionamento das estacas – Horto florestal UNESC
No horto florestal da UNESC foram acondicionadas as estacas com consistência
herbácea, em canteiros contendo 50% de substrato comercial com formulação de 50% cinza e
50% de substrato Carolina (turfa australiana, traços de NPK, vermiculita, casca de arroz
carbonizada), estufa utilizada foi do tipo túnel com sombrite 50%, com controle de irrigação
tipo nebulização e aspersão, plástico UBV e com irrigação controlada e temperatura ambiente.
Foi utilizado o delineamento inteiramente casualizado para a espécie de Trema micrantha (L.)
Blume e Myrsine coriacea (Sw.) R. Br. com 12 estacas para cada tratamento. As estacas
permaneceram por um período de 90 dias para posterior análise.
4.5.2 Acondicionamento das estacas – EPAGRI
Na EPAGRI de Urussanga, foram acondicionadas as estacas com consistência
lenhosa, em tubetes contendo o substrato citado no item anterior, com irrigação e temperatura
controladas, visto que as estacas lenhosas necessitam de maiores controles. Foi utilizado o
delineamento inteiramente casualizado para a espécie de Trema micrantha (L.) Blume e
38
Myrsine coriacea (Sw.) R. Br. com 12 estacas para cada tratamento. As estacas
permaneceram por um período de 90 dias para posterior análise.
Figura 14: Acondicionamento em tubetes.
Fonte: Deise Backes.
4.6 ANÁLISE DE DADOS
Para a análise do processo de enraizamento serão importantes pontos para
avaliação as seguintes variáveis:
 Formação de raízes;
 Formação de calos;
 Estacas vivas/mortas;
 Estacas Brotadas.
4.7 ANÁLISE ESTATÍSTICA
O teste estatístico utilizado foi o de Qui-Quadrado, com nível de significância α=
5% com 1 grau de liberdade, para comparar as hipóteses levantadas sobre diferenças entre os
tratamentos de AIA e cinetina em relação às variáveis analisadas.
39
5 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Além dos experimentos já relacionados, outro ensaio foi realizado com herbáceas
de verão, onde foram feitos os mesmos procedimentos metodológicos, porém, por problemas
com a irrigação e falta de cuidados com a rotina da estufa, foram perdidas todas as amostras,
as quais se encontravam na EPAGRI de Urussanga, com isso forçou-se a se repetir a
experimentação.
O número reduzido de estacas nesse experimento para cada tratamento se deu pelo
fato de que, o espaço físico cedido foi pequeno, não abrigando um número satisfatório para
uma análise estatística significativa.
5.1 ESTACAS LENHOSAS DE Myrsine coriaceae (Sw) R. Br.
Como observado na tabela 3, as estacas lenhosas não apresentaram formação de
raízes, o que comprova o que Paiva e Gomes (1993), descreveram sobre estacas lenhosas,
onde destacam que estacas mais lignificadas, tendem a apresentar maior dificuldade para o
enraizamento. A tabela 3 mostra os resultados para as estacas lenhosas de M. coriacea, onde
se evidenciou a alta concentração, nesse caso de 2000 ppm, como um fator importante para a
permanência das estacas vivas. É provável que, como na consistência lenhosa a planta
apresenta-se em estado de dormência, como afirmou Sampaio (1998), os níveis de AIA
exógenos necessitam ser maiores para a quebra da mesma, o que indica a possibilidade de ter
elevadas dosagens de Auxina para mantê-las vivas.
Tabela 3: Resultados para estacas lenhosas de Myrsine coriace (Sw) R. Br. apenas na
presença de AIA.
Diluição
AIA
2,000
1,000
500
250
125
0
Soma
χ²
F.
Ñ. F.
F.
raízes Raízes Calos
Ñ. F.
Calos
Est.
Est.
F.
Vivas Mortas Brot.
Ñ F.
Brot.
0
0
0
0
0
0
12
12
12
12
12
12
0
0
0
0
0
0
12
12
12
12
12
12
6
4
2
3
3
2
6
8
10
9
9
10
0
0
0
0
0
0
12
12
12
12
12
12
0
0
72
0
0
0
72
0
24
3.500
48
1.750
0
0
72
0
40
Na tabela 4, apresenta os resultados para as estacas lenhosas de M. coriacea com
adição de 25 ppm de cinetina. Os resultados que chamam atenção, são os de 250 ppm e 500
ppm, onde ambos mantiveram 6 estacas vivas. Nesse caso, uma hipótese que pode ser aceita,
seria de que, provavelmente a cinetina potencializou a ação do AIA, já que ela atua na quebra
da dormência e na divisão e alongamento celular, de acordo com Sampaio (1998),
necessitando assim de níveis mais baixos dessa auxina em comparação com a tabela 6, onde
ele sozinho conseguiu manter as estacas vivas significativamente apenas com 2000 ppm. O
que evidencia o possível sucesso no uso desses dois hormônios conjugados, já que juntos eles
conseguiram manter as estacas vivas em concentrações menores, apesar de não haver variação
significativa entre os resultados observados.
Tabela 4: Resultados para estacas lenhosas de Myrsine coriacea (Sw.) R. Br. na presença de
AIA e KIN.
Diluição
KIN/AIA
25 - 2.000
25 - 1.000
25 - 500
25 - 250
25 - 125
25 - 0
Soma
χ²
F.
raízes
0
0
0
0
0
0
0
0
Ñ. F.
F.
Raízes Calos
12
0
12
0
12
0
12
0
12
0
12
0
72
0
0
0
Ñ. F.
Calos
12
12
12
12
12
12
72
0
Est.
Est.
F.
Vivas Mortas Brot.
4
8
0
2
10
0
6
6
0
6
6
0
1
11
0
1
11
0
20
52
0
8.067 3.103
0
Ñ F.
Brot.
12
12
12
12
12
12
72
0
5.2 ESTACAS HERBÁCEAS DE Myrsine coriacea (Sw.) R. Br.
Não ocorreram formações de raízes na consistência herbácea para M. coriaceae,
porém, houve formação de calos, fato que pode ser explicado por Ribas (1993), onde ele
elucida que o não enraizamento pode estar relacionado com o período de leito, visto que essas
estacas com calos poderiam vir a enraizar, sugerindo assim um tempo maior, pois, estudos
com Macadamia integrifólia, apresentaram resultados no enraizamento, apenas 120 dias após
o inicio do tratamento e com Cupressus sempervirens que foram observados resultados
apenas 220 dias após o inicio.
Na tabela 5 estão os resultados para as estacas herbáceas, apenas com a presença
de AIA, onde se evidencia a possível ação herbicida em elevadas concentrações, como nas de
41
1000 ppm e 2000 ppm, como já havia sido citado por Fachinello (1995), onde ele relata a
ação herbicida, quando usado AIA em altas concentrações pois o teor adequado de AIA para
o estímulo do enraizamento depende da espécie e da concentração de auxina existente no
tecido. Sendo mais indicada a concentração de 500 ppm, onde mantiveram-se mais estacas
vivas.
Outra variável aceitável é o fato de que as estacas herbáceas são tecidos ativos,
onde há elevada produção endógena de auxina, e no contato com uma alta quantidade de
auxina exógena, como foi o caso, essa estaca pode sofrer um superdose desse hormônio e
acabar por morrer.
Tabela 5: Resultados para estacas herbáceas de Myrsine coriacea (Sw.) R. Br. apenas na
presença de AIA.
Diluição
AIA
2,000
1,000
500
250
125
0
Soma
χ²
F.
raízes
0
0
0
0
0
0
0
0
Ñ. F.
F.
Raízes Calos
12
0
12
0
12
0
12
1
12
2
12
0
72
3
0
6.500
Ñ. F.
Calos
12
12
12
11
10
12
69
0.283
Est.
Est.
F.
Vivas Mortas Brot.
0
12
0
0
12
0
4
8
0
2
10
0
2
10
0
2
10
0
10
62
0
5.133 0.828
0
Ñ F.
Brot.
12
12
12
12
12
12
72
0
Já na presença de KIN, como mostra a tabela 6, por as estacas herbáceas serem
tecidos ativos, onde já existe a produção de auxinas endógenas, e como já visto na hipótese
anterior (tabela 4), cujas concentrações de AIA podem ter sido potencializadas pela presença
de KIN, nesse caso a concentração que se mostrou mais eficiente em relação aos outros
tratamentos, foi de apenas 25 ppm de cinetina sem AIA.
Houve também a formação de calos em 25-2000 ppm, 25-1000 ppm e 25-0 ppm
que também foi relatado por Sampaio (1998), que expressa que a cinetina, em situação
balanceada com auxina, estimula o callus a crescer. Antunes et al. (2000) observaram o
mesmo comportamento em estacas de amora-preta quando obtiveram padrão similar entre
enraizamento e formação de calos, e mencionaram que estes dois processos se completam.
42
Tabela 6: Resultados para estacas herbáceas de Myrsine coriacea (Sw.) R. Br. na presença de
AIA e KIN.
Diluição
KIN/AIA
25 - 2.000
25 - 1.000
25 - 500
25 - 250
25 - 125
25 - 0
Soma
χ²
F.
raízes
0
0
0
0
0
0
0
0
Ñ. F.
Raízes
12
12
12
12
12
12
72
0
F.
Calos
2
2
0
0
0
2
6
5.000
Ñ. F.
Calos
10
10
12
12
12
10
66
0.455
Est.
Est.
F.
Vivas Mortas Brot.
2
10
0
3
9
0
3
9
0
3
9
0
0
12
0
4
8
0
15
57
0
3.700 0.974
0
Ñ F.
Brot.
12
12
12
12
12
12
72
0
5.3 ESTACAS LENHOSAS DE Trema micrantha (L.) Blume
O não enraizamento de nenhuma das estacas em nenhum dos tratamentos pode ser
explicado também por Sharma e Aier (1989), que ao trabalhar com estacas lenhosas, observou
que a baixa capacidade de formar raízes adventícias em estacas lenhosas, pode estar envolvida
com a presença do anel esclerenquimatoso e ao aumento de substâncias inibidoras durante a
dormência.
Na tabela 7, os resultados obtidos para as estacas lenhosas de T. Micrantha,
mostram-se interessantes nas concentrações de 250 ppm e 125 ppm, onde ambas aparecem
com 6 estacas vivas cada uma, diferenciando-as das demais, já que no tratamento de
testemunha não houve nenhuma estaca viva, e passando de 250 ppm indo em direção ao 2000
ppm, houve morte gradativa das estacas. O que confirma a hipótese de Fachinello (1995), que
relata a ação herbicida quando usado AIA em altas concentrações, pois o teor adequado de
AIA para o estímulo do enraizamento depende da espécie e da concentração de auxina
existente no tecido. O que evidencia essas duas concentrações como sendo as mais adequadas
para esse tipo de consistência.
43
Tabela 7: Resultados para estacas lenhosas de Trema Micrantha (L.) Blume na presença de
AIA.
Diluição
AIA
2,000
1,000
500
250
125
Soma
χ²
F.
raízes
0
0
0
0
0
0
0
Ñ. F.
Raízes
12
12
12
12
12
72
0
F. Calos
0
0
0
0
0
0
0
Ñ. F.
Calos
12
12
12
12
12
72
0
Est.
Vivas
1
2
3
6
6
18
9.330
Est.
Mortas
11
10
9
6
6
42
3.111
F. Brot.
0
0
0
0
0
0
0
Ñ F.
Brot.
12
12
12
12
12
72
0
Já na presença de KIN, não houve muitas diferenças, apenas na concentração de
25-2000 ppm, onde ela conseguiu manter apenas 5 estacas vivas; provavelmente, este
resultado pode estar associado a não quebra de dormência das estacas, pela associação dos
dois hormônios, o que torna o uso de KIN nesse caso desnecessário, já que na tabela 7 obtevese melhores resultados com concentrações mais baixas e apenas com AIA.
Tabela 8: Resultados para estacas lenhosas de Trema Micrantha (L.) Blume na presença de
AIA e KIN.
Diluição
KIN/AIA
25 -2.000
25 – 500
25 – 250
25 – 125
25 – 0
Soma
χ²
F.
raízes
0
0
0
0
0
0
0
Ñ. F.
Raízes
12
12
12
12
12
72
0
F. Calos
0
0
0
0
0
0
0
Ñ. F.
Calos
12
12
12
12
12
72
0
Est.
Vivas
5
1
2
1
1
18
1.500
Est.
Mortas F. Brot.
7
0
11
0
10
0
11
0
11
0
54
0
0.300
0
Ñ F.
Brot.
12
12
12
12
12
72
0
5.4 ESTACAS HERBÁCEAS DE Trema micrantha (L.) Blume
Para essa espécie, na consistência herbácea, os resultados de enraizamento das
estacas foram convenientes, já que segundo Bastos et al. (2005), a utilização de estacas
herbáceas permitiu a obtenção de melhores respostas ao enraizamento do que com estacas
lenhosas ou semilenhosas, conforme já demonstrado para o caquizeiro. Nas concentrações de
250 ppm e 2000 ppm apresentaram número total de enraizamento igual a 2, o mesmo número
de estacas vivas, Warmling (2007), já havia relatado que na concentração de 250 ppm teria
44
maior formação de raízes, porém, agora com formação também na concentração de 2000
ppm, o que caracteriza que outros fatores fisiológicos podem também estar influenciando
nessa resposta.
Tabela 9: Resultados para estacas herbáceas de Trema Micrantha (L.) Blume na presença de
AIA.
Diluição
AIA
2,000
500
250
125
0
Soma
χ²
F.
raízes
2
0
2
0
0
4
5.333
Ñ. F.
Raízes
10
12
10
12
12
68
0.314
F. Calos
0
0
0
0
0
0
0
Ñ. F.
Calos
12
12
12
12
12
72
0
Est.
Vivas
2
0
2
0
2
6
5.000
Est.
Mortas F. Brot.
10
0
12
0
10
0
12
0
10
0
66
0
0.455
0
Ñ F.
Brot.
12
12
12
12
12
72
0
Com a presença de KIN, a concentração que se apresentou como mais relevante
foi a de 25-1000 ppm, e com o auxílio do teste Qui-quadrado, pode-se perceber que essa
concentração foi estatisticamente significativa para o número de estacas vivas, algo
importante já que na variável enraizamento, também foram observadas estacas enraizadas;
outra concentração que chama a atenção é a de 25-250 ppm, onde além da formação de raízes
e manutenção de estacas vivas, teve também a formação de calos, e mais tarde poderiam vir a
originar raízes, pois segundo Antunes et al. (2000) são processos que se completam,
possivelmente com maior tempo de leito essas estacas que se encontraram vivas poderiam ter
enraizado.
Tabela 10: Resultados para estacas lenhosas de Trema Micrantha (L.) Blume na presença de
AIA e KIN.
Diluição
KIN/AIA F. raízes
25 - 2.000
1
25 - 1.000
2
25 - 250
1
25 - 125
0
25 - 0
0
Soma
5
χ²
3.367
Ñ. F.
Raízes
11
10
11
12
12
67
0.251
F. Calos
0
0
2
0
0
3
6.500
a= diferença estatisticamente significativa.
Ñ. F.
Calos
12
12
10
12
12
69
0.283
Est.
Vivas
1
6a
3
0
0
11
14.258
Est.
Mortas
11
6
9
12
12
61
2.571
F. Brot.
0
0
0
0
0
0
0
Ñ F.
Brot.
12
12
12
12
12
72
0
45
Em condições ambientais mais bem controladas, essas dosagens podem ser
eficientes, visto que, tanto nas estacas herbáceas quanto nas estacas lenhosas, no intervalo
entre as dosagens que foram consideradas mais regulares, houve também um crescimento,
evidenciando um possível sucesso desses tratamentos nessa espécie.
Tabela 11: Detalhe das estacas enraizadas, no tratamento de 25-1000 ppm.
46
6 CONSIDERAÇÕES FINAIS
Para as estacas de lenhosas de M. coriaceae, o tratamento que representou maior
sucesso, foi o de 25-250ppm, o que evidenciou o papel do KIN como potencializador no
efeito do AIA, já que foi a menor concentração com melhores resultados.
No caso das estacas herbáceas de M. coriaceae, a cinetina, à concentração de
apenas 25 ppm bastou para que houvesse resposta na manutenção da estaca viva, bem como
na formação de calos, o que mostra uma possível economia de hormônios exógenos para essa
estaca e para essa consistência.
Nas estacas lenhosas de T. micrantha, a cientina, que se mostrou potencializador
na estaca lenhosa de M. coriaceae, não exerceu tal função já que nas concentrações mais
baixas se obteve melhor resultado como nos casos de 125 e 250 ppm de apenas AIA.
Por fim, nas estacas herbáceas de T. micrantha, o melhor dos experimentos,
cinetina mostrou-se mais uma vez como um potencializador do efeito de AIA, já que na
presença da citocinina os resultados mostraram-se mais plausíveis, como no caso 25-1000 e
25-250ppm.
AIA teve boa atuação na estaca lenhosa de T. micrantha, porém somente nessa,
pois a cinetina mostrou-se como uma importante ferramenta no enraizamento de estacas tanto
de consistência lenhosa quanto herbácea.
Estudos são sugeridos para que os mecanismos desses dois hormônios sejam
analisados e principalmente em seu efeito sinérgico na atuação.
Contudo, o período de 90 dias não foi o tempo necessário. Então, sugere-se um
período elevado de leito, superior aos 90 dias testados, nas concentrações mais significativas.
47
REFERÊNCIAS
ALVARENGA, L. R., CARVALHO, V. D. Uso de substâncias promotoras de enraizamento
de estacas frutíferas. Informe Agropecuário, V.9, n.101, p. 47-55, 1983.
ANTUNES, L. E. C.; CHALFUN, N. N. J; REGINA, M. de A. Propagação de cultivares de
amoreira-preta (Rubus spp.) através de estacas lenhosas. Revista Brasileira de Fruticultura,
Jaboticabal, v. 22, n. 2, p. 195-199, ago. 2000.
BACKES, P.; IRGANG, B.. Mata Atlântica: as árvores e a paisagem. Porto Alegre:
Paisagem do Sul, 2004. 393p.
BIASI, L. A.; CARVALHO, D.C.; WOLF, G.D.; ZANETTE, F. Potencial organogenético de
tecidos caulinares e radiculares de caquizeiro. Revista Brasileira de Fruticultura,
Jaboticabal, v. 24, n. 1, p. 29-34, 2002.
BLAKESLEY, D. WESTON, G. D.; ELLIOTT, M. C. Endogeneous levels of indole-3- acetic
acid and abscisic acid during the rooting of Cotinus coggygria cuttings taken at different
times of the year. Plant Growth Regulators, Dordrechr, v. 10, p. 1-12, 1991.
BLAZICK, F. A. Chemicals and formulation used to promove adventitious rooting. In:
DAVIES, T. D., HAISSIG, B. E. SANKHLA, N. Adventitious root formation in cuttings.
Portland: discorides press, 1987. p.132-149 (Advances in Plant Sciences Series, 2).
BORTOLINI, M. F. Uso de ácido indol butírico na estaquia de Tibouchina
sellowiana (Cham.) Cogn. 2006. 86 f. Dissertação. (Mestrado em Ciências Agrárias). Área
de Concentração em Produção Vegatal – Universidade Federal do Paraná, Curitiba, 2006.
CARVALHO, Paulo Ernani Ramalho. . Espécies arbóreas brasileiras. Brasília: EMBRAPA,
2003. 2v.
CENTELAS, A. Q.; LUCES-FORTES, G. R.; GHELLAR-MÜLLER, N. T.; ZANOL, G. C.;
FLORES, R.; GOTTINARI, R. A. Efeito de auxinas sintéticas no enraizamento in vitro da
macieira. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 34, n. 2, p. 181- 186, fev. 1999.
COUVILLON, G. A. Rooting response to different treatments. Acta Horticulturae,
Wageningen, v. 227, p. 187-196, 1988.
FERREIRA, B. G. A.; ZUFFELLATO-RIBAS, K. C.; CARPANEZZI, A. A.; TAVARES, F.
R.; BOEGER, M. R. T.; KOEHLER, H. S. Efeito do ácido indol butírico e bórico no
enraizamento de estacas de Sapium glandulatum (Vell.) Pax. In: REUNIÃO DA
SOCIEDADE BRASILEIRA DE PESQUISADORES NIKKEIS, 9.; 2001, São Paulo. Anais.
São Paulo: SBPN SCIENTIFIC JORNAL, 2001a. p. 122- 123
FERRI, Mário Guimarães. Fisiologia vegetal. São Paulo: EDUSP, 1979. 2 v.
48
FACHINELLO, J. C.; HOFFMAN, A; NACHITIGAL, J. C.; KERSTEN, E.; FORTES, G. R.
de L. Propagação de plantas frutíferas de clima temperado. 2. ed. Pelotas: UFPEL, 1995.
178 p.
FLORIANO, E. P. Produção de mudas clonais por via assexuada. Série Cadernos
Didáticos. Santa Rosa: nº. 3, 1º ed., 2004. 37 p.
GOMES, A. L. Propagação clonal: princípios e particularidades. VilaReal: Universidade de
trás-dos-Montes e Alto Douro, 1986. 67 p. (Série Didática. Ciências aplicadas, 1).
GALINDO-LEAL, Carlos; CÂMARA, Ibsen de Gusmão. Mata atlântica: biodiversidade,
ameaças e perspectivas. Belo Horizonte: Fundação SOS mata atlântica, 2005. 471 p. ISBN
8598946028
GARBUIO, C.; BIASI, L. A.; KOWALSKI, A. P. de J.; SIGNOR, D.; MACHADO, E. M.;
DESCHAMPS, C. Propagação por estaquia em patchouli com diferentes números de folhas e
tipos de estacas. Scientia Agraria, Curitiba, v. 8, n. 4, p. 435-438, 2007.
GLASTON, Arthur W. A planta verde. São Paulo: Ed. Perspectiva, 1977. 118 p.
GRAÇA, M. E. C.; TAVARES, F. R. Propagação vegetativa de espécies florestais. In:
GALVÃO, A. P. M. Reflorestamento de propriedades rurais para fins produtivas e
ambientais: um guia para ações municipais e regionais. Brasília, DF: Embrapa Comunicação
para Transferência de Tecnologia; Colombo: Embrapa Florestas, 2000. p. 175-197.
HACKETT, W. P. Donor plant maturation abd adventitious root formation. In: DAVIES, T.
D., HAISSIG, B. E. SANKHLA, N. Adventitious root formation in cuttings. Portland:
Dioscorides Press, 1987. P.11-28 (Advances in Plant Sciences Series, 2).
HARTMANN, H.T., KESTER, D.E. Propagacion de plantas - princípios y praticas.
México: Compañia editorial Continental, 1990. 760 p.
HARTMANN, H. T.; KESTER, D. E.; DAVIS JÚNIOR, F. T.; GENEVE, R. L. Plant
Propagation: principles and practices. 7 ed. New York: Englewood Clipps, 2002.
JANICK, J. A ciencia da horticultura. Rio de Janeiro: USAID, 1966. 485p.
KERSTEN, E. Efeito do boro, zinco e ácido indolbutírico no enraizamento de estacas de
dois cultivares de amexeira (Prunus salicina Lindl.). 109 f. Tese (Doutorado em
Agronomia) – Escola Superior de Agricultura Luiz de Queiroz, Universidade de São Paulo,
São Paulo, 1990.
LEITÃO FILHO, H.F. Considerações sobre a florística de florestas tropicais e sub-tropicais
do Brasil. Série Técnica Ipef, n. 35, p. 41-46, 1987.
LOPES, Luis Carlos; BARBOSA,
ornamentais. Viçosa: UFV, 2002. 46 p.
José
Geraldo. Propagação
de
plantas
LORENZI, Harri. Árvores brasileiras: manual de identificação e cultivo de plantas arbóreas
nativas do Brasil. 3. ed. Nova Odessa, SP: Plantarum, 2000. 2 v. ISBN 85-86714-07-0
49
MACHADO, I. S. Atividade de enzimas do metabolismo de compostos secundários
comprometidos com o enraizamento “in vitro” de Eucalyptus grandis W. Hill ex
Maiden. 93 f. Tese (Doutorado) – Instituto de Química, Universidade de São Paulo, São
Paulo, 1993.
MYERS, N. et al. Biodiversity hotspots for conservation priorities. Nature, v. 403, p.853858, 2000.
ONO, E.; RODRIGUES, J. D. Aspectos da fisiologia do enraizamento de estacas
caulinares. Jaboticabal: FUNEP, 1996. 83 p.
PAIVA, H. N.; GOMES, J. M. Propagação vegetativa de espécies florestais. Viçosa: UFV,
1993. 40 p.
PAIVA, H. N. & GOMES, J. M. Propagação Vegetativa de Espécies Florestais, (Série
cadernos didáticos, 83) Editora UFV, Viçosa, MG, 2001, 46p.
PEDRAS, J. F.; SILVA, C. P. Produção de raízes em estacas de alecrim
(Rosmarinus officinalis L.), nas diferentes épocas do ano, em função dos tratamentos com
auxinas sintéticas e ácido bórico. In: CONGRESSO NACIONAL DE BOTÂNICA, 48., 1997,
Crato. Resumos... Crato, 1997. p. 378.
RAMBALDI, D. M.; OLIVEIRA, D.A.S. Fragmentação de Ecossistemas: causas, efeitos
sobre a biodiversidade e recomendações de políticas públicas. Brasília: MMA/SBF, 2003.
501p.
RAVEN, P.; EVERT, R. F.; EICHHORN, S. E. Biologia vegetal. Rio de Janeiro: Guanabara
Koogan, 1996. 728 p.
RAY, Peter Martin; Jean Friedel. A planta viva. São Paulo: Ed. Pioneira, 1971. 161 p.
REIS, C. S.; HILDEBRAND, M. Z. Avaliação de um sistema agroflorestal com espécies
arbóreas nativas visando a recuperação de áreas degradadas em pequenas propriedades rurais.
In SIMPÓSIO NACIONAL DE RECUPERAÇÃO DE ÁREAS DEGRADADAS, 6.,
Anais.... Blumenau: FURB, 2000.
REIS, J. M. R.; CHALFUN, N. N. J.; LIMA, L. C. O.; LIMA, L. C. Efeito do estiolamento e
do ácido indol butírico no enraizamento de estacas do porta-enxerto Pyrus
calleryana Dcne. Ciência Agrotécnologia, Lavras, v. 24, n. 4, p.931-938, 2000.
RIBAS, K. C. Interações entre auxinas e co-fatores do enraizamento na
promoção do sistema radicular, em estacas de Eucalyptus grandis W. Hiss ex Maiden.
150f. Tese (Doutorado em Ciências Biológicas); Universidade Estadual Paulista, Botucatu,
1997.
RODRIGUES, V. A. Propagação vegetativa de aroeira Schinus terebinthifolius Raddi,
canela sassafrás Ocotea pretiosa Benth e Hook e Cedrela fissilis Vellozo através de
estacas radiciais e caulinares. 1990. 90 f. Dissertação (Mestrado)- instituição, Curitiba,
1990.
50
RODRIGUES, R. R.; GANDOLFI, S. Conceitos, tendências e ações para a recuperação de
florestas ciliares. In: ______; LEITÃO FILHO, H.F. Matas ciliares: conservação e
recuperação. São Paulo: EDUSP/FAPESP, 2000. p. 235-247.
RODRIGUES, R. R.; NAVE, A. G. Heterogeneidade florística das matas ciliares In:______;
LEITÃO FILHO, H.F.. Matas ciliares: conservação e recuperação. São Paulo:
EDUSP/FAPESP, 2000. p. 45-71.
SAMPAIO, E. S. de. Fisiologia vegetal: teoria e experimentos. Ponta Grossa: UEPG, 1998.
177 p.
SCHÄFFER, W. B.; PROCHNOW, M. Mata Atlântica. In: ______. A Mata Atlântica e
Você: como preservar, recuperar e se beneficiar da mais ameaçada floresta brasileira. Brasília
: APREMAVI, 2002. p. 12-46.
SHARMA, S. D.; AIER, N. B. Seasonal rooting behavior of cuttings of plum cultivar as
influenced by IBA treatments. Scientia Horticulturae, Amsterdan, v.40, nº 4, p.297303, 1989.
SILVA, I.C. Propagação vegetativa: aspectos morfo-- físiológicos. Bol. Téc. CEPLAC,
Itabuna, n.4, p. 1-26, 1985.
SILVA, E. E. Frutíferas nativas do nordeste: qualidade fisiológica, morfologia e
citogenética. 2006. 110 f. Dissertação (Mestrado em Agronomia)- Universidade Federal da
Paraíba, Areia, 2006.
SOUZA, V. C.; LORENZI, H. Botânica sistemática: guia ilustrado para identificação das
famílias de Angiospermas da flora brasileira, baseado em APG II. Nova Odessa, SP: Instituto
Plantarum de Estudos da Flora, 2005. 640 p.
SILVA, M. O. C. C. B. da. Estaquia caulinar de Ateleia glazioveana Bailonm
Leguminosae – Papilionoideae.101f. Dissertação (Mestrado em Botânica) – Setor de
Ciências Biológicas, Universidade Federal do Paraná, Curitiba, 2007.
TOFANELLI, M. B. D. Enraizamento de estacas lenhosas e semilenhosas de cultivares de
pessegueiro em diferentes concentrações de ácido indolbutírico. Lavras, 1999, 87f.
Dissertação (Mestrado em Agronomia), Universidade Federal de Lavras.
TAIZ, L.; ZEIGER, E. Fisiologia vegetal. 3 ed. Porto Alegre: Artmed, 2004. 719p.
VEIERSKOV, B. Relations betwen carbohydrates and adventitious root formation. In:
DAVIS, T.D; HAISSIG, B. E; SANKLHA, N. Adventitious rooting formation in cuttings.
Portland: Dioscorides Press, p. 70-78, 1988.
VIANA, V. M.; PINHEIRO, L. A. F. V. Conservação da biodiversidade em fragmentos
florestais. Série Técnica IPEF, v. 12, n. 32, p. 25-42, 1998.
51
VILANOVA, M.T. Propagación vegetativa del café. Café Salvador, El Salvador, n.29, p.
669-681, 1959.
XAVIER, Aloisio. Silvicultura cloral I : princípios e técnicas de propagação
vegetativa. Viçosa: UFV, 2002. 64 p.
XAVIER, A; SANTOS, G. A. Clonagem de espécies florestais nativas. In ROCHA, M. G. B.
Melhoramento de espécies arbóreas nativas. Minas Gerais: Instituto Estadual de Florestas,
2002.
WARMLING, J. Influência do ácido indolilacético (aia) sobre o enraizamento de estacas
caulinares, nas espécies Trema micrantha (L.) Blume e Myrsine coriacea (Sw.) R. Br.
2007. 41f. Trabalho de Conclusão de Curso. Universidade do Extremo Sul Catarinense,
Criciúma, 2007.
ZUFFELLATO-RIBAS, K. C.; RODRIGUES, J. D. Estaquia: uma abordagem dos principais
aspectos fisiológicos. Curitiba: [K. C. Zuffellato-Ribas], 2001.