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Perfil de Resultados – Proficiência Clínica
Área: Parasitologia
Rodada: Jan /2012
Tema
ORIENTAÇÕES PARA COLETA DO EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
Elaboradora
Prof. Dra. Vera Lucia Pagliusi Castilho. Médica patologista clinica, Doutora em Medicina pela
Faculdade de Medicina da Universidade de São Paulo (FMUSP), Médica - Chefe do Laboratório de
Parasitologia Clínica da Divisão de Laboratório Central do Hospital das Clínicas da FMUSP, Médica Assistente
do Laboratório Central da Santa Casa de São Paulo.
Análise das respostas e comentários dos participantes
Questão 01 - A resposta mais próxima da verdadeira e com mais itens que interferem na coleta da amostra é a alternativa 1. No
entanto as outras opções também têm substâncias que interferem na coleta do exame.
Assim, na alternativa 1: interferem o sulfato de bário que podem deixar as fezes opacas, já o mebendazol, como anti-helmintico e a
tetraciclina, como antibiótico interferem na positividade para os parasitas e devem ser evitados por dias, antes da coleta da amostra.
Na alternativa 2: também temos interferentes na realização do exame, o sulfato de bário, já citado, a penicilina agindo da mesma
forma que a tetraciclina e o AAS, como um ácido interfere na mucosa intestinal ocasionando perda de positividade.
Já na alternativa 3: interferem os já citados- mebendazol, tetraciclina e a vaselina funciona como um óleo e pode na microscopia
ocasionar bolhas de “gordura”, mais uma vez interferindo e não deve ser recomendada e sim evitada no mínimo 3 a 5 dias antes da
coleta.
Na alternativa 4: o óleo mineral tem o mesmo mecanismo que a vaselina, ocasiona bolhas de gordura e o ofloxacino é um antibiótico
que mata a flora bacteriana e a parasitária, mais uma vez interferindo na positividade.
Questão 02 - A alternativa correta é a opção 3. O fato do paciente aguardar para realizar a coleta das fezes, mostrará um resultado
com maior fidelidade e não mascarado por medicamentos (antibióticos falseiam o exame e os laxantes oleosos e as substancias para
contraste, opacificam as fezes). Assim deve-se aguardar um tempo de 5 a 10 dias, pois pacientes com obstipação não evacuam todos
os dias e as substancias citadas demoram mais para serem eliminadas. O laboratório deverá sempre aceitar o critério médico, muitos
clínicos, principalmente pediatras, necessitam de exames com urgência, e há pacientes com diarréia cuja amostra deverá ser coletada
imediatamente. Aguardar apenas de 2 a 4 dias poderá haver resultados falso-positivos, principalmente em pacientes obstipados.
Questão 03 - A alternativa correta é alternativa 4. O laxante oleoso não deve ser utilizado, pode na microscopia, ocasionar
aparecimento de bolhas de “gordura”, mais uma vez interferindo na microscopia e no encontro de parasitas, e por consequência na
positividade do exame.
Questão 04 - Alternativa correta é a 4. Porque a primeira parte da questão está correta, mas a frase “bactérias nas fezes, que podem
interferir na positividade do exame”, está incorreto. As limitações técnicas podem ocorrer em vários exames e não só no
protoparasitológico. Os ovos, cistos, larvas, oocistos e trofozoitas não são eliminados sempre na mesma quantidade nas fezes, isto
acarreta resultados falso negativos. Alguns parasitas possuem uma forma de eliminação em ciclos, assim a Giardia lamblia/intestinalis
pode ser eliminada de forma intermitente num período de 7 a 10 dias. Isto pode ocasionar o não encontro de cistos ou trofozoitos nas
fezes. Assim a coleta de múltiplas amostras colabora com melhor desempenho na positividade.
Questão 05 - A alternativa incorreta é a opção 4. A coleta das amostras fecais não podem ser feitas 1 vez na semana.
Na alternativa 1: Poderão ser coletadas todos os dias (3 amostras) está correta.
Na alternativa 3 : poderão ser coletadas em dias alternados é a forma mais correta de se coletar. Isto pode ser explicado através do
exemplo no ciclo de eliminação dos cistos de Giardia lamblia/intestinalis. Ele obedece uma curva de Gauss, nos primeiros dias há
eliminação de poucos cistos, aumenta no seu máximo dentro do 5º até o 7º dia, após isto há diminuição até o 10º dia. Como não
sabemos em qual estágio do ciclo de eliminação o paciente está e quais sãos estes dias, deveremos ter amostras em vários tempos,
e isto pode ser feito coletando as amostras em dias alternados (teremos coberto 5 dias) ou de 2 em 2 dias (teremos coberto 9 dias),
mas como muitas vezes necessitamos dar o diagnóstico para o clinico no menor prazo possível, coletamos 3 amostras todos os dias.
Alguns pacientes são obstipados e não conseguem cumprir os prazos de coleta estipulados, a orientação para eles é que coletem as
3 amostras, dentro de 10 dias ou façam uso de laxante.
Questão 06 - A alternativa correta é a opção 1. Conforme explicado na questão anterior o ciclo de eliminação dos protozoários
Giardia lamblia/intestinalis e Entamoeba histolytica/díspar é de 7 a 10 dias, se a coleta for feita 1 vez na semana, as 3 amostras
abrangerão 3 semanas, que serão 21 dias e sairá fora dos 10 dias preconizados na literatura para que as 3 amostras sejam coletadas
e poderá haver dificuldade em resgatar os cistos ou trofozoitas, e também poderão estar na mesma fase e quantidade de parasitas
eliminados. Já a coleta em 3 dias seguidos está dentro dos 10 dias do ciclo e poderá ser feita.
Questão 07 - A alternativa correta é a opção 4. Recomenda-se o tempo de 30 e 60 minutos para a pesquisa de trofozoitos e cistos na
realização de exames com espécimes líquidos e pastosos, pois há grande possibilidade do encontro de trofozoitos em movimentação
e a identificação microscópica pode ser feita rapidamente e com maior facilidade . Nas fezes pastosas é recomendado o tempo de 1h
para esta identificação , pois os trofozoitos são formas muito frágeis e podem sofrer lise ou serem confundidos com células. O exame
realizado em amostras recém coletadas permite melhor visualização, principalmente no método direto. Após este tempo recomendase utilizar a coloração das fezes para a identificação.
Questão 08 - A alternativa correta é a opção 4. Os conservantes utilizados na realização do exame da amostra fecal, o
protoparasitológico, permite a conservação da morfologia dos parasitas, além de permitir maior tempo para transporte ou exame das
amostras. Os conservantes também poderão ser utilizados para a coleta das 3 amostras em apenas um frasco coletor, minimizando o
tempo para transporte e entrega de amostras no laboratório .
Questão 09 - A alternativa correta é a opção 3. A literatura preconiza a proporção de uma porção de fezes para três de conservador,
assim se o paciente coletar uma amostra em torno de 30g, a quantidade de conservador deverá ser de 150 mL. A proporção de 1
para 10 não é preconizada pela literatura, ocorre uma maior diluição da amostra fecal, podendo ocasionar um resultado falso
negativo.
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Rodada: Jan /2012
Questão 10 - A alternativa correta é a opção 2. Qualquer material fecal para o exame microscópico deve ser examinado rapidamente
para evitar a contaminação bacteriana, ácidos das fezes, desintegração de estruturas parasitárias, assim o tempo máximo para o
exame é de 24hs, estando o material bem conservado em boas condições de temperatura, pois se o paciente coleta à tarde, o
laboratório não está mais atendendo para recepcionar a amostra, ele irá entregar no outro dia, já se passaram mais que 12horas. Nas
instruções de coleta deverá estar incluídas estes horários e a forma de armazenamento antes da amostra chegar ao laboratório,
principalmente em regiões muito quentes.
Questão 11 - A alternativa correta é a opção 2. O conservador mais utilizado é o formol. Ele pode ser utilizado nas concentrações de
5% e 10%. Dos outros conservadores, por exemplo o Schaudinn, não é mais utilizado por conter mercúrio em sua fórmula, tornandose bastante tóxico. O PAF é um conservante utilizado na conservação de tecido e o PVA é citado como sendo utilizado nos EUA, em
vários serviços.
Questão 12 - A alternativa correta é a opção 3. O envio de “vermes” ao laboratório precisa ser feita de forma adequada para que haja
sucesso na identificação microscópica. Assim muitos pacientes ao verificarem que estão eliminando vermes, recolhem os mesmos e
colocam no álcool. Isto ocasiona um dessecamento (endurecimento ) do “verme” , o que não permite que possa ser identificado em
suas partes internas através do microscópio. Ou mesmo quando esta estrutura eliminada não é um “verme” e sim uma fibra de vegetal
ou mesmo muco (verificar os piócitos) ou até papel, como já tivemos experiência. Assim devemos utilizar sempre a solução fisiológica
0,9% a qual permite que o “verme” se mantenha íntegro por algumas horas e possa ser corretamente identificado. Os proglotes de
Taenia, poderão ser assim identificados rapidamente, através da microscopia sem a coloração ou através da coloração pelo carmin. A
solução fisiológica não é um conservador, é um meio de transporte.
Questão 13 - A alternativa correta é a opção 1. O controle de cura para a teníase é de 10 a 12 semanas, é o tempo que a tênia
demora para se desenvolver novamente e formar os proglotes grávidos ou os ovos que serão eliminados pelo paciente e poderão ser
identificados. Muitas vezes o tratamento poderá não matar toda a tênia e o escólex ficar e se desenvolver, formando outra vez a tênia.
Questão 14 - A alternativa correta é a opção 3. Em relação a nomenclatura podemos utilizar tanto Enterobius como Oxyurus
vermicularis. É um parasita, cujo ciclo evolutivo realizado no tubo digestivo do homem com a migração da fêmea para a região anal,
onde ocorre a oviposição dos ovos. Isto ocasiona o intenso prurido anal e ocorre á noite, quando a pessoa vai dormir. Por esta
característica não se deve pesquisar os ovos nas fezes, mas através da fita gomada colada na região anal poderá ser examinada as
laminas assim coletadas. Ocasionalmente estes ovos ou mesmo a fêmea adulta poderá aparecer nas fezes.
Questão 15 - A alternativa correta é a opção 3. A morfologia deste verme é muito característica, assemelha-se a um fio de linha
branco e pequeno, mede de 8 a 13 mm de comprimento, e pode ser visível a olho nú. Ao microscópio a fêmea apresenta a porção
alada na extremidade anterior. No laboratório o manuseio deve ser feito cuidadosamente, pois os ovos são infectivos.
Referências
Bibliográficas
•
De Carli, GA. Parasitologia Clinica - Seleção de Métodos e Técnicas de laboratório para o
Diagnóstico das Parasitoses humanas. 2ª Ed. – Ed Atheneu.2008.
•
Garcia, LS. Diagnostic Medical Parasitology. 4th ed. Washington DC.:ASM Press.2004
•
Pessoa SB. Parasitologia Médica 9ªEd. Rio de Janeiro: Editora Guanabara Koogan; 1974
•
Rey L. Parasitologia. 3ª Ed. Rio de Janeiro: Editora Guanabara Koogan; 2001.
•
Carraro et Plebani, Errors in a Stat Laboratory: Types and Frequencies 10 Years Later; Clinical
Chemistry 53:7; 1338–1342 (2007)
•
Plebani M, Bonini P. Interdepartmental cooperation may help avoid errors in medical laboratories. Br
Med J 2002;324:423–4.
•
http://www.dpd.cdc.gov/dpdx/HTML/Para_Health.htm
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Respostas dos Participantes
Opções (%)
Opção 1
Opção 2
Opção 3
Opção 4
Resultado(s) aceito(s)
Questão 1
67.8%
11.2%
8.5%
10.3%
1
Questão 2
3.3%
17.7%
55.1%
22.8%
3
Questão 3
4.4%
10.5%
4.4%
79.0%
4
Questão 4
7.0%
9.2%
41.4%
42.2%
4
Questão 5
23.0%
4.2%
18.4%
54.3%
4
Questão 6
51.6%
45.1%
1.8%
1.1%
1
Questão 7
32.8%
1.8%
5.5%
59.3%
4
Questão 8
9.8%
0.4%
1.1%
88.0%
4
Questão 9
1.5%
5.9%
75.1%
16.0%
3
Questão 10
8.3%
51.9%
23.0%
16.0%
2
Questão 11
7.9%
70.7%
3.5%
16.8%
2
Questão 12
2.6%
54.9%
35.2%
6.3%
3
Questão 13
89.5%
1.5%
7.2%
0.7%
1
Questão 14
5.9%
2.6%
90.8%
0.7%
3
Questão 15
4.4%
3.9%
88.0%
3.5%
3
Questionários Respondidos
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