BIOSSEGURANÇA EM LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA

BIOSSEGURANÇA EM
LABORATÓRIO DE
PARASITOLOGIA
BIOSSEGURANÇA
É um conjunto de medidas para a
segurança, minimização e controle de riscos
nas atividades de trabalho biotecnológico
das diversas áreas das ciências da saúde e
biológicas.
NÍVEL DE BIOSSEGURANÇA DOS
LABORATÓRIOS DE PARASITOLOGIA
Nível 2 de Biossegurança (NB-2)- agentes de risco
moderado, podendo ser manipulados em bancadas
abertas (potencial de produção de aerossóis e
gotejamento das culturas baixo).
Precauções primárias contra acidentes com objetos
perfurocortantes, exposições cutâneas ou ingestão de
material infeccioso.
Uso de equipamentos de contenção primária: protetor
facial, jaleco e luvas além de disponibilidade de uso de
barreiras secundárias: lavar as mãos e descontaminação
de resíduos.
CLASSE DE RISCO DOS LABORATÓRIOS DE
PARASITOLOGIA
Classe de Risco II. Risco individual moderado e baixo
risco coletivo ou comunitário.
Microorganismos que têm a probabilidade de causar
doença nos homens e em animais, mas com o risco de
propagação limitado; atualmente existem medidas de
prevenção e tratamento.
Exemplos:
parasita (protozoário) - Leishmania sp, Plasmodium sp,
Trypanosoma sp.
parasita
(helminto)
–
Ancylostoma,
Ascaris,
Schistosoma, Trichuris, Wuchereria, Hymeolepis.
PRODUTOS INDISPENSÁVEIS PARA LIMPEZA DE
MATERIAL DE PARASITOLOGIA CLÍNICA:
- Sabonete e detergente.
- Desinfetante ou Solução de hipoclorito a 50%; Etanol
96% ou Fomaldeido a 1%
- Frasco para descarte de material, contendo
desinfetante ou solução de hipoclorito a 50%;
EQUIPAMENTOS DE PROTEÇÃO INDIVIDUAL
(EPI)
LUVAS
As luvas são usadas como barreira de proteção prevenindo contra
contaminação das mãos ao manipular material contaminado,
reduzindo a probabilidade de que microrganismos presentes nas
mãos sejam transmitidos durante procedimentos.
 O uso de luvas não substitui a necessidade da LAVAGEM DAS
MÃOS.
 Usar luvas de látex SEMPRE que houver CHANCE DE CONTATO
com sangue, fluídos do corpo, dejetos, trabalho com microrganismos
e animais de laboratório.
 Lavar instrumentos, roupas, superfícies de trabalho SEMPRE
usando luvas.
 NÃO usar luvas fora da área de trabalho, NÃO abrir portas, NÃO
atender telefone.
 NUNCA reutilizar as luvas, DESCARTÁ-LAS de forma segura.
JALECO
Os jalecos são usados para fornecer uma barreira de proteção e
reduzir a oportunidade de transmissão de
microrganismos.
Previnem a contaminação das roupas do pessoal, protegendo a pele
da exposição a sangue e fluidos corpóreos, salpicos e
derramamentos de material infectado.
 São de uso constante nos laboratórios.
 Devem sempre ser de mangas longas, confeccionados em algodão
ou fibra sintética (não inflamável).
 Uso de jaleco é PERMITIDO somente nas ÁREAS DE TRABALHO.
NUNCA EM REFEITÓRIOS, ESCRITÓRIOS, BIBLIOTECAS,
ÔNIBUS, ETC.
 Jalecos NUNCA devem ser colocados no armário
onde são guardados objetos pessoais.
Devem ser descontaminados antes de serem lavados.
NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM
LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA
 devem ser usadas luvas e uma cobertura protetora ou
avental quando se manipulam fezes ou outras
amostras;
 as mão devem ser lavadas com sabão desinfetante ao
entrar no laboratório e após a retirada das luvas;
 as vestes de laboratório jamais devem ser usadas fora
dele;
 nada deve ser levado à boca quando se está no
laboratório;
NORMAS DE BIOSSEGURANÇA EM
LABORATÓRIO DE PARASITOLOGIA
 evitar tocar o rosto com as mãos, e não colocar
objetos de uso pessoal, como óculos ou livros, sobre a
bancada de trabalho;
 deve-se tomar cuidado para deixar toda a área de
trabalho limpa e desimpedida. A bancada de trabalho
deve ser limpa com desinfetante ou uma solução de
hipoclorito a 50% antes e depois do trabalho;

todos os materiais contaminados devem
imediatamente colocados em desinfetante
recipiente adequado para descarte;
ser
ou
MANUSEIO DAS AMOSTRAS
Amostras de Fezes
 Evitar o contato com a pele;
 Após o exame do material colocar a amostra em
solução desinfetante e posteriormente recipiente de
descarte.
Lâminas utilizadas em exames microscópicos
 Descartar em recipiente com solução de hipoclorito
ou em recipiente para descarte se não puder ser limpa
para reutilização.
MANUSEIO DAS AMOSTRAS
Amostras de Sangue
 Evitar derrubar sangue na pele ou nas mucosas;

Cubra
qualquer
impenetrável;
machucado
com
curativo
 Não pipetar com a boca;
 Agulhas ou lancetas usadas devem ser descartadas
em recipiente que possa ser incinerado;
 Não deixar lancetas e agulhas jogadas sobre a
superfície de trabalho
DIAGNÓSTICO
PARASITOLÓGICO DE FEZES
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES - EPF
Objetivo
Diagnosticar os parasitos intestinais do homem (e
animais) através da pesquisa das diferentes formas
parasitárias:
Helmintos – ovos e/ou larvas
Protozoários – trofozoitos, cistos ou oocistos.
IDENTIFICAÇÃO
PARASITA:
SEGURA
E
CORRETA
DE
UM
 Critérios morfológicos –
Colheita bem-feita e
Boa preservação das amostras fecais.
Material fecal inadequadamente colhido, velho ou
mal preservado - pequeno valor diagnóstico
 Exame macroscópico das fezes deve sempre preceder
ao exame microscópico.
COLHEITA DE MATERIAL:
Qualquer evacuação do dia.
Colher: diretamente no frasco ou
urinol, jornal ou papel limpo e transferi-lo
FEZES EMITIDAS ESPONTANEAMENTE:
Tipo de recipiente: limpo e seco, boca larga, 100ml,
vedação hermética (impede o derrame e preserva a
umidade).
Volume: exames macro e microscópico satisfatórios –
enviar ao laboratório todo o bolo fecal – ou 20 a 30g –
diferentes técnicas.
Cuidados
Drogas e compostos químicos:
Antibóticos Tetraciclinas- flora intestinal normal diminuição ou ausência temporária de organismos nas
fezes - parasitas alimentam-se de bactérias intestinais intervalo de 2 a 3 semanas após a administração.
Bário ou bismuto (contraste radiológico sulfato de
bário) - ação abrasiva - destruição de trofozoítos.
Somente após 7 a 10 dias
Informações necessárias:
- Nome do paciente.
- Número de identificação.
- Nome do médico.
- Data e horário da coleta.
- Requisição médica – sintomas clínicos e procedimento
laboratorial.
*OBS Amostras fecais de pacientes imunodeprimidos
(AIDS) - protegidos por um invólucro de plástico e
identificados com etiqueta vermelha ou HIV positivo.
FICHA DE IDENTIFICAÇAO
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
MODELO DE FICHA DE IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL
FICHA
NO______
NOME:____________________________________________________________
_____
DATA DE EMISSÃO DAS FEZES:_____/_____/_______
DATA DE RECEBIMENTO DAS FEZES:_____/_____/_______
CONSISTÊNCIA DAS FEZES:
___FORMADAS ___PASTOSAS ___DIARRÉICAS
ACONDICIONAMENTO: ____GELADEIRA _____FORMOL
____MIF
MÉTODOS DE EXAMES
SOLICITADOS:___________________________________
. Números de amostras:
*Qualidade de amostra.
*Análise realizada.
*Gravidade da parasitose.
AMOSTRAS MÚLTIPLAS:
Em amostras múltiplas a possibilidade de encontrar
parasitas aumenta, em razão:
A . da distribuição não uniforme dos ovos de helmintos.
B . dos estágios dos protozoários.
C . das limitações das técnicas de diagnósticos.
D. da intermitência da passagem de certos parasitas.
Ex: - A. lumbricoides, Ancilostomídeos e T. trichiura
emitem ovos com certa continuidade – detectados
diariamente nas fezes.
Protozoários: emissão dos estágios é irregular – cistos
de G. lamblia: intermitência de passagem com intervalos
de 2 a 8 dias.
Procedimento ideal: Coletar, em dias separados, uma
série de 3 amostras em 10 dias ou uma série de 6
amostras, em dias alternados, dentro de 14 dias.
* antes de iniciar o tratamento: coleta de 3 amostras – 2
evacuações normais e 3ª , depois da administração de
um laxante.
* após o tratamento:
Para protozoários: coletar 3 amostras de 3 a 4 semanas
após o tratamento.
Para helmintos: controle 1 a 2 semanas após o
tratamento. Para tênias: novo exame após 5 a 6
semanas.
FEZES EMITIDAS ATRAVÉS DE LAXANTES
Objetivo: Fezes liquefeitas (administração de laxantes) –
estabelecer e confirmar diagnóstico de amebíase, giardíase e
estrongiloidíase.
Indicação: (solicitação médica) – série de exames negativos –
pesquisa-se ovos, larvas, cistos e trofozoítas.
Laxantes indicados: laxantes salinos: fosfato de sódio e
sulfato de sódio – menos danos morfológicos aos parasitas.
Procedimento: Fezes induzidas por laxantes – coletar todo
o bolo fecal – envio imediato ao laboratório; caso contrário –
uma fração da amostra em APV (álcool polivinílico).
Prática do uso de laxantes: Indicada para clínicas e
hospitais onde as amostras fecais são recebidas pelo
laboratório imediatamente após a coleta.
ESTABILIDADE DAS AMOSTRAS:
Amostras líquidas: 30 minutos após a evacuação.
Amostras pastosas: examinar uma hora após a
evacuação.
Não sendo possível observar a orientação: o material
deverá ser preservado.
Amostras pastosas: 24 h após evacuação.
MÉTODOS DE PRESERVAÇÃO
Objetivo: Preservar a morfologia dos protozoários e
prevenir um contínuo desenvolvimento de alguns ovos e
larvas de helmintos.
Tipos de Preservação:
*Temporária: refrigeração (3–5°C) em recipientes
hermeticamente fechados - evita o dessecamento - ovos ,
larvas e cistos viáveis vários dias.
Exceção: larvas de S. stercoralis e dos ancilostomídeos
poderão sofrer alterações morfológicas.
* Permanentes: (trofozoitas , cistos, ovos e larvas).
fixadores: solução de formaldeído 5 ou 10% (formalina),
MIF (mertiolato-iodo-formaldeído), SAF (acetato de
sódio-ácido acético-formaldeído), álcool polivinílico
(APV).
Métodos de Preservação mais comuns :
1 – Frio: as fezes são mantidas em geladeira ou em
caixas contendo gelo e serragem. Enquanto a
temperatura permanecer baixa (5 a 10ºC) não haverá
putrefação. As fezes podem vir a ser examinadas em até
2 ou 3 dias após a sua emissão.
2 – Formol a 10%, MIF, SAF
Homogeneizar as fezes em solução de formol a 10%,
MIF ou SAF (colocar as fezes num vidro de boca larga e
adicionar
o
dobro
do
volume
em
formol,
homogeneizando).
Os
cistos,
ovos
ou
larvas
permanecem conservados por mais de um mês.
OBS: Qualquer conservador é usado na proporção
de 2 a 3 partes para uma parte de fezes.
3 – MIF (Mertiolato ou Mercúrio-cromo + Iodo = Formol).
SOLUÇÃO
água destilada..........................................250 ml
sol. de mercúrio-cromo a 1 500..............250 ml
formol 10% ............................................. 25 ml
glicerina ................................................... 5 ml
4 – SAF (Sódio + Ácido Acético + Formol):
acetato de sódio .......................................1,5 g
ácido acétido ...........................................2,9 g
formol 40% .............................................4,0 ml
água destilada ........................................92,5 ml
PREPARAÇÃO E EXAME DE AMOSTRAS FECAIS:
EXAME MACROSCÓPICO: Amostras não preservadas
Determinar: consistência, odor, cor, presença ou ausência
de sangue, muco, proglotes e vermes adultos.
Material fecal varia quanto a sua consistência e é
classificada em:
Fezes formadas. Pastosas. Líquidas (diarréia).
Estágios morfológicos x consistência das fezes:
Trofozoítas de protozoários – fezes líquidas, pastosas ou nas
mucossanguinoletas.
Cistos de protozoários – fezes formadas.
Ovos e larvas de helmintos – todos os tipos de amostras
fecais.
Realização do exame macroscópico:
Simples observação: Examinar e revolver com bastão
de vidro todo o material fecal evacuado – anotar as
características, coletar vermes adultos ou proglotes de
tênias desejadas .
Tamisação: Emulsionar as fezes com água. Coar a
emulsão através de peneira metálica - pia - com jato
fraco de água corrente.
vantagens: demonstração e coleta de vermes adultos
(pequenos helmintos), proglotes e escólices.
EXAME MICROSCÓPICO:
Método Direto: esfregaços a fresco – mais fácil e usado
na rotina do laboratório- permite visualizar:
protozoários (trofozoítas e cistos) e helmintos (ovos,
larvas e pequenos adultos).
Técnicas de Concentração: melhores resultados.
- Aumenta o número de cistos, oocistos , ovos e larvas;
- Elimina a maioria de detritos fecais;
- facilita a identificação (organismos inalterados)
Tipos: Sedimentação
Flutuação
TÉCNICAS DE SEDIMENTAÇÃO:
-Princípio: Os organismos são sedimentados pela
gravidade ou centrifugação. Os cistos, ovos e larvas são
retidos no fundo do tubo, enquanto os detritos são
suspensos para a superfície, não interferindo no
diagnóstico.
-Objetivos: Aumento do número de ovos larvas ou
cistos, e a separação das gorduras da maioria dos
detritos.
-Desvantagens: Grande quantidade de detritos fecais
no sedimento – identificação dos parasitas mais difícil.
-Técnicas de sedimentação mais usadas: Lutz, Hoffman, Pons & Janer (HPJ);
Ritchie (formalina – éter); - Blagg (MIF).
TÉCNICAS DE FLUTUAÇÃO:
-Princípio: Baseado na diferença de densidade
específica entre os ovos de helmintos, cistos de
protozoários e o material fecal, organismos flutuam na
superfície dos reagentes (reagentes de alta densidade) .
-Vantagens: formação na superfície do tubo de uma
membrana clara com poucos detritos fecais e a
remoção seletiva de ovos e cistos, mesmo quando em
pequeno número no bolo fecal.
- Desvantagens: Alta densidade dos reagentes –
alteração na parede dos ovos e dos cistos – dificulta a
identificação.
- Técnicas de flutuação mais usadas: - solução
saturada de NaCl (WILLIS); - sulfato de zinco (Faust)
MÉTODOS QUALITATIVOS X QUANTITATIVOS
Métodos qualitativos - demonstra a presença das
formas parasitárias, sem, entretanto quantificá-las.
Métodos quantitativos - contagem dos ovos nas fezes,
avalia a intensidade do parasitismo.
Ex: o Kato-katz - levantamentos epidemiológicos de
Esquistossomose.
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
Paciente _________________________________________ Data _______
Médico ___________________________________________N0 _________
RESULTADO
“Positivo”
Ovos de Ascaris lumbricoides
Lavas de Strongyloides tercoralis
Cistos de Giardia lamblia
“Negativo”
Não foram vistos ovos, larvas e cistos de parasitos
Observação: a técnica usada não é indicada para a pesquisa de
ovos de Enterobius vermicuralis
EXAME PARASITOLÓGICO DE FEZES
MODELO DE FICHA DE IDENTIFICAÇÃO DO MATERIAL
FICHA NO______
NOME:_________________________________________________________________
DATA DE EMISSÃO DAS FEZES:_____/_____/_______
DATA DE RECEBIMENTO DAS FEZES:_____/_____/_______
CONSISTÊNCIA DAS FEZES: ___FORMADAS ___PASTOSAS ___DIARRÉICAS
ACONDICIONAMENTO: ____GELADEIRA _____FORMOL
____MIF
MÉTODOS DE EXAMES SOLICITADOS:___________________________________
RESULTADO DO EXAME
□NEGATIVO
□POSITIVO
RESULTADO POSITIVO PARA:
TROFOZOÍTAS DE PROTOZOÁRIOS
□Giardia lamblia
□Entamoeba histolytica
□Entamoeba coli
□Endolimax nana
□Iodamoeba bütschlii
CISTOS DE PROTOZOÁRIOS
□Giardia lamblia
□Entamoeba histolytica
□Entamoeba coli
□Endolimax nana
□Iodamoeba bütschlii
LARVAS DE NEMATELMINTOS
□ Strongyloides stercoralis
□ Ancylostomatidae
OVOS DE PLATELMINTOS/NEMATELMINTOS
□ Schistosoma mansoni
□ Taenia sp.
□ Hymenolepis nana
□ Ascaris lumbricoides
□ Trichuris trichiura
□ Enterobius vermicularis.
□ Strongyloides stercoralis
□ Ancylostomatidae
OUTROS:________________________________________________________________
FUNCIONÁRIO RESPONSÁVEL:____________________________________________
RESPONSÁVEL TÉCNICO:_________________________________________________