Crescimento e desenvolvimento de mudas de cravina de

UNIVERSIDADE FEDERAL DE SANTA MARIA
CENTRO DE CIÊNCIAS NATURAIS E EXATAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM AGROBIOLOGIA
CRESCIMENTO E DESENVOLVIMENTO DE MUDAS
DE CRAVINA DE JARDIM COM DIFERENTES
SUBSTRATOS
DISSERTAÇÃO DE MESTRADO
Marília Milani
Santa Maria, RS, Brasil.
2012
CRESCIMENTO E DESENVOLVIMENTO DE CRAVINA DE
JARDIM COM DIFERENTES SUBSTRATOS
Marília Milani
Dissertação apresentada ao Curso de Mestrado do Programa de
Pós-Graduação em Agrobiologia, Área de Concentração em Agrobiologia, da
Universidade Federal de Santa Maria (UFSM, RS), como
requisito parcial para obtenção do grau de
Mestre em Agrobiologia
Orientador: Prof. Sidinei José Lopes
Santa Maria, RS, Brasil.
2012
AGRADECIMENTOS
A Deus pelo dom da vida concedido e pela constante presença na minha vida, me iluminando
e orientando.
À Universidade Federal de Santa Maria e ao Programa de Pós-Graduação em Agrobiologia
pela oportunidade de realização do Curso de Mestrado.
À CAPES pela concessão da bolsa de estudo.
Aos meus pais, Erni e Suzara Milani e meu irmão Matheus, pelo verdadeiro amor, amizade,
carinho, dedicação e apoio constantes em minha vida. Amo vocês!
Ao meu namorado Juliano Dalcin Martins, que foi essencial no desenvolvimento deste
trabalho, pelas inúmeras ajudas, pelo companheirismo, amor, paciência e carinho de sempre.
Ao meu orientador Sidinei José Lopes, por sua capacitação profissional, amizade, confiança e
liberdade concedida para realização deste trabalho, possibilitando com isso, o meu
crescimento profissional e pessoal.
Aos professores Alessandro Dal’Col Lúcio e Jana Koefender pela participação na comissão
examinadora e pelas contribuições.
Ao professor Rogério Bellé pela ideia inicial deste trabalho e pelas constantes ajudas ao longo
da execução do experimento.
À professora Fernanda Backes pela atenção, ajuda e carinho.
Ao professor Marcelo Rodrigues pela doação do solo e turfa utilizados neste trabalho.
À professora Zaida Antoniolli pela doação do húmus de minhoca utilizado neste trabalho.
À professora Marlene Lovatto por todo carinho, atenção e amizade.
Ao professor Nereu Streck pelo empréstimo dos termômetros, além de seus orientados, em
especial o Bruno Kraulich e o André Trevisan pela parceria na coleta dos dados de
temperatura e umidade da casa de vegetação.
À professora Juçara Paranhos pelo incentivo, apoio e atenção.
Ao funcionário do Departamento de Fitotecnia, João Colpo pelos auxílios para realização
deste trabalho.
A todas as pessoas que mesmo aqui não sendo mencionadas, mas que colaboraram de alguma
forma para realização deste trabalho:
MUITO OBRIGADA!
"Aprender é a única coisa de
que a mente nunca se cansa,
nunca tem medo e nunca se
arrepende."
(Leonardo da Vinci)
RESUMO
Dissertação de Mestrado
Programa de Pós-Graduação em Agrobiologia
Universidade Federal de Santa Maria
CRESCIMENTO E DESENVOLVIMENTO DE MUDAS DE CRAVINA
DE JARDIM COM DIFERENTES SUBSTRATOS
AUTORA: MARÍLIA MILANI
ORIENTADOR: SIDINEI JOSÉ LOPES
Data e Local da Defesa: Santa Maria, 29 de fevereiro de 2012.
A cravina é uma planta excelente para compor jardins por possuir florescimento
precoce, floração abundante e ótimo desempenho na primavera e outono, período com menos
opções de plantas floríferas destinadas a este fim. O objetivo do trabalho foi avaliar o
crescimento e desenvolvimento de mudas de cravina de jardim com diferentes substratos. O
experimento foi conduzido em casa de vegetação, no Departamento de Fitotecnia da
Universidade Federal de Santa Maria, RS. O delineamento experimental foi inteiramente
casualizado, com sete substratos: 1 – 50% solo + 50% cinzas de casca de arroz; 2 – 80% solo
+ 20% húmus; 3 – 80% cinzas de casca de arroz + 20% húmus; 4 – 40% solo + 40% cinzas de
casca de arroz + 20% húmus; 5 – 100% turfa; 6 – 100% substrato comercial Mecplant®; 7 –
50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz. Cada um, com 56 plantas, totalizando 392 plantas
avaliadas. Utilizaram-se plântulas de Dianthus chinensis L. ‘Dianthus F1 Diamond’, com 28
dias. Foram avaliadas as características físicas e químicas dos substratos e nas plantas foram
avaliados os números de folhas e de nós, a altura, o ciclo até a diferenciação, até o
aparecimento do primeiro botão floral e a cobertura do substrato. A avaliação final do
experimento foi realizada quando o botão floral da haste principal estava aberto, e foram
determinadas 20 variáveis de produção, o tamanho ótimo de amostra e o teor e conteúdo de
macro e micronutrientes da parte aérea. Curvas de crescimento foram ajustadas pelo modelo
logístico para altura e número de folhas, nos diferentes substratos, em função da soma térmica
acumulada. O substrato 6 foi superior em relação aos demais, nas seguintes variáveis:
cobertura do substrato, número de ramificações e botões florais, área foliar das ramificações e
total da parte aérea, diâmetro da haste principal a 5 e 10cm da base do substrato, fitomassa
fresca e seca das ramificações, fitomassa fresca da haste principal e fitomassa fresca e seca
total da parte aérea. O substrato 1 apresentou o maior ciclo de produção e até o aparecimento
do primeiro botão floral, 74 e 57 dias, respectivamente, e maior plastocrono, 94,09ºC dia nó-1.
Houve variação no tamanho de amostra conforme o substrato utilizado e a variável observada.
O tamanho de amostra da variável reprodutiva, número de botões, foi maior do que para as
variáveis vegetativas. Para uma diferença mínima significativa entre duas médias (D%) de
20%, o substrato 1 foi o que apresentou maior tamanho de amostra em 15 variáveis, sendo
que para número de ramificações, fitomassa verde e seca das ramificações apresentou o maior
tamanho de amostra, 298 plantas. De forma geral, as curvas de crescimento mostraram boa
qualidade de ajuste ao modelo logístico. A produção de mudas de cravina de jardim é
influenciada pelo tipo de substrato. O substrato Mecplant® é indicado para produzir mudas de
cravina de jardim, pois proporcionou qualidade das mudas produzidas.
Palavras-chave: Dianthus chinensis L. Floricultura. Cultivo sem solo.
ABSTRACT
Master’s Dissertation
Graduate Program in Agrobiology
Federal University of Santa Maria
GROWTH AND DEVELOPMENT OF SEEDLINGS OF CRAVINA OF
GARDEN WITH DIFFERENT SUBSTRATES
AUTHOR: MARÍLIA MILANI
ADVISOR: SIDINEI JOSÉ LOPES
Santa Maria, February 29th, 2012.
The cravina is an excellent plant to build up gardens due to its early flowering,
abundant flowering and great performance in spring and autumn, periods with fewer options
of flowering plants with such end. The present work aimed to evaluate the growth and
development of seedlings of cravina in gardens with different substrates. The study was
carried out in greenhouse at the Federal University of Santa Maria, RS. The experimental
design was entirely randomized, with seven substrates: 1 – 50% soil + 50% rice husk ash; 2 –
80% soil + 20% earthworm castings; 3 – 80% rice husk ash + 20% earthworm castings; 4 –
40% soil + 40% rice husk ash + 20% earthworm castings; 5 – 100% peat; 6 – 100%
commercial substrate Mecplant®; 7 – 50% peat + 50% rice husk ash. Each, with 56 plants,
totalizing 392 plants evaluated. 28-day-old seedlings of Dianthus chinensis L. ‘Dianthus F1
Diamond’, developed by Sakata® were used. The physical and chemical characteristics were
evaluated and in the plants the number of leafs and of nodes, height, the cycle up to the
differentiation were evaluated until first bud appear and the coverage of the substrate. The
final assessment of the experiment was carried out when the bud of main stem was opened,
and 20 variables of production, the optimum sample size and the concentration and content of
nutrients of shoot were determined. Growth curves were adjusted by the logistic model for
height of plant and number of leaves, in different substrates, in function of accumulated
thermal time. The substrate 6 was superior to the others, in the following variables: coverage
of the substrate, number of branches and buds, leaf area of branches and total of shoot,
diameter of main stem of 5 and 10cm from the base of the substrate, fresh and dry phytomass
of branches, fresh phytomass of main stem and fresh and dry phytomass total of shoot. The
substrate 1 presented the longer production cycle up to the first bud to appear, 74 and 57
days, respectively and bigger plastochron, 94,09ºC day node-1. There was a variation in the
sample size regarding the substrate and the observed variable. The sample size of the
reproductive variable, number of buds, was bigger than the vegetative variables. For a
minimum significant difference between two means (D%) of 20%, the substrate 1 was the one
which presented the biggest sample size in 15 variables, once for the number of branches,
fresh and dry phytomass of branches it presented the biggest sample size, 298 plants. In a
general way, the growing curves showed good quality adjust to the logistic model. The
substrate Mecplant® is indicated to produce seedling of cravina for gardens, because it offerd
quality in the produced seedlings.
Keywords: Dianthus chinensis L. Floriculture. Soilless cultivation.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1 - Cravina de jardim (Dianthus chinensis L. ‘Dianthus F1 Diamond’). Santa Maria,
RS, 2011. .................................................................................................................................. 16
Figura 2 - Escala de notas, de 2 a 5, a partir da esquerda, para a cobertura do substrato pelas
plantas. Santa Maria, RS, 2011. ............................................................................................... 30
Figura 3 - Determinação do diâmetro da haste principal (A) e da flor (B); determinação da
área foliar (C) e do comprimento máximo de raiz (D). Santa Maria, RS, 2011. ...................... 32
Figura 4 - Temperaturas máximas e mínimas do ar e umidade relativa do ar no interior da casa
de vegetação, durante o período de maio a julho de 2011. Santa Maria, RS, 2011. ................ 35
Figura 5 – Curvas de crescimento ajustadas pelo modelo logístico para altura de planta (cm)
de cravina de jardim, nos diferentes substratos, em função da soma térmica acumulada (Sta,
ºC dia) em Santa Maria, RS, 2011. ........................................................................................... 57
Figura 6 – Curvas de crescimento ajustadas pelo modelo logístico para número de folhas de
cravina de jardim, nos diferentes substratos, em função da soma térmica acumulada (Sta, ºC
dia) em Santa Maria, RS, 2011. ................................................................................................ 58
LISTA DE TABELAS
Tabela 1 - Densidade seca (Ds), porosidade total (PT), água disponível (AD) e espaço de
aeração (EA) dos substratos utilizados no experimento. Santa Maria, RS, 2011..................... 37
Tabela 2 - Características químicas dos substratos utilizados no experimento. Santa Maria,
RS, 2011. .................................................................................................................................. 39
Tabela 3 – Valores médios do teor de macronutrientes (g Kg-1) e micronutrientes (mg Kg-1),
na parte aérea de plantas de cravina de jardim. Santa Maria, RS, 2011. .................................. 41
Tabela 4 - Valores médios do conteúdo de macronutrientes (g) e micronutrientes (mg) na
parte aérea de plantas de cravina de jardim, em função da fitomassa seca total (g) da parte
aérea (MS), produzida nos diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011. ............................... 44
Tabela 5 - Valores médios da cobertura do substrato (CS), número de ramificações (NR),
número de botões florais (NB), área foliar das ramificações (AFR), da haste principal (AFHP)
e total da parte aérea (AFT), de plantas de cravina de jardim, em diferentes substratos. Santa
Maria, RS, 2011. ....................................................................................................................... 46
Tabela 6 - Valores médios do ciclo de produção (C), ciclo até diferenciação (D) e ciclo até o
aparecimento do primeiro botão floral (B), de plantas de cravina de jardim, em diferentes
substratos. Santa Maria, RS, 2011. ........................................................................................... 48
Tabela 7 - Valores médios do diâmetro da flor (ΦF), diâmetro da haste principal a 5cm
(ΦHP5) e a 10cm (ΦHP10) da base do substrato, de plantas de cravina de jardim, em
diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011. .......................................................................... 50
Tabela 8 - Valores médios da fitomassa fresca (MFR) e seca (MSR) das ramificações,
fitomassa fresca (MFHP) e seca (MSHP) da haste principal e fitomassa fresca (MFT) e seca
(MST) total da parte aérea de plantas de cravina de jardim, em diferentes substratos. Santa
Maria, RS, 2011. ....................................................................................................................... 52
Tabela 9 - Média do comprimento máximo (Comp.) e fitomassa seca (MS) de raiz, de plantas
de cravina de jardim, em diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011. ................................. 53
Tabela 10 - Valores médios do plastocrono (PLAST), de plantas de cravina de jardim, em
diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011. .......................................................................... 55
Tabela 11 - Estimativa e limite inferior (Li) e superior (Ls) do intervalo de confiança dos
parâmetros α, β e γ, ponto de inflexão – P.I (ºC dia), coeficiente de determinação – R2 e
desvio médio absoluto dos resíduos – DMA, do modelo logístico ajustado para altura de
plantas de cravina de jardim, em diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011. ..................... 59
Tabela 12 - Estimativa e limite inferior (Li) e superior (Ls) do intervalo de confiança dos
parâmetros α, β e γ, ponto de inflexão – P.I (ºC dia), coeficiente de determinação – R2 e
desvio médio absoluto dos resíduos – DMA, do modelo logístico ajustado para número de
folhas de cravina de jardim, em diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011. ....................... 60
Tabela 13 - Distribuição normal de probabilidade entre os substratos para cada uma das
variáveis observadas no cultivo de cravina de jardim. Santa Maria, RS, 2011. ....................... 63
Tabela 14 - Distribuição de probabilidade (D) e homogeneidade das variâncias (HV), para as
19 variáveis observadas em plantas de cravina de jardim, e coeficiente de variação (CV%)
para cada variável observada e substratos (S) utilizados no experimento. Santa Maria, RS,
2011. ......................................................................................................................................... 64
Tabela 15 - Tamanho de amostra (número de plantas) para determinação do plastocrono em
cravina de jardim, cultivada com sete substratos, com uma semiamplitude do intervalo com
95% de confiança, para percentuais de diferença mínima significativa entre médias de: 5 (D5),
10 (D10), 20 (D20) e 40 (D40). Santa Maria, RS, 2011. ......................................................... 65
Tabela 16 - Tamanho de amostra (número de plantas) para variáveis observadas em cravina
de jardim, cultivada com sete substratos, com uma semiamplitude do intervalo com 95% de
confiança, para percentuais de diferença mínima significativa entre médias de: 5 (D5), 10
(D10), 20 (D20) e 40 (D40). Santa Maria, RS, 2011. .............................................................. 66
Tabela 17 - Tamanho de amostra (número de plantas) para variáveis observadas em cravina
de jardim, cultivada com sete substratos, com uma semiamplitude do intervalo com 95% de
confiança, para percentuais de diferença mínima significativa entre médias de: 5 (D5), 10
(D10), 20 (D20) e 40 (D40). Santa Maria, RS, 2011. .............................................................. 67
Tabela 18 - Valores da escala de sete pontos, cujos extremos correspondem ao maior valor (7)
e menor valor (1), exceto para plastocrono e ciclo, em que a escala é inversa, somatório final e
ranking dos substratos para as variáveis químicas e porosidade total do substrato; teor e
conteúdo de nutrientes da parte aérea das plantas; e variáveis observadas nas plantas. Santa
Maria, RS, 2011. ....................................................................................................................... 69
LISTA DE APÊNDICES
Apêndice A – Estatísticas básicas para cada variável observada com cravina de jardim, em
função do substrato utilizado. Santa Maria, RS, 2011. ............................................................ 89
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO .............................................................................................. 13
2 REVISÃO ........................................................................................................ 15
2.1 Gênero Dianthus ........................................................................................................... 15
2.1.1 Dianthus chinensis L. ............................................................................................... 16
2.2 Substratos ...................................................................................................................... 17
2.2.1 Características gerais ................................................................................................ 17
2.2.2 Características físicas dos substratos ....................................................................... 19
2.2.3 Características químicas dos substratos ................................................................... 20
2.3 Crescimento e desenvolvimento de plantas ................................................................ 21
2.4 Tamanho de amostra .................................................................................................... 23
3 MATERIAL E MÉTODOS........................................................................... 26
3.1 Localização e caracterização da área experimental .................................................. 26
3.2 Definições dos tratamentos e delineamento experimental ........................................ 26
3.3 Substratos ...................................................................................................................... 27
3.4 Material Vegetal ............................................................................................................ 28
3.5 Condução do experimento............................................................................................ 28
3.5.1 Variáveis meteorológicas registradas durante o período experimental .................... 28
3.5.2 Variáveis observadas ................................................................................................ 29
3.5.3 Procedimento estatístico........................................................................................... 32
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO ................................................................... 35
4.1 Variáveis meteorológicas registradas durante o período experimental .................. 35
4.2 Características físicas dos substratos .......................................................................... 37
4.3 Características químicas dos substratos ..................................................................... 38
4.4 Teor e conteúdo de nutrientes na parte aérea das plantas ........................................ 40
4.5 Variáveis observadas .................................................................................................... 45
4.5.1 Cobertura do substrato, número de ramificações, de botões florais e área foliar da
haste principal, das ramificações e total da parte aérea..................................................... 45
4.5.2 Ciclo da cravina de jardim ....................................................................................... 48
4.5.3 Diâmetro da flor e da haste principal ....................................................................... 49
4.5.5 Fitomassa fresca e seca da haste principal, ramificações e total da parte aérea....... 51
4.5.6 Comprimento máximo e fitomassa seca de raiz ....................................................... 53
4.5.7 Plastocrono ............................................................................................................... 55
4.5.8 Curvas de crescimento ............................................................................................. 56
4.6 Tamanho de amostra .................................................................................................... 62
4.7 Ranking dos substratos ................................................................................................ 68
5 CONCLUSÕES .............................................................................................. 73
REFERÊNCIAS ................................................................................................ 74
APÊNDICES ...................................................................................................... 88
1 INTRODUÇÃO
A floricultura é uma atividade que inclui múltiplas formas de exploração e diversidade
de cultivo. Como atividade agrícola brasileira vem adquirindo notável desenvolvimento, com
alta rentabilidade por área produzida e intensiva mão-de-obra, gerando empregos diretos e
indiretos no Brasil. Além disso, é um setor altamente competitivo, que exige a tecnificação e
profissionalização, bem como, um sistema eficiente de distribuição, comercialização, além da
qualidade dos produtos finais, característica indispensável na floricultura.
O mercado brasileiro de floricultura conta com cerca de 8 mil produtores, com 9 mil
ha de área cultivada e gera 194 mil empregos diretos. No primeiro semestre de 2011, o
mercado interno de ornamentais teve faturamento de produção de R$ 800 milhões, sendo a
maior produção realizada no estado de São Paulo (70%) (IBRAFLOR, 2011). Nos primeiros
cinco meses do ano de 2011, as exportações de flores e plantas ornamentais atingiram US$
7,60 milhões, sendo que os principais grupos de produtos setoriais exportados pelo Brasil
foram o das mudas de plantas ornamentais (69,01%), seguido pelo dos bulbos, tubérculos,
rizomas e similares em repouso vegetativo (12,14%). Tal fato evidencia a principal
característica estrutural da floricultura empresarial exportadora do País, que é concentrada nas
mercadorias destinadas à propagação vegetativa (JUNQUEIRA; PEETZ, 2011).
Dianthus chinensis L. (cravina) é uma espécie que tanto pode ser utilizada para a
composição em jardins ou como flor de corte, destinada à complementação de buquês. No
presente trabalho, utilizou-se uma cultivar para uso em jardins, por possuir florescimento
precoce e floração abundante e apresentarem ótimo desempenho na primavera e outono
(SAKATA SEED SUDAMERICA LTDA®), época do ano em que se tem menos opções de
espécies floríferas destinadas a este fim.
As mudas de cravina de jardim são produzidas até o ponto de comercialização, ou seja,
até a abertura do primeiro botão floral da haste principal, quando então são destinadas aos
centros comerciais, onde os consumidores poderão visualizar características da flor, como a
cor e o perfume. A produção de mudas de cravina com qualidade é de extrema importância,
uma vez que do desempenho dessa etapa dependerá o bom desenvolvimento da cultura,
resultando em um ótimo produto final para compor os jardins.
Como alternativa para o processo produtivo de mudas floríferas, encontra-se a
avaliação de formulações para substratos que ofereçam baixo custo de produção, e com
14
características físicas e químicas que permitam o pleno desenvolvimento da espécie. As três
características principais de um substrato ideal para o cultivo de plantas floríferas e
ornamentais são: disponibilidade em grande quantidade, preço baixo e facilidade de manuseio
(FARIA et al., 2001). Como é difícil encontrar todas estas características em um único
material, é realizado a mistura de dois ou mais componentes, com o máximo das
características ideais possíveis, para conseguir a combinação desejável. As misturas podem
ser fabricadas a partir de diferentes matérias primas disponíveis no local ou pode ser utilizada
uma comercialmente disponível. Além disso, é importante que se avaliem os substratos
adequados ao desenvolvimento de cada cultura, pois o uso de materiais com características
adequadas contribui para a produção de plantas com melhor qualidade.
Através do exposto, justifica-se a realização deste trabalho, em função do potencial de
crescimento
da
floricultura
como
atividade
agrícola
brasileira,
o
que
aumenta
consequentemente a demanda por pesquisas que objetivam a melhoria da qualidade produtiva.
Assim, é necessário desenvolver técnicas que viabilizem a atividade, através de
conhecimentos técnicos e científicos sobre a produção de espécies floríferas. Dentre as
espécies com potencial agrícola está a cravina de jardim.
Dessa forma, o trabalho foi conduzido com o objetivo de avaliar o crescimento e
desenvolvimento de mudas de cravina de jardim com diferentes substratos, em ambiente
protegido.
2 REVISÃO
2.1 Gênero Dianthus
A família Caryophyllaceae compreende o gênero Dianthus, ao qual pertencem o cravo
(Dianthus caryophyllus L.), a cravina dos poetas (Dianthus barbatus L.), a cravina chinesa
(Dianthus chinensis L.) e algumas espécies híbridas, sendo muitas destas utilizadas
comercialmente (PILON, 2004).
O nome do gênero vem do grego “dios = divino e anthos= flores” que significa ‘a flor
dos deuses’ e apresenta perfume característico, vasta gama de cores e capacidade de florescer
durante o ano todo (LARSON, 1992).
Nativas da região do Mediterrâneo, Dianthus spp. caracterizam-se por serem exigentes
em condições ambientais na produção de flores, sendo que o melhor ambiente é aquele que
apresenta uma faixa de temperatura do ar entre 10 a 18ºC durante o inverno e, 12 a 21ºC,
durante o verão, além de alta radiação (BELLÉ, 1997).
As condições ideais para a produção de cravos e cravinas são semelhantes àquelas que
ocorrem na região dos platôs Andinos, em altitudes entre 2600 a 3650 metros, onde as faixas
de temperatura do ar noturna variam entre 4,4 a 7,2ºC e as diurnas situam-se na faixa dos 14,4
a 20ºC, durante o ano todo. Além disso, tal região possuiu alta intensidade luminosa e um
fotoperíodo constante de 12 horas, solo rico em matéria orgânica e pH em torno de 5,5 a 6,0
(LARSON, 1992).
A temperatura do ar é capaz de afetar a taxa de crescimento e desenvolvimento da flor,
a produtividade, a qualidade e a longevidade. A iniciação floral é mais rápida e mais uniforme
na ocorrência de temperaturas inferiores a 15,5ºC e é adiada em temperaturas acima deste
valor. Após a iniciação floral, o desenvolvimento das flores é promovido por temperaturas
mais
elevadas.
Temperaturas
supra-ótimas,
acima
de
32ºC,
causam
atraso
no
desenvolvimento, enquanto que as baixas temperaturas prolongam a época de colheita
(LARSON, 1992).
16
2.1.1 Dianthus chinensis L.
As cravinas chinesas (Dianthus chinensis L.) apresentam crescimento, principalmente
em jardins, anual para as flores, que tem 2,5cm de diâmetro e aroma suave. As folhas são
opostas e basais, com coloração verde médio e dimensões de 2,5 a 7,5cm de comprimento e
0,6cm de largura. As flores são formadas nas muitas hastes, com uma flor por haste, sendo
raras duas a três flores por haste, nas colorações: vermelha, rosa, branca, roxa ou bicolor
(DANSEREAU et al., 2007).
As cultivares das espécies do gênero Dianthus são produzidas para aumentar a baixa
tolerância ao calor. Além disso, proporcionam maior florescimento, tamanho da flor e
tolerância ao calor e frio. Podem apresentar flores simples, semi-duplas ou totalmente duplas,
podendo produzir flores de cores variadas em uma mesma planta, variando de 3,8 a 6,3cm de
diâmetro (DANSEREAU et al., 2007).
Dianthus chinensis L. ‘Dianthus F1 Diamond’, ou popularmente cravina de jardim
(Figura 1), é uma espécie excelente para jardim, pois possui boa tolerância ao frio e ao calor,
com ótimo desempenho na primavera e outono. As plantas apresentam de 15 a 20cm de
altura, florescimento precoce e floração abundante (SAKATA SEED SUDAMERICA
LTDA®, 2011). A temperatura do ar ótima para seu crescimento é de 17 a 20ºC e o
florescimento ocorre de 10 a 12 semanas após a semeadura (SAKATA ORNAMENTALS,
2011).
Fonte: Milani (2011).
Figura 1 - Cravina de jardim (Dianthus chinensis L. ‘Dianthus F1 Diamond’). Santa Maria,
RS, 2011.
17
2.2 Substratos
2.2.1 Características gerais
Os sistemas de produzir e cultivar plantas em recipientes são antigos e nas últimas
décadas, vem mostrando consideráveis avanços. Há o conhecimento que os viveiristas
produziam suas mudas em ripados de madeira ou bambu, usando pequenos estufins para
acelerar o processo de germinação de espécies floríferas fora da época regular. Mas, após a
expansão agrícola e industrial houve uma transformação e valorização das atividades
hortícolas (KÄMPF, 2005).
O termo substrato se refere ao suporte físico para o crescimento das raízes de plantas
cultivadas em recipientes, em sementeiras ou em viveiros de mudas olerícolas, ornamentais,
frutíferas ou silvícolas, em substituição ao solo (SILVEIRA et al., 2002; FERMINO, 2003).
Além disso, devem ser o meio adequado para retenção de quantidades suficientes e
necessárias de água, de oxigênio e de nutrientes, além de oferecer pH compatível, ausência de
elementos químicos em níveis tóxicos e condutividade elétrica adequada. A fase sólida do
substrato deve ser constituída por uma mistura de partículas minerais e orgânicas. O estudo do
arranjo percentual desses componentes é importante, já que eles poderão ser fonte de
nutrientes e atuarão diretamente sobre o crescimento e desenvolvimento das plantas
(GUERRINI; TRIGUEIRO, 2004).
Existe uma grande quantidade de sistemas de cultivo de espécies frutíferas e
ornamentais em recipientes. Estes sistemas utilizam substratos de origens minerais ou
orgânicas, naturais ou sintéticas, cujas propriedades diferem marcadamente do solo, não
existindo um material ou uma mistura de materiais considerada universalmente válida como
substrato para todas as espécies (SCHMITZ et al., 2002).
O solo foi o primeiro material utilizado no cultivo em recipientes sendo que,
atualmente, a maior parte dos substratos é uma combinação de dois ou mais componentes,
com a finalidade de adequar as características químicas e físicas para cada cultivo (MELLO,
2006). No Rio Grande do Sul, a utilização de solo natural ou da mistura de solo com areia
ainda é prática rotineira dos viveiristas de mudas frutíferas e flores, por sua grande
disponibilidade e baixo custo. Porém, a utilização única destes materiais pode ser
inconveniente ao crescimento das mudas, tornando-se necessária a busca de materiais
18
alternativos que permitam melhorar as condições dos substratos utilizados no Estado sem
aumentar demasiadamente seu custo (SCHMITZ, et al., 2002).
Os substratos exercem influência significativa na arquitetura do sistema radicular e nas
associações biológicas com o meio, influenciando o estado nutricional das plantas e a
translocação de água no sistema solo-planta-atmosfera (MACIEL et al., 2000).
Para plantas ornamentais e floríferas, as seguintes características e/ou propriedades
dos substratos são consideradas essenciais: a) boa uniformidade em sua composição; b) baixa
densidade; c) boa capacidade de absorver e reter água; d) boa porosidade, de modo a permitir
a drenagem do excesso de água durante as irrigações, mantendo adequada aeração; e)
facilidade de ser trabalhado no viveiro (peneirado, misturado e colocado nos recipientes); f)
abundância; g) viabilidade econômica e h) boa homogeneidade, com características e/ou
propriedades físicas e químicas pouco variáveis de lote para lote (LEAL et al., 2007). Além
disso, o substrato deve ser isento de elementos químicos minerais ou qualquer outra
substância em concentrações fitotóxicas, assim como de fitopatógenos, de pragas e de plantas
daninhas (SILVEIRA et al., 2002).
As propriedades químicas geralmente utilizadas em nível mundial para a
caracterização de um substrato são: o potencial hidrogeniônico (pH), a capacidade de troca de
cátions (CTC), a salinidade e o teor percentual de matéria orgânica (MO) nele presente. Entre
as propriedades físicas mais utilizadas, destacam-se: a densidade, a porosidade, o espaço de
aeração e a economia hídrica - volumes de água disponíveis em diferentes potenciais
(SCHMITZ et al., 2002).
Solos e substratos são meios porosos, formados por sólidos e poros preenchidos por
água e ar (KÄMPF, 2001). Os poros são responsáveis pelas trocas gasosas entre o substrato e
a atmosfera, bem como determinam os movimentos da água no vaso e a drenagem. Portanto,
entender a dinâmica das relações entre sólidos e os poros é fundamental para se obter sucesso
na produção de mudas (LACERDA et al., 2006).
Para que um material possa se tornar um substrato no cultivo de plantas ornamentais,
além das propriedades físicas e químicas, deve ser observado sua disponibilidade, centro
consumidor, o custo e o impacto ambiental do mesmo (MENEGUCE et al., 2004; OLIVEIRA
et al., 2005).
A utilização de resíduos agroindustriais disponíveis regionalmente, como as cinzas de
casca de arroz, na composição dos substratos, pode propiciar a redução dos custos, assim
como, auxiliarem na diminuição da poluição ambiental decorrente da deposição destes
materiais em locais impróprios (SCHMITZ et al., 2002). Porém, as características desse
19
material são bastante variadas, dependendo do modo como a queima é realizada, da origem da
casca, da quantidade de energia utilizada no processo de queima, entre outras. Cabe também
destacar que, de um volume total de 100% de casca de arroz, quando submetida à
carbonização obtém-se metade do volume inicial e, se o processo continuar até a obtenção de
cinzas resultará em apenas 20% do volume inicial (SCHWAB, 2011).
Outro material com potencial para ser utilizado como substrato para o
desenvolvimento de plantas, é o vermicomposto ou húmus produzido com auxílio de
minhocas. Este consiste em um produto estável e homogêneo, de coloração escura, inodoro,
de textura leve, rico em nutrientes, formado a partir da transformação de resíduos orgânicos
com a participação de minhocas (AQUINO; NOGUEIRA, 2001; ANTONIOLLI et al., 2002).
Dentre os diferentes materiais de origem orgânica utilizados como substratos, a turfa é
considerada material consagrado internacionalmente para a produção de plantas, seja para
germinação de sementes, propagação de plantas, formação de mudas e cultivo em recipientes
(KEIJZER, 2002). É utilizada como padrão de comparação no estudo de novos materiais por
suas excelentes características físicas (SCHMITZ et al., 2002).
Portanto, a escolha do substrato é uma das decisões mais importante para produção de
mudas, pois depende das necessidades das espécies cultivadas, devendo garantir a
manutenção mecânica do sistema radicular e estabilidade da planta. Além disso, manter na
fase líquida, o suprimento de água e nutrientes e, na fase gasosa, o suprimento de oxigênio e o
transporte de dióxido de carbono entre as raízes e o ar (SILVEIRA et al., 2002).
2.2.2 Características físicas dos substratos
O cultivo em recipientes com substrato distingue-se do cultivo em solo principalmente
pela área limitada para o desenvolvimento das raízes. A limitação do volume exige que o
substrato seja capaz de manter água facilmente disponível à planta sem comprometer a
concentração de oxigênio no meio (FERMINO, 2002). Desse modo, para que a produção
agrícola em substratos seja eficiente, é necessário o conhecimento das propriedades físicas do
substrato, como densidade, porosidade e curva de retenção de água.
A densidade é a relação entre a massa e o volume do substrato, expressa em
quilograma por metro cúbico (Kg m-3). Quanto mais alta a densidade, mais difícil o cultivo no
20
recipiente, quer por limitações no crescimento das plantas ou pela dificuldade no transporte
dos vasos ou bandejas (CARVALHO, 2002).
Os substratos muito densos prejudicam a aeração, a distribuição de água e o
crescimento das raízes. São considerados aceitáveis os valores de densidade seca de 100 a
300Kg m-3 para propagação em células e bandejas, 200 a 400Kg m-3, para vasos de até 15cm
de altura, 300 a 500Kg m-3, para vasos de 20 a 30cm de altura e 500 a 800Kg m-3, para vasos
maiores (KÄMPF, 2005).
O substrato deve ser suficientemente poroso, a fim de permitir trocas gasosas
eficientes, evitando falta de ar para a respiração das raízes e para a atividade dos
microorganismos do meio. O pequeno volume do vaso leva a uma alta concentração de raízes,
exigindo elevado suprimento de oxigênio e rápida remoção do gás carbônico formado
(KÄMPF, 2005).
A porosidade do substrato está diretamente relacionada com a sua estrutura e
influencia, principalmente, a aeração e retenção de água. Os poros podem ser classificados
como macro e microporos. Em condições de saturação hídrica, os macroporos estão
preenchidos de ar, e o seu volume é caracterizado como espaço de aeração. Nas mesmas
condições, os poros menores estão preenchidos por água, em volume que corresponde à
capacidade de retenção hídrica (KÄMPF, 2005). A água retirada e disponível as plantas é
equivalente ao volume de água liberada entre às tensões de 10 e 100hPa, e a água
remanescente corresponde ao volume de água após ter sido submetido a tensões de 100hPa
(DE BOODT; VERDONK, 1972).
Um substrato ideal deve possuir, entre outras características, uma porosidade acima de
85%, uma capacidade de aeração entre 10 e 30% e o teor de água facilmente disponível de 20
a 30% (CARRIJÓ et al., 2002).
2.2.3 Características químicas dos substratos
As propriedades químicas dos substratos referem-se principalmente ao valor de pH, a
CTC (KÄMPF, 2005) e o teor percentual de MO nele presente (SCHMITZ et al., 2002). Estas
são características importantes especialmente em relação à disponibilidade de nutrientes para
as plantas.
21
Valores inadequados de pH podem causar desequilíbrios fisiológicos nas plantas,
afetando a disponibilidade dos nutrientes. Em meios com pH abaixo de 5,0, podem aparecer
sintomas de deficiência de N, K, Ca e Mg, enquanto que problemas com a disponibilidade de
P e micronutrientes (B, Fe, Mn, Zn e Cu) são esperados em valores de pH acima de 6,5
(KÄMPF, 2005).
A CTC de um solo ou substrato é a propriedade de suas partículas sólidas de adsorver
e trocar cátions. Os nutrientes retidos nos pontos de troca estão protegidos contra a fácil
lixiviação. A determinação dessa característica é feita com base na massa da amostra, e sua
grandeza é expressa em cmolc Kg-1 (centimol carga por quilograma) (KÄMPF, 2005).
A matéria orgânica é um componente fundamental dos substratos, cuja finalidade
básica é aumentar a capacidade de retenção de água e nutrientes para as mudas. Além disso,
apresenta vantagens, tais como: redução na densidade aparente e na global e aumento da
porosidade do meio (GUERRINI; TRIGUEIRO, 2004).
Uma tendência geral para compor substratos para produção de mudas tem sido a
adição de fontes de matéria orgânica, a qual contribui não só para o fornecimento de
nutrientes, mas também para as características físicas do substrato. Dentre os materiais
frequentemente utilizados como substrato, citam–se a casca de arroz carbonizada (LUCAS et
al., 2003), o esterco bovino (CAVALCANTI et al., 2002), o bagaço de cana (MELO et al.,
2003), o composto orgânico (TRINDADE et al., 2001), a cama de frango e moinha de café
(ANDRADE NETO et al., 1999), a casca de acácia–negra (SOUZA et al., 2003) e o húmus de
minhoca (LIMA et al., 2001; STEFFEN, 2008).
2.3 Crescimento e desenvolvimento de plantas
A produção de matéria seca pelas plantas é o resultado da fixação de CO2 atmosférico
através da fotossíntese, realizada com o suporte energético proveniente da radiação solar
fotossinteticamente ativa. Além disso, a distribuição de matéria seca nos órgãos de uma planta
é o resultado final de um conjunto de processos metabólicos e de transporte que governam o
fluxo de assimilados através de um sistema fonte-dreno (DUARTE; PEIL, 2010). O
crescimento pode ser definido como a produção e a distribuição dessa biomassa entre os
diferentes órgãos da planta e através das interações entre fatores genéticos, nutricionais e
22
ambientais, normalmente as plantas crescem com diferentes ritmos ao longo do ano (TAIZ;
ZEIGUER, 2009).
O crescimento vegetal refere-se a mudanças irreversíveis de dimensões físicas de
órgãos da planta como massa, volume, comprimento e área, enquanto que, o desenvolvimento
vegetal envolve a diferenciação celular, a morfogênese, o aparecimento e a senescência de
órgãos (HODGES, 1991; WILHELM; McMASTER, 1995).
Quando o desempenho de um sistema é representado matematicamente por equações,
temos então um modelo matemático. Este vai definir quantitativamente hipóteses assumidas
sobre o sistema real, permitindo deduzir suas consequências na agricultura como o manejo de
certos sistemas ou de certas condições ambientais (DOURADO NETO et al., 1998).
O ideal é formular um modelo suficientemente complexo para desenvolver dados
originais, sem, no entanto dificultar sua utilização prática. Entretanto, todo modelo
matemático é uma simulação do sistema a ser estudado e, por isso, não é possível contemplar
todas as variáveis existentes, o que resulta numa previsão não exata da realidade (PEREIRA;
MACHADO, 1987).
A tendência da agricultura moderna é desenvolver modelos que simulem o
crescimento das plantas, com o objetivo de detectar os fatores que possam limitá-lo e, com
isso, influir no potencial produtivo das espécies (LOPES et al., 2004). Na utilização dos
modelos matemáticos de crescimento de plantas é necessário determinar suas constantes
empíricas em períodos regulares, isto é, uma determinada cronologia ou frequência de
amostragem. No caso de amostragens, em que parte da planta é destruída, há interferência na
população restante. Na análise quantitativa de crescimento de comunidades vegetais, os
intervalos de amostragens mais utilizados variam entre 7 e 14 dias (PEREIRA; MACHADO,
1987) e são determinados de forma empírica.
A mais importante mudança na fenologia da planta ocorre na passagem da fase
vegetativa à reprodutiva, modificando as trocas na alocação de fitomassa seca entre os órgãos.
Essas mudanças morfológicas e fisiológicas exigem a quantificação precisa dos estádios
fenológicos para o funcionamento adequado dos modelos de simulação, sendo a temperatura
do ar, a variável climática mais importante nos processos de troca na planta (KROPFF et al.,
1995).
A temperatura do ar é uma das variáveis independentes mais utilizadas em modelos de
previsão da variação temporal do acúmulo de fitomassa seca em diversas culturas, tanto pela
sua facilidade de obtenção, quanto pelo seu relacionamento com a quantidade de radiação
fotossinteticamente ativa necessária para a planta completar o ciclo (SANTOS, 2006). A
23
temperatura do ar na forma de tempo térmico (ºC dia-1) é de grande utilidade pela sua
independência da época e local de plantio, sendo mais eficiente do que o uso dos dias do
calendário civil (SILVA et al., 1999).
A análise de crescimento das plantas baseia-se fundamentalmente no fato de que, em
média, 90% da matéria seca acumulada pelas plantas, ao longo do seu crescimento, resultam
da atividade fotossintética, e o restante pela absorção de nutrientes minerais. Esse acúmulo de
fitomassa pode ser estudado por medidas lineares (altura de planta, comprimento e diâmetro
do caule, comprimento e largura de folha, comprimento de raiz, e outros), número de
unidades estruturais (folhas, flores, frutos, raízes, e outros) e medidas de superfície
(principalmente, pela medição da superfície da lâmina foliar) (BENINCASA, 2003).
A regressão linear simples é amplamente utilizada para a representação dos fenômenos
biológicos na sua fase inicial. No entanto, esses fenômenos, quando estudados durante um
tempo maior de desenvolvimento do organismo, não podem mais ser representados por uma
função linear. Por isso, os modelos não-lineares proporcionam vantagens em relação aos
modelos lineares, os quais podem auxiliar o pesquisador no processo de tomada de decisão
por apresentarem parâmetros com interpretação biológica.
Dentre os modelos não-lineares, podem-se citar: Spillman, Mitscherlich, Logístico,
Gompertz, Richards, dentre outros (REGAZZI, 2003). O ajuste de curvas de crescimento,
através destes modelos, já foi realizado com outras culturas: (CALEGARIO et al., 2005;
LOPES et al., 2007; SANTOS et al., 2007; VIEIRA et al., 2008; FUNCK et al., 2008; LYRA
et al., 2008; MAIA et al., 2009). Porém, não foram encontradas na literatura informações do
ajuste de curvas de crescimento, através dos modelos não-lineares, para plantas floríferas.
2.4 Tamanho de amostra
A amostra é definida como um subconjunto da população por meio do qual se
estabelecem ou estimam as propriedades e características dessa população, e a amostragem
consiste em observar uma porção da população para obter estimativas representativas do todo.
O objetivo da amostragem é fazer inferências corretas sobre a população, as quais são
evidenciadas se a população amostral é uma representação verdadeira da população objetivo
(ZANON et al., 1997). Os dados da amostra são usados na estimação de parâmetros de um
caráter de todas as plantas de uma unidade experimental.
24
A determinação do tamanho de amostra e do número de repetições é uma importante
estratégia no momento do planejamento experimental para reduzir o erro experimental
(STORCK et al., 2006). Fernandes e Silva (1996) salientam que quanto maior for o tamanho
da amostra, maior a precisão e, em consequência disso, o coeficiente de variação amostral
tende a diminuir, pois um aumento no tamanho da amostra reduz a variância da média
amostral, mas também maiores serão os gastos e o tempo para realização da amostragem. Por
outro lado, amostras pequenas podem resultar em redução da precisão dos experimentos, ou
seja, deve-se levar em consideração no momento da realização de experimentos que se a
amostra for subdimensionada, os resultados não são confiáveis, e se for grande demais em
relação ao tamanho ideal ocorre desperdício de tempo e recursos financeiros (MARODIM et
al., 2000).
Em experimentos agrícolas, a mensuração em todas as plantas da área útil da unidade
experimental é a técnica adequada para estimar a média do caráter em avaliação. Muitas
vezes, no entanto, ocorrem limitações para avaliação de um grande número de plantas, como a
disponibilidade de tempo, de mão-de-obra e de recursos financeiros. Nesses casos, a
amostragem de plantas dentro da unidade experimental é uma alternativa adequada
(CARGNELUTTI FILHO et al., 2010).
Ao dimensionar uma amostra aleatória simples, necessita-se do conhecimento prévio
da variância da população e do grau de precisão desejado, pois quando não se dispõem de
informações sobre a variabilidade da população a ser amostrada, deve-se realizar uma préamostragem, em pequena escala, a fim de que se possam obter estimativas dos parâmetros
populacionais (média e variância), que serão usados na obtenção do melhor tamanho da
amostra (SILVEIRA JÚNIOR et al., 1980).
Trabalhos realizados para estimar o tamanho de amostra em experimentos realizados
em ambientes protegidos, onde a área é limitada, mostram que existe variabilidade
significativa entre as linhas de cultivo, independente da cultura avaliada (SOUZA et al., 2002;
LÚCIO et al., 2003). Quando as variâncias são homogêneas entre caracteres, genótipos e
experimentos, estimativas com mesma precisão são obtidas a partir de tamanho de amostra
único. No entanto, em presença de heterogeneidade de variâncias as estimativas obtidas a
partir de um mesmo tamanho de amostra apresentam precisão diferenciada. Portanto, para
obtenção de estimativas com a mesma precisão, há necessidade de estimar um tamanho de
amostra específico para caráter, genótipo e experimento (CARGNELUTTI FILHO et al.,
2009). Diante disso, é importante estimar um tamanho de amostra para cada situação de
cultivo, evitando trabalhar com amostras super ou subdimensionadas.
25
O tamanho de amostra tem sido determinado para estimação da média de caracteres
para várias culturas, como: soja (CARGNELUTTI FILHO et al., 2009); milho (STORCK et
al., 2007; CATAPATTI et al., 2008); feijão (CARGNELUTTI FILHO et al., 2008);
algodoeiro (FREITAS et al., 2001); cana-de-açúcar (LEITE et al., 2009); goiabeira (ROZANE
et al., 2009); laranjeira (BELASQUE JUNIOR et al., 2008); mamona (CARGNELUTTI
FILHO et al., 2010); cenoura (SILVA et al., 2009); pimentão (LÚCIO et al., 2003); e abóbora
italiana (SOUZA et al., 2002). Esses estudos, de maneira geral, evidenciam melhoria da
precisão experimental com a apropriação do dimensionamento do planejamento experimental,
obtido por meio da utilização de adequado tamanho e forma de parcelas, número de repetições
e de amostras.
No entanto, as pesquisas com plantas floríferas estão sendo realizados, na sua maioria,
em parcelas experimentais cujo tamanho foi escolhido empiricamente, determinado pela
necessidade ou praticidade ou, ainda, baseado em experiências anteriores, seguindo
tendências a partir de trabalhos já realizados. O mesmo acontece com a definição do
delineamento, do número de repetições e da intensidade de amostragem dentro das parcelas.
Por isso, é importante ter o dimensionamento do tamanho de amostra para estas plantas, pois
melhora a eficiência da pesquisa, permitindo a obtenção de estimativas com precisão
desejada.
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Localização e caracterização da área experimental
O experimento foi conduzido no período de 29 de abril a 29 de julho de 2011, em casa
de vegetação, modelo Van der Hoeven, do Departamento de Fitotecnia da Universidade
Federal de Santa Maria – UFSM, município de Santa Maria, RS (latitude: 29º43’S, longitude:
53º43’W e altitude: 95m), localizado na região central do Estado do Rio Grande do Sul.
A casa de vegetação, com dimensões de 7,32m x 6,40m x 3,50m e com cobertura de
placas de policarbonato alveolar espessura de 10mm, apresenta orientação leste-oeste e as
bancadas distribuídas no seu interior, sobre as quais o experimento foi conduzido, orientação
norte-sul.
3.2 Definições dos tratamentos e delineamento experimental
O experimento foi realizado com sete substratos (tratamentos). As misturas dos
substratos foram realizadas com os componentes levemente úmidos para facilitar o manuseio
e a homogeneização. Para a proporção das misturas usou-se o critério volume por volume,
que nas seguintes proporções constituíram os tratamentos:
Tratamento 1 – (S+C) = 50% solo + 50% cinzas de casca de arroz.
Tratamento 2 – (S+H) = 80% solo + 20% húmus de minhoca.
Tratamento 3 – (C+H) = 80% cinzas de casca de arroz + 20% húmus de minhoca.
Tratamento 4 – (S+C+H) = 40% solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus de
minhoca.
Tratamento 5 – (T) = 100% turfa.
Tratamento 6 – (M) = 100% substrato comercial Mecplant®.
Tratamento 7 – (T+C) = 50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz.
Utilizou-se o delineamento experimental inteiramente casualizado, com sete
tratamentos, cada um composto de 56 plantas, escolhidas aleatoriamente através de sorteio,
27
que caracterizaram as 56 repetições, totalizando 392 plantas avaliadas. As unidades
experimentais foram sacos plásticos de polietileno na cor preta, com dimensões de 8cm de
altura, 8cm de diâmetro, correspondendo a 402,12cm3 de volume, com uma planta cada.
3.3 Substratos
Os substratos utilizados no experimento foram escolhidos baseando-se na
disponibilidade regional, ou na fácil obtenção e no baixo custo de aquisição.
O solo foi obtido da coleta do horizonte B ou C de um Argissolo vermelho, da
Unidade de Mapeamento São Pedro, pertencente à região de Santa Maria. A cinza de casca de
arroz foi obtida através da doação do Engenho Primo Berleze e Cia Ltda, que possui
estabelecimento para beneficiamento de arroz na RS 509, Km 3, Santa Maria, RS. A cinza
utilizada nas misturas dos substratos tem origem da queima da casca do arroz (resíduo do
processamento do grão), utilizada para gerar energia no processo de secagem do mesmo. O
húmus foi obtido do minhocário do Departamento de Solos da UFSM, produzido por
minhocas da espécie Eisenia andrei, a partir de esterco curtido de bovinos criados em sistema
de confinamento. Antes da instalação do experimento, o húmus foi peneirado em malha de
2mm. A turfa preta foi obtida da cidade de Araranguá, localizada no extremo sul do Estado de
Santa Catarina (SC) e o substrato comercial Mecplant®, constituído de casca de pinus,
vermiculita, corretivo de acidez e fertilizantes, foi obtido no comércio local de Santa Maria,
RS.
Os substratos foram avaliados física e quimicamente. As características físicas
avaliadas foram: a densidade (g cm-3), a porosidade total (cm3 cm-3), o espaço de aeração (cm3
cm-3) e a água disponível (cm3 cm-3). As análises foram realizadas no laboratório de Física do
Solo da UFSM. As características químicas avaliadas foram: o potencial hidrogeniônico - pH;
o cálcio - Ca (cmolc dm-³); o magnésio - Mg (cmolc dm-³); a CTC efetiva (cmolc dm-³); a
matéria orgânica - MO (m v-1); o fósforo - P-Mehlich (mg dm-3); e, o potássio - K (mg dm-3).
As análises foram realizadas no laboratório de Análises de Rotinas da UFSM.
28
3.4 Material Vegetal
O material vegetal utilizado no experimento foi Dianthus chinensis L. ‘Dianthus F1
Diamond’, desenvolvido pela empresa Sakata®. Foram adquiridas plântulas de cravina de
jardim, da distribuidora regional da Sakata Seed Sudamerica Ltda®, com 28 dias, e
aproximadamente, com três pares de folhas e 2,5cm de altura.
3.5 Condução do experimento
O experimento teve início a partir das plântulas adquiridas. Essas foram repicadas para
embalagens individuais (sacos plásticos de polietileno preto), com os substratos
correspondentes a cada um dos tratamentos.
As embalagens foram dispostas aleatoriamente sobre três bancadas de madeira com
5,5m de comprimento, 0,75m de largura e 0,65m de altura, no interior da casa de vegetação,
onde foram mantidas durante todo o experimento.
A avaliação experimental semanal iniciou-se dois dias após a repicagem (DAR) e a
avaliação final do experimento foi realizada quando o primeiro botão floral da haste principal
das mudas estava aberto, nomenclatura adotada de ponto de comercialização, e foi variável
entre os substratos, pois estes tiveram efeito sob o crescimento e desenvolvimento das plantas.
Os tratos culturais realizados foram a irrigação manual, diária e localizada, mantendo a
umidade do substrato próxima à capacidade de recipiente, até a avaliação final do
experimento. Aos 24 DAR, devido ao aparecimento de pulgão, realizou-se uma aplicação do
inseticida com princípio ativo deltametrina, do grupo químico dos piretróides, na dosagem
recomendada pelo fabricante do produto.
3.5.1 Variáveis meteorológicas registradas durante o período experimental
A fim de caracterizar o ambiente protegido foram realizados registros diários de
temperaturas mínimas e máximas do ar (°C) e umidade relativa do ar (%), com termômetro de
29
mínima de álcool, termômetro de máxima de mercúrio, e psicrômetro de material plástico. Os
equipamentos foram instalados dentro da casa de vegetação, no interior de um mini abrigo
meteorológico, de madeira e pintado de branco, na altura das bancadas (0,7m de altura).
A temperatura média (Tm) foi estimada pela média dos valores de temperatura
máxima e mínima do ar (ºC).
A soma térmica diária (STd, ºC dia) foi estimada segundo Koefender et al. (2008):
STd = (Tm – Tb). 1 dia
Onde:
Tm = temperatura média diária do ar (ºC);
Tb = temperatura base (ºC) = 3,9ºC (BLANCHARD; RUNKLE, 2011).
A soma térmica acumulada (STa, ºC dia) a partir da repicagem foi obtida pelo
somatório das STd:
STa = ΣSTd
3.5.2 Variáveis observadas
Durante a execução do experimento foram observadas as seguintes variáveis na haste
principal das mudas: número de folhas e de nós, altura de plantas (cm), ciclo até a
diferenciação (DAR) e ciclo até o aparecimento do primeiro botão floral (DAR). O ciclo até a
diferenciação caracterizou-se como o período, em dias, entre a repicagem e o início do estádio
reprodutivo (começo da formação do botão floral). O ciclo até o aparecimento do primeiro
botão floral caracterizou-se como o período, em dias, entre a repicagem e o aparecimento do
primeiro botão floral. Foi considerado como botão visível quando este tinha no mínimo
tamanho igual a 0,5cm.
A contagem do número de folhas e de nós foi realizada três vezes por semana
(segunda, quarta e sexta-feira), até o final do período de emissão de folhas. A contagem do
número de nós foi realizada para a determinação do plastocrono (ºC dias nó-1). A altura de
plantas foi medida uma vez por semana (segunda-feira). Devido à inserção das folhas na haste
principal ser de forma oposta, foram considerados nós e folhas visíveis quando as duas folhas
apicais estavam separadas por pelo menos 1cm. A altura de plantas, na fase vegetativa, foi
realizada da base do substrato até as últimas folhas da haste principal, independente se estas
fossem consideradas visíveis. Na fase reprodutiva, foi realizada da base do substrato até o
30
botão floral da haste principal. Os dados foram coletados com uma régua graduada em
centímetros.
Aos 50 DAR, foi avaliado o preenchimento pelas plantas no recipiente, vistas de cima,
através de seu crescimento foliar, sendo este procedimento de avaliação denominado de
cobertura do substrato. Atribuiu-se uma escala de notas de 1 a 5, conforme a cobertura do
substrato pelas plantas (informação verbal)1. Definição das notas: 1=20% de cobertura do
substrato; 2=40% de cobertura do substrato (Figura 2); 3=60% de cobertura (Figura 2);
4=80% de cobertura do substrato (Figura 2); 5=100% de cobertura do substrato (Figura 2).
2
3
4
5
Fonte: Milani (2011).
Figura 2 - Escala de notas, de 2 a 5, a partir da esquerda, para a cobertura do substrato pelas
plantas. Santa Maria, RS, 2011.
Quando a muda atingiu o ponto de comercialização, foram obtidas as seguintes
variáveis:
a) Ciclo de produção: período, em dias, desde o plantio até o ponto de
comercialização.
b) Altura final: medida tomada da base do substrato até a flor da haste principal, com
auxílio de uma régua graduada em centímetros.
c) Diâmetro da haste principal: medido em dois pontos da haste principal, a 5 e 10cm
da base do substrato, com auxílio de paquímetro digital, marca Digimess, apresentando o
valor em mm (Figura 3 A).
d) Diâmetro da flor: medida do maior eixo horizontal das pétalas da flor da haste
principal, através de uma régua graduada em centímetros (Figura 3 B).
_______________
1
Informação fornecida pelo professor Dr. Rogério Antônio Bellé da Universidade Federal de Santa Maria, em
Santa Maria - RS, em junho de 2011.
31
e) Número de folhas finais: contagem manual do número de folhas finais da planta.
f) Número de nós finais: contagem manual do número de nós finais da planta.
g) Número de botões florais: contagem manual do número de botões florais da planta.
h) Número de ramificações: contagem manual do número de ramificações da planta.
Após estas coletas, a planta foi cortada rente ao substrato, procedendo-se em seguida a
obtenção das variáveis:
a) Área foliar da haste principal, ramificações e total da parte aérea: realizada através
do método destrutivo, com equipamento modelo LI 3000C, da marca Licor, apresentando o
valor em cm2 (Figura 3 C).
b) Fitomassa verde da haste principal, ramificações e total da parte aérea: determinada
através do uso de balança digital, com precisão de duas casas decimais (0,01g).
Consideraram-se hastes, folhas, flores e botões florais.
c) Fitomassa seca da haste principal, ramificações, total da parte aérea e raiz: a
secagem do material foi feita em estufa com ventilação forçada, a 40ºC, por 7 dias (massa
constante). Após, determinou-se a massa do material em balança digital, com precisão de 3
casas decimais (0,001g). A fitomassa seca de raiz foi feita com uma amostra de 20 plantas por
tratamento.
d) Comprimento máximo de raiz: medida feita em 20 plantas por tratamento, do maior
comprimento de raiz, através de régua graduada em centímetros (Figura 3 D).
e) Ranking dos substratos: foi obtido pela soma da escala de sete pontos, cujos
extremos correspondem ao maior valor (7) e menor valor (1), exceto para plastocrono e ciclo,
em que a escala é inversa, das variáveis químicas e porosidade total do substrato; teor e
conteúdo de nutrientes da parte aérea das plantas; e variáveis observadas nas plantas, exceto
para número de folhas e altura de plantas.
Após a determinação da fitomassa seca da parte aérea das plantas, o material foi
levado ao laboratório de Ecologia Florestal da UFSM, onde foi determinado o teor e o
acúmulo dos macro e micronutrientes, presentes na parte aérea das mudas de cravina de
jardim, em função do substrato utilizado.
32
Fonte: Milani (2011).
Figura 3 - Determinação do diâmetro da haste principal (A) e da flor (B); determinação da
área foliar (C) e do comprimento máximo de raiz (D). Santa Maria, RS, 2011.
3.5.3 Procedimento estatístico
Com as variáveis número de folhas e da altura de plantas, foram elaboradas curvas de
crescimento ajustadas pelo modelo logístico, descrito por Regazzi (2003), como:
y = α {1 + exp (β − γx )}
em que: y é a altura de planta (cm) ou o número de folhas; x representa a soma térmica
acumulada (Sta, ºC dia); α é a altura ou o número de folhas máximo esperado; β é o
intercepto; γ é a taxa média do crescimento; e, exp é à base dos logaritmos neperianos.
Na estimação das constantes deste modelo, foi usado o programa Table Curve 2D v.
2.03 (Jandel Scientific), que usa o procedimento iterativo para mínimos quadrados nãolineares de Levemberg – Marquardt.
O ajuste dos modelos foi avaliado pelo coeficiente de determinação (R2) e pelo desvio
médio absoluto dos resíduos (DMA), calculado como:
33
∧
n
∑ Yi − Yi
DMA =
i =1
n
em que: Yi é o valor observado; ^Yi é o valor estimado e n é o tamanho da amostra.
Os dados das demais variáveis foram testados quanto à normalidade dos erros através
do teste de Anderson-Darling e homogeneidade das variâncias através dos testes de Levene e
Bartlet. Quando atendidos a estes pressupostos, procedeu-se a análise de variância e teste de
Tukey para comparação das médias, em 5% de probabilidade de erro, utilizando o programa
estatístico Soc (NTIA/EMBRAPA, 1986, 1988, 1989). Quando os dados não atenderam aos
pressupostos, foram transformados pelo procedimento Box-Cox, sendo novamente testados os
pressupostos. Se não sendo atendidos os pressupostos, os dados foram analisados pelo teste
não paramétrico de Kruskal-Wallis para comparação das médias, em 5% de probabilidade de
erro, utilizando o programa Action (ESTATCAMP, 2011). Com auxílio deste programa,
também foram feitas as estatísticas: valor mínimo, máximo, média, mediana e desvio padrão
(Apêndice A) para cada variável observada, dos respectivos substratos.
Foi realizada a análise de correlação entre as características físicas e químicas dos
substratos e acúmulo de nutrientes na parte aérea das plantas com as variáveis observadas e
entre as variáveis observadas, exceto para número de folhas e altura de plantas. O nível de
significância adotado foi de 5% e foram apresentadas apenas as correlações significativas. As
informações foram processadas utilizando o programa estatístico Soc (NTIA/EMBRAPA,
1986, 1988, 1989).
O plastocrono (ºC dia nó-1), para cada substrato, foi determinado a partir da obtenção
da regressão linear entre o número de nós acumulados (NN) na haste principal e a soma
térmica acumulada (STa) desde a repicagem das plântulas. O plastocrono foi considerado
como sendo o inverso do coeficiente angular da regressão linear entre NN e STa. Utilizou-se
o aplicativo Office Excel.
O tamanho de amostra (número de plantas) foi determinado para cada substrato e
variável observada, usando a metodologia de reamostragem bootstrap (FERREIRA, 2009).
Para a maioria das variáveis utilizou-se 56 plantas, no entanto, para as variáveis ciclo até a
diferenciação e ciclo até o aparecimento do primeiro botão floral, o número de plantas
utilizados para os substratos 1 e 3 foram 48 e 52, respectivamente. Já para as variáveis,
diâmetro da flor e da haste principal a 5cm da base do substrato, o número de plantas
utilizadas no substrato 1 foi igual a 44 e para a variável diâmetro da haste principal a 10cm da
base do substrato, o número de plantas foi igual a 16.
34
Foram gerados J=3000, por reamostragem com reposição de valores, para diferentes
tamanhos de amostras (k=2, 3, 4, ..., 300). Para cada valor de k, obteve-se 3000 médias, que
foram ordenadas para determinação dos valores dos percentis 2,5% e 97,5%. Após, calculouse a amplitude do intervalo de confiança de bootstrap de 95%, pela diferença entre o percentil
97,5% e o percentil 2,5%. Calculou-se o tamanho de amostra para uma semiamplitude do
intervalo de confiança de 95% igual a: 5, 10, 20 e 40% da diferença mínima significativa
entre duas médias (D%).
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 Variáveis meteorológicas registradas durante o período experimental
A temperatura ótima para o crescimento de Dianthus chinensis L. ‘Dianthus F1
Diamond’ é de 17 a 20ºC (SAKATA ORNAMENTALS, 2011). No decorrer do experimento,
as temperaturas médias das mínimas e máximas registradas foram respectivamente, 11,6 e
25,7 ºC (Figura 4), portanto, fora da faixa ótima de temperatura. A temperatura do ar é uma
variável que determina a taxa de desenvolvimento da cultura, influindo no período total de
crescimento necessário para atingir o ponto de colheita. Essa dependência deve-se ao seu
efeito na velocidade das reações químicas e dos processos internos de transporte da seiva
(TAIZ; ZEIGER, 2009).
Temperatura mínima
Temperatura do ar (ºC)
35
Umidade relativa do ar
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
30
25
20
15
10
5
0
Umidade relativa do ar (%)
Temperatura máxima
Datas
Figura 4 - Temperaturas máximas e mínimas do ar e umidade relativa do ar no interior da casa
de vegetação, durante o período de maio a julho de 2011. Santa Maria, RS, 2011.
36
A relação entre a temperatura diurna (TD) e a temperatura noturna (TN) é definida
como DIF (DIF = TD − TN). Em geral, valores de DIF positivos favorecem o alongamento do
caule, do entrenó e da área foliar, enquanto DIF negativos reduzem a altura de plantas
(KÄMPF, 2005). Durante todo o período do experimento, a TD foi superior a TN, resultando
em DIF positivo (Figura 4), influenciando no crescimento das plantas acima da altura
característica da cultivar.
A distribuição horizontal da temperatura do ar no interior dos ambientes protegidos
não é homogênea, e com a baixa ventilação há formação de ilhas de calor no centro do
ambiente. A renovação do ar por meio de ventilação natural através da abertura de janelas e
cortinas possibilita reduções da temperatura do ar no interir de estufas de polietileno
(FURLAN, 2001). No presente experimento não houve essa renovação do ar, portanto a
energia armazenada na casa de vegetação foi em função do efeito da contra radiação da
cobertura, especialmente de onda longa, que reduz a perda de energia durante o dia, sendo
mais pronunciado durante a noite, em função do saldo de radiação ser negativo devido à
ausência de radiação solar incidente.
A umidade relativa do ar apresentou variação entre 27% e 93%, sendo o valor médio
de 68,15% (Figura 4). Altas umidades relativas do ar reduzem a taxa de evapotranspiração da
cultura e quando associadas a altas temperaturas do ar geram também condições muito
favoráveis à ocorrência de doenças. Enquanto que, valores muito baixos de umidade relativa
podem provocar altas taxas de evapotranspiração, que podem reduzir a taxa fotossintética e,
consequentemente, a produção da cultura (FURLAN, 2001).
Os menores valores de umidade relativa do ar encontrados na condição de ambiente
protegido são relacionados com o aumento da temperatura, devido a uma baixa renovação do
ar. A capacidade do ambiente em reter umidade aumenta exponencialmente com o aumento
da temperatura (FARIAS, 2006), além disso, a elevação da temperatura do ar aumenta a
quantidade de vapor de água que a atmosfera pode reter, desse modo, com aumento da
temperatura há redução no potencial hídrico da atmosfera, elevando o gradiente entre o
potencial da folha e do ar. Esta situação aumenta a taxa de transpiração, e consequentemente
promove um maior consumo de água pelas plantas (FLOSS, 2008).
37
4.2 Características físicas dos substratos
As características físicas dos substratos utilizados no cultivo de cravina de jardim
estão apresentadas na tabela 1. Verificou-se que, em relação à densidade do substrato,
somente os substratos 3 e 7 apresentaram densidade suficiente para garantir estabilidade do
recipiente (0,27 e 0,36g cm-3, respectivamente). A faixa ideal para densidade dos substratos é
entre 0,2 e 0,4g cm-3, recomendada para recipientes de até 15cm de altura. Valores acima
desta faixa tornam o cultivo em recipiente mais difícil, principalmente pela limitação no
crescimento das plantas, assim como, pela dificuldade no transporte dos vasos (KÄMPF,
2005). Portanto, os demais substratos apresentaram densidade fora da faixa ideal
recomendada.
A porosidade total ideal para substratos hortícolas é de 0,85m3 m-3 (VERDONK;
GABRIELS, 1988), sendo que destes, 10% devem corresponder à macroporosidade
(LIBARDI, 2005). Observa-se que nenhum dos substratos atingiu o valor de porosidade total
ideal. No entanto, o substrato 3 obteve valor próximo para porosidade total ideal (0,76 cm3
cm-3), recomendada pela literatura (Tabela 1).
Tabela 1 - Densidade seca (Ds), porosidade total (PT), água disponível (AD) e espaço de
aeração (EA) dos substratos utilizados no experimento. Santa Maria, RS, 2011.
Ds
PT
AD
EA
Substratos*
g cm-3
cm3cm-3
cm3cm-3
cm3cm-3
1 - S+C
2 - S+H
3 - C+H
4 - S+C+H
5-T
6-M
7 - T+C
0,57
0,87
0,27
0,62
0,51
0,53
0,36
0,56
0,52
0,76
0,63
0,65
0,71
0,70
0,33
0,21
0,44
0,29
0,23
0,17
0,32
0,11
0,10
0,17
0,17
0,11
0,22
0,13
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus (S+H), 3=80% cinzas de casca de
arroz + 20% húmus (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus (S+C+H), 5=100% turfa
(T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz (T+C).
38
De Boodt e Verdonck (1972) consideram a faixa ideal de água disponível, para plantas
cultivadas em recipiente, entre 0,24 a 0,40m3 m-3. Desse modo, considerando-se estes limites,
observou-se na tabela 1 que os substratos 2, 5 e 6 foram os que apresentaram valores abaixo
do ideal (0,21; 0,23 e 0,17cm3cm-3, respectivamente). Os demais substratos não apresentaram
restrições quanto à disponibilidade hídrica.
As necessidades quanto ao espaço de aeração variam conforme o tipo de planta, mas
os valores referenciais na literatura situam-se entre 20 e 40% (0,20 e 0,40m3 m-3) do volume
(DE BOODT; VERDONCK, 1972). Baseando-se nesta recomendação, o substrato 6 foi o
único que situou-se entre a faixa ideal para espaço de aeração (22%), conforme tabela 1.
Não foram encontradas referências na literatura do espaço de aeração indicado para
cravina de jardim. A indicação para cravos (Dianthus caryophyllus), pertencente ao mesmo
gênero da cravina de jardim, segundo Ballester-Olmos (1993), citado por Kämpf (2005), é
que devem ser cultivados em meios com espaço de aeração entre 2 e 5%. Observa-se que
todos os substratos apresentaram valores superiores a esta recomendação (Tabela 1).
Considerando-se os limites das características físicas acima, observou-se que todos os
substratos apresentam algum fator limitante. Porém, dos sete substratos avaliados nas quatro
características físicas do solo, o substrato 7 foi o que teve menos restrições, com a densidade
seca e a água disponível dentro das faixas consideradas ideais. No entanto, essas faixas ideais
podem ser variáveis, para cada experimento, pois se deve considerar o material utilizado, as
condições de cultivo, o manejo, dentre outros.
4.3 Características químicas dos substratos
Nos substratos com predominância de matéria orgânica, a faixa de pH recomendada é
de 5,0 a 5,8; quando for a base de solo mineral, entre 6,0 e 6,5 (KÄMPF, 2005). Conforme os
resultados de pH (Tabela 2), os substratos 1, 4, 5 e 6 apresentaram valores preconizados para
suas respectivas composições. Em nenhum dos substratos ocorreu pH menor do que 5,0, o
que poderia resultar em sintomas de deficiência de nitrogênio (N), potássio (K), cálcio (Ca),
magnésio (Mg) e boro (B) (KÄMPF, 2005).
No entanto, problemas com a disponibilidade de fósforo (P) e micronutrientes, tais
como: ferro (Fe), manganês (Mn), zinco (Zn) e cobre (Cu), são esperados em pH acima de
6,5, como é o caso do substrato 3, que apresenta classe de pH definida como extremamente
39
alto (> 6,9), segundo Texas Greenhouse Management Handbook, 1999 citado por Kämpf
(2005). Essa autora afirma que folhas cloróticas (amareladas, com nível de clorofila abaixo do
normal) podem ser sintoma de deficiência de Fe em meios alcalinos, fato observado nas
plantas cultivadas no substrato 3.
Tabela 2 - Características químicas dos substratos utilizados no experimento. Santa Maria,
RS, 2011.
1 - S+C
MO
%
0,5
pH água
1:1
6,0
83,9
440
3,5
1,0
5,6
2 - S+H
1,2
5,0
616,5
540
5,4
2,8
11,3
3 – C+H
8,6
8,7
666,7
800
6,2
5,4
13,7
4 – S+C+H
2,5
6,4
138,8
800
8,3
4,2
14,6
5–T
26,5
5,4
120,1
324
64,4
6,8
72,1
6–M
26,5
5,7
261,4
460
25,4
7,2
33,7
7 – T+C
26,5
6,2
550,2
800
47,6
5,8
55,5
Substratos*
P
K
-- mg dm-3 --
Ca
Mg
CTC efet.
--------- cmolc dm-3 --------
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus (S+H), 3=80% cinzas de casca de
arroz + 20% húmus (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus (S+C+H), 5=100% turfa
(T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz (T+C).
Substratos que contém adequada quantidade de matéria orgânica apresentam boa
capacidade de retenção de água e aeração, além de alta quantidade de nutrientes disponíveis
para a planta (ARAÚJO NETO et al., 2002), a exemplo dos substratos 5, 6 e 7, com 26,5% de
MO, que apresentaram os maiores teores de Ca e Mg (Tabela 2).
Quanto a CTC (Tabela 2), apenas os substratos 1 e 2 apresentaram valores abaixo do
considerado ideal (superior a 12cmolc L-1), para o cultivo de plantas em recipiente, conforme
Penningsfeld, 1983 citado por Steffen 2008. Substratos com alto valor de CTC, tais como, os
substratos 5, 6 e 7, apresentam maior poder tampão, e capacidade de suas partículas sólidas
adsorverem e trocarem cátions, tais como: Ca2+, Mg2+, K+, Na+ e NH4+ (KÄMPF, 2005). Estes
valores mais altos são explicados pelo maior teor de matéria orgânica (MO) nestes materiais,
já que sua fração húmica é importante fonte de cargas para o substrato, contribuindo assim
para o aumento da CTC (ALLISON, 1965).
40
4.4 Teor e conteúdo de nutrientes na parte aérea das plantas
O teor dos nutrientes nas plantas é expresso em função da concentração destes na
matéria seca ou fresca. Enquanto que, o conteúdo é a quantidade do elemento (nutriente) num
dado peso de material vegetal (MALAVOLTA et al., 1997).
O teor de N na parte aérea das plantas foi superior no cultivo com o substrato 6
(17,65g Kg-1), diferindo dos demais, e o menor teor no substrato 1 (6,63g Kg-1), que não
diferiu das plantas cultivadas nos substratos 4, 5 e 7 (Tabela 3). Segundo Kämpf (2005), o
teor de N ideal para as plantas ornamentais é de 30 a 50g Kg-1 na massa seca. As plantas de
todos os substratos utilizados apresentaram teores inferiores a estes sugeridos. Essa autora
indica teores na matéria seca de nutrientes para plantas ornamentais, de maneira geral.
Portanto, deve-se ter presente que estes teores são variáveis em função: da espécie, do
propósito de cultivo da planta (corte, jardim ou vaso), da idade da planta, do manejo, do
ambiente de cultivo, dentre outros.
Não foram encontradas na literatura recomendações para esta cultura, mas sim, para
cravo, em que os teores recomendados de N em suas folhas são de 32 a 52g Kg-1
(MALAVOLTA et al., 1997). Os teores deste elemento, no presente trabalho apresentaram-se
inferiores pelo efeito de diluição, já que a análise foi de hastes, folhas, botões florais e flor.
O maior teor de P foi nas plantas do substrato 3 (5,68g Kg-1), o qual não diferiu das
plantas dos substratos 4 e 7 (5,28 e 4,47g Kg-1, respectivamente). O menor teor foi observado
nas plantas do substrato 1 (3,67g Kg-1). Este nutriente não foi limitante para as plantas
cultivadas nos sete substratos, com base em Kämpf (2005), que indica a faixa de 1 a 5g Kg-1
como ideal. Malavolta et al. (1997) recomendam teores de P, nas folhas de cravo, entre 2,5 e
8g Kg-1.
O teor de K ideal, segundo Kämpf (2005), deve ser entre 20 e 50g Kg-1. No
experimento, observou-se que o teor nas plantas dos substratos 3, 2 e 7 encontram-se dentro
desta faixa indicada, com 24,50g Kg-1, 22,07g Kg-1 e 21, 40g Kg-1 de K, respectivamente.
Malavolta et al. (1997), recomenda teores de K, nas folhas de cravo, entre 28 e 60g Kg-1.
Dos macronutrientes secundários, os teores de Ca e S apresentaram-se abaixo, para
alguns substratos, da faixa recomendada por Kämpf (2005) e Malavolta et al. (1997). Estes
autores recomendam para Ca teores de 10 a 20g Kg-1, sendo assim, apenas as plantas do
substrato 5 não tiveram limitações com este nutriente. Para S, recomendam de 0,5 a 5g Kg-1
(KÄMPF, 2005) e de 2,5 a 8,0g Kg-1 (MALAVOLTA et al., 1997).
Tabela 3 – Valores médios do teor de macronutrientes (g Kg-1) e micronutrientes (mg Kg-1), na parte aérea de plantas de cravina de jardim. Santa
Maria, RS, 2011.
Substratos*
N
P
K
Ca
Mg
S
B
Cu
Fe
Mn
Zn
1 - S+C
**6,63
c
3,67 c
19,93 abc
8,76 b
3,49 c
2,48 b
29,90 a
13,51 a
208,63 a
291,36 a
42,27 a
2 - S+H
11,08 b
4,09 bc
22,07 ab
6,30 c
4,97 ab
2,14 bcd
19,59 b
8,24 b
110,46 b
40,06 c
37,30 a
3 – C+H
11,86 b
5,68 a
24,50 a
2,28 e
4,5 abc
1,96 d
24,09 ab
7,97 bc
46,21 d
83,98 b
42,55 a
4 – S+C+H
10,85 bc
5,28 ab
18,57 bc
3,87 d
4,84 ab
2,12 cd
20,28 b
8,46 b
86,25 c
30,75 d
36,32 a
5–T
10 bc
4,11 bc
17,17 bc
11,17 a
4,62 ab
3,59 a
20,45 b
10,41 ab
66,16 cd
72,69 b
42,14 a
6–M
17,65 a
4,22 bc
16,37 c
5,81 c
6,83 a
2,34 bc
17,94 b
5,10 c
57,9 d
25,23 e
42,57 a
7 – T+C
9,42 bc
4,47 abc
21,40 ab
9,20 b
4,29 bc
3,37 a
20,63 b
9,13 b
62,71 d
89,07 b
44,60 a
CV (%)
14,22
9,69
8,84
5,44
2,68
4,92
14,06
12,51
8,28
0,70
11,71
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus (S+H), 3=80% cinzas de casca de arroz + 20% húmus (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de
casca de arroz + 20% húmus (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz (T+C).
**Médias não seguidas pela mesma letra diferem entre si pelo teste de Tukey com 5% de probabilidade de erro.
41
42
Quanto aos micronutrientes, os teores de B, Cu e Zn apresentaram-se dentro da faixa
ideal: 2 a 100mg Kg-1; 2 a 20mg Kg-1 e 15 a 100mg Kg-1, respectivamente (KÄMPF, 2005),
nas plantas de todos os substratos utilizados. Mas, segundo Malavolta et al. (1997), para
folhas de cravo, os teores de B e Cu devem estar entre 30 a 100g Kg-1 e de 8 a 30g Kg-1,
respectivamente. Baseando-se nestas recomendações, as plantas de todos os substratos
apresentaram teor de B abaixo do recomendado, já para Cu, as plantas do substrato 6 não
apresentaram teor ideal.
Com base nas recomendações para teores de Fe, de 50 a 1000g Kg-1 (KÄMPF, 2005) e
de 50 a 200g Kg-1 (MALAVOLTA et al., 1997), observa-se que apenas as plantas do
substrato 3 apresentaram teor inferior (46,21g Kg-1).
O teor de Mn apresentou-se superior no substrato 1 (291, 36mg Kg-1), em relação a
recomendação de Kämpf (2005), que indica teores de 20 a 200g Kg-1. Malavolta et al. (1997),
também indicam teor máximo de 200g Kg-1 de Mn, em folhas de cravo. Teores acima destas
recomendações poderiam indicar toxidez de Mn nas plantas do substrato 1, porém, o efeito de
toxidez pelo excesso de Mn nas plantas é difícil de ser estudado isoladamente, por causa das
interações existentes entre ele e outros elementos, tais como: Fe, Al, Si e Ca (FOY et al.,
1978). Segundo informam os autores, essas interações podem ser responsáveis pela
diversidade de sintomas e pelos diferentes graus de redução no crescimento em espécies e
cultivares diferentes.
Além disso, a toxidez de manganês, nas plantas, está associada à deficiência Fe. Neste
caso, a relação Mn/Fe torna-se muito alta (BRAGA, 2011), e em alguns trabalhos a relação
Fe/Mn tem sido utilizada como um indicador da toxidez de Mn em plantas superiores. O que
não se pode afirmar com as plantas do substrato 1, que, embora o teor de Mn esteja acima da
faixa ideal, provavelmente não está causando toxicidade as plantas, pois este substrato não
apresenta deficiência de Fe.
Por fim, pesquisas mostram que para um adequado desenvolvimento das plantas, os
teores de nutrientes refletem o bom estado nutricional dessas, estando mais bem nutrida
aquela planta que obteve maior eficiência na utilização dos nutrientes, traduzida na resposta
em crescimento e produtividade (TERRA, 2004).
As necessidades nutricionais de qualquer planta são determinadas pela quantidade de
nutrientes que esta extrai durante o seu ciclo. Esta extração total relaciona-se com o
rendimento obtido (produção de massa seca) e a concentração (teor) de nutrientes.
Sendo assim, de posse dos teores dos nutrientes e da produção total da fitomassa seca
da parte aérea de plantas de cravina de jardim, pode-se determinar o conteúdo de nutrientes
43
absorvido pelas plantas (Tabela 4), em função do substrato utilizado, sendo este, a única fonte
de nutrientes para as plantas, pois durante a condução do experimento não houve adubação
complementar, apenas o substrato comercial continha em sua composição inicial a presença
de fertilizantes. Portanto, os resultados da absorção de nutrientes foram exclusivamente
reflexos das características químicas dos substratos.
O conteúdo de N foi superior nas plantas do substrato 6 (6,31g), porém não diferiram
estatisticamente das plantas dos substratos 2, 3, 4, 5 e 7. As plantas do substrato 1 foram as
que menos acumularam N (0,27g), diferindo dos demais. Estas diferenças refletiram no
crescimento e desenvolvimento destas plantas, pois para a nutrição mineral, na maior
diversidade das plantas cultivadas, o N é o macronutriente exigido em maior proporção e o
que mais limita o crescimento (SOUZA; FERNANDES, 2006).
O conteúdo de P foi maior nas plantas do substrato 6 (1,51g), o qual não diferiu das
plantas dos substratos 2, 3, 4, 5 e 7, todos estes diferindo do conteúdo observado nas plantas
do substrato 1 (0,45g). Este menor acúmulo refletiu no metabolismo das plantas, pois o P tem
importância no acúmulo e transferência de energia, além do papel importante na transferência
de energia da célula, na respiração e na fotossíntese. É também componente estrutural dos
ácidos nucléicos de genes e cromossomos, assim como de muitas coenzimas, fosfoproteínas e
fosfolipídeos (GRANT et al., 2001). Estes autores afirmam que deficiência de P retarda e
paralisa o crescimento da célula, trazendo como consequências às plantas: diminuição na
altura, atraso no aparecimento das folhas, redução na brotação e desenvolvimento de raízes
secundárias, na produção de matéria seca e na produção de sementes.
O K tem papel principal para as plantas como ativador de numerosas enzimas
(FIGUEIREDO et al., 2008). O maior conteúdo de K nas plantas foi quando cultivadas com o
substrato 6 (5,85g), que diferiu dos demais, com o menor acúmulo nas plantas dos substratos
5, 1 e 7 (2,10, 2,47 e 2,65g, respectivamente).
Dos macronutrientes secundários, o Ca tem a função de dar resistência as paredes
celulares (TAIZ; ZEIGER, 2009), e não representou variações significativas entre as plantas
dos substratos, pois o maior conteúdo foi das plantas do substrato 6 (2,08g), mas os demais
substratos não diferiram deste, com exceção das plantas do substrato 3, as quais apresentaram
menor acúmulo deste nutriente (0,30g). E o Mg tem papel principal para as plantas de compor
a molécula de clorofila (TAIZ; ZEIGER, 2009). O seu maior conteúdo foi nas plantas do
substrato 6 (2,44g),o qual não diferiu das plantas dos substratos 2, 3, 4, 5 e 7, todos estes
diferindo do conteúdo observado nas plantas do substrato 1 (0,43g).
Tabela 4 - Valores médios do conteúdo de macronutrientes (g) e micronutrientes (mg) na parte aérea de plantas de cravina de jardim, em função da
fitomassa seca total (g) da parte aérea (MS), produzida nos diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011.
Substratos*
MS
1 - S+C
40,27
2 - S+H
178,47
1,98 a
0,73 a
3,94 b
1,12 ab
0,89 a
0,38 c
3,50 bc
1,47 a
19,71 b
0,87 c
6,66 b
3 – C+H
133,58
1,58 a
0,76 a
3,27 bc
0,30 b
0,60 a
0,26 d
3,22 bc
1,06 a
6,17 d
0,92 b
5,68 b
4 – S+C+H
178,17
1,93 a
0,94 a
3,31 bc
0,69 ab
0,86 a
0,38 c
3,61 bc
1,51 a
15,37 c
0,82 d
6,47 b
5–T
122,58
1,22 a
0,50 a
2,10 d
1,37 ab
0,57 a
0,44 b
2,51 c
1,28 a
8,11 d
0,90 b
5,17 b
6–M
357,47
6,31 a
1,51 a
5,85 a
2,08 a
2,44 a
0,84 a
6,41 a
1,82 a
20,71 b
0,90 b
15,22 a
7 – T+C
123,74
1,17 a
0,55 a
2,65 cd
1,14 ab
0,53 a
0,42 bc
2,55 bc
1,13 a
7,76 d
0,92 b
5,52 b
-
-
8,31
-
-
4,46
11,59
-
8,81
0,99
14,69
CV (%)
N
**0,27
P
b
**0,45
K
b
***2,47
Ca
Mg
S
B
d **1,08 ab **0,43 b ***0,31 d ***3,70 b
Cu
**1,67
Fe
Mn
Zn
a ***25,82 a ***0,99 a ***5,23 b
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus (S+H), 3=80% cinzas de casca de arroz + 20% húmus (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de casca
de arroz + 20% húmus (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz (T+C).
**Médias não seguidas pela mesma letra diferem entre si pelo teste de Kruskal-Wallis com 5% de probabilidade de erro.
***Médias não seguidas pela mesma letra diferem entre si pelo teste de Tukey com 5% de probabilidade de erro.
44
45
Dos micronutrientes, o S é componente de aminoácidos e vitaminas (TAIZ; ZEIGER,
2009) e apresentou-se em maior quantidade nas plantas do substrato 6 (0,84mg), diferindo dos
demais, com os menores conteúdos nas plantas do substrato 3 e 1 (0,26 e 0,31mg,
respectivamente). O conteúdo de Mn foi maior nas plantas do substrato 1 (0,99mg), diferindo
dos demais. Enquanto que, o conteúdo de Zn foi superior nas plantas do substrato 6
(15,22mg), diferindo dos demais, que não tiveram diferença significativa em seus acúmulos
de Zn.
4.5 Variáveis observadas
4.5.1 Cobertura do substrato, número de ramificações, de botões florais e área foliar da haste
principal, das ramificações e total da parte aérea
Os resultados das análises da cobertura do substrato, número de ramificações e de
botões florais e área foliar da haste principal e das ramificações (Tabela 5), mostram que a
maior nota atribuída a cobertura do substrato foi dada para as plantas que tinham maior
número de ramificações, que originaram maior número de botões florais, além disso, maior
área foliar das ramificações e da haste principal. Tais resultados são confirmados pelas
correlações significativas entre: a cobertura do substrato e o número de ramificações (r=0,71);
a área foliar da haste principal e das ramificações (r=0,54 e r=0,65, respectivamente); o
número de ramificações e a área foliar da haste principal e das ramificações (r=0,51 e r=0,76,
respectivamente).
A área foliar apresenta grande importância às culturas e é amplamente conhecida por
ser um parâmetro indicativo de produtividade, pois o processo fotossintético depende da
interceptação da energia luminosa e a sua conversão em energia química (FAVARIN et al.,
2002). Ela está relacionada com o número de ramificações por planta, pois estas também
determinam a área foliar para interceptação da radiação solar e realização da fotossíntese pelo
dossel (CAMARGOS, 1998), pois à medida que vão aparecendo ramificações na planta é
porque já existe uma área foliar mínima que garante a produção de fotoassimilados para o
florescimento (FAGUNDES et al., 2008).
46
Tabela 5 - Valores médios da cobertura do substrato (CS), número de ramificações (NR),
número de botões florais (NB), área foliar das ramificações (AFR), da haste principal (AFHP)
e total da parte aérea (AFT), de plantas de cravina de jardim, em diferentes substratos. Santa
Maria, RS, 2011.
Substratos*
CS
e
NR
NB
AFR
AFHP
AFT
3,5 d
1,41 c
14,86 e
74,39 d
89,25 d
----------------- cm2 ---------------
1 - S+C
**2,3
2 - S+H
4,2 bc
12,21 b
9,44 b
258,08 bc
170,50 a
428,58 b
3 - C+H
3,6 d
11 bc
8,46 b
205,58 cd
113,11 c
318,68 c
4 - S+C+H
4,3 b
12,51 b
10,10 b
283,20 b
174,73 a
457,93 b
5-T
3,8 cd
10,39 c
7,94 b
171,72 d
149,73 b
321,45 c
6-M
4,7 a
15,5 a
24,35 a
643,96 a
197,96 a
841,92 a
7 - T+C
3,8 d
10,12 c
7,66 b
160,21 d
145,66 bc 305,87 c
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus de minhoca (S+H), 3=80% cinzas
de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus
de minhoca (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
(T+C).
**Médias não seguidas pela mesma letra diferem entre si pelo teste de Kruskal-Wallis com 5% de probabilidade
de erro.
A maior nota da cobertura do substrato foi das plantas do substrato 6 (4,7), diferindo
dos demais, e a menor foi das plantas do substrato 1 (2,3). O número e a área foliar das
ramificações tiveram esta mesma classificação, já para a área foliar da haste principal, o maior
valor encontrado foi para as plantas do substrato 6 (197,96cm2), sendo que o substrato 4 não
diferiu deste e a menor área foliar foi das plantas do substrato 1 (74,39cm2).
O número de botões florais foi maior nas plantas do substrato 6 (24,35), seguido pelas
plantas dos substratos 4, 2, 3, 5 e 7, que não diferiram entre si. O menor número de botões
florais foi observado nas plantas do substrato 1 (1,41). Resultado também verificado por
Oliveira et al. (2011), que ao avaliarem o efeito de adubo de liberação lenta na produção de
Dianthus caryophyllus L., encontraram o maior número de botões florais nas plantas
cultivadas apenas com substrato comercial, sem adubação complementar, como no presente
trabalho, indicando que a constituição natural deste substrato apresenta quantidades de
nutrientes suficientes refletindo na melhor produção.
47
Diferenças entre os substratos 6 e 1, em relação a cobertura do substrato, número de
ramificações, número de botões florais e área foliar total das plantas, estão diretamente
relacionadas ao conteúdo de nutrientes disponibilizados as plantas através dos substratos
utilizados, pois houve correlação significativa entre o número de ramificações e o conteúdo de
N e P (r=0,78 para ambos); o número de botões florais e N (r=0,99), P (r=0,95), K (r=0,90),
Mg (r=0,96), S (r=0,91), B (r=0,82) e Zn (r=0,94); a área foliar das ramificações e os
conteúdos de N (r=0,99), P (r=0,97), K (r=0,93), Mg (r=0,96), S (r=0,88), B (r=0,83) e Zn
(r=0,94).
Em muitos sistemas de produção, a disponibilidade de nitrogênio é quase sempre um
fator limitante, influenciando o crescimento da planta mais do que qualquer outro nutriente
(BREDEMEIER; MUNDSTOCK, 2000), por este motivo nutricional, houve grande variação
no crescimento e desenvolvimento das plantas conduzidas nos substratos 1 e 6, pois o N
influencia a taxa de expansão e a divisão celular, determinando, desta forma, o tamanho final
das folhas, fazendo com que esse elemento seja um dos fatores determinantes da taxa de
acúmulo de biomassa (FERNÁNDEZ et al., 1994).
Fagundes et al. (2007) e Braga (2009) encontraram que doses superiores de N
contribuíram positivamente para o desenvolvimento em área foliar, ao longo do cultivo de
girassol de vaso. Mattos (1996) afirmou que a adubação nitrogenada é importante para
incrementar o desenvolvimento da planta, sendo a sua deficiência caracterizada por redução
no crescimento e no tamanho das folhas. Em consequência disto, há menor produção de
massa seca, evidenciando o menor teor e acúmulo de nitrogênio nos tecidos vegetais.
Além do teor nutricional das plantas, o espaço de aeração dos substratos teve
correlação significativa com a área foliar (r=0,80) das ramificações, e com o número de
botões florais por planta (r=0,80). O substrato 1 apresentou 50% do espaço de aeração do
substrato 6, o qual não foi suficiente para garantir um bom desenvolvimento do sistema aéreo,
e em função do sistema radicular ser prejudicado em tais circunstâncias, acarretou em plantas
com menor número de ramificações e área foliar. Santos et al. (2006) encontraram maior área
foliar em mudas de helicônia, quando o substrato apresentou espaço de aeração de 21%.
Salavador et al. (2011) estudaram as características físicas adequadas ao crescimento de
gloxínia, e acharam que o substrato com densidade de 0,55g cm-3 e espaço de aeração de
26,93% foi o que resultou em maior área foliar.
48
4.5.2 Ciclo da cravina de jardim
O ciclo até a fase de diferenciação foi uniforme entre as plantas nos diferentes
substratos, não havendo diferença significativa entre os substratos 2, 4, 5, 6 e 7 (Tabela 6). As
plantas dos substratos 4, 5, 6 e 7 tiveram, em média, 35 dias para o começo da formação do
botão floral enquanto que, as plantas dos substratos 1 e 3 tiveram ciclo maior, em média, 40
dias. O ciclo até o aparecimento do primeiro botão floral foi similar ao ciclo até a
diferenciação, em que os substratos 1 e 3, não diferiram entre si, e apresentaram o maior ciclo,
em média, 52 dias para o aparecimento do primeiro botão floral, diferindo dos demais
substratos que, em média, aos 42 DAR já apresentavam o primeiro botão floral visível. E o
ciclo de produção também foi similar aos demais ciclos, em que as plantas os substratos 1 e 3
não diferiram entre si, e apresentaram o maior ciclo, 74 e 65 dias, respectivamente. Já as
plantas dos demais substratos tiveram, em média, 54 dias de ciclo de produção.
Tabela 6 - Valores médios do ciclo de produção (C), ciclo até diferenciação (D) e ciclo até o
aparecimento do primeiro botão floral (B), de plantas de cravina de jardim, em diferentes
substratos. Santa Maria, RS, 2011.
Substratos
D
B
C
------------ DAR ------------
1 – 50% solo + 50% cinzas de casca de arroz
40,77 a*
57,06 a
74,21 a
2 – 80% solo + 20% húmus de minhoca
3 – 80% cinzas de casca de arroz + 20%
húmus de minhoca
4 – 40% solo + 40% cinzas de casca de arroz
+ 20% húmus de minhoca
5 – 100% turfa
36 bc
42,55 b
54,48 b
40,78 a
47,63 a
65,39 a
35,39 c
42,60 b
54,85 b
35,19 c
42,05 b
54,48 b
6 – 100% Mecplant®
35,19 c
42,67 b
54,35 b
7 – 50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
35,26 c
41,44 b
53,83 b
*Médias não seguidas pela mesma letra diferem entre si pelo teste de Kruskal-Wallis com 5% de probabilidade
de erro.
Os elementos essenciais as plantas, como hidrogênio, carbono, oxigênio, macro e
micronutrientes são componentes intrínsecos na estrutura ou metabolismo de uma planta ou
49
cuja ausência causa anormalidades severas no crescimento, desenvolvimento e reprodução do
vegetal. Além disso, as plantas ao receberem estes elementos, assim como água e energia
solar, podem sintetizar todos os compostos de que necessitam, para um crescimento normal
(TAIZ; ZEIGER, 2009).
Portanto, os ciclos de produção, até a diferenciação e até o aparecimento do primeiro
botão floral foram influenciados pelo conteúdo de nutrientes que continha em cada substrato.
Plantas sob deficiência de P apresentam atraso no florescimento (MALAVOLTA, 2006), e,
esta é uma das explicações para o maior ciclo de produção das plantas do substrato 1, pois
tiveram menor quantidade deste elemento acumulado na parte aérea. Castro et al. (2007), ao
avaliarem o efeito da deficiência de macronutrientes em hastes florais de helicônia,
encontraram maiores ciclos de produção em plantas com omissão de P, N e K,
respectivamente. Segundo a lei do mínimo de Liebig, todos os nutrientes tem que estar
disponíveis às plantas na quantidade e proporção ideal. Se não tiverem disponíveis nesta
proporção, não será atingida a produtividade esperada e a produção será limitada pelo
elemento que está presente em quantidade proporcionalmente menor (PÉREZ, 2011).
As plantas cultivadas no substrato 3 apresentaram suas folhas cloróticas, sintoma
característico de deficiência de Fe em meios alcalinos (KÄMPF, 2005). Nas tabelas 2 e 4,
observa-se, respectivamente, que este substrato apresentou valor de pH igual a 8,7, e as
plantas nele cultivadas apresentaram menor conteúdo de Fe acumulado na parte aérea.
Portanto, as plantas mais precoces, foram as dos substratos 2, 4, 5, 6 e 7 que, em
média, aos 35 DAR entraram em diferenciação, aos 42 DAR tiveram o primeiro botão floral
visível e aos 54 DAR atingiram o ponto de comercialização, caracterizado pela abertura do
botão floral da haste principal (ciclo de produção).
4.5.3 Diâmetro da flor e da haste principal
A qualidade floral foi avaliada pelo diâmetro da flor da haste principal. Na tabela 7,
observa-se que as plantas dos substratos 2, 4, 6 e 7, tiveram os maiores diâmetros, não
havendo diferença estatística entre si. Já as plantas dos substratos 1 e 3 atingiram os menores
diâmetros, diferindo dos demais. A produção e o tamanho das flores são características
definidas pela potencialidade genética e podem ser influenciadas pela nutrição mineral
(HIGAKI et al., 1992). A deficiência de P reduz o número e o tamanho das flores e em plantas
50
ornamentais na fase de florescimento, as necessidades de P são maiores e sua deficiência
reflete na redução de qualidade da flor (BARBOSA et al., 2009). Esta é uma explicação para
o menor diâmetro das flores das plantas conduzidas no substrato 1, já que neste substrato foi
identificado o menor teor de P na análise química do substrato e na parte aérea das plantas.
Mello (2006) encontrou o maior tamanho de flor de lírio com o uso de substrato
comercial, que tinha como características químicas maior teor de P (69,5mg L-1), MO (%) e
Ca (cmolc L-1) do que os demais substratos. Já Conte e Castro et al. (2010), não encontraram
diferenças nos diâmetros das inflorescências de crisântemo, cultivados em vaso, com o uso de
substrato comercial e alternativos, mesmo com teores variáveis de macronutrientes na parte
aérea das plantas.
Tabela 7 - Valores médios do diâmetro da flor (ΦF), diâmetro da haste principal a 5cm
(ΦHP5) e a 10cm (ΦHP10) da base do substrato, de plantas de cravina de jardim, em
diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011.
Substratos
ΦF
ΦHP5
ΦHP10
--------------- mm --------------
1 – 50% solo + 50% cinzas de casca de arroz
3,03 b*
1,78 e
1,64 d
2 – 80% solo + 20% húmus de minhoca
3 – 80% cinzas de casca de arroz + 20%
húmus de minhoca
4 – 40% solo + 40% cinzas de casca de arroz
+ 20% húmus de minhoca
5 – 100% turfa
3,43 a
3,37 b
2,80 b
3,18 b
3,17 bc
2,62 bc
3,47 a
3,26 b
2,69 b
3,30 ab
2,91 cd
2,40 c
6 – 100% Mecplant®
3,37 a
3,98 a
3,46 a
7 – 50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
3,4 a
2,83 d
2,35 c
*Médias não seguidas pela mesma letra diferem entre si pelo teste de Kruskal-Wallis com 5% de probabilidade
de erro.
O diâmetro da haste principal é um importante fator a ser considerado na produção de
plantas floríferas, pois hastes com diâmetros maiores são mais rígidas, o que reduz o
tombamento e quebra no momento da transferência das plantas do local de cultivo ao local
definitivo (NOWAK; RUDNICKI, 1990). Houve correlação significativa entre o diâmetro
medido a 5cm e o medido a 10cm da base do substrato (r=0,84).
51
Os maiores diâmetros foram encontrados nas plantas cultivadas no substrato 6
(comercial), 3,97 e 3,46mm, respectivamente (Tabela 7), corroborando com Rocha et al.
(2009). Isto é justificado pela correlação significativa entre o diâmetro da haste e a quantidade
de macronutrientes extraídos pela planta, pois as plantas do substrato 6 tiveram os maiores
conteúdos de macronutrientes na parte aérea. Os valores de r, para o diâmetro a 5cm da base
do substrato, foram: 0,81; 0,82 e 0,78 para N, P e K, respectivamente. Para o diâmetro a 10cm
da base do substrato, foram observados os valores de r: N=0,89; P=0,88; K=0,86 e Mg=0,83.
Isto demonstra que plantas com maior diâmetro necessitam de maiores quantidades de
nutrientes (AGUIRRE, 2002; BÔAS et al., 2008).
4.5.5 Fitomassa fresca e seca da haste principal, ramificações e total da parte aérea
Os resultados da fitomassa fresca e seca da haste principal e ramificações (Tabela 8)
foram maiores nas plantas cultivadas com o substrato comercial (6), corroborando com Neto
et al. (2004); Mello (2006); Ferreira et al. (2007) e Sousa et al. (2008).
Houve alta correlação entre a fitomassa fresca e seca das ramificações com os
conteúdos de N (r=0,99, para ambas); P (r=0,97, para ambas); K (r=0,94, para ambas); Mg
(r=0,97, r=0,98, respectivamente); S (r=0,87, r=0,89, respectivamente); B (r=0,87, r=0,86,
respectivamente) e Zn (r=0,96, para ambas). Portanto, a maior produção total, na parte aérea,
de fitomassa verde e seca das plantas do substrato comercial ocorreu devido ao maior
acúmulo de macronutrientes e alguns micronutrientes, nestas plantas, o que favoreceu o
crescimento vegetativo proporcionando aumento na produção de fitomassa.
Para o cultivo de melissa (Melissa officinallis) e hortelã-pimenta (Mentha piperita), a
falta dos elementos N e P ocasionou queda significativa na produção foliar (BLANK et al.,
2006), refletindo em menor produção de massa seca pelas plantas. Rodrigues et al. (2008)
avaliaram o crescimento e desenvolvimento de crisântemo em função de níveis de potássio na
fertirrigação, e encontraram que as plantas cultivadas no substrato comercial tiveram melhor
desenvolvimento em relação às plantas cultivadas com fibra de coco. Os autores salientam
que o substrato comercial continha mais nutrientes disponíveis, além disso, a maior
concentração de potássio na solução nutritiva proporcionou um aumento na produção de
matéria seca de inflorescências e matéria seca de haste. Gruszynski (2001) menciona que o
52
potássio está intimamente ligado ao número de hastes e, por consequência, ao número final de
inflorescências.
Tabela 8 - Valores médios da fitomassa fresca (MFR) e seca (MSR) das ramificações,
fitomassa fresca (MFHP) e seca (MSHP) da haste principal e fitomassa fresca (MFT) e seca
(MST) total da parte aérea de plantas de cravina de jardim, em diferentes substratos. Santa
Maria, RS, 2011.
Substratos*
MFR
MSR
MFHP
MSHP
MFT
MST
----------------------------------- g -------------------------------------
1 - S+C
0,50 d**
0,11 d
2,74 d
0,61 c
3,24 d
0,71 d
2 - S+H
8,95 b
1,80 b
6,81 b
1,38 a
15,76 b
3,18 b
3 - C+H
8,48 b
1,46 bc
5,57 c
0,92 b
14,05 b
2,38 c
4 - S+C+H
9,46 b
1,83 b
6,86 b
1,35 a
16,31 b
3,18 b
5-T
5,29 c
1,06 c
5,69 c
1,13 b
10,98 c
2,18 c
6-M
25,42 a
4,81 a
8,52 a
1,57 a
33,93 a
6,38 a
7 - T+C
5,11 c
1,09 c
5,52 c
1,12 b
10,63 c
2,20 c
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus de minhoca (S+H), 3=80% cinzas
de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus
de minhoca (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
(T+C).
**Médias não seguidas pela mesma letra diferem entre si pelo teste de Kruskal-Wallis com 5% de probabilidade
de erro.
As folhas, flores e botões florais compõem a haste principal e as ramificações. Houve
correlação significativa entre a fitomassa fresca e seca da haste principal e a área foliar
(r=0,88, r=0,75, respectivamente); a fitomassa fresca e seca das ramificações e a área foliar
(r=0,96, r=0,83, respectivamente); e entre a fitomassa fresca e seca das ramificações e o
número de ramificações (r=0,74, r=0,68, respectivamente), ou seja, quanto mais ramificações
e mais área foliar a planta obteve, maior foi sua fitomassa fresca e seca.
Além da correlação existente com os macronutrientes e alguns micronutrientes e entre
as variáveis, houve correlação significativa entre o espaço de aeração dos substratos com a
fitomassa fresca e seca total da parte aérea das plantas (r=0,83, r=0,81, respectivamente). A
53
fase gasosa dos substratos é importante devido o suprimento de oxigênio e o transporte de
dióxido de carbono entre as raízes e o ar externo (SILVEIRA et al., 2002). O substrato 1 tinha
50% do espaço de aeração do substrato 6, o qual não foi suficiente para garantir um bom
desenvolvimento do sistema aéreo, possivelmente em função do sistema radicular ser
prejudicado em tais circunstâncias, acarretando em plantas com menor número de
ramificações e área foliar e consequentemente com menor fitomassa acumulada.
4.5.6 Comprimento máximo e fitomassa seca de raiz
Os dados médios de comprimento máximo e fitomassa seca de raiz estão apresentados
na tabela 9.
Tabela 9 - Média do comprimento máximo (Comp.) e fitomassa seca (MS) de raiz, de plantas
de cravina de jardim, em diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011.
Substratos
Comp.
MS
cm
g
1 – 50% solo + 50% cinzas de casca de arroz
14,31 b*
0,52 c**
2 – 80% solo + 20% húmus de minhoca
3 – 80% cinzas de casca de arroz + 20%
húmus de minhoca
4 – 40% solo + 40% cinzas de casca de arroz
+ 20% húmus de minhoca
5 – 100% turfa
13,67 b
1,38 a
14,6 ab
0,96 ab
14 b
1,27 a
16,13 a
1,02 ab
6 – 100% Mecplant®
15,01 ab
0,93 b
7 – 50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
14,94 ab
CV (%)
7,10
0,75 b
-
*Médias não seguidas pela mesma letra diferem entre si pelo teste de Tukey com 5% de probabilidade de erro.
**Médias não seguidas pela mesma letra diferem entre si pelo teste de Kruskal-Wallis com 5% de probabilidade
de erro.
Observa-se que houve variação entre estas variáveis conforme o substrato utilizado. O
comprimento máximo de raiz foi atingido pelas plantas do substrato 5 (16,13cm), sem diferir
dessas, as plantas dos substratos 6, 7 e 3. O menor comprimento foi das plantas do substrato 2
54
(13,67cm), sem diferir dessas, as plantas dos substratos 4, 1, 3, 7 e 6. Resultado diferente foi
encontrado por Mauad et al. (2004), que relataram que a casca de arroz carbonizada foi o
substrato que proporcionou o maior comprimento em raízes de azaléia, provavelmente, em
função da menor densidade e maior porcentagem de macroporos, o que facilitaria o
escoamento do excesso de água, favorecendo o desenvolvimento radicular.
Da mesma forma, Araujo et al. (2007), testando substratos na aclimatização de um
híbrido de orquídea, obtiveram maior comprimento de raízes usando a casca de arroz
carbonizada e fibra de piaçava.
A maior fitomassa seca de raiz foi das plantas do substrato 2 (1,38g), sem diferir
dessas, as plantas dos substratos 4, 5 e 3. A menor fitomassa seca foi das plantas do substrato
1 (0,52g). Cunha Filho et al. (2008) estudaram o efeito de diferentes substratos na produção
de mudas de abacaxizeiro ornamental, e não encontraram diferenças significativas na
fitomassa seca de raízes em função dos substratos utilizados (comercial de fibra de coco; fibra
de coco-verde da Embrapa Hortaliças; Plantmax; composto de solo do cerrado, areia, esterco
bovino e casca de arroz carbonizada). Enquanto que, Ludwig et al. (2011) encontraram maior
fitomassa seca de raiz de amor-perfeito, quando foi utilizado como substrato o solo + 60g de
vermicomposto comercial.
Houve correlação significativa entre a matéria orgânica e CTC do substrato com o
comprimento de raiz (r=0,84, r=0,88, respectivamente). Trocme e Gras (1979), citados por
Pio et al. (2004), discutem que a matéria orgânica propicia a formação de um sistema
radicular abundante e ramificado, além de promover modificação da estrutura do solo,
liberação de nutrientes e produção de substâncias estimulantes ao crescimento. A CTC dos
substratos é um importante mecanismo que auxilia na regulação do fornecimento de
nutrientes de carga positiva para as plantas. A menor fitomassa seca das raízes das plantas do
substrato 1 foi influenciada por estas características químicas do substrato, já que o substrato
1 foi o que apresentou menor teor de MO e CTC, em relação aos demais substratos utilizados.
Também, há relação significativa entre a nutrição mineral e o enraizamento
(MALAVASI, 1994). Schawambach et al. (2005) avaliaram mudas micropropagadas e
micorrizadas de Eucaliptus globulus, e encontraram como resultado que o número de raízes e
o comprimento foram significativamente aumentados pela nutrição mineral. Conforme esses
autores, o comprimento da raiz foi influenciado pela concentração de fósforo, ferro, manganês
e nitrogênio. Brondani et al. (2007) atribuem o pequeno comprimento do sistema radicular de
miniestacas de erva mate, após um período de 120 dias, à deficiência de nutrientes no
substrato utilizado (casca de arroz carbonizada e vermiculita).
55
4.5.7 Plastocrono
O número de nós (NN) acumulados na haste principal é um exemplo de parâmetro de
desenvolvimento vegetal. Na cravina de jardim cada nó origina duas folhas e essa medida de
desenvolvimento está relacionada com a expansão da área foliar, a qual tem relação com a
interceptação da radiação solar pelo dossel vegetal, a fotossíntese, o acúmulo de biomassa e a
produtividade da cultura (XUE et al., 2004; DELLAI et al., 2005; STRECK et al., 2005;
MARTINS et al., 2007).
O menor plastocrono foi das plantas cultivadas no substrato 6 (60,15ºC dia nó-1), sem
diferir significativamente dos substratos 2, 4, 5 e 7 (Tabela 10). Isso indica uma maior
velocidade de emissão de nós na haste principal, quando as plantas são conduzidas nestes
substratos, acelerando o ciclo de produção, como já visto, que nestes substratos as plantas
tiveram um ciclo de produção menor, em torno de 54 dias, fato também confirmado pela
correlação significativa existente entre o plastocrono e o ciclo de produção (r=0,58).
Tabela 10 - Valores médios do plastocrono (PLAST), de plantas de cravina de jardim, em
diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011.
PLAST
Substratos
°C dia nó-1
1 – 50% solo + 50% cinzas de casca de arroz
94,09 a*
2 – 80% solo + 20% húmus de minhoca
3 – 80% cinzas de casca de arroz + 20%
húmus de minhoca
4 – 40% solo + 40% cinzas de casca de arroz
+ 20% húmus de minhoca
5 – 100% turfa
61,60 b
6 – 100% Mecplant
®
7 – 50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
68,94 a
61,61 b
60,35 b
60,15 b
61,88 b
*Médias não seguidas pela mesma letra diferem entre si pelo teste de Kruskal-Wallis com 5% de probabilidade
de erro.
O maior plastocrono foi das plantas conduzidas no substrato 1 (94,09ºC dia nó-1), sem
diferir estatisticamente do substrato 3 (68,94ºC dia nó-1) (Tabela 10). As plantas cultivadas
56
nestes substratos também tiveram os maiores ciclos de produção, 74 e 65 dias,
respectivamente.
O plastocrono varia conforme: a época de cultivo (PAULA; STRECK, 2008;
FAGUNDES et al., 2008; TOEBE et al., 2010; MARTINS et al., 2011); o ambiente de cultivo
(HELDWEIN et al., 2010); as cultivares utilizadas (STRECK et al., 2008; MARTINS et al.,
2011) e a nutrição mineral: doses de nitrogênio (TOEBE et al., 2010).
O N atua no aumento da taxa de emissão de novos nós (TOEBE et al., 2010). A maior
velocidade de emissão de nós, na haste principal, das plantas do substrato 6, justificou-se pela
maior disponibilidade de N, confirmado pelo maior conteúdo deste nutriente na parte aérea
destas plantas (Tabela 4). Portanto, pode-se inferir que uma das causas da variação no
plastocrono entre as plantas dos substratos 1 e 6, maior e menor plastocrono, respectivamente,
foi devido a disponibilidade mineral, especialmente de N, pelo substrato.
4.5.8 Curvas de crescimento
As curvas de crescimento para a altura de plantas (Figura 5) e o número de folhas
(Figura 6), no cultivo de cravina de jardim, foram distintas em função do substrato utilizado,
que apresentavam diferenças físicas e químicas. De forma geral, as curvas de crescimento
mostram boa qualidade de ajuste ao modelo logístico, pois o coeficiente de determinação (R2)
é alto (Tabelas 11 e 12). Este resultado valida o uso deste modelo na determinação de curvas
de crescimento para o cultivo de cravina de jardim, com diferentes substratos. Exceção
apenas, com o modelo estimado para altura das plantas do substrato 1, que gerou um R2 baixo
(0,42) (Tabela 11). As curvas de crescimento devem ser utilizadas em condições de
crescimento potencial, ou seja, sem restrições de água, luz e nutrientes, o que não foi o caso
do substrato 1.
O desvio médio absoluto dos resíduos (DMA), que também avalia a qualidade de
ajuste, na variável altura de plantas foi menor no modelo logístico ajustado às plantas do
substrato 4 e para o número de folhas, nas plantas do substrato 7 (Tabelas 11 e 12), indicando
melhor ajuste da curva de crescimento nestes substratos, pois quanto menor o valor do DMA,
melhor é o ajuste.
57
80% Solo + 20% Húmus de minhoca
30
30
25
25
altura (cm)
altura (cm)
50% Solo + 50% Cinzas de casca de arroz
20
15
10
20
15
10
5
5
0
0
0
200
400
600
800 1000 1200 1400
0
200
400
40% Solo + 40% Cinzas de casca de arroz +
20% Húmus de minhoca
30
30
25
25
altura (cm)
altura (cm)
80% Cinzas de casca de arroz + 20% Húmus
de minhoca
15
10
20
15
10
5
5
0
0
0
200
400
600
0
800 1000 1200 1400
200
400
Sta (ºC dia)
25
altura (cm)
30
25
15
10
5
800 1000 1200 1400
100% Mecplant®
30
20
600
Sta (ºC dia)
100% Turfa
altura (cm)
800 1000 1200 1400
Sta (ºC dia)
Sta (ºC dia)
20
600
20
15
10
5
0
0
0
200
400
600
800 1000 1200 1400
Sta (ºC dia)
0
200
400
600
800 1000 1200 1400
Sta (ºC dia)
50% Turfa + 50% Cinzas de casca de arroz
altura (cm)
30
25
20
15
10
5
0
0
200
400
600
800 1000 1200 1400
Sta (ºC dia)
Figura 5 – Curvas de crescimento ajustadas pelo modelo logístico para altura de planta (cm)
de cravina de jardim, nos diferentes substratos, em função da soma térmica acumulada (Sta,
ºC dia) em Santa Maria, RS, 2011.
58
50% solo + 50% Cinzas de casca de arroz
80% Solo + 20% Húmus de minhoca
número de folhas
número de folhas
40
35
30
25
20
15
10
5
0
0
200
400
600
800
0
1000 1200 1400
200
400
800
1000 1200 1400
Sta (ºC dia)
80% Cinzas de casca de arroz + 20% Húmus
de minhoca
40% Solo + 40% Cinzas de casca de arroz +
20% Húmus de minhoca
número de folhas
40
35
30
25
20
15
10
5
0
0
200
400
600
800
35
30
25
20
15
10
5
0
0
1000 1200 1400
200
400
40
número de folhas
35
30
25
20
15
10
5
0
200
400
600
800
800
1000 1200 1400
100% Mecplant®
100% Turfa
0
600
Sta (ºC dia)
Sta (ºC dia)
número de folhas
600
Sta (ºC dia)
40
número de folhas
40
35
30
25
20
15
10
5
0
1000 1200 1400
40
35
30
25
20
15
10
5
0
0
200
400
600
800
1000 1200 1400
Sta (ºC dia)
Sta (ºC dia)
número de folhas
50% Turfa + 50% Cinzas de casca de arroz
40
35
30
25
20
15
10
5
0
0
200
400
600
800
1000 1200 1400
Sta (ºC dia)
Figura 6 – Curvas de crescimento ajustadas pelo modelo logístico para número de folhas de
cravina de jardim, nos diferentes substratos, em função da soma térmica acumulada (Sta, ºC
dia) em Santa Maria, RS, 2011.
59
Tabela 11 - Estimativa e limite inferior (Li) e superior (Ls) do intervalo de confiança dos
parâmetros α, β e γ, ponto de inflexão – P.I (ºC dia), coeficiente de determinação – R2 e
desvio médio absoluto dos resíduos – DMA, do modelo logístico ajustado para altura de
plantas de cravina de jardim, em diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011.
Ls
1 - S+C
Li
Parâmetros
α
β
γ
11,2875
1,256
0,0041
10,47
1,044
0,0033
9,6535
0,8325
0,0025
Ls
2 - S+H
Li
31,8376
28,71
25,5915
2,7324
2,629
2,5261
0,0043
0,0039
0,0035
668,89
0,90
1,48
Ls
3 - C+H
Li
24,7395
22,63
20,5254
2,5261
2,363
2,2013
0,0041
0,0036
0,0031
647,46
0,76
2,18
Ls
4- S+C+H
Li
39,6829
34,30
28,9326
2,8052
2,692
2,5806
0,0038
0,0035
0,0031
763,61
0,90
1,54
Ls
5–T
Li
27,9977
25,40
22,8106
2,5734
2,447
2,3218
0,0045
0,0041
0,0036
593,93
0,86
1,70
Ls
6–M
Li
41,0804
35,75
30,4351
2,9292
2,819
2,7102
0,0041
0,0037
0,0033
750,84
0,90
1,62
33,8387 2,6456
29,66
2,532
25,4813 2,4191
0,0040
0,0036
0,0032
692,24
0,87
1,66
Substratos*
Ls
7 - T+C
Li
P.I
R2
DMA
309,70
0,42
1,85
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus de minhoca (S+H), 3=80% cinzas
de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus
de minhoca (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
(T+C).
O ajuste do modelo logístico foi melhor para a variável número de folhas do que para
altura de plantas em todos os substratos, pois naquele teve os maiores R² e menores DMA. As
plantas dos substratos 2, 4, 5, 6 e 7, para as duas variáveis estudadas, completaram seu ciclo
com quantidade semelhante de soma calórica, próxima a 1000ºC dia. Já as plantas dos
substratos 1 e 3, que tiveram os maiores ciclos de produção, 74 e 65 dias, respectivamente, o
completaram com soma calórica de 1317,9ºC dia (Figuras 5 e 6).
60
Embora ocorrido semelhanças quanto à soma térmica no ciclo de produção das
plantas, houve diferença em relação ao ponto de inflexão (P.I), ou seja, o ponto de máxima
taxa de acúmulo da variável de crescimento. A máxima taxa de acúmulo de folhas foi
semelhante em todos os substratos, em média 344,65 ºC dia, enquanto que para altura de
plantas, o substrato 1 teve um P.I muito aquém dos demais que tiveram em média 686,16 ºC
(Tabelas 11 e 12).
Tabela 12 - Estimativa e limite inferior (Li) e superior (Ls) do intervalo de confiança dos
parâmetros α, β e γ, ponto de inflexão – P.I (ºC dia), coeficiente de determinação – R2 e
desvio médio absoluto dos resíduos – DMA, do modelo logístico ajustado para número de
folhas de cravina de jardim, em diferentes substratos. Santa Maria, RS, 2011.
Ls
1 - S+C
Li
Parâmetros
α
β
γ
30,4414 1,1494
0,0033
29,90
1,110
0,0031
29,3608 1,0707
0,0030
Ls
2 - S+H
Li
33,6717
33,19
32,7239
1,5201
1,492
1,4651
0,0044
0,0042
0,0041
347,83
0,96
1,19
Ls
3 - C+H
Li
34,4844
34,03
33,5789
1,4837
1,454
1,4254
0,0038
0,0037
0,0035
392,78
0,95
1,42
Ls
4- S+C+H
Li
33,2130
32,79
32,3701
1,5034
1,476
1,4502
0,0044
0,0043
0,0042
337,27
0,97
1,12
Ls
5–T
Li
32,5464
32,16
31,7797
1,5008
1,472
1,4448
0,0047
0,0045
0,0044
320,74
0,96
1,14
Ls
6–M
Li
34,1991
33,70
33,2009
1,5277
1,498
1,4685
0,0045
0,0043
0,0042
343,16
0,96
1,28
Ls
7 - T+C
Li
32,5879
32,16
31,7520
1,4635
1,436
1,4089
0,0045
0,0044
0,0043
323,29
0,96
1,11
Substratos*
P.I
R2
DMA
347,51
0,87
1,85
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus de minhoca (S+H), 3=80% cinzas
de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus
de minhoca (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
(T+C).
61
Em relação à altura de planta é possível verificar diferenças apenas entre o parâmetro
α, ou seja, a altura máxima esperada, que foi variável em função do substrato utilizado. Pelos
limites inferiores e superiores do intervalo de confiança, observa-se que não houve diferença
em relação à taxa média de crescimento (parâmetro γ), nos diferentes substratos (Tabela 11).
A estimativa, pelo modelo logístico, da maior altura (α) foi das plantas cultivadas no
substrato 6 (35,75cm), seguidas pelas plantas do substrato 4 (34,30cm) e a menor altura
estimada foi das plantas do substrato 1 (10,47cm) (Tabela 11). Ao compararem-se estes
resultados com a altura de planta característica da cultivar ‘Dianthus F1 Diamond’– 15 a
20cm (SAKATA SEED SUDÁMERICA, 2011), observa-se que, todos os substratos
proporcionaram plantas com altura diferente da que é característica para cravina de jardim
(Tabela 11). Mello (2006) ao trabalhar com lírio cultivado, com diferentes substratos,
encontrou para todas as plantas altura superior à altura característica da cultivar estudada, e
atribuiu este resultado às condições da casa de vegetação, pela diferença entre as temperaturas
diurnas (máximas) e noturnas (mínimas), pois quanto maior for a diferença entre estas
temperaturas, maior será a elongação da haste.
Como já discutido, ocorreu diferença entre a temperatura diurna (TD) e noturna (TN),
com média de 14,1ºC. Além disso, em todo o período do experimento a TD foi superior a TN,
e isso é um dos motivos que levou ao crescimento superior das plantas, em relação à altura
característica da cultivar, com exceção das plantas do substrato 1, que tiveram menor altura
devido ao menor valor nutricional do substrato, principalmente em relação aos
macronutrientes N, P, e K. Fagundes et al. (2007) ao trabalharem com girassol de vaso,
encontraram influência na altura final de plantas em função das doses de N, sendo que as
plantas que receberam a dose máxima tiveram um incremento de 8cm em relação as plantas
testemunhas. Os autores também atribuíram este aumento em altura pelo aumento do número
de folhas e de seus respectivos entrenós. Ferreira et al. (2007), ao avaliarem o crescimento de
mudas de bromélia, em diferentes substratos, encontraram efeito significativo da aplicação de
uréia no incremento da altura de plantas. Da mesma forma, Naiff (2007), ao avaliar o efeito da
omissão de macronutrientes no crescimento de alpínia, encontrou que a omissão de N foi mais
limitante para a altura das plantas, em relação ao tratamento completo.
Em relação ao número de folhas (Tabela 12) observa-se que a estimativa do parâmetro
α, ou seja, número máximo de folhas, teve menor variação entre os substratos, oscilando de
29,90 nas plantas do substrato 1, a 34,03 nas plantas do substrato 3. A menor estimativa da
taxa média de emissão de folhas foi no substrato 1 (0,0031 folhas a cada ºC dia). Portanto, o
62
número de folhas por planta foi distinto em função do tipo de substrato, sendo que os mais
férteis foram favoráveis à emissão de folhas, corroborando com Gosek e Carvalho (2010).
O aumento da dispersão dos resultados observados nas curvas de crescimento ocorre à
medida que o microclima dentro da comunidade vegetal é alterado, e a alocação de
fotoassimilados distribui-se diferentemente na planta, aumentando a variância entre amostras
realizadas no mesmo dia, à medida que o crescimento relativo da cultura aumenta (LOPES et
al., 2004). Assim, pode-se propor a execução de outros trabalhos com o objetivo de avaliar
diferentes intervalos de amostragens em diferentes fases do ciclo da cultura de cravina de
jardim.
4.6 Tamanho de amostra
O substrato 1 apresentou 79% das variáveis observadas diferindo da distribuição
normal de probabilidade. Neste substrato, apenas as variáveis: diâmetro da haste principal a 5
e 10cm da base do substrato; fitomassa seca total da parte aérea e plastocrono, não diferiram
da distribuição normal de probabilidade. Enquanto que, o substrato 2 foi o que apresentou
68% de variáveis que não diferiram da distribuição normal. Em todos os substratos as
variáveis: cobertura do substrato; ciclo de produção; até a diferenciação e até o aparecimento
do botão floral, diferiram da distribuição normal, e o diâmetro da haste principal a 5cm foi o
único que não diferiu da distribuição normal (Tabela 13).
Três variáveis não diferiram da distribuição normal de probabilidade, sendo elas, o
diâmetro da haste principal a 5 e 10cm e a fitomassa seca da haste principal (Tabela 14). Já as
variâncias foram heterogêneas em todas as variáveis observadas, o que indica que existem
substratos mais homogêneos e outros mais heterogêneos, em função da sua composição.
Os dados provindos de contagens, tais como: o número de ramificações e botões,
diferiram da distribuição normal de probabilidade na maioria dos substratos utilizados (Tabela
13). Além disso, o substrato 1 apresentou, nestas variáveis, excessos de valores zeros, que
geram variabilidade e podem provocar distorções nos procedimentos de inferência derivados
da análise de variância (LÚCIO et al., 2010). Ao estudar experimentos com olerícolas, Souza
et al. (2002), Lorentz et al. (2004) e Carpes (2008) puderam verificar que a presença de zeros
nas parcelas colhidas tem consequências na variância, isto é, o excesso de zeros afeta a
homogeneidade de variâncias.
63
Tabela 13 - Distribuição normal de probabilidade entre os substratos para cada uma das
variáveis observadas no cultivo de cravina de jardim. Santa Maria, RS, 2011.
Variáveis observadas
S1
Cobertura do substrato
NN**
Número de ramificações
NN
Número de botões florais
NN
Área foliar haste principal
NN
Área foliar ramificações
NN
Área foliar total parte aérea
NN
Ciclo de produção
NN
Ciclo até a diferenciação
NN
Ciclo até o aparecimento do 1º botão floral
NN
Diâmetro da flor
NN
Diâmetro da haste principal a 5cm da base
N
Diâmetro da haste principal a 10cm da base
N
Fitomassa verde haste principal
NN
Fitomassa verde ramificações
NN
Fitomassa verde total parte aérea
NN
Fitomassa seca haste principal
NN
Fitomassa seca ramificações
NN
Fitomassa seca total parte aérea
N
Plastocrono
N
Substratos*
S2
NN
NN
N
N
N
N
NN
NN
NN
NN
N
N
N
N
N
N
N
N
N
S3
NN
N
NN
N
N
N
NN
NN
NN
NN
N
N
N
N
N
NN
N
N
NN
S4
NN
NN
NN
NN
N
N
NN
NN
NN
N
N
N
N
N
N
N
N
N
N
S5
NN
NN
NN
N
NN
N
NN
NN
NN
NN
N
N
NN
N
NN
N
N
N
N
S6
NN
NN
N
N
N
N
NN
NN
NN
NN
N
NN
N
NN
NN
N
NN
NN
N
S7
NN
NN
NN
N
NN
N
NN
NN
NN
NN
N
N
N
NN
NN
N
NN
NN
NN
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus de minhoca (S+H), 3=80% cinzas
de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus
de minhoca (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
(T+C).
** NN=distribuição de probabilidade não normal, em 5% de probabilidade de erro, pelo teste de AndersonDarling; N=distribuição de probabilidade normal, em 5% de probabilidade de erro, pelo teste de AndersonDarling.
Das 19 variáveis observadas nas plantas de cada substrato, o coeficiente de variação
oscilou entre 4,88 (cobertura do substrato, no substrato 6) e 126,72% (área foliar das
ramificações, no substrato 1) (Tabela 14).
O tamanho de amostra deve ser proporcional ao aumento de variabilidade existente
entre as variáveis observadas nos diferentes substratos, para obtenção de estimativas com uma
mesma precisão. Por outro lado, estimativas obtidas a partir de um tamanho de amostra único
apresentariam um decréscimo de precisão para os caracteres avaliados.
Tabela 14 - Distribuição de probabilidade (D) e homogeneidade das variâncias (HV), para as 19 variáveis observadas em plantas de cravina de
jardim, e coeficiente de variação (CV%) para cada variável observada e substratos (S) utilizados no experimento. Santa Maria, RS, 2011.
Variáveis observadas
Cobertura do substrato
Número de ramificações
Número de botões florais
Área foliar haste principal
Área foliar ramificações
Área foliar total parte aérea
Ciclo de produção
Ciclo até a diferenciação
Ciclo até o aparecimento do 1º botão floral
Diâmetro da flor
Diâmetro da haste principal a 5cm da base
Diâmetro da haste principal a 10cm da base
Fitomassa verde haste principal
Fitomassa verde ramificações
Fitomassa verde total parte aérea
Fitomassa seca haste principal
Fitomassa seca ramificações
Fitomassa seca total parte aérea
Plastocrono
média
D**
NN
NN
NN
NN
NN
NN
NN
NN
NN
NN
N
N
NN
NN
NN
N
NN
NN
NN
HV#
NH
NH
NH
NH
NH
NH
NH
NH
NH
NH
+NH
+NH
NH
NH
NH
+NH
NH
NH
NH
S1*
16,03
88,86
76,20
26,91
126,72
39,34
17,17
23,28
21,41
6,82
22,26
18,30
28,07
117,94
37,85
26,73
120,93
31,03
22,61
45,71
S2
9,63
12,85
36,05
12,00
25,99
17,47
7,74
9,64
7,58
6,72
9,47
11,95
12,34
22,78
14,32
13,27
25,02
16,58
6,37
14,62
S3
16,68
18,18
54,86
41,97
37,62
27,65
15,94
19,40
14,31
16,46
13,93
16,56
30,21
36,87
20,79
27,62
38,15
23,73
9,45
25,28
CV%
S4
9,02
13,45
46,01
16,77
21,06
15,17
6,71
7,69
7,21
7,68
11,71
11,28
11,78
21,88
14,53
13,35
25,80
17,36
6,43
14,99
S5
13,20
16,78
58,36
11,14
27,90
16,81
7,64
9,22
8,21
8,83
10,31
12,55
13,09
26,46
15,08
10,56
30,82
17,62
6,27
16,89
S6
4,88
11,00
34,17
16,64
26,36
21,25
6,58
8,86
7,25
6,65
8,89
11,84
13,96
19,94
15,46
16,70
30,48
25,73
7,22
15,47
S7
média
13,16 11,8
19,76 25,84
67,27 53,27
19,92 20,76
48,10 44,82
31,66 24,19
7,85
9,95
9,26 12,48
9,34 10,76
9,44
8,94
10,08 12,38
17,81 14,33
18,10 18,22
46,18 41,72
28,94 21,00
19,19 18,20
60,46 47,38
36,86 24,13
6,84
9,31
25,27
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus de minhoca (S+H), 3=80% cinzas de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (C+H), 4=40%
solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz (T+C).
** NN=distribuição de probabilidade não normal, em 5% de probabilidade de erro, pelo teste de Anderson-Darling; N=distribuição de probabilidade normal, em 5% de
probabilidade de erro, pelo teste de Anderson-Darling. # NH=variância não homogênea, em 5% de probabilidade de erro, pelo teste de Levene; +=variância não homogênea,
em 5% de probabilidade de erro, pelo teste de Bartlet.
64
65
Este aumento na variabilidade entre plantas, principalmente nos substratos 1 e 3 é
explicado pela variabilidade do próprio material utilizado na composição destes substratos:
cinzas de casca de arroz. Provavelmente, este material apresentou variabilidade na sua
elaboração, no armazenamento no engenho e no momento de coleta, o que causou
heterogeneidade e proporcionou fonte de variação entre as plantas cultivadas nestes
substratos, acarretando em erro experimental. Diversas fontes de erro experimental estão
presentes em experimentos, e aqueles conduzidos em ambiente protegido também são
afetados por essas fontes de heterogeneidade, entre elas a heterogeneidade do material
experimental utilizado (LORENTZ et al., 2004, 2005).
O tamanho de amostra para as diferentes variáveis observadas e substratos está
apresentado nas tabelas 15, 16 e 17.
Tabela 15 - Tamanho de amostra (número de plantas) para determinação do plastocrono em
cravina de jardim, cultivada com sete substratos, com uma semiamplitude do intervalo com
95% de confiança, para percentuais de diferença mínima significativa entre médias de: 5 (D5),
10 (D10), 20 (D20) e 40 (D40). Santa Maria, RS, 2011.
Plastocrono
Substratos
1 – 50% solo + 50% cinzas de casca de arroz
D5
296
D10
75
D20
19
D40
5
2 – 80% solo + 20% húmus de minhoca
25
7
3
2
55
14
4
2
26
6
3
2
24
6
3
2
30
8
3
2
28
7
3
2
3 – 80% cinzas + 20% húmus de minhoca de
casca de arroz
4 – 40% solo + 40% cinzas de casca de arroz
+ 20% húmus de minhoca
5 – 100% turfa
6 – 100% Mecplant
®
7 – 50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
Observa-se que houve variação no tamanho de amostra conforme o substrato utilizado
e a variável observada, na semiamplitude do intervalo de confiança de 95% da média. Este
tamanho, para diferenças mínimas significativas entre médias igual a 5% (D5), oscilou de 15
plantas, no substrato 6 para a variável cobertura do substrato, a 300 plantas nos sete
substratos, mas em diferentes variáveis observadas (Tabelas 16 e 17).
66
Tabela 16 - Tamanho de amostra (número de plantas) para variáveis observadas em cravina
de jardim, cultivada com sete substratos, com uma semiamplitude do intervalo com 95% de
confiança, para percentuais de diferença mínima significativa entre médias de: 5 (D5), 10
(D10), 20 (D20) e 40 (D40). Santa Maria, RS, 2011.
1 - S+C
D5 D10 D20 D40
150 37
10
3
Número de
ramificações
D5 D10 D20 D40
300 99 285 72
Número de botões
florais
D5 D10 D20 D40
300 299 212 52
2 - S+H
56
15
3
2
97
23
6
2
300
195
50
12
3 - C+H
164
41
11
3
191
51
12
4
300
299
113
29
4 - S+C+H
46
13
3
2
106
27
8
2
300
299
78
21
5-T
102
25
7
2
165
41
11
3
300
299
128
32
6-M
15
4
3
2
71
17
5
2
300
166
44
11
7 - T+C
103
25
6
2
220
62
15
4
300
299
164
43
Substratos*
Cobertura do substrato
Área foliar da haste
principal
Substratos*
D5 D10 D20 D40
1 - S+C
300 108 29
7
Área foliar das
ramificações
D5 D10 D20 D40
300 299 298 144
Área foliar total parte
aérea
D5 D10 D20 D40
300 223 56
15
2 - S+H
87
23
6
2
300
102
25
7
173
46
12
3
3 - C+H
300
257
60
17
300
212
54
14
300
110
29
8
4 - S+C+H 163
42
12
3
260
69
17
4
132
34
9
3
5-T
75
20
5
2
300
112
31
8
164
42
11
3
6-M
163
39
11
3
300
101
26
7
268
66
18
5
7 - T+C
225
58
15
4
300
299
87
21
300
150
37
10
Ciclo de produção
Ciclo até a
diferenciação**
1 - S+C
D5 D10 D20 D40
176 45
12
3
D5 D10 D20 D40
300 81
20
5
Ciclo até o
aparecimento do 1º
botão floral **
D5 D10 D20 D40
255 69
17
4
2 - S+H
38
9
3
2
51
15
4
2
34
9
3
2
3 - C+H
157
37
10
3
221
56
14
4
119
31
8
3
4 - S+C+H
28
8
3
2
36
9
3
2
33
8
3
2
5-T
36
9
3
2
52
14
3
2
40
10
3
2
6-M
24
7
3
2
47
13
4
2
30
8
3
2
7 - T+C
38
10
3
2
50
14
4
2
56
14
4
2
Substratos*
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus de minhoca (S+H), 3=80% cinzas
de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus
de minhoca (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
(T+C).
**Substrato 1, N=48; substrato 3, N=52
67
Tabela 17 - Tamanho de amostra (número de plantas) para variáveis observadas em cravina
de jardim, cultivada com sete substratos, com uma semiamplitude do intervalo com 95% de
confiança, para percentuais de diferença mínima significativa entre médias de: 5 (D5), 10
(D10), 20 (D20) e 40 (D40). Santa Maria, RS, 2011.
Substratos*
Diâmetro da flor**
D10 D20 D40
8
3
2
Diâmetro da haste
principal a 5cm da
base**
D5 D10 D20 D40
283
74
19
5
Diâmetro da haste
principal a 10cm da
base***
D5 D10 D20 D40
193 48
12
3
1 - S+C
D5
28
2 - S+H
27
7
3
2
51
14
4
2
86
22
6
2
3 - C+H
154
39
11
3
116
30
8
2
160
42
11
3
4 - S+C+H
37
9
3
2
81
22
6
2
76
19
5
2
5-T
48
13
4
2
65
16
5
2
96
23
7
2
6-M
27
7
3
2
46
12
4
2
83
21
6
2
7 - T+C
53
14
4
2
60
15
4
2
189
47
12
3
1 - S+C
Fitomassa verde da
haste principal
D5 D10 D20 D40
300 116 30
8
Fitomassa verde das
ramificações
D5 D10 D20 D40
300 299 298 127
Fitomassa verde total
da parte aérea
D5 D10 D20 D40
300 212 53
14
2 - S+H
89
23
6
2
298
80
19
6
121
31
8
2
3 - C+H
300
132
34
9
300
202
51
13
249
64
17
5
4 - S+C+H
79
22
6
2
289
71
17
5
128
33
9
3
5-T
90
26
8
3
300
103
27
7
133
35
9
3
6-M
118
30
8
2
239
62
15
4
142
35
9
3
7 - T+C
180
48
12
4
300
299
81
20
300
122
30
9
Substratos*
1 - S+C
Fitomassa seca da
haste principal
D5 D10 D20 D40
300 106 26
7
Fitomassa seca das
ramificações
D5 D10 D20 D40
300 299 298 133
Fitomassa seca total da
parte aérea
D5 D10 D20 D40
300 138 36
10
2 - S+H
105
26
7
2
300
90
25
6
162
41
11
3
3 - C+H
300
111
28
7
300
218
56
14
300
84
21
6
4 - S+C+H 106
26
7
2
300
96
27
6
168
46
12
3
Substratos*
5-T
65
17
5
2
300
142
37
9
182
45
12
3
6-M
162
42
11
3
300
135
35
9
300
99
25
7
7 - T+C
213
54
14
4
300
299
129
35
300
204
50
13
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus de minhoca (S+H), 3=80% cinzas
de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus
de minhoca (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz
(T+C). ** Substrato 1, N=44 *** Substrato 1, N=16
68
A variabilidade de tamanho de amostra também já foi constatada com: a produção de
mudas de alface com diferentes substratos (LOUREIRO et al., 2011); genótipos de milho
(STORCK et al., 2007); de feijão (CARGNELUTTI FILHO et al., 2008); de soja
(CARGNELUTTI FILHO et al., 2009) e caracteres de produção de mamona
(CARGNELUTTI FILHO et al., 2010).
Do ponto de vista prático, a avaliação de 300 plantas exige maior tempo, mão-de-obra
e recursos financeiros. Assim, menores tamanhos de amostras foram estimados para
diferenças mínimas significativas entre médias iguais a 10 (D10), 20 (D20) e 40% (D40)
(Tabelas 15, 16 e 17).
Os resultados evidenciam que, o tamanho de amostra da variável reprodutiva (número
de botões florais por planta) é maior que o para as variáveis vegetativas. Resultados
semelhantes foram obtidos em mamona e crambe, por Cargnelutti Filho et al. (2010).
Com a amostragem igual a D20, comparando-se os substratos, o 1 foi o que apresentou
maior tamanho de amostra em 15 das 19 variáveis observadas (79%), sendo que nas variáveis
número de ramificações, fitomassa verde e seca das ramificações apresentou o maior tamanho
de amostra (298 plantas) (Tabelas 16 e 17).
Quando se comparou as variáveis, o número de botões florais foi o que apresentou o
maior tamanho de amostra, em média, 113 plantas (Tabela 16). Portanto, diante do exposto,
do ponto de vista de técnicas experimentais, os pesquisadores da cultura de cravina de jardim
devem considerar o substrato e as variáveis de produção, ao dimensionar o tamanho de
amostra para uma avaliação mais precisa. Poder-se-ia optar por um tamanho de amostra
maior, para as variáveis que assim o exigem, reduzindo o tamanho para as demais variáveis.
4.7 Ranking dos substratos
As notas de todas as variáveis possíveis de serem ranqueadas, o somatório final das
notas e o ranking dos substratos estão apresentados na tabela 18. O substrato 6 (100%
Mecplant®) apresentou maior pontuação em função do maior conteúdo de nutrientes. Apesar
de não ter sido feita adubação no presente experimento, o fato do substrato comercial ter tido
na sua formulação a adição de fertilizantes e corretivo de acidez, esta pode ser a explicação
pelo resultado superior deste substrato.
(continua)
Tabela 18 - Valores da escala de sete pontos, cujos extremos correspondem ao maior valor (7) e menor valor (1), exceto para plastocrono e ciclo,
em que a escala é inversa, somatório final e ranking dos substratos para as variáveis químicas e porosidade total do substrato; teor e conteúdo de
nutrientes da parte aérea das plantas; e variáveis observadas nas plantas. Santa Maria, RS, 2011.
Substratos*
1 - S+C
2 - S+H
3 - C+H
4 - S+C+H
5–T
6–M
7 - T+C
Substratos*
1 - S+C
2 - S+H
3 - C+H
4 - S+C+H
5–T
6–M
7 - T+C
Substratos*
1 - S+C
2 - S+H
3 - C+H
4 - S+C+H
5–T
6–M
7 - T+C
Porosidade Total
2
1
7
3
4
6
5
Teor N
1
5
6
4
3
7
2
Teor Cu
7
3
2
4
6
1
5
Matéria Orgânica P do substrato
1
1
2
6
4
7
3
3
7
2
7
4
7
5
Teor P
Teor K
1
4
2
6
7
7
6
3
3
2
4
1
5
5
Teor Fe
Teor Mn
7
7
6
3
1
5
5
2
4
4
2
1
3
6
K do substrato
2
4
7
7
1
3
7
Teor Ca
5
4
1
2
7
3
6
Teor Zn
4
2
5
1
3
6
7
Ca do substrato
1
2
3
4
7
5
6
Teor Mg
1
6
3
5
4
7
2
Conteúdo N
1
6
4
5
3
7
2
Mg do substrato
1
2
4
3
6
7
5
Teor S
5
3
1
2
7
4
6
Conteúdo P
1
4
5
6
2
7
3
CTC
1
2
3
4
7
5
6
Teor B
7
2
6
3
4
1
5
Conteúdo K
1
6
4
5
2
7
3
69
(continuação)
Tabela 18 - Valores da escala de sete pontos, cujos extremos correspondem ao maior valor (7) e menor valor (1), exceto para plastocrono e ciclo,
em que a escala é inversa, somatório final e ranking dos substratos para as variáveis químicas e porosidade total do substrato; teor e conteúdo de
nutrientes da parte aérea das plantas; e variáveis observadas nas plantas. Santa Maria, RS, 2011
Substratos*
1 - S+C
2 - S+H
3 - C+H
4 - S+C+H
5–T
6–M
7 - T+C
Conteúdo Ca
3
4
1
2
6
7
5
Substratos*
Conteúdo Zn
1 - S+C
2 - S+H
3 - C+H
4 - S+C+H
5–T
6–M
7 - T+C
2
6
4
5
1
7
3
Ciclo de
produção
1
5
2
3
5
6
7
Substratos*
1 - S+C
2 - S+H
3 - C+H
4 - S+C+H
5–T
6–M
7 - T+C
Conteúdo Mg
Conteúdo S
1
2
6
4
4
1
5
4
3
6
7
7
2
5
Cobertura do
Número de
Substrato
ramificações
1
1
6
5
2
4
5
6
4
3
7
7
4
2
Ciclo até a
Ciclo até o aparecimento
diferenciação
1º botão floral
2
1
3
5
1
2
4
4
7
6
7
3
5
7
Conteúdo B Conteúdo Cu
Conteúdo Fe
Conteúdo Mn
6
6
7
7
4
4
5
2
3
1
1
6
5
5
4
1
1
3
3
4
7
7
6
4
2
2
2
6
Número de
Φ haste
Φ haste principal
Φ flor
botões florais
principal a 5cm
a 10cm
1
1
1
1
5
6
6
6
4
2
4
4
6
7
5
5
3
3
3
3
7
4
7
7
2
5
2
2
Área foliar
Área foliar
Área foliar total
Fitomassa verde
ramificações haste principal
haste principal
parte aérea
1
1
1
1
5
5
5
5
4
2
3
3
6
6
6
6
3
4
4
4
7
7
7
7
2
3
2
2
70
(conclusão)
Tabela 18 - Valores da escala de sete pontos, cujos extremos correspondem ao maior valor (7) e menor valor (1), exceto para plastocrono e ciclo,
em que a escala é inversa, somatório final e ranking dos substratos para as variáveis químicas e porosidade total do substrato; teor e conteúdo de
nutrientes da parte aérea das plantas; e variáveis observadas nas plantas. Santa Maria, RS, 2011
Substratos*
1 - S+C
2 - S+H
3 - C+H
4 - S+C+H
5–T
6–M
7 - T+C
Substratos*
1 - S+C
2 - S+H
3 - C+H
4 - S+C+H
5–T
6–M
7 - T+C
Fitomassa seca
haste principal
1
6
2
5
4
7
3
Plastocrono
1
5
2
4
6
7
3
Fitomassa verde
ramificações
1
5
4
6
3
7
2
Somatório Final
119
219
178
221
199
281
196
Fitomassa seca
ramificações
1
5
4
6
2
7
3
Ranking
7º
3º
6º
2º
4º
1º
5º
Fitomassa verde
total parte aérea
1
5
4
6
3
7
2
Fitomassa seca
total parte aérea
1
6
4
6
2
7
3
Comprimento
máximo raiz
3
1
4
2
7
6
5
Fitomassa
seca de raiz
1
7
4
6
5
3
2
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus (S+H), 3=80% cinzas de casca de arroz + 20% húmus (C+H), 4=40% solo + 40% cinzas de
casca de arroz + 20% (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz (T+C).
71
72
Os substratos que mais se aproximaram do comercial foram o 4 (40% solo + 40%
cinzas de casca de arroz + 20% húmus de minhoca) e o 2 (80% solo + 20% húmus de
minhoca), respectivamente. Esses substratos apresentam a semelhança de serem compostos
por solo e pela mesma proporção de húmus de minhoca, o que sugere que a presença destes
materiais tem potencial para composição de misturas de substratos, ou ainda, utilizados como
alternativa ao substrato comercial. Além disso, foram superiores ao substrato 5 (100% turfa)
que é utilizada como padrão de comparação no estudo de novos materiais por suas excelentes
características físicas (SCHMITZ et al., 2002).O substrato 1 (50% solo + 50% cinza de casca
de arroz) foi o que apresentou menor pontuação nas notas das variáveis avaliadas e, como já
discutido, o menor conteúdo de nutrientes possivelmente foi a razão principal desse resultado.
De forma geral, a presença e/ou ausência de nutrientes influenciaram o crescimento e
desenvolvimento das mudas de cravina de jardim, com isso, como sugestão para trabalhos
futuros, poderia ser avaliado estes substratos com a presença de diferentes fontes e doses de
fertilizantes.
5 CONCLUSÕES
A produção comercial de mudas de cravina de jardim é influenciada pelo tipo de
substrato.
O conteúdo de nutrientes nos substratos foi o principal fator limitante no crescimento e
desenvolvimento de mudas de cravina de jardim.
O substrato Mecplant® foi o mais indicado para produzir mudas de cravina de jardim,
pois proporcionou qualidade nas mudas produzidas, para a maioria das variáveis observadas.
A combinação de solo e húmus de minhoca tem potencial para utilização como
substrato.
Os demais substratos apresentam possibilidade de utilização, mas com o uso de
adubação complementar e/ou corretivos.
REFERÊNCIAS
AGUIRRE C. E. C. Nutrición vegetal in flor de corte en el sur del estado de México. 2002.
Disponível em: <http://www.uaaan.mx/academic/Horticultura/Memhort02/Ponencia08.pdf>.
Acesso em: 20 ago. 2011.
ALLISON, L. E. Organic carbon. In: BLACK, C. A. Methods of soil analysis. Madison:
American Society of Agronomy, 1965. p. 1367-1378.
ANDRADE NETO, A. de; MENDES, A. N. G.; GUIMARÃES, P. T. G. Avaliação de
substratos alternativos e tipos de adubação para a produção de mudas de cafeeiro (Coffea
arábica L.) em tubetes. Ciência e Agrotecnologia, Lavras, v. 23, n. 2, p. 270–280, 1999.
ANTONIOLLI, Z. I. et al. Minhocultura e vermicompostagem. Santa Maria: Universidade
Federal de Santa Maria, 2002. 24 p. (Boletim Técnico, 3).
AQUINO, A. M.; NOGUEIRA, E. M. Fatores limitantes da vermicompostagem de esterco
suíno e de aves e influência da densidade populacional das minhocas na sua reprodução.
Seropédica: Embrapa Agrobiologia, 2001. 10 p. (Documentos, 147).
ARAUJO, A. G. et al. Substratos alternativos ao xaxim e adubação de plantas de orquídea na
fase de aclimatização. Ciência Rural, Santa Maria, v. 37, n. 2, p. 569-571, mar./abr. 2007.
ARAÚJO NETO, S. E. de. et al. Desenvolvimento de mudas de maracujazeiro amarelo com
uso de diferentes substratos e recipientes. In: CONGRESSO BRASILEIRO DE
FRUTICULTURA, 17., 2002, Belém. Anais... Belém: SBF, 2002. 1 CD-ROM.
BARBOSA, J. G. et al. Nutrição mineral e adubação de plantas ornamentais. Informe
Agropecuário, Belo Horizonte, v. 30, n. 249, p. 16-21, 2009.
BELASQUE JUNIOR, J. et al. Tamanho da amostra para quantificação do diâmetro de lesões
de cancro cítrico. Tropical Plant Pathology, v. 33, n. 04, p. 317-322, 2008.
BELLÉ, R. A. Caderno Didático: Floricultura. Santa Maria: [s.n.], 1997. 181 p.
BENINCASA, M. M. P. Análise de Crescimento de Plantas: Noções Básicas. Jaboticabal:
FUNEP, 2003. 41 p.
75
BLANCHARD, M. G; RUNKLE, E. S. Quantifying the thermal flowering rates of eighteen
species of annual bedding plants. Scientia Horticulturae, n. 128, p. 30-37, 2011.
BLANK, A. F. et al. Efeitos da adubação química e da calagem na nutrição de melissa e
hortelã-pimenta. Horticultura Brasileira, Brasília, v. 24, n. 2, p. 195-198, abr./jun. 2006.
BÔAS, R. L. V. et al. Exportação de nutrientes e qualidade de cultivares de rosa em campo e
em ambiente protegido. Horticultura Brasileira, Brasília, v. 26, n. 4, p. 515-519, out./dez.
2008.
BRAGA, C. de. L. Doses de nitrogênio no desenvolvimento de girassol ornamental
(Helianthus annuus L.) de vaso. 2009. 92 f. Dissertação (Mestrado em Agronomia) Faculdade de Ciências Agronômicas da Unesp, Botucatu, 2009.
BRAGA, G. N. M. Toxidez de Manganês nas plantas. 2011. Disponível em: <http://agronomi
acomgismonti.blogspot.com/2011/06/toxidez-de-manganes-nas-plantas.html>. Acesso em: 21
set. 2011.
BREDEMEIER, C.; MUNDSTOCK, C. M. Regulação da absorção e assimilação do
nitrogênio nas plantas. Ciência Rural, Santa Maria, v. 30, n .2, p. 365-372, 2000.
BRONDANI, G. E. et al. Ambiente de enraizamento e substratos na miniestaquia de erva
mate. Scientia Agraria, Curitiba, v. 8, n. 3, p. 257-267, 2007.
CALEGARIO, N. et al. Estimativa do crescimento de povoamentos de Eucalyptus baseada na
teoria dos modelos não lineares em multinível de efeito misto. Ciência Florestal, Santa
Maria, v. 15, n. 3, p. 285-292, 2005.
CAMARGOS, M. I. Produção e qualidade de tomate longa vida em estufa, em função do
espaçamento e do número de cachos por planta. 1998. 68 f. Dissertação (Mestrado em
Fitotecnia) - Universidade Federal de Viçosa, Viçosa, 1998.
CARGNELUTTI FILHO, A. et al. Tamanho de amostra de caracteres de cultivares de feijão.
Ciência Rural, Santa Maria, v. 38, n. 3, p. 635-642, mai./jun. 2008.
CARGNELUTTI FILHO, A. et al. Tamanho de amostra de caracteres de genótipos de soja.
Ciência Rural, Santa Maria, v. 39, n. 4, p. 983-991, jul. 2009.
76
CARGNELUTTI FILHO, A. et al. Tamanho de amostra de caracteres em híbridos de
mamoneira. Ciência Rural, Santa Maria, v. 40, n. 2, p. 280-287, fev. 2010.
CARGNELUTTI FILHO, A. et al. Tamanho de amostra e relações lineares de caracteres
morfológicos e produtivos de crambe. Ciência Rural, Santa Maria, v. 40, n. 11, p. 22622267, nov. 2010.
CARPES, R. H. Variabilidade da fitomassa de frutos de abobrinha italiana e de tomate e
o planejamento experimental. 2008. 92 f. Tese (Doutorado em Agronomia) - Universidade
Federal de Santa Maria, Santa Maria, 2008.
CARRIJÓ, O. A. et al. Fibra da casca do coco verde como substrato agrícola. Horticultura
Brasileira, Brasília, v. 20, n. 4, p. 533-535, dez. 2002.
CARVALHO, J. R. P. et al. Geoestatística na determinação da variabilidade espacial de
características químicas do solo sob diferentes preparos. Pesquisa Agropecuária Brasileira,
Brasília, v. 37, n. 8, p. 1151-1159, ago. 2002.
CASTRO, A. C. R. de. et al. Hastes florais de helicônia sob deficiência de macronutrientes.
Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 42, n. 9, p. 1299-1306, set. 2007.
CATAPATTI, T. R. et al. Tamanho de amostra e número de repetições para avaliação de
caracteres agronômicos em milho-pipoca. Ciência e Agrotecnologia, Lavras, v. 32, n. 3, p.
855-862, mai./jun. 2008.
CAVALCANTI, N. B.; RESENDE, G. M.; BRITO, L. T. L. Emergência e crescimento do
imbuzeiro (Spondias tuberosa) em diferentes substratos. Revista Ceres, Viçosa, v. 49, n. 282,
p. 97–108, 2002.
CONTE E CASTRO, A. M.; BACKES, C.; DOMINGUES, D. B. Substratos alternativos no
cultivo de crisântemo de vaso. Varia Scientia Agrárias, v. 01, n. 01, p. 11-21, 2010.
CUNHA FILHO, F. N.da.; TORRES, A. C.; CHARCHAR, J. M. Avaliação de substratos na
produção de mudas do abacaxizeiro ornamental [Ananas comosus (L.) Merr. var. bracteatus
(Lindl.) Coppens & F. Leal] em condições de casa de vegetação. Plant Cell Culture &
Micropropagation, Lavras, v. 4, n. 2, p. 70-75, 2008.
DANSEREAU, K.; KESSLER, J. R.; LU, W. Greenhouse production of Dianthus. Alabama
Cooperative Extension System. Alabama A&M and Auburn Universities. Alabama, EUA,
2007. p. 1-7. Disponível em: <http://www.aces.edu>. Acesso em: 20 set. 2011.
77
DE BOODT, M.; VERDONCK, O. The physical properties of the substrates in horticulture.
Acta Horticulturae, Wageningen, n. 26, p. 37-44, 1972.
DELLAI, J. et al. Filocrono em diferentes densidades de plantas de batata. Ciência Rural,
Santa Maria, v. 35, n. 6, p. 1269-1274, nov./dez. 2005.
DOURADO NETO, D. et al. Principles of crop modeling and simulation. I. Uses
ofmathematical models in agriculture science. Scientia Agricola, Piracicaba, v. 55, p. 46-50,
1998.
DUARTE, T. da S.; PEIL, R. M. N. Relações fonte: dreno e crescimento vegetativo do
meloeiro. Horticultura Brasileira, Brasília, v.28, n. 3, p.271-276, jul-set 2010.
ESTATCAMP. Portal do Action. Disponível em: <http://www.portalaction.com.br>. Acesso
em: 1 out. 2011.
FAGUNDES, J. G. et al. Crescimento, desenvolvimento e retardamento da senescência foliar
em girassol de vaso (Helianthus annuus L.): fontes de doses de nitrogênio. Ciência Rural,
Santa Maria, v. 37, n. 4, p. 983-993, jul./ago. 2007.
FAGUNDES, J. D. et al. Temperatura base, plastocrono e número final de nós no malmequerdo-campo. Ciência Rural, Santa Maria, v. 38, n. 9, p. 2471-2477, dez. 2008.
FARIA, R. T. et al. Performance of differents genotyps of brazilian orchid cultivation in
alternatives substrates. Brazilian Archives of Biology and Technology, Curitiba, v. 44, n. 4,
p. 337-342, 2001.
FARIAS, M. F. de. Manejo da irrigação na cultura do crisântemo. 2006. 93 f.
(Dendranthema grandiflorum Ramat Kitamura) de corte cultivado em ambiente
protegido. Tese (Doutorado em Agronomia) - Faculdade de Ciências Agronômicas da Unesp,
Botucatu, 2006.
FAVARIN, J. L. et al. Equações para a estimativa do índice de área foliar do cafeeiro.
Pesquisa Agropecuária Brasileira, v. 37, n. 6, p. 769-773, jun. 2002.
FERMINO, M. H. O uso da análise física na avaliação da qualidade de componentes em
substratos. In: FURLANI, A. M. C. et al. Caracterização, manejo e qualidade de
substratos para a produção de plantas. Campinas: Instituto Agronômico, 2002. p. 29-37.
78
FERMINO, M. H. Métodos de análise para caracterização física de substratos para
planta. 2003. 89 f. Tese (Doutorado em Fitotecnia) - Universidade Federal do Rio Grande do
Sul, Porto Alegre, 2003.
FERNANDES, E. N.; SILVA, P. S. L. Tamanho da amostra e método de amostragem para
caracteres da espiga do milho. Ciência e Agrotecnologia, Lavras, v. 20, n. 2, p. 252-256,
1996.
FERNÁNDEZ, S. et al. Radiometric characteristics of Triticum aestivum cv. astral under
water and nitrogen stress. International Journal of Remote Sensing, London, v. 15, n. 9, p.
1867-1884, 1994.
FERREIRA, C. A. et al. Desenvolvimento de mudas de bromélia (Neoregelia cruenta (R.
Graham) L.B. Smith) cultivadas em diferentes substratos e adubação foliar. Ciência e
Agrotecnologia, Lavras, v. 31, n. 3, p. 666-671, mai./jun. 2007.
FERREIRA, D. F. Estatística básica. 2. ed. Lavras: UFLA, 2009. 664 p.
FIGUEIREDO, M. A. de. et al. Fontes de potássio no crescimento in vitro de plantas de
orquídea Cattleya loddigesii. Ciência Rural, Santa Maria, v. 38, n. 1, p. 255-257, jan./fev.
2008.
FLOSS, E. L. Fisiologia das plantas cultivadas. Passo Fundo: UPF, ed. 4, 2008. 749p.
FOY, C. D.; CHANEY, R. L.; WHITE, M. C. The physiology of metal toxicity in plants.
Annual Review of Plant Physiology, Lancaster, v. 29, p. 511-566, 1978.
FREITAS, J. A. de. et al.Tamanho de amostra na parcela para caracterização da altura de
plantas de algodoeiro herbáceo Gossypium hirsutum. Ciência Rural, Santa Maria, v. 31, n. 4,
jul./ago. 2001.
FUNCK, G. R. D; FERNANDES, J. M. C; PIEROBOM, C. R. Modelagem do enchimento de
grãos em cultivares de trigo na presença de doenças foliares. Revista Brasileira de
Agrociência, Pelotas, v. 14, n. 1, p. 77-90, jan./mar. 2008.
FURLAN, R. A. Avaliação da nebulização e abertura de cortinas na redução da
temperatura do ar em ambiente protegido. 2001. 146 p. Tese (Doutorado em Irrigação e
Drenagem) – Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, Universidade de São Paulo,
Piracicaba, 2001.
79
GOSEK, C. F.; CARVALHO, R. I. N. de. Cultivo de ave-do-paraíso em diferentes substratos.
Scientia Agraria, Curitiba, v. 11, n. 1, p. 009-018, 2010.
GRANT, C. A. et al. Importância do fósforo no desenvolvimento inicial da planta.
Piracicaba: potafos, 2001. 16 p. (Informações Agronômicas, n. 95). Disponível em: <http://w
ww.ipni.org.br/ppiweb/bra zil.pdf>. Acesso em: 10 dez. 2011.
GRUSZYNSKI, C. Produção comercial de crisântemos: vaso, corte e jardim. Guaíba:
Agropecuária, 2001. 166 p.
GUERRINI, I. A; TRIGUEIRO, R. M. Atributos físicos e químicos de substratos compostos
por biossólidos e casca de arroz carbonizada. Revista Brasileira de Ciência do Solo, Viçosa,
n. 28, p. 1069-1076, 2004.
HELDWEIN, A. B. et al. Plastocrono e rendimento de feijão-de-vagem cultivado sob
ambiente protegido e no ambiente externo em semeadura tardia no outono. Ciência Rural,
Santa Maria, v. 40, n. 4, p. 768-773, abr. 2010.
HIGAKI, T.; IMAMURA, J. S.; PAULL, R. E. N, P and K rates and leaf tissue standards for
optimum Anthurium andreanum flower production. HortScience, Alexandria, v. 27, n. 8, p.
909- 912, 1992.
HODGES, T. Introduction. In: HODGES, T. Predicting crop phenology. Boston: CRC,
1991. p. 1-2.
IBRAFLOR. Uma visão do mercado de flores. 2011. Disponível em: <http://www.ibraflor.
com/publicacoes/vw.php?cod=21>. Acesso em: 28 set. 2011.
JUNQUEIRA, A. H.; PEETZ, M. S. 2011 (janeiro a maio): Balanço do comércio exterior da
floricultura brasileira. São Paulo, 2011. Disponível em: <http://www.ibraflo r.com/publicacoe
s/vw.php?cod=161>. Acesso em: 28 set. 2011.
KÄMPF, A. N. Análise física de substratos para plantas. Boletim Opinião, v. 26, n. 1,
jan./mar. 2001.
KÄMPF, A. N. Produção comercial de plantas ornamentais. Agropecuária Guaíba, 2005,
2. ed., 254 p.
80
KEIJZER, R. What are good quality criteria for peat? In: SCHMILEWSKI, G.;
ROCHEFORT, L. (eds). Peat in horticulture. Pärnu: International Peat Society, 2002. p.
108- 116.
KOEFENDER, J. et al. Estimativa do filocrono em calêndula. Ciência Rural, Santa Maria, v.
38, n. 5, ago. 2008.
KROPFF, M. J. et al. The rice model Oryza1 and its testing. In: MATTHEWS, R. B.; KRPFF,
M. J.; BACHELET, D.; VAN LAAR, H. H. (Ed.). Modeling the impact of climate change
on rice production in Asia. Manila: International Rice Research Institute, 1995, p. 27-50.
LACERDA, M. R. B. et al. Características físicas e químicas de substratos à base de pó de
coco e resíduo de sisal para produção de mudas de sabiá (Mimosa caesalpiniaefolia Benth).
Revista Árvore, Viçosa, v. 30, n. 2, p. 163-170, 2006.
LARSON, R. A. Introduction to floriculture. San Diego, California, 2. ed., 1992. 636 p.
LEAL, L. et al. Propagação por sementes de Schlumbergera truncata (Haw.) Moran (flor-demaio) em diferentes substratos. Acta Scientiarum Biological Sciences, Maringá, v. 29, n. 3,
p. 277-280, 2007.
LEITE, M. S. O. et al. Sample size for full-sib family evaluation in sugarcane. Pesquisa
Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 44, n. 12, p. 1562-1574, dez. 2009.
LIBARDI, P. L. Dinâmica da água no solo. São Paulo: USP, 2005. 335 p.
LIMA, R. L. S. et al. Crescimento de mudas de cajueiro anão precoce CCP–76 submetidas a
adubação orgânica e mineral. Revista Brasileira de Fruticultura, Jaboticabal, v. 23, n. 2,
2001.
LOPES, S. J. et al. Models to estimate phytomass accumulation of hydroponic lettuce.
Scientia Agricola, São Paulo, v. 61, p. 392-400, 2004.
LOPES, S. J et al. Cronograma de amostragem de alface cultivada em hidroponia para ajuste
de curvas de crescimento vegetativo. Pesquisa Agropecuária Brasileira, Brasília, v. 42, n.
10, p. 1451-1457, out. 2007.
LORENTZ, L. H. et al. Variação temporal do tamanho de amostra para experimentos em
estufa plástica. Ciência Rural, Santa Maria, v. 34, n. 4, p. 1043-1049, jul./ago. 2004.
81
LORENTZ L. H. et al. Variabilidade da produção de frutos de pimentão em estufa plástica.
Ciência Rural, Santa Maria, v. 35, n. 2, p. 316-323, mar./abr. 2005.
LOUREIRO, C. B. et al. Tamanho de amostra e pressuposições para variáveis de crescimento
de alface em diferentes substratos. In: 56a REUNIÃO ANUAL DA REGIÃO BRASILEIRA
DA SOCIEDADE INTERNACIONAL DE BIOMETRIA E 14º SIMPÓSIO DE
ESTATÍSTICA APLICADA À EXPERIMENTAÇÃO AGRONÔMICA. 2011, Maringá.
Anais... Maringá: UEM, 2011.
LUCAS, M. A. K. et al. Avaliação de diferentes composições de substratos para a aclimatação
de mudas de morangueiro (Fragaria x ananassa Duch.). Ciência Rural, Santa Maria, v. 8, n.
1, p. 16-23, 2003.
LÚCIO, A. D. et al. Tamanho da amostra e método de amostragem para avaliação de
características do pimentão em estufa plástica. Horticultura Brasileira, Brasília, v. 21, n. 2,
p. 180-184, 2003.
LÚCIO, A. D. et al. Excesso de zeros nas variáveis observadas: estudo de caso em
experimento com brócolis. Bragantia, Campinas, v. 69, n. 4, p. 1035-1046, 2010.
LUDWIG et al. Cultivo de amor-perfeito em terra de subsolo com diferentes concentrações de
vermicomposto. 2011. Disponível em: <http://www.abhorticultura.com.br/bibliteca/arquivos
/Download/Biblioteca/44_229.pdf>. Acesso em: out. 2011.
LYRA, G. B et al. Modelo de crescimento logístico e exponencial para milho BR 106, em três
épocas de plantio. Revista Brasileira de Milho e Sorgo, v. 7, n. 3, p. 211-230, 2008.
MACIEL, A. L. de. R. et al. Aclimatação de plantas de violeta (Saintpaulia ionantha wendl)
obtidas in vitro: efeitos do substrato. Ciência e Agrotecnologia, Lavras, v. 24, n. 1, p. 9-12,
jan./mar. 2000.
MAIA, E. et al. Método de comparação de modelos de regressão não-lineares em bananeiras.
Ciência Rural, Santa Maria, v. 39, n. 5, p. 1380-1386, ago. 2009.
MALAVASI, U. C. Macropropagação vegetativa de coníferas - perspectivas biológicas e
operacionais. Floresta e Ambiente, Rio de Janeiro, v. 1, n. 1, p. 131-35, 1994.
MALAVOLTA, E.; VITTI, C.; OLIVEIRA, S. A. de. Avaliação do estado nutricional das
plantas: princípios e aplicações. 2. ed. Piracicaba: pofatos, 1997. 319 p.
82
MALAVOLTA, E. Manual de nutrição mineral de plantas. São Paulo: Editora
Agronômica Ceres Ltda, 2006. 638 p.
MARODIM, V. S. et al. Delineamento experimental e tamanho de amostra para alface
cultivada em hidroponia. Ciência Rural, Santa Maria, v. 30, n. 5, p. 779-781, 2000.
MARTINS, F. B. et al. Estimativa da temperatura-base para emissão de folhas e do filocrono
em duas espécies de eucalipto na fase de muda. Revista Árvore, Viçosa, v. 31, p. 373-381,
2007.
MARTINS, J. D. et al. Plastocrono e número final de nós de cultivares de soja em função da
época de semeadura. Ciência Rural, Santa Maria, Online, 2011.
MATTOS, J. K. de A. Plantas medicinais: aspectos agronômicos. Brasília, DF: [s.n.], 1996.
51 p.
MAUAD, M. et al. Enraizamento de estacas de azaléia tratadas com concentrações de ANA
em diferentes substratos. Ciência e Agrotecnologia, Lavras, v. 28, n. 4, p. 771-777, 2004.
MELLO, R. P. Consumo de água do lírio asiático em vaso com diferentes substratos.
2006. 74 f. Dissertação (Mestrado em Engenharia Agrícola) – Universidade Federal de Santa
Maria, Santa Maria, 2006.
MELO, A. S. et al. Efeito de substratos orgânicos organo–minerais na formação de mudas de
maracujazeiro (Passiflora edulis). Revista Científica Rural, Bagé, v. 8, n. 2, p. 116-121,
2003.
MENEGUCE, B. et al. Propagação vegetativa de Epidendrum ibaguense Lindl. (Orchidaceae)
em substratos alternativos ao xaxim. Semina: Ciências Agrárias, Londrina, v. 25, n. 2, p.
101-106, abr./jun. 2004.
MILANI, M. Cravina de jardim (Dianthus chinensis L. ‘Dianthus F1 Diamond’). 2011. 2
fotografias, color., 5,28 cm x 4,46 cm.
MILANI, M. Escala de notas, de 2 a 5, a partir da esquerda, para a cobertura do
substrato pelas plantas. 2011. 4 fotografias, color., 3,82 cm x 3,24 cm.
83
MILANI, M. Determinação do diâmetro da haste principal (A) e da flor (B);
determinação da área foliar (C) e do comprimento máximo de raiz (D). 2011. 4
fotografias, color., 4,31 cm x 3,97 cm.
NAIFF, A. P. M. Crescimento, composição mineral e sintomas visuais de deficiências de
macronutrientes em plantas de Alpinia purpurata cv. jungle king. 2007. 75 f. Dissertação
(Mestrado Agronomia) - Universidade Federal Rural da Amazônia, Belém, 2007.
NETO, C. P. C. T. et al. Efeito de diferentes substratos na aclimatização “ex vitro” de mudas
de violeta africana (Saintpaulia ionantha wendl). Revista de biologia e ciência da terra, v.
4, n. 2, s/p, 2004.
NOWAK, J.; RUDNICKI, R. M. Postharvest handling and storage of cut flowers, florist
greens and potted plants. Portland: Timber Press, 1990. 210 p.
NTIA/EMBRAPA - NÚCLEO TECNOLÓGICO PARA INFORMÁTICA. SOC – Software
Científico. Campinas, São Paulo. 1986, 1988, 1989.
OLIVEIRA, L. C. et al. Aproveitamento de casca de vime como componente de substrato
para cultivo de plantas ornamentais. Revista de Ciências Agroveterinárias, Lages, v. 4, n. 2,
p. 126-132, 2005.
OLIVEIRA, L. L.; CASTILHO, R. M. M. de.; FERNANDES, E. M. L. Utilização de adubos
de liberação lenta na produção de Dianthus caryophyllus L. In: SIMPÓSIO DE INICIAÇÃO
CIENTÍFICA DA USP, 14., 2011, São Paulo. Anais eletrônicos... São Paulo: USP, 2011.
Disponível em: <http://sistemas.usp.br/siicusp/cdOnlineTrabalhoVisualizarResumo?numeroI
nscricaoTrabalho=1245&numeroEdicao=14>. Acesso em: 3 nov. 2011.
PAULA, G. M. de.; STRECK, N. A. Temperatura base para emissão de folhas e nós,
filocrono e plastocrono das plantas daninhas papuã e corriola. Ciência Rural, Santa Maria, v.
38, n. 09, p. 2457-2463, dez. 2008.
PEREIRA, A. R.; MACHADO, E. C. Análise quantitativa do crescimento e
desenvolvimento de comunidade vegetal. Campinas, Instituto Agronômico, 1987. 33 p.
(Boletim Técnico, 114).
PÉREZ, D. V. Química na agricultura. 2011. Disponível em: <http://web.ccead.pucrio.br/mv
sl/Sala%20de%20Leitura/conteudos/SL_quimica_na_agricultura.pdf>. Acesso em: 3 set.
2011.
84
PILON, P. Dianthus. Greenhouse Product News. v. 14, n. 6, 2004. Disponível em: <http://
www.gpnmag.com/Dianthus-article5249>. Acesso em: mar. 2011.
PIO, R. et al. Efeito de diferentes substratos no crescimento de mudas de nespereira. Revista
Brasileira de Agrociência, Pelotas, v. 10, n. 3, p. 309-312, jul./set. 2004.
REGAZZI, A. J. Teste para verificar a igualdade de parâmetros e a identidade de modelos de
regressão não-linear. Revista Ceres, Viçosa, v. 50, n. 287, p. 9-26, 2003.
ROCHA, E. L. J. et al. Aclimatização de mudas micropropagadas de helicônia em ambiente
protegido em função do tipo de substrato. Ciência Agrotecnologia, Lavras, v. 33, n. 6, p.
1457-1462, nov./dez. 2009.
RODRIGUES, T. M. et al. Níveis de potássio em fertirrigação interferindo no
crescimento/desenvolvimento e qualidade do crisântemo. Ciência Agrotecnologia, Lavras, v.
32, n. 4, p. 1168-1175, jul./ago. 2008.
ROZANE, D. E. et al. Tamanho da amostra foliar para avaliação do estado nutricional de
goiabeiras com e sem irrigação. Revista Brasileira de Engenharia Agrícola e Ambiental,
Campina Grande, v. 13, n. 03, p. 233-239, 2009.
SAKATA ORNAMENTALS. Dianthus Diamond. 2011. Disponível em: <http://www.s
akataornamentals.com/ccL ib/image/plants/PDF-3277.pdf>. Acesso: mar. 2011.
SAKATA SEED SUDAMERICA LTDA®. Dianthus F1 Diamond. 2011. Disponível em: <h
ttp://www.sakata.com.br/index.php?action=catalogo&cultura=3&produto=4&language=pt>.
Acesso: mar. 2011.
SALAVADOR, E. D. et al. Estudo das características físicas adequadas ao crescimento de
gloxínia (Sinningia speciosa). 2011. Disponível em: <http://www.abhorticultura.co
m.br/biblioteca/arquivos/Download/Biblioteca/44_338.pdf>. Acesso: 15 nov. 2011.
SANTOS, M. R. A. et al. Estudo de adubos e substrato orgânicos no desenvolvimento de
mudas micropropagadas de helicônia. Horticultura Brasileira, Brasília, v. 24, n. 3, p. 273278, jul./set. 2006.
SANTOS, P. M. dos. Frequência de amostragem de plantas de alface hidropônica para
ajuste de curvas de crescimento. 2006. 80 f. Dissertação (Mestrado em Agronomia) –
Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria, 2006.
85
SANTOS, P. M. dos. et al. Cronograma de amostragem de plantas de alface hidropônica para
ajuste de curvas de crescimento. Ciência Rural, Santa Maria, v. 37, n. 6, p. 1601-1608,
nov./dez. 2007.
SCHWAMBACH, J.; FADANELLI, C.; FETT-NETO, A. G. Mineral nutrition and
adventitious rooting in microcuttings of Eucaliptus globules. Tree Physiology, v. 25, p. 487494, 2005.
SCHMITZ, J. A. K.; SOUZA, P. V. D. de.; KÄMPF, A. N. Propriedades químicas e físicas de
substratos de origem mineral e orgânica para o cultivo de mudas em recipientes. Ciência
Rural, Santa Maria, v. 32, n. 6, p. 937-944, 2002.
SCHWAB, N. T. Disponibilidade hídrica no cultivo de cravina em vasos com substrato
de cinzas de casca de arroz. 2011. 79 f. Dissertação (Mestrado em Engenharia Agrícola) –
Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria, 2011.
SILVA, E. L.; MARTINEZ, L. F.; YITAYEW, M. Relação entre coeficientes de cultura e
gruas-dia de desenvolvimento da alface. Horticultura Brasileira, Brasília, v. 17, n. 2, p. 134142, 1999.
SILVA, G. O; VIEIRA, J. V; VILLELA, M. S. Tamanho de amostra para avaliação de
caracteres de cenoura em sistemas de cultivo agroecológico. Horticultura Brasileira,
Brasília, v. 27, n. 2, abr./jun. 2009.
SILVEIRA, E. B. et al. Pó de coco como substrato para produção de mudas de tomateiro.
Horticultura Brasileira, Brasília, v. 20, n. 2, p. 211-216, jun. 2002.
SILVEIRA JÚNIOR, P. et al. Estatística geral – inferência estatística. Pelotas: UFPEL DME, 1980. 156p.
SOUSA, H. H. de. F. et al. Produção de mudas de zínia em substratos à base de resíduos
orgânicos em diferentes tamanhos de recipientes. In: ENCONTRO NACIONAL SOBRE
SUBSTRATOS PARA PLANTAS. MATERIAIS REGIONAIS COMO SUBSTRATOS, 6.,
2008, Fortaleza. Anais eletrônicos... Fortaleza: UFC, 2008. Disponível em: <http://www.cnp
at.embrapa.br/viensub/Trab_PDF/sub_67.pdf>. Acesso em: 6 dez. 2011.
SOUZA, M. F. et al. Tamanho da amostra para peso da massa de frutos, na cultura da abóbora
italiana em estufa plástica. Revista Brasileira de Agrociência, Pelotas, v. 8, n. 2, p. 123-128,
2002.
86
SOUZA, P. V. et al. Substratos e fungos micorrízicos arbusculares no desenvolvimento
vegetativo de citrange ‘Troyer’. Agropecuária Catarinense, Florianópolis, v. 16, n. 3, p. 84 88, 2003.
SOUZA, S. R.; FERNANDES, M. S. Nitrogênio. In: FERNANDES (ed). Nutrição mineral
de plantas. Viçosa: Sociedade Brasileira de Ciências do Solo, 432 p. 2006.
STEFFEN, G. P. K. Substratos à base de casca de arroz e esterco bovino para a
multiplicação de minhocas e produção de mudas de alface, tomateiro e boca-de-leão.
2008. 97 p. Dissertação (Mestrado em Ciência do Solo) – Universidade Federal de Santa
Maria, Santa Maria, 2008.
STORCK, L. et al. Experimentação vegetal. 2. ed. Santa Maria: UFSM, 2006. 198 p.
STORCK, L. et al. Sample size for single, double, and three-way hybrid corn ear traits.
Scientia Agricola, Piracicaba, v. 64, n. 1, p. 30-35, jan./fev. 2007.
STRECK, N. A. et al. Estimativa do plastocrono em meloeiro (Cucumis melo L.) cultivado
em estufa plástica em diferentes épocas do ano. Ciência Rural, Santa Maria, v. 35, p. 12751280, nov./dez. 2005.
STRECK, N. A. et al. Estimativa do plastocrono em cultivares de soja. Bragantia, Campinas,
v. 67, n. 1, p. 67-73, 2008.
TAIZ, L.; ZEIGER, E. Fisiologia vegetal. 4. ed. Porto Alegre: Artmed, 2009. 848 p.
TERRA, S. B. Crescimento e estado nutricional de crisântemo (Dendranthema
grandiflora Tzvelev) cultivado em vaso sob fertirrigação. 2004. 85 p. Tese (Doutorado em
Agronomia) - Universidade Federal de Pelotas, Pelotas, 2004.
TOEBE, M. et al. Estimativa de plastocrono em crambe. Ciência Rural, Santa Maria, v. 40,
n. 4, p. 793-799, abr. 2010.
TRINDADE, A. V. et al. Crescimento e nutrição de mudas de Eucaliptus grandis em resposta
a composto orgânico ou adubação mineral. Revista Ceres, Viçosa, v. 276, n. 48, p. 181–194,
2001.
VERDONCK, O.; GABRIELS, R. Substrate requirements for plants. Acta Horticulturae,
Wageningen, v. 221, p. 19-23, 1988.
87
VIEIRA, N. M. B. et al. Altura de planta e acúmulo de material seca do feijoeiro cvs. BRS
MG Talismã e Ouro Negro em plantio direto e convencional. Ciência e Agrotecnologia,
Lavras, v. 32, n. 6, p. 1687-1693, nov./dez. 2008.
WILHELM, W. W.; McMASTER, G. S. Importance of the phyllochron in studying
development and growth in grasses. Crop Science, Madison, v. 35, n.1, p.1-3, 1995.
XUE, Q. et al. Predicting leaf appearance in field-grown winter wheat: evaluating linear and
non-linear models. Ecological Modelling, v. 175, p. 261-270, 2004.
ZANON, M. L. B. et al. Tamanho de amostra para experimentos de Eucalyptus saligna Smith
em viveiro. Ciência Florestal, Santa Maria, v. 7, n. 1, 1997.
APÊNDICES
(continua)
Apêndice A – Estatísticas básicas para cada variável observada com cravina de jardim, em função do substrato utilizado. Santa Maria,
RS, 2011.
Substratos*
6
4
2
5
7
3
1
1
3
4
2
5
6
7
3
1
2
4
7
6
5
1
3
6
4
2
Variável observada
Cobertura do substrato
Cobertura do substrato
Cobertura do substrato
Cobertura do substrato
Cobertura do substrato
Cobertura do substrato
Cobertura do substrato
Ciclo de produção (DAR)
Ciclo de produção (DAR)
Ciclo de produção (DAR)
Ciclo de produção (DAR)
Ciclo de produção (DAR)
Ciclo de produção (DAR)
Ciclo de produção (DAR)
Ciclo até a diferenciação (DAR)
Ciclo até a diferenciação (DAR)
Ciclo até a diferenciação (DAR)
Ciclo até a diferenciação (DAR)
Ciclo até a diferenciação (DAR)
Ciclo até a diferenciação (DAR)
Ciclo até a diferenciação (DAR)
Ciclo até o aparecimento do 1º botão floral (DAR)
Ciclo até o aparecimento do 1º botão floral (DAR)
Ciclo até o aparecimento do 1º botão floral (DAR)
Ciclo até o aparecimento do 1º botão floral (DAR)
Ciclo até o aparecimento do 1º botão floral (DAR)
Mínimo
4
3
3,5
3
3
2
2
50
48
48
46
46
49
46
26
26
31
31
26
31
26
43
31
36
36
36
Média
4,71429
4,30179
4,27143
3,88571
3,80893
3,6125
2,35714
74,2143
65,3929
54,8571
54,4821
54,4821
54,3571
53,8393
40,7885
40,7708
36
35,3929
35,2679
35,1964
35,1964
57,0625
47,6346
42,6786
42,6071
42,5536
Mediana
4,7
4,5
4,5
4
4
3,5
2,5
74,5
64
54
54
54
54
53,5
38
42,5
36
36
36
36
36
54
47
43
43
43
Máximo
5
4,9
5
4,8
4,5
4,8
3
89
89
64
65
64
63
65
64
64
45
45
45
45
45
87
71
47
47
47
Desvio padrão
0,229963295
0,388231923
0,411522356
0,512898562
0,501371496
0,602739956
0,377964473
12,74464492
10,42493265
3,680062111
4,216810822
4,164748476
3,5748036
4,224503352
7,912106728
9,491854477
3,469346284
2,72148737
3,266864337
3,118389111
3,24412556
12,2185876
6,817016903
3,093142814
3,072923224
3,224450019
89
(continuação)
Apêndice A – Estatísticas básicas para cada variável observada com cravina de jardim, em função do substrato utilizado. Santa Maria,
RS, 2011.
Substratos*
5
7
4
2
7
6
5
1
3
6
2
4
3
5
7
1
6
2
4
3
5
7
1
6
4
2
3
Variável observada
Ciclo até o aparecimento do 1º botão floral (DAR)
Ciclo até o aparecimento do 1º botão floral (DAR)
Diâmetro da flor (cm)
Diâmetro da flor (cm)
Diâmetro da flor (cm)
Diâmetro da flor (cm)
Diâmetro da flor (cm)
Diâmetro da flor (cm)
Diâmetro da flor (cm)
Diâmetro da haste principal a 5cm da base (mm)
Diâmetro da haste principal a 5cm da base (mm)
Diâmetro da haste principal a 5cm da base (mm)
Diâmetro da haste principal a 5cm da base (mm)
Diâmetro da haste principal a 5cm da base (mm)
Diâmetro da haste principal a 5cm da base (mm)
Diâmetro da haste principal a 5cm da base (mm)
Diâmetro haste principal a 10cm da base (mm)
Diâmetro haste principal a 10cm da base (mm)
Diâmetro haste principal a 10cm da base (mm)
Diâmetro haste principal a 10cm da base (mm)
Diâmetro haste principal a 10cm da base (mm)
Diâmetro haste principal a 10cm da base (mm)
Diâmetro haste principal a 10cm da base (mm)
Número de botões florais
Número de botões florais
Número de botões florais
Número de botões florais
Mínimo
33
31
2,8
3
2,7
3
2,5
2,7
1,5
2,82
2,78
2,36
1,92
2,32
2,2
1,03
2,78
1,79
2,02
1,39
1,78
1,19
1,18
9
3
4
0
Média
42,0536
41,4464
3,47321
3,4375
3,4
3,37857
3,30357
3,18542
3,03269
3,97893
3,36625
3,26127
3,16893
2,91054
2,83161
1,77841
3,46
2,80786
2,69786
2,62107
2,40482
2,35321
1,64125
24,3571
10,1071
9,44643
8,46429
Mediana
43
43
3,5
3,5
3,5
3,4
3,3
3,15
3,1
3,975
3,3
3,21
3,22
2,9
2,86
1,745
3,345
2,8
2,695
2,66
2,405
2,36
1,69
24
9
9
8
Máximo
50
50
4
3,8
4
3,8
3,8
3,6
3,7
4,8
4,19
4,58
4
3,59
3,33
2,7
4,78
3,49
3,45
3,53
3,16
3,34
2,11
40
25
22
19
Desvio padrão
3,450531674
3,870257886
0,266622697
0,230858083
0,320794468
0,224591982
0,291681199
0,217323745
0,499301926
0,353808775
0,31878498
0,381856017
0,44158672
0,300026785
0,285458335
0,395938351
0,409589595
0,33566062
0,304450111
0,434036775
0,301915046
0,419016629
0,300352571
8,321775535
4,6502339
3,40544827
4,643526425
90
(continuação)
Apêndice A – Estatísticas básicas para cada variável observada com cravina de jardim, em função do substrato utilizado. Santa Maria,
RS, 2011.
Substratos*
5
7
1
6
4
2
3
5
7
1
6
4
2
3
5
7
1
6
4
2
5
7
3
1
6
4
2
Variável observada
Número de botões florais
Número de botões florais
Número de botões florais
Número de ramificações
Número de ramificações
Número de ramificações
Número de ramificações
Número de ramificações
Número de ramificações
Número de ramificações
Área foliar das ramificações (cm2)
Área foliar das ramificações (cm2)
Área foliar das ramificações (cm2)
Área foliar das ramificações (cm2)
Área foliar das ramificações (cm2)
Área foliar das ramificações (cm2)
Área foliar das ramificações (cm2)
Área foliar da haste principal (cm2)
Área foliar da haste principal (cm2)
Área foliar da haste principal (cm2)
Área foliar da haste principal (cm2)
Área foliar da haste principal (cm2)
Área foliar da haste principal (cm2)
Área foliar da haste principal (cm2)
Fitomassa seca das ramificações (g)
Fitomassa seca das ramificações (g)
Fitomassa seca das ramificações (g)
Mínimo
3
2
0
12
10
8
6
7
5
0
73,5
171,1
107,25
55,6
79,57
42,6
0
132,88
121,3
113,18
113,64
85,78
10,11
45,9
0,8828
1,009
0,7471
Média
7,94643
7,66071
1,41071
15,5
12,5179
12,2143
11
10,3929
10,125
3,5
643,957
283,202
258,08
205,575
171,725
160,214
14,857
197,969
174,736
170,504
149,733
145,665
113,113
74,3941
4,81279
1,82819
1,80022
Mediana
6
5
1
15
13
12
11
10,5
10
4
641,59
274,27
263,39
210,22
162,785
138,8
8,9
196,055
175,23
170,545
147,715
142,95
121,39
70,1
5,263
1,726
1,84
Máximo
21
25
5
19
16
15
15
14
14
9
963,8
413
408,6
383,45
269,65
322,75
71,22
291,17
277,07
226,32
183
228,38
199,1
131,1
6,814
3,105
2,957
Desvio padrão
4,637474402
5,153204778
1,07495092
1,705605731
1,684054322
1,569183757
2
1,744378727
2,000568101
3,110100846
169,7299722
59,63395771
67,08693584
77,34470216
47,91718477
77,06000848
18,82654421
32,93690753
29,30064052
20,45353793
16,6757973
29,01721307
47,47396336
20,02200497
1,466705423
0,471654324
0,450379051
91
(continuação)
Apêndice A – Estatísticas básicas para cada variável observada com cravina de jardim, em função do substrato utilizado. Santa Maria,
RS, 2011.
Substratos*
3
7
5
1
6
4
2
3
5
7
1
6
4
2
5
3
7
1
6
2
4
5
7
3
1
2
4
Variável observada
Fitomassa seca das ramificações (g)
Fitomassa seca das ramificações (g)
Fitomassa seca das ramificações (g)
Fitomassa seca das ramificações (g)
Fitomassa verde das ramificações (g)
Fitomassa verde das ramificações (g)
Fitomassa verde das ramificações (g)
Fitomassa verde das ramificações (g)
Fitomassa verde das ramificações (g)
Fitomassa verde das ramificações (g)
Fitomassa verde das ramificações (g)
Fitomassa verde da haste principal (g)
Fitomassa verde da haste principal (g)
Fitomassa verde da haste principal (g)
Fitomassa verde da haste principal (g)
Fitomassa verde da haste principal (g)
Fitomassa verde da haste principal (g)
Fitomassa verde da haste principal (g)
Fitomassa seca da haste principal (g)
Fitomassa seca da haste principal (g)
Fitomassa seca da haste principal (g)
Fitomassa seca da haste principal (g)
Fitomassa seca da haste principal (g)
Fitomassa seca da haste principal (g)
Fitomassa seca da haste principal (g)
Fitomassa seca de raiz (g)
Fitomassa seca de raiz (g)
Mínimo
0,341
0,2774
0,4953
0
16,2
4,98
3,95
2,34
2,72
1,44
0
6,23
4,34
4,87
4,51
1,78
3,57
1,72
0,9455
0,9348
0,906
0,8513
0,679
0,411
0,39
0,82
0,901
Média
1,46275
1,08758
1,0586
0,1077
25,4157
9,45589
8,94982
8,48071
5,29018
5,10804
0,50321
8,52089
6,86339
6,81804
5,69089
5,575
5,52857
2,74446
1,57055
1,38675
1,35349
1,13029
1,12213
0,92261
0,61136
1,38489
1,27306
Mediana
1,5135
0,965
1,0275
0,0665
26,195
9,35
9,125
8,94
5,165
4,51
0,325
8,49
6,865
6,835
5,665
5,79
5,59
2,525
1,5955
1,38295
1,3525
1,12585
1,1225
0,921
0,5725
1,2815
1,205
Máximo
2,67
4,466
1,803
0,509
33,69
14,19
13,48
15,75
8,47
10,02
2,28
11,71
9,52
8,77
9,73
8,37
7,74
5,19
2,022
1,883
1,828
1,45
1,687
1,354
1,16
2,555
1,807
Desvio padrão
0,558036656
0,657504598
0,326241544
0,130241862
5,067545885
2,0690435
2,038551617
3,127146743
1,399655141
2,358685628
0,59351375
1,189201836
0,808746003
0,841598954
0,74505467
1,683952062
1,000871309
0,770284291
0,262330457
0,18407863
0,180706879
0,119388738
0,215305114
0,25483718
0,163432881
0,433754296
0,249135354
92
(conclusão)
Apêndice A – Estatísticas básicas para cada variável observada com cravina de jardim, em função do substrato utilizado. Santa Maria,
RS, 2011.
Substratos*
5
3
6
7
1
5
6
7
3
1
4
2
3
7
4
2
5
6
1
Variável observada
Fitomassa seca de raiz (g)
Fitomassa seca de raiz (g)
Fitomassa seca de raiz (g)
Fitomassa seca de raiz (g)
Fitomassa seca de raiz (g)
Comprimento máximo de raiz (cm)
Comprimento máximo de raiz (cm)
Comprimento máximo de raiz (cm)
Comprimento máximo de raiz (cm)
Comprimento máximo de raiz (cm)
Comprimento máximo de raiz (cm)
Comprimento máximo de raiz (cm)
Plastocrono (ºC dia nó-1)
Plastocrono (ºC dia nó-1)
Plastocrono (ºC dia nó-1)
Plastocrono (ºC dia nó-1)
Plastocrono (ºC dia nó-1)
Plastocrono (ºC dia nó-1)
Plastocrono (ºC dia nó-1)
Mínimo
0,7976
0,165
0,3675
0,6
0,294
13,5
13
12,1
11,1
11,2
10
10,1
57,0877
53,6068
53,7661
52,414
53,7661
52,0143
56,5339
Média
1,02249
0,95571
0,93362
0,75045
0,5168
16,125
15,01
14,94
14,6
14,305
14
13,67
68,9445
61,8802
61,612
61,6019
60,3565
60,1548
94,0916
Mediana
1,0448
0,96555
0,6579
0,7635
0,5315
16,05
15
14,65
14,45
14,6
14,25
13,55
68,2603
60,8358
61,4103
61,2002
60,1705
59,6233
93,884
Máximo
1,3
1,566
2,584
0,9266
0,758
19
17,2
20
19
16
16,5
17,1
84,6409
75,95
71,6586
73,343
70,3021
70,3245
153,996
Desvio padrão
0,159546696
0,378308289
0,629328882
0,103374305
0,12356869
1,788817604
1,092028532
2,107979826
2,049133321
1,242863841
1,49419931
1,527674531
6,514542191
4,235482908
3,960015551
3,92333566
3,78677419
4,341204887
21,27308783
*1=50% solo + 50% cinza de casca de arroz (S+C), 2=80% solo + 20% húmus de minhoca (S+H), 3=80% cinzas de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (C+H), 4=40%
solo + 40% cinzas de casca de arroz + 20% húmus de minhoca (S+C+H), 5=100% turfa (T), 6=100% Mecplant® (M), 7=50% turfa + 50% cinzas de casca de arroz (T+C).
93