Permeação Microbiana e Propriedades de Barreira de Filmes de

PERMEAÇÃO MICROBIANA E PROPRIEDADES DE BARREIRA
DE FILMES DE QUITOSANA
Amanda Luiza Basílio Belisário1, Lívia de Siqueira Estevam1, Henrique Selli Debone1,
Cristiana Maria Pedroso Yoshida1, Patrícia Santos Lopes1, Classius Ferreira da Silva1
1
Depto. de Ciências Exatas e da Terra, Universidade Federal de São Paulo, Diadema (SP), Brasil
E-mail: [email protected]
Resumo. Filmes de quitosana têm sido utilizados como curativos cicatrizantes para queimaduras. A
quitosana é um polímero natural que apresenta vantagens como atividades bacteriostática e fungistática,
baixa toxicidade, biocompatibilidade, além de propriedades cicatrizantes. As propriedades físicas e
biológicas destes filmes podem ser modificadas pela adição de substâncias ativas como fitoterápicos.
Neste trabalho utilizou-se a técnica de espalhamento – evaporação de solvente para preparação de
filmes de quitosana contendo dois diferentes fitoterápicos: um hidrofílico e outro hidrofóbico. Os filmes
obtidos foram avaliados quanto às propriedades de barreira ao vapor d’água e a capacidade de
movimentação de fluidos (Fluid Handling Capacity) de acordo com as normas ASTM E-96-00 e British
Standards EN 13726-1, respectivamente. Cinco repetições foram realizadas para estes testes. Os
resultados mostraram que os filmes contendo o fitoterápico hidrofóbico apresentaram menores
capacidade de movimentação de fluido e permeabilidade ao vapor d’água se comparados ao filme
contendo o fitoterápico hidrofílico. Para a determinação da permeação microbiana os filmes
previamente esterilizados foram fixados na boca de frascos de vidro contendo caldo nutriente estéril e
deixados sobre a bancada do laboratório pelo período de 10 a 15 dias. Como controle negativo utilizouse um filme de polímero sintético impermeável a microrganismos e o controle positivo foi realizado com
os frascos de vidro sem quaisquer filmes. Os resultados foram avaliados através da turvação do meio que
é um indicativo de permeação de bactérias.
Palavras-chave: Quitosana, Filmes, Curativos, Fitoterápicos
1.
INTRODUÇÃO
Segundo o Ministério da Saúde (disponível em www.datasus.gov.br, acessado em
02/05/2009), em 2008, aproximadamente 34 milhões de reais foram gastos em
procedimentos hospitalares no tratamento de queimados, sendo que 25 milhões
correspondem aos gastos com pacientes graves, que representam menos de um terço dos
pacientes. O custo médio de internação de um paciente em estado grave é de
R$ 4.300,00 (quatro mil e trezentos reais) por um período de aproximadamente de 13
dias. O tratamento, custeado pelo poder público, inclui o uso de curativos caros que na
maioria das vezes são importados e exigem troca freqüente. Desta forma, o
desenvolvimento de um curativo de baixo custo e proveniente de fontes renováveis e
naturais consiste em um grande desafio.
Os curativos cicatrizantes ainda são cada vez mais estudados no Brasil, embora
existam trabalhos e patentes de curativos de filmes biopoliméricos empregando até
mesmo a quitosana, não há curativos deste material que contenham fitoterápicos . A
demanda por medicamentos fitoterápicos vem crescendo mundialmente, sendo que no
Brasil, seu faturamento tem crescido mais de 10% ao ano (Freitas, 2007). Nos países
desenvolvidos representam uma alternativa de tratamento mais saudável ou menos
danosa. Em países em desenvolvimento, uma alternativa mais barata aos medicamentos
alopáticos.
Neste sentido, o desenvolvimento de filmes de quitosana contendo fitoterápicos
torna-se muito atrativo. Sob o ponto de vista econômico, a quitosana é um biopolímero
relativamente barato, abundante e produzido no Brasil. Por outro lado, a flora brasileira
disponibiliza uma diversidade de fitoterápicos com propriedades cicatrizantes e antiinflamatórias já reconhecidas na literatura. Sob o ponto de vista da propriedade
intelectual, pois muitas empresas estrangeiras têm realizado o depósito de patentes
envolvendo fitoterápicos da flora brasileira.
Biopolímeros, como a quitosana, têm sido utilizados na produção de filmes para
aplicação como curativos. A quitosana é um biopolímero constituído de polissacarídeos
catiônicos, com atividades antiinflamatória, antitumoral, bacteriostática, fungistática e
homeostática (Paul & Sharma, 2004). Derivada da quitina do esqueleto de crustáceos,
vem recebendo um maior interesse de empresas farmacêuticas especialmente, devido à
possibilidade de produção de filmes bioativos para uso no tratamento de queimaduras e
úlceras crônicas. Os filmes de quitosana foram caracterizados pela elasticidade,
flexibilidade e difícil rompimento, além disto, formam uma matriz filmogênica coesa
(ausência de poros ou falhas) e apresentam coloração levemente amarelada (Yoshida et
al. 2009).
A quitosana além de apresentar características antimicrobianas, interessantes
para o processo de cicatrização, promove ativação e proliferação de células
inflamatórias em tecidos granulares (Alemdaroğlu et al., 2006), estimula à proliferação
celular e reorganização histoarquitetural do tecido (Muzzarelli, 1989) e afeta a função
de macrófagos, acelerando dessa forma o processo de cicatrização (Balassa & Prudden,
1984). A quitosana demonstrou uma diminuição substancial no tempo de cicatrização e
formação de cicatrizes mínimas em diversos animais (Paul & Sharma, 2004).
O objetivo deste trabalho foi produzir filme de quitosana contendo um
fitoterápico hidrofílico ou hidrofóbico e avaliar suas propriedades mecânicas e de
barreira a permeação de microrganismos.
2.
MATERIAIS E MÉTODOS
Utilizou-se quitosana (grau de desacetilação: 82%) da empresa Polymar
(Fortaleza, Brasil), sem purificação prévia. Utilizou-se um extrato em pó atomizado do
fitoterápico hidrofílico e um óleo essencial como fitoterápico hidrofóbico.
2.1
Solução de Quitosana
Foi preparada através da dissolução de 2% (em massa) em solução aquosa
contendo ácido acético adicionado em quantidade estequiométrica mais 50% em
excesso, baseado no grau de desacetilação e massa de amostra. A solução foi agitada
durante 2 h para completa solubilização da quitosana.
2.2
Preparação dos Filmes
Adicionou-se 0,5% em massa do fitoterápico à solução de quitosana e procedeuse a ultra-homogeneização à 24.000 rpm por 10 minutos. A solução de quitosana foi
espalhada em placas de Petri de polietileno na proporção constante de 0,21 g/cm². As
placas foram secas em estufa com circulação forçada de ar (40ºC/24 h). Os filmes foram
removidos das placas e armazenados.
2.3
Propriedades Mecânicas
As propriedades mecânicas foram medidas baseadas na metodologia
padronizada ASTM D-882 (ASTM, 1995). Os filmes foram cortados em dimensões de
10 cm x 2,54 cm. Utilizou-se o analisador de textura TexturePro CT V1.2 da marca
Brookfield, modelo CT3 50K. As amostras foram pré-acondicionadas por 48 horas em
dessecador (U.R. 75%). Dez repetições foram realizadas.
2.4
Capacidade de Movimentação de Fluidos (Fluid Handling Capacity)
Foi realizado de acordo com a norma britânica BS EM 13726-1 para
hidrocolóides e curativos. Utilizou-se também solução simulada de exsudato de feridas.
Inicialmente adicionou-se 20 g desta solução salina em um frasco, o filme previamente
pesado foi fixado sobre a boca do mesmo. Sobre o filme, adicionou-se um pedaço de
tecido tule (100% poliamida) com o mesmo diâmetro do filme para dar maior
resistência mecânica ao filme. O frasco foi selado de forma a permitir o contato do filme
com o ambiente, em seguida pesado e colocado na posição invertida em um dessecador
contendo sílica gel. Após 24 h à 37ºC, o frasco foi removido, mantido por 30 min a
temperatura ambiente para equilibrá-lo e pesado novamente. A Capacidade de
Movimentação de Fluidos (CMF) é a soma da Capacidade de Absorção (CA) mais a
Taxa de Permeação de Vapor Úmido (TPVU), calculadas pelas equações a seguir:
(1)
(2)
(3)
em que, x é a massa do sistema completo (filme + tule + solução salina) no início do
teste; y é a massa do sistema completo (filme + tule + solução salina) após 24 h de teste;
b é a massa do filme no início do teste; a é a massa do filme após 24 h de teste. Cinco
repetições para o cálculo da média e desvio padrão.
2.5
Permeação ao Vapor d’Água
A permeabilidade ao vapor de água (PVA) é a quantidade de vapor que passa por uma
unidade de superfície de um material de certa espessura, por unidade de tempo, quando
entre os dois lados existe uma diferença de umidade relativa. Este teste foi determinado
utilizando o método padronizado ASTM E96-95 e gradiente de umidade relativa de 75%.
Neste ensaio, utilizou-se os mesmos frascos utilizados na determinação da Capacidade
de Movimentação de Fluidos, no entanto, ao contrário destes testes, adicionou-se 20 ±
0,5 g de sílica ao interior dos sistemas e não foi necessário o uso do tecido tule. Os
sistemas montados foram então colocados, sem invertê-los, em um dessecador com
solução de cloreto de sódio saturada para manter a atmosfera controlada.
O ganho de massa do sistema foi determinado por meio de pesagens periódicas em
balança analítica e o vapor de água transmitido (TPVA) e a permeabilidade ao vapor de
água calculados pelas Equações 4 e 5, respectivamente, lembrando que o valor de G/t foi
determinado pelo coeficiente angular do gráfico G x t.
TPVA 
PVA 
G
t. Aep
G.e
t. Aep.S .( R1  R 2)
(4)
(5)
em que,
G é o ganho de massa do sistema, em g;
t é o tempo no interior da estufa, em dia;
Aep é a área do filme exposta a permeação, em m²;
S é a pressão de vapor de água para a umidade em que o experimento foi realizado;
(R1-R2) é a diferença de umidade relativa, expressa em porcentagem (%).
Para estes experimentos foram realizadas cinco repetições para o cálculo da média
e desvio padrão.
2.6
Microscopia Eletrônica de Varredura
A estrutura final da matriz foi feita na superfície longitudinal e na área transversal
de ruptura, após fratura criogênica utilizando nitrogênio líquido. A amostra foi
previamente metalizada e analisadas em um microscópio eletrônico de varredura 440i
(LEO) com 10kV de voltagem, 100pcA de corrente elétrica.
2.7
Permeação de Microrganismos
Frascos de vidro contendo 50 mL de caldo BHI (Merck, Alemanha) foram
esterilizados em autoclave (121ºC/20 minutos). Os filmes previamente cortados foram
esterilizados com radiação UV em fluxo laminar durante 10 minutos em cada lado do
filme. Sob condições assépticas, os filmes foram fixados entre as partes da união
soldável de PVC. As uniões de PVC foram previamente imersas em álcool 70% durante
2 horas e esterilizada com radiação UV. Os frascos de vidro foram acoplados em uniões
de PVC contendo o filme (Figura 1). O controle negativo foi realizado com frascos
fechados com parafilme (sem filme de quitosana) e o controle positivo consistiu de
frascos abertos sem filmes. Os frascos foram deixados durante 10 dias sobre a bancada
do laboratório para verificar a turvação do meio (indicativo da permeação da bactéria).
Os frascos de controle positivo são usados para certificar-se de que o caldo é adequado
para o crescimento de microrganismos e o controle negativo representa uma condição
livre da contaminação bacterial intrínseca (Wittaya-Areekul & Prahsarn, 2006).
Figura 1- Sistema utilizado no teste de permeação microbiológica: (a) Partes isoladas do
sistema, (b) União de PVC montada e frasco de vidro, (c) Sistema montado sem meio de
cultura.
3.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
Micrografias de microscopia eletrônica de varredura são apresentadas nas Figuras
2 a 4. Os filmes contendo fitoterápico hidrofílico ou isentos de fitoterápicos
apresentaram aspecto de membrana densa, com uma única fase e ausência de poros. Por
outro lado, os filmes contendo o fitoterápico hidrofóbico (óleo essencial) apresentam a
formação de duas fases, uma fase contínua, o polímero, e uma fase dispersa na fase
contínua, na forma de gotículas, o óleo. Yoshida et al. (2010) também observaram uma
matriz mais amorfa com a incorporação de ácido palmítico em filmes emulsionados de
quitosana. Glóbulos lipídicos foram observados em filmes emulsionados de
caseinato/óleo de tungue (Pereda et al., 2010a), de hidroxipropilmetilcelulose/óleo
essencial de chá (Sánchez-González et al., 2009).
Verificou-se também a presença de poros e cavidades na superfície dos filmes
contendo óleo que podem afetar os resultados de permeação de vapor através dos filmes,
como será visto mais a frente nos resultados de permeação de vapor úmido, permeação
ao vapor d’água, capacidade de absorção e capacidade de movimentação dos fluidos.
Figura 2 – Micrografia do filme de quitosana sem fitoterápico: (a) superfície e (b)
fratura.
Figura 3 – Micrografia do filme de quitosana com fitoterápico hidrofílico: (a) superfície
e (b) fratura.
Figura 4 – Micrografia do filme de quitosana com fitoterápico hidrofóbico: (a) superfície
e (b) fratura.
As Tabelas 1 e 2 apresentam, respectivamente, as propriedades de barreira e as
propriedades mecânicas dos filmes. De acordo com Thomas & Young (2008), para
atingir a taxa ótima de cicatrização de feridas, o conteúdo de umidade de um tecido novo
ou vulnerável deve ser cuidadosamente controlado. Mudanças no conteúdo de umidade
de uma ferida e da pele ao redor da mesma podem afetar o processo de cicatrização. O
acúmulo de fluidos em excesso pode causar maceração ou infecção, por outro lado, se a
ferida se torna muito seca, a cicatrização pode ser atrasada ou comprometida.
Tabela 1 – Propriedades de barreira dos filmes.
Sem Ativo
Ativo
Hidrofílico
Taxa de Permeação Vapor Úmido (TPVU)*
3,24  0,22
7,84  0,40
3,35  0,28
Capacidade de Absorção (CA)*
3,43  0,21
1,27  0,04
3,00  0,19
Capacidade de Movimentação de Fluidos (CMF)*
6,67  0,30
9,11 0,40
6,35  0,33
Taxa de Permeação ao Vapor Seco (TPVA)*
0,43  0,04
0,32  0,02
0,36  0,04
Permeabilidade ao Vapor d’Água (PVA)**
8,54 ± 0,47
6,44 ± 0,57
5,73 ± 0,59
Propriedade de Barreira
*(g/10 cm2/24h); ** (g/m.s.Pa) x 1011
Ativo
Hidrofóbico
Observa-se que os valores obtidos para a TPVU e para a CA são da mesma ordem
dos valores observados por Thomas & Young (2008) para alguns curativos comerciais
que utilizaram a mesma técnica de caracterização. De acordo com Thomas & Young
(2008), a produção de exsudato para queimaduras de terceiro grau, sítios enxertados e
tecidos granulados inespecíficos variam entre 3,4 e 5,1g de exsudato/10cm2/24h. Desta
forma, um curativo visando aplicação em queimaduras deve apresentar absorção do
exsudato para mantê-las úmidas, sobretudo deve ser capaz permitir a passagem do
exsudato apresentando taxa de permeação de vapor úmido maior do que a produção de
exsudato apresentada pelo local de aplicação. A adição do bioativo hidrofóbico
praticamente não alterou os valores de TPVU e CA, conseqüentemente o valor da CMF.
Por outro lado, o bioativo hidrofílico promoveu um aumento significativo no valor de
TPVU e uma redução no valor da CA. A redução na capacidade de absorção de filmes é
decorrente de processos de reticulação que ocorrem nos filmes de quitosana.
Adicionalmente, um dos polissacarídeos mais encontrados no extrato fitoterápico
hidrofílico é a pectina. Chen et al. (2010) verificaram que os grupos carboxilas
carregados negativamente da pectina são capazes de interagir ionicamente com os grupos
amino da quitosana para formar complexos polieletrólitos e reduzir a quantidade de
grupos aminos livres em solução. De acordo com Pereda et al. (2010b), os processos de
reticulação promovem uma redução na permeabilidade ao vapor d’água (PVA) de filmes
de caseinato reticulado com glutaraldeído. Tal fato se deve ao aumento do volume livre o
que facilita a difusão de moléculas de água através dos filmes.
A permeabilidade ao vapor d’água (PVA) do filme foi medida e está apresentada
na Tabela 1. Observa-se que os valores de TPVA são inferiores aos valores de TPVU.
Thomas & Young (2008) também compararam a permeação do vapor d’água em
condições úmidas, na qual o fluido entra em contato direto com o curativo, e em
condições secas, na qual o fluido não entra em contato com o curativo. Eles também
observaram uma redução significativa da permeação do vapor d’água em condições
secas. A taxa de permeação de vapor d’água ideal para um curativo deve ser 2,5 g/10
cm2/24h, embora o resultado seja bem inferior, há curativos comerciais com valores de
até 0,9 g/10 cm2/24h. (Wu et al., 1995). Verificou-se que a adição de quaisquer dos
bioativos promoveu uma redução na permeabilidade ao vapor d’água (PVA) e na Taxa
de Permeação ao Vapor Seco (TPVA).
Bifani et al. (2007) também verificaram uma redução na Permeabilidade ao Vapor
d’Água de filmes de carboximetilcelulose contendo diferentes concentrações de extrato
de murta (Ugni molinae Turcz), uma planta medicinal nativa do sul do Chile. Eles
atribuíram a redução na permeabilidade à maior presença de flavonóides no extrato.
O filme contendo fitoterápico hidrofóbico apresentou valores de TPVA da mesma
ordem de grandeza dos filmes contendo o fitoterápico hidrofílico, como pode ser
verificado na Tabela 1. A adição do hidrofóbico promoveu uma redução na Taxa de
Permeação do Vapor d’Água, bem como na Permeabilidade ao Vapor d’Água. Tal
redução pode ser atribuída ao caráter hidrofóbico. Pelissari et al. (2009) produziu filmes
de quitosana e amido com as mesmas proporções de óleo de orégano (0,1; 0,5 e 1,0%).
Eles determinaram valores de permeabilidade ao vapor da mesma ordem de grandeza dos
valores obtidos para fitoterápico hidrofóbico deste trabalho, e também verificaram que o
aumento da concentração de óleo promove uma redução na permeabilidade ao vapor
d’água. Filmes de quitosana (1,0%) contendo ácido palmítico (0,5%) reduziram a TPVA
na ordem de 33% se comparado ao filme de quitosana pura, e na ordem de 11,3% com a
adição de cera de carnaúba (Yoshida et al., 2010). Resultados semelhantes foram
observados por Pereda et al. (2009) para filmes de caseinato contendo óleo de tungue,
por Ghasemlou et al. (2011) para filmes de kefiran contendo ácido oléico, por Pereda et
al. (2012) para filmes de quitosana contendo óleo de oliva, por Bertan et al. (2005) para
filmes de gelatina contendo uma resina natural altamente hidrofóbica e por SánchezGonzález et al (2010) para filmes de quitosana contendo óleo de bergamota.
De acordo com Ghasemlou et al. (2011), a adição de lipídios promove a redução
na permeabilidade ao vapor d’água devido a formação de uma rede de lipídio
interconectada dentro da matriz polimérica, sendo que a presença de uma fase
hidrofóbica dispersa, até mesmo em pequenas proporções, introduz descontinuidades na
fase hidrofílica que aumentam o fator de tortuosidade para a transferência de massa,
desta forma, reduzindo a permeabilidade ao vapor d’água.
Com relação às propriedades mecânicas, a tensão na ruptura e a porcentagem de
elongação indicam a integridade esperada do filme sob condições de tensão que
poderiam ocorrer durante o processamento, manuseio e estocagem, e estão diretamente
relacionadas com a estrutura filmogênica, ou seja, a ligações presentes na matriz
(Robertson, 1993). O módulo de Young indica a rigidez do filme, quanto maior o
módulo de Young, mais rígido é o material.
A Tabela 2 mostra que a adição do fitoterápico hidrofílico não promoveu
alterações no módulo de Young e na Tensão de Ruptura do filme, no entanto, a
deformação de ruptura reduziu praticamente pela metade. Redução na deformação de
ruptura foi um comportamento típico de filmes de caseinato após reticulação com
gluteraldeído (Pereda et al., 2010b). Esta tabela também mostra que há uma redução da
deformação de ruptura com a adição do fitoterápico hidrofílico, deve-se ressaltar que um
dos principais componentes deste fitoterápico é o polímero pectina. Chen et al. (2010)
também observaram uma redução na deformação de ruptura a medida que aumenta o
teor de pectina em filmes da blenda quitosana/pectina.
A adição de fitoterápicos hidrofóbicos promoveu aumento significativo em todas
as propriedades mecânicas. Este aumento também foi observado por Pereda et al. (2012)
para filmes de quitosana contendo óleo de oliva. Segundo estes autores, a microestrutura
do filme poderia ser usada para explicar este resultado uma vez que as microestruturas
de óleo de oliva localizadas entre as cadeias de quitosana atuariam como lubrificantes,
aumentando a capacidade de deformação do filme compósito.
Pelissari et al. (2009) verificaram resultados contrários com a adição de diferentes
concentrações de óleo em filmes de quitosana/amido. O aumento da concentração do
óleo de orégano promoveu uma redução no módulo de Young, uma redução na tensão de
ruptura e um aumento na deformação da deformação de ruptura. A redução na tensão de
ruptura foi atribuída à capacidade plastificante do óleo de orégano. Bonilla et al. (2012)
verificaram este mesmo comportamento para filmes de quitosana contendo óleo de
manjericão ou óleo de tomilho.
Por outro lado, Pereda et al. (2010a) estudaram a adição de óleo de tungue em
filmes de caseinato e também verificaram que a adição de óleo promove um aumento no
módulo de Young e na tensão de ruptura, no entanto, também não verificaram efeito
significativo da concentração de óleo nestas propriedades. Eles também verificaram uma
redução na deformação de ruptura com a adição do óleo e justificaram este redução
através das descontinuidades introduzidas pela adição de lipídios que supostamente
afetam a capacidade de alongamento da película, dependendo características dos lipídios
adicionados.
Filmes contendo lipídios são caracterizados pela baixa propriedade mecânica. A
adição de lipídios na matriz filmogênica de quitosana reduziu a elasticidade dos filmes,
representada pela diminuição da porcentagem de elongação na ruptura em função da
concentração de lipídeo.
Tabela 2 – Propriedades mecânicas dos filmes.
Propriedade Mecânica
Sem Ativo
Ativo Hidrofílico
Ativo Hidrofóbico
Módulo de Young (MPa)
64,58  5,49
61,49  5,29
90,21  8,65
2
171,21  14,01
174,47  16,39
268,18 26,18
22,56  1,86
10,53  1,15
28,23  2,90
Tensão de Ruptura (N/m )
Deformação de Ruptura (%)
As Figuras 5 a 8 mostram as fotografias digitais dos sistemas utilizados nos
testes de permeação de microrganismos. O início da turvação do meio contido nos
sistemas do controle positivo foi observado macroscopicamente a partir do terceiro dia
(fotografias não apresentadas) de exposição ao ambiente, sendo que após 10 dias de
exposição, apenas estes sistemas apresentaram turvação do meio (Figura 6). Por outro
lado, os sistemas do controle negativo bem como os sistemas contendo filmes de
quitosana, com ou sem fitoterápico (Figura 8) não apresentaram qualquer turvação
perceptível macroscopicamente após 10 dias de exposição.
O crescimento de fungos foi observado nos sistemas do controle positivo apenas
no 9º dia de exposição ao ambiente ocorrendo a formação de aglomerados de fungos
sobre a superfície do meio (Figura 5). Estes aglomerados também podem ser observados
na Figura 6, para o controle positivo após 10 dias de exposição (sistema ao centro da
foto).
A Figura 7 apresenta sistemas diferentes em uma mesma fotografia para melhor
visualização da turbidez do meio decorrente do crescimento microbiano. Nestas
fotografias também é possível verificar os aglomerados de fungos sobre a superfície dos
meios.
Deve-se ressaltar que os experimentos foram realizados à temperatura ambiente
que foi de cerca de 20ºC na época de realização dos experimentos de permeação
microbiológica. Esta temperatura, relativamente baixa, retarda o crescimento dos
microrganismos.
Figura 5 – Fotografia digital do sistema do controle positivo após 10 dias de exposição
ao ambiente.
Figura 6 – Fotografia digital dos sistemas utilizados no teste de permeação
microbiológica: controles positivo e negativo.
Figura 7 – Fotografia digital dos sistemas utilizados no teste de permeação
microbiológica após 10 dias de exposição ao ambiente: comparação com o controle
positivo.
Figura 8 – Fotografia digital dos sistemas utilizados no teste de permeação
microbiológica: filme com fitoterápico hidrofílico, filme com fitoterápico hidrofóbico e
filme sem fitoterápico.
4. CONCLUSÕES
Os filmes de quitosana, com e sem fitoterápicos, apresentaram propriedades mecânicas e
de barreira adequadas para a utilização em curativos. Porém, a natureza hidrofílica ou
hidrofóbica dos fitoterápicos promoveu mudanças significativas nas propriedades
mecânicas e de barreira dos filmes. Os filmes contendo o fitoterápico hidrofílico
apresentaram menor capacidade de absorção de água, o que é um indicativo de fortes
interações, iônicas ou covalentes, entre a matriz da quitosana e o fitoterápico. Estas
interações carecem de um estudo aprofundado para confirmá-las. O fitoterápico
hidrofóbico não alterou a capacidade de movimentação de fluidos dos filmes, no entanto
foram observadas alterações substanciais das propriedades mecânicas destes filmes.
Nenhum dos filmes apresentou permeação de microrganismos o que é um fator muito
positivo para sua utilização em curativos protegendo o ferimento ou queimaduras de
infecções de patógenos presentes no ar.
AGRADECIMENTOS
À FAPESP pelo financiamento do projeto (Processo n. 2010/17.721-4) e ao CNPq pela
bolsa de iniciação científica da aluna Lívia de Siqueira Estevam.
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MICROBIAL PERMEATION AND BARRIER PROPERTIES OF
CHITOSAN FILM
Amanda Luiza Basílio Belisário1, Lívia de Siqueira Estevam1, Henrique Selli Debone1,
Cristiana Maria Pedroso Yoshida1, Patrícia Santos Lopes1, Classius Ferreira da Silva1
1
Depto. de Ciências Exatas e da Terra, Universidade Federal de São Paulo, Diadema (SP), Brasil
E-mail: [email protected]
Abstract. Chitosan films have been used as dressings for healing burns. Chitosan is a natural polymer
that has the advantages of bacteriostatic and fungistatic activity, low toxicity, biocompatibility, and
healing properties. The physical and biological properties of these films can be modified by the addition
of bioactive substances such as herbal medicines (phytotherapics). This work used the casting - solvent
evaporation technique for the preparation of chitosan film containing two different phytotherapics: one
hydrophilic and other hydrophobic. The barrier properties (Fluid Handling Capacity, Water Vapor
Transfer Rate and Water Vapor Permeability) were evaluated according to ASTM E-96-00 and British
Standards EN 13726-1. Five replicates were performed for these tests. The results showed that the films
containing the hydrophobic herbal showed lower ability to move fluid and permeability to water vapor
compared to the film containing the hydrophilic herbal. For the determination of microbial permeation,
film were previously sterilized and were fixed in the mouth of glass vials containing sterile nutrient broth
and left on the lab bench for a period of 10 days. As a negative control we used a synthetic polymer film
impermeable to microorganisms and the positive control was carried out with glass bottles without any
movies. The results were evaluated by turbidity of the medium is indicative of permeation of bacteria.
Keywords: Chitosan, Films, Dressing, Phytotherapics