ANALISE PRELIMINAR DE VARIABILIDADE GENÉTICA ENTRE

ANALISE PRELIMINAR DE VARIABILIDADE
GENÉTICA ENTRE FAMÍLIAS DE Jatropha curcas L.
POR MARCADORES MICROSSATÉLITES
SOUSA, R.L.1; ROSMANINHO, L.B.C.2; CARDOSO, L.G.3;
PEREIRA, M.G.4; CAIXETA, E.T.5; DIAS, L.A.S.6
1
Doutorando em Genética e Melhoramento. Universidade
Federal de Viçosa, UFV, Viçosa, MG, Brasil. E-mail:
[email protected];
2
Graduando em Agronomia. Universidade Federal de Viçosa,
UFV, Viçosa, MG, Brasil. E-mail: [email protected];
3
Graduanda em Agronomia. Universidade Federal de Viçosa,
UFV, Viçosa, MG, Brasil. E-mail: [email protected];
4
Graduanda em Agronomia. Universidade Federal de Viçosa,
UFV,
Viçosa,
MG,
Brasil.
E-mail:
[email protected];
5
Embrapa Café, Parque Estação Biológica, s/n, Avenida W3
Norte, Edifício Sede, CEP 70770-901 Brasília, DF, Brasil.
E-mail: [email protected]
6
Prof. Ds. em Genética e Melhoramento, Departamento de
Fitotecnia. Universidade Federal de Viçosa, UFV, Viçosa, MG,
Brasil. E-mail: [email protected].
RESUMO
Jatropha curcas L. é a oleaginosa perene mais promissora para
produção de biodiesel e bioquerosene. Contudo, pesquisas
recentes revelam estreita variabilidade genética na espécie e
novos estudos nesse tema são necessários para fundamentar o
seu melhoramento. O objetivo deste trabalho foi avaliar a
variabilidade genética entre 46 famílias, cada qual representada
por uma planta, por meio de cinco pares de marcadores SSR.
Estas famílias compõem o Banco Ativo de Germoplasma (BAG)
da Universidade Federal de Viçosa (UFV). Os pares de primers
SSR foram previamente selecionados em ensaios anteriores.
Observou-se a constituição grupos de diversidade pelo método
UPGMA, com destaque para a família UFVJC 46 que
apresentou maior divergência genética. Pelo método de Tocher
ocorreu a formação de 26 grupos, com destaque novamente para
a família UFVJC 46. Todos os primers selecionados foram
capazes de detectar heterozigosidade de forma considerável. A
obtenção de novos marcadores SSR polimórficos e o acréscimo
de novas famílias será a etapa seguinte da pesquisa.
Palavras chave: Pinhão manso, SSR, Diversidade genética.
1. INTRODUÇÃO
Jatropha curcas L. vem sendo utilizada cada vez mais como
matéria-prima para produção de biodiesel. Para uma melhor
utilização do seu potencial pela indústria é necessário à
realização de estudos que forneçam informações mais apuradas
da sua composição química, biológica e de outras possíveis
aplicações que agregam valor ao processo de produção do
biodiesel (KUMAR et al., 2016).
Segundo Freitas et al. (2016) as sementes de J. curcas
possuem características que fazem com que ela se sobressaia
quando comparada com outras oleaginosas que são: riqueza em
ácido oleico (acima de 50%) e conteúdo de óleo elevado (acima
de 36%).
Rocha et al. (2012) e Dias et al. (2007) evidenciaram as
limitações técnicas ao se trabalhar com J. curcas. A espécie
dispõe de poucos cultivares no mundo e nenhum ainda no
Brasil. O desenvolvimento de cultivares brasileiros está em
processo, sendo necessários mais recursos para acelerar os
programas de melhoramento com a espécie.
Pesquisas relacionados com a caracterização e avaliação de
germoplasma para os programas de melhoramento das diferentes
culturas são fundamentais. Conhecer o grau de variabilidade
genética entre e dentro da população natural, seja ele dentro ou
fora do centro de origem, é fundamental para fornecimento de
acessos potencialmente valiosos para tais programas. É a partir
destas informações que será possível estimar o potencial do
germoplasma para emprego imediato ou futuro na renovação da
variabilidade que está sendo trabalhada pelo melhorista
(ACHTEN et al., 2010).
O estudo da diversidade visa elucidar relações genéticas,
quantificar ou predizer o nível de variabilidade total existente e
a sua distribuição entre e dentro de unidades taxonômicas, quer
sejam indivíduos, acessos, linhagens, cultivares, populações de
sistemas controlados de acasalamento ou naturais ou espécies.
Este
conhecimento
tem
proporcionado
importantes
contribuições ao melhoramento genético, ao gerenciamento de
bancos de germoplasma, à conservação de recursos genéticos e
ao entendimento dos processos evolutivos das espécies. Ao se
analisar a diversidade da população-base é possível estabelecer
grupos bem definidos, a partir de uma série de características, os
quais servirão de base para futuros cruzamentos (SETOTAW et
al., 2010; CRUZ et al., 2011).
No estudo de variabilidade genética dispomos de uma
ferramenta para auxilio nos estudos que são os marcadores
moleculares que se destacam por acessarem o genoma e,
diferentemente dos marcadores morfológicos, podem ser obtidos
em grande número, não sendo afetados por fatores ambientais
ou pelo estágio de desenvolvimento do vegetal. Eles são
encontrados em regiões não-codificantes do DNA, sendo assim
considerados seletivamente neutros (COLLARD et al., 2005).
Sendo assim, o objetivo deste trabalho foi avaliar
preliminarmente a variabilidade genética entre 46 famílias, cada
qual representada por uma planta, por meio de cinco pares de
marcadores SSR.
2. MATERIAL E MÉTODOS
2.1 Coleta do material vegetal
O BAG (Banco Ativo de Germoplasma) da Universidade
Federal de Viçosa (UFV) está situado em Araponga-MG
(latitude 20º 39’ S, longitude 42º 32’ W e altitude 823 m) e é
constituído de acessos oriundos de diferentes regiões
geográficas do Brasil. O BAG está instalado em cinco
experimentos, todos em blocos casualizados, com quatro
repetições e parcelas de quatro plantas, utilizando o
espaçamento 2x2m, com duas testemunhas comuns, totalizando
1504 plantas. Essa estratégia possibilitou a implantação de 93
famílias em ensaios experimentais com até 20 famílias cada, de
fácil manejo e comparáveis entre si pela presença da testemunha
comum. As testemunhas foram constituídas dos genótipos mais
plantados no Brasil. As sementes que originaram estas
testemunhas foram adquiridas do pioneiro produtor Nagashi
Tominaga, quem produziu e distribuiu propágulos delas em todo
o Brasil. As famílias foram plantadas com sementes diretamente
nas covas e todos os tratos culturais como calagem, adubação,
controle de pragas e doenças foram realizados de acordo com
DIAS et al. (2007). Para esse estudo foram selecionadas
aleatoriamente 48 famílias, representadas por um único acesso
(Tabela 1)
Foram coletadas amostras de folhas jovens e completamente
desenvolvidas das 46 famílias, cada uma destas representadas
por uma planta. As folhas foram envolvidas em papel alumínio,
devidamente identificadas e colocadas em caixas de isopor com
gelo para transporte até o Laboratório de Patologia Florestal da
UFV (LPF-UFV) onde foram armazenadas à -80 ºC.
Tabela 1. Procedência das 46 famílias avaliadas de Jatropha curcas L.
Famílias
UFVJC 1
UFVJC 3
UFVJC 4
UFVJC 5
UFVJC 6
UFVJC 7
UFVJC 8
UFVJC 9
UFVJC 10
UFVJC 11
UFVJC 12
UFVJC 13
UFVJC 14
UFVJC 15
UFVJC 16
UFVJC 17
UFVJC 18
UFVJC 19
UFVJC 20
UFVJC 22
UFVJC 23
UFVJC 24
UFVJC 25
UFVJC 28
UFVJC 29
UFVJC 30
UFVJC 31
UFVJC 32
UFVJC 33
UFVJC 34
UFVJC 35
UFVJC 36
UFVJC 37
UFVJC 38
UFVJC 39
UFVJC 40
UFVJC 41
UFVJC 42
UFVJC 43
UFVJC 44
UFVJC 45
UFVJC 46
UFVJC 47
UFVJC 48
UFVJC 49
UFVJC 50
Local de coleta
Santa Vitória-MG
Santa Vitória-MG
Santa Vitória-MG
João Pinheiro-MG
João Pinheiro-MG
João Pinheiro-MG
João Pinheiro-MG
João Pinheiro-MG
João Pinheiro-MG
João Pinheiro-MG
João Pinheiro-MG
Tauá-MG
Olhos D'agua-MG
Veredas-MG
Jaíba-MG
Montalvânia-MG
Cana Brava II, Montalvânia)
Cana Brava II, Montalvânia)
Poções-MG
Ipatinga-MG
Don Lara-Caratinga-MG
Sta Luzia-Caratinga-MG
Imbé-Caratinga-MG
Poté-MG
Poté-MG
Poté-MG
Poté-MG
Poté-MG
Itaipé-MG
Itaipé-MG
Ervália-MG
Serra da Ibiapaba-CE
Janaúba-MG
Petrolina-PE
Natal-RN
Formoso-TO
Jales-SP
Dourados-MS
Matozinhos-MG
São Carlos-SP
Barra dos Bugres-MT
Barra dos Bugres-MT
Pirajaí-SP
Getulina-SP
Bocaiúva-MG
Bocaiúva-MG
2.2 Extração de DNA
O processo de extração de DNA foi realizado no LPF-UFV
com base no protocolo para eucalipto, modificado de DOYLE &
DOYLE (1990). Tal modificação se deu pela forma de
maceração das amostras que seguiu as etapas: após a retirada
das nervuras central e secundárias, as folhas foram colocadas em
microtubos de 2 mL, com beads metálicas, juntamente com 700
µL de tampão de extração (Tris-HCl 100 mM, pH 8,0; EDTA 20
mM; NaCl 1,4 M; CTAB 2 % (p/v); PVP 2 % (p/v) e βmercaptoetanol 0,4 % (v/v), este último separado dos demais
componentes) para serem maceradas com auxílio do
equipamento Tissuelyser II da Qiagen. Ao término da
maceração, as amostras foram agitadas e incubadas em banhomaria a 65 ºC, durante cerca de 30 minutos. Após incubação,
adicionou-se 500 µL de clorofórmio-álcool isoamílico (24:1)
aos tubos, que foram invertidos manualmente por várias vezes.
Os tubos foram centrifugados a 12000 rpm por 5 min. Depois da
centrifugação a fase superior (aquosa) foi recolhida e transferida
para novo tubo de microcentrífuga. A extração com clorofórmio
foi repetida uma vez. À fase superior (~500 µl) foi recolhida e
transferida para um novo tubo de microcentrífuga, adicionou-se
0,9 volumes (450 µl) de isopropanol frio. Em seguida foram
centrifugados a 12000 rpm por 15 min e descartado o
isopropanol. O pellet resultante foi lavado por duas vezes com
500 µL de etanol frio a 70 % e uma vez a 95 %. Em seguida, os
pellets foram colocados em temperatura ambiente para secagem
por 1 hora. Após a secagem, o DNA foi ressuspendido em 50 µL
de TE (Tris 10 mM e EDTA 1 mM, pH 8,0) acrescido de
RNAse (10 µg.mL-1) por 2 horas à 37 °C e armazenados à -20
ºC. A quantificação de DNA foi realizada utilizando-se
espectrofotômetro NanoDrop, da Thermo Scientific e a
concentração final ajustada para 10 ngμL-1.
2.3 Marcadores Moleculares SSR
Foram utilizados cinco pares de primers pré-selecionados em
estudos de diversidade genética em J. curcas e testados em
ensaios anteriores (Tabela 2). Nas reações de PCR foram
utilizadas 50 ng de DNA para cada reação de 20 µL, contendo
10X Tampão da Taq com KCl [500 mM KCl; 100 mM Tris-HCl
(pH 8,8); 0,8% Nonidet P40]; 100 µM de cada dNTP (dATP,
dTTP, dGTP e dCTP); 1,5 mM de MgCl2; 0,2 µM de cada
iniciador e 1 U de Taq polymerase (Ferramentas Life Science).
As amplificações foram realizadas em termociclador (MJ
Research, PTC 100), empregando um programa com
desnaturação inicial a 94 °C por 3 minutos, com uma sequência
de 40 ciclos de 1 min a 94 °C, 1 min na temperatura específica
de cada primer, seguida de 1 min a 72 °C e, em seguida, 8 min a
72 ºC para extensão.
Os produtos de amplificação foram separados em 2 horas de
eletroforese em gel de poliacrilamida, desnaturante 6X e depois
corados com nitrato de prata, conforme metodologia descrita por
Creste et al. (2001).
Tabela 2. Primers SSR utilizados na avaliação da variabilidade
genética entre famílias de Jatropha curcas L.
Nome
1
JCENA 87
2
JCDS 10
3
SSRY 107
3
SSRY 127
3
CESR 0756
Forward primer
ATCTGGAGTG
AAACCAAAGA
CATCAAATGCT
AATGAAAGTACA
CCATTTTCTC
TTGCTTCTGTCA
CTTCGGCCTC
TACAAAAGGA
CAGGTTCGTC
TTCTTCAACT
Reverse primer
CACATGGTAA
GCATTACAAGC
CACACCTAGCA
AACTACTTGCA
TGGTTTGAAGTCC
TATAAAATCCTT
GCTGAACTGC
TTTGCCAACT
ATATATGATC
CCGACAACAA
Referências: 1Bressan (2012); 2Pamidimarri et al. (2008); 3Wen et al. (2010).
2.4 Analises Estatísticas
Dias (2006) e Cruz & Carneiro (2003) relatam que o
princípio geral de todo método de agrupamento é maximizar a
similaridade dentro e a dissimilaridade entre grupos. O UPGMA
é um método que tem sido comumente utilizado em estudos de
diversidade genética, por considerar médias aritméticas das
medidas de dissimilaridade. Isso evita caracterizar a
dissimilaridade por valores extremos entre os indivíduos, como
ocorre com os métodos do vizinho mais próximo e do vizinho
mais distante. Outra razão que também favorece o UPGMA é
que ele tende a gerar valores mais altos de CCC - coeficiente de
correlação cofenética (SOKAL & ROHLF, 1962). Isso significa
dizer que ele produz menor distorção quanto à representação das
similaridades entre indivíduos capturada em matriz de distância
e plotada em dendrograma. O CCC foi processado para avaliar a
distorção do dendrograma de UPGMA. Todas as análises foram
realizadas no software Genes (CRUZ, 2013).
Outro método de agrupamento mais comumente usado é o de
otimização de Tocher que identifica o par de indivíduos mais
similar, com base na matriz de dissimilaridade. Este formará o
grupo inicial tendo como critério a menor distância média
intragrupo, quando comparada a intergrupo, para inclusão ou
não de novo indivíduo (CRUZ et al., 2013a).
3. RESULTADOS E DISCUSSÃO
Os pares de primers selecionados detectaram indivíduos
homozigotos e heterozigotos em todas as famílias, sendo JCDS
10 o mais polimórfico e JCENA 87 o menos polimórfico
(Tabela 2).
Tabela 2. Número de heterozigotos, homozigotos e falhas
observadas nos Primers SSR utilizados na avaliação da
variabilidade genética entre 46 famílias de Jatropha curcas L.
Nome
1
JCENA 87
JCDS 10
3
SSRY 107
3
SSRY 127
3
CESR 0756
2
Número de
heterozigotos
1
42
39
32
24
Número de
Homozigotos
45
4
7
13
20
Número de
Falhas
0
0
0
1
2
Referências: 1Bressan (2012); 2Pamidimarri et al. (2008); 3Wen et al. (2010).
Ao serem agrupadas as 46 famílias pelo Método UPGMA,
observou-se a separação em um único grupo da família UFVJC
46 e dentre os outros grupos formados destacam-se também ás
famílias UFVJC 36 e UFVJC 41(Figura 1).
Figura 1. Dendrograma de UPGMA para 46 famílias de
Jatropha curcas L., utilizando cinco locos microssatélites.
Destaque para as famílias UFVJC 46, UFVJC 36 e UFVJC 41.
Pelo Método de Otimização de Tocher ocorreu a separação
das famílias em 26 grupos (Tabela 3). Grupo I composto por 15
famílias, o II com duas famílias, o III com três famílias, os
grupos IV, V e VI com duas famílias cada e os demais grupos
com uma família cada.
Tabela 3. Agrupamento pelo método de Tocher para 46
famílias de Jatropha curcas L.
Grupo
Famílias
I
UFVJC19 UFVJC41 UFVJC12 UFVJC18 UFVJC1
UFVJC28 UFVJC36 UFVJC14 UFVJC22 UFVJC47
UFVJC43 UFVJC5 UFVJC3 UFVJC31 UFVJC4
II
UFVJC6 UFVJC7
III
UFVJC9 UFVJC25 UFVJC23
IV
UFVJC20 UFVJC33
V
UFVJC38 UFVJC40
VI
UFVJC42 UFVJC48
VII
UFVJC10
VIII
UFVJC11
IX
UFVJC16
X
UFVJC17
XI
UFVJC30
XII
UFVJC37
XIII
UFVJC8
XIV
UFVJC13
XV
UFVJC15
XVI
UFVJC24
XVII
UFVJC29
XVIII
UFVJC32
XIX
UFVJC34
XX
UFVJC35
XXI
UFVJC39
XXII
UFVJC44
XXIII
UFVJC45
XXIV
UFVJC49
XXV
UFVJC50
XXVI
UFVJC46
Os baixos níveis de diversidade genética em J. curcas
têm sido relatados na literatura e estão sendo atribuídos a
diferentes causas como forma de dispersão das espécies nativas
pelos continentes (HELLER, 1996), distribuição geográfica feita
por propagação vegetativa (BASHA & SUJATHA, 2007),
germoplasma com limitadas introduções (BASHA et al., 2009),
ancestria comum e seleção intensiva dos materiais cultivados no
Brasil desde a época de introdução (ROSADO et al., 2010).
Os cinco locos SSR polimórficos foram utilizados nas 46
famílias de J. curcas. Todos eles foram capazes de detectar
heterozigotos, alguns destes em considerável número (Tabela 2).
De fato, alguns estudos (SUN et al., 2008; ROSADO et al.,
2010; WEN et al., 2010) revelam essa alta heterozigosidade que
pode ser explicada de J. curcas ser uma espécie monóica. Desta
forma, espera-se que os locos estejam em heterozigose devido a
alogamia.
A família UFVJC 46 apresenta maior variabilidade genética,
por meio dos métodos UPGMA e Tocher. Ela foi coletada em
Barra dos Bugres – MT. Houve coincidência de grupos pelos
métodos, também com as famílias UFVJC 36 e UFVJC 41.
Apesar do caráter exploratório deste estudo fica evidente
considerável variabilidade presente no BAG-UFV, se
comparado com estudos realizados em outros bancos de
germoplasma pelo mundo. Sun et al. (2008), em avaliação da
diversidade genética de 58 acessos de J. curcas do banco de
germoplasma do South China Botanical Garden, utilizaram 30
microssatélites, 17 deles polimórficos, e encontraram limitada
diversidade neste banco. Rosado et al. (2010) analisaram a
diversidade de 192 acessos por meio de marcadores RAPD e
seis marcadores SSR encontrando baixa variabilidade entre os
acessos. Na-ek et al. (2011) avaliaram 32 indivíduos
provenientes de diferentes regiões do mundo com cinco SSR e
registraram limitada diversidade genética. Salvador Figueroa et
al. (2015), estudando 93 acessos coletados em sete locais de
duas regiões de Chiapas no México, utilizaram 10 pares de
SSR e constataram que tais acessos de J. curcas possuem
diversidade maior que a observada em outras partes do mundo,
com potencial para compor banco de germoplasma e
programas de melhoramento. Naresh et al. (2015) avaliaram a
diversidade genética entre 14 acessos da Índia com o auxílio de
10 marcadores RAPD e observaram baixa variabilidade entre
os acessos.
4. CONCLUSÃO
Constatou-se a existência de considerável variabilidade
genética entre as 46 famílias do BAG – UFV, por meio dos
cinco primers SSR. Este foi um primeiro estudo de caráter
mais exploratório da potencialidade do banco. Para maior
conhecimento do banco o trabalho terá sequência com a
obtenção de maior número de marcadores polimórficos e o
incremento de outras famílias existentes no BAG – UFV.
5. AGRADECIMENTOS
Os autores agradecem ao apoio e financiamento da
Fapemig (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Minas
Gerais), CNPq (Conselho Nacional de Desenvolvimento
Científico e Tecnológico), Capes (Coordenação de
Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior), UFV
(Universidade Federal de Viçosa) e ao Programa de PósGraduação em Genética e Melhoramento da UFV.
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