DISSERTAÇÃO FINAL DE DANIELI RANKEL FERNANDES

UVV - CENTRO UNIVERSITÁRIO VILA VELHA
PROGRAMA DE MESTRADO EM CIÊNCIA ANIMAL
INCLUSÃO DE L-GLUTAMINA NA DIETA DE GATOS EM
CRESCIMENTO
Danieli Rankel Fernandes
VILA VELHA – ESPÍRITO SANTO
Novembro de 2011
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UVV - CENTRO UNIVERSITÁRIO VILA VELHA
PROGRAMA DE MESTRADO EM CIÊNCIA ANIMAL
INCLUSÃO DE L-GLUTAMINA NA DIETA DE GATOS EM
CRESCIMENTO
Danieli Rankel Fernandes
Orientador: Prof. DSc. Douglas Haese
Dissertação apresentada ao Programa de
Mestrado em Ciência Animal do Centro
Universitário Vila Velha, para a obtenção do
título de Mestre em Ciência Animal.
VILA VELHA – ESPÍRITO SANTO
Novembro de 2011
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Catalogação na publicação elaborada pela Biblioteca Central / UVV-ES
F363i
Fernandes, Danieli Rankel.
Inclusão de L-glutamina na dieta de gatos em
crescimento / Danieli Rankel Marçal. – 2012.
62 f. : il.
Orientador: Douglas Haese.
Dissertação (mestrado em Ciência Animal) - Universidade
Vila Velha, 2012.
Inclui bibliografias.
1. Aminoácidos na nutrição animal. 2. Metabolismo. 3.
Suplementos alimentares. 4. Nutrição animal. I. Haese,
Douglas. II. Universidade Vila Velha. III. Título.
CDD 636.085
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AGRADECIMENTOS
Os agradecimentos são a parte mais importante desta tese.
A Deus, por absolutamente tudo o que acontece em minha vida.
Ao meu pai, que não pôde acompanhar diretamente esta conquista.
À minha mãe, pelo apoio e incentivo, mesmo longe.
Ao meu marido Renato, por tudo o que ele ouviu e presenciou neste período, pela ajuda
em todos os momentos, e principalmente pela paciência.
Aos meus irmãos Marcelo, Eduardo, Maria Helena, Rafael, Simone, Nilton e Marco; e
aos meus sogros Carminha e Valtinho, por acreditarem em mim.
À FAPES – Fundação de Amparo à Pesquisa do Espírito Santo, pelo apoio financeiro,
possibilitando a realização desta pesquisa.
Aos professores Séfora e Gustavo, pela ajuda das primeiras coletas de sangue.
Às minhas fiéis escudeiras de coletas: Bianka, Karina, Tâmara, Débora, Flávia, Geórgia,
Giseli, e aos meninos também: Renato e Lucas.
Aos amigos de curso, principalmente: Achiciane, Neto, Rafael, Patrícia, Regina e aos
demais colegas.
Ao professor Dr. Ricardo Souza Vasconcellos, pela orientação, pela paciência e por
todos os ensinamentos durante o período em que fez parte do corpo docente da UVV, período
este de grande aprendizado pra mim.
Ao professor Dr. Douglas Haese, pela orientação, oportunidade e amizade.
Ao professor Colnago, pelos ensinamentos e pelo aprimoramento desta dissertação.
Agradecer imensamente à equipe do Instituto Pasteur, que através dos pesquisadores
científicos Karin Corrêa Scheffer, Paula Sônia Cruz, Alan Carlos da Paz Troti e Eliana de
Almeida, fizeram com que esta tese pudesse ser concluída através das análises laboratoriais.
À equipe do laboratório clínico veterinário Biolab – Leandro, Fabrícia e Gabriela.
À empresa Ajinomoto do Brasil Ind. e Com. de Alimentos Ltda., por fornecer o
aminoácido foco desta pesquisa.
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SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO ....................................................................................................................... 6
2 REVISÃO DE LITERATURA ............................................................................................... 8
2.1 GLUTAMINA ...................................................................................................................... 8
2.2 SISTEMA IMUNE ............................................................................................................. 12
2.3 PARTICULARIDADES DOS FELINOS .......................................................................... 18
2.4 INFLUÊNCIA DA GLUTAMINA SOBRE PARÂMETROS SANGUÍNEOS ................ 19
2.4.1 Hematologia ................................................................................................................ 19
2.4.2 Dosagens bioquímicas ................................................................................................. 21
2.4.2.1 Glicose .................................................................................................................. 21
2.4.2.2 Uréia ..................................................................................................................... 22
2.5 FITOHEMAGLUTININA ................................................................................................. 23
3 ARTIGO CIENTÍFICO ......................................................................................................... 25
3.1 INTRODUÇÃO .................................................................................................................. 27
3.2 MATERIAL E MÉTODOS ................................................................................................ 28
3.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO ....................................................................................... 35
3.4 CONCLUSÕES .................................................................................................................. 50
3.5 REFERÊNCIAS ................................................................................................................. 51
4 REFERÊNCIAS .................................................................................................................... 55
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1 INTRODUÇÃO
Ao nascer, os gatinhos são altamente suscetíveis a infecções, devido ao seu sistema
imunológico imaturo. Durante os primeiros meses de vida os filhotes são submetidos a várias
situações como desmama e troca de alimentação, mudança de ambiente e vacinação, podendo
causar comprometimento da resposta imunológica, aumentando a incidência de doenças nesta
fase (Tizard, 2000).
A ingestão adequada de colostro pelo recém-nascido garante mais de noventa por
cento da imunidade passiva de um gato em crescimento. A absorção de anticorpos do
intestino começa a reduzir após oito horas do nascimento, sendo mínima após quarenta e oito
horas, no entanto, a imunoglobulina A (IgA) excretada no leite, continua fornecendo proteção
passiva para o intestino, sendo que a qualidade desta transferência depende da experiência
imunológica da mãe (Willoughby, 2004).
A glutamina é um aminoácido condicionalmente essencial, pois o organismo é capaz
de sintetizá-lo em condições fisiológicas normais, porém, em situações como esforço físico
intenso, estresse, trauma, sepse e câncer, o consumo da glutamina aumenta muito, levando a
alterações fisiológicas adaptativas. É o aminoácido livre mais abundante no plasma, atuando
como doador de átomos de nitrogênio durante a síntese de purinas, pirimidinas, aminoaçúcares, proteínas e muitas outras moléculas biologicamente ativas, além de servir como um
importante veículo para o transporte de nitrogênio entre os diversos tecidos do organismo,
sendo precursora da ureogênese e gliconeogênese. Atua também como principal substrato
energético de células de rápida proliferação, como enterócitos, linfócitos, neutrófilos e células
cancerígenas (Castell e Newsholme, 1997; Curi, 2000; Pedersen & Anders, 2000;
Krzywkowski et al.., 2001; Rogero et al., 2002; Fontana, et al., 2003).
A utilização de glutamina é pouco estudada nas espécies de animais de companhia,
todavia, existem diversos relatos descrevendo variações de suas concentrações e seus efeitos
nos organismos de diferentes espécies de animais de produção. Em grande parte dos estudos
existem indícios de efeitos da suplementação de glutamina sobre o ganho de peso e conversão
alimentar, em situações de estresse tais como septicemia, tumores, quimioterapia, caquexia,
após procedimentos cirúrgicos, exercício exaustivo (Castell et al., 1997; Castell, 2002) e
diante de administração de glicocorticóides. Tais fatos possivelmente ocorrem devido às
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demandas por glutamina (pelo fígado, rim, intestino e sistema imunológico) serem superiores
à oferta (Calder &Yaqoob, 1999).
As perspectivas de se estimular precocemente o sistema imunológico através da
suplementação com o aminoácido glutamina e os possíveis efeitos dessa estimulação sobre o
sistema imunológico despertam grande interesse. A fase de crescimento, por ser um período
crítico na vida dos animais e a escassez de informações sobre o assunto, motivou esta
pesquisa .
O objetivo deste trabalho foi avaliar a influência da suplementação oral com glutamina
na titulação de anticorpos neutralizantes contra o vírus da raiva, e no perfil hematológico e
bioquímico em felinos em fase de crescimento.
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2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Glutamina
A glutamina (C5H10N2O3) é um L-α-aminoácido e pode ser sintetizado por todos os
tecidos do organismo composto por carbono (41,09%), oxigênio (32,84%), nitrogênio
(19,17%) e hidrogênio (6,90%) (Curi et al., 1999; Newsholme et al., 2003). É considerado o
aminoácido livre mais abundante no plasma, representando cerca de 20% do total de
aminoácidos, e nos músculos, constituindo cerca de 60% destes. A glutamina é considerada
um aminoácido “condicionalmente essencial”, uma vez que sua síntese pode ser insuficiente
em certas condições (Calder & Yaqoob, 1999; Curi, 2000; Wilmore, 2001; Elliott & Biourge,
2006).
Um dos principais sítios de síntese e liberação para corrente sanguínea de glutamina é
o tecido muscular – 40 a 60 % do pool de aminoácidos livres, garantindo o aporte desse
aminoácido para outros tecidos e órgãos (Fontana et al., 2003).
A glutamina é o doador de átomos de nitrogênio durante a síntese de purinas,
pirimidinas, amino-açúcares, proteínas e muitas outras moléculas biologicamente ativas. È
uma importante fonte energética para células de rápida proliferação, além de atuar como um
importante veículo para o transporte de nitrogênio entre os diversos tecidos do organismo. É
também precursora da ureogênese e gliconeogênese. A glutamina atua como precursora da
síntese de glutationa via glutamato. Quantitativamente, a glutationa é o principal antioxidante
celular, que auxilia na prevenção de lesões oxidativas de estruturas celulares (Calder &
Yaqoob, 1999; Curi, 2000; Newsholme et al., 2003; Elliott & Biourge, 2006).
Em condições fisiológicas normais a concentração de glutamina plasmática é mantida
constante, sendo que a homeostase da glutamina depende do balanço entre sua síntese e
utilização pelos diferentes tecidos e órgãos do corpo (Fontana et al., 2003; Newsholme et al.,
2003).
Células de proliferação rápida como enterócitos, linfócitos, células tumorais e
fibroblastos, além dos neutrófilos, têm uma exigência obrigatória de glutamina, a qual é
consumida muito rapidamente (Curi et al., 1999).
Esforço físico intenso pode ocasionar imunossupressão em atletas por meio da
diminuição da concentração plasmática de glutamina, e em determinadas condições como
trauma, sepse e câncer, o consumo da glutamina aumenta muito, levando a alterações
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fisiológicas adaptativas. São exemplos o aumento da atividade da glutamina sintetase e
diminuição dos estoques de glutamina muscular. Neste último caso, reduz-se a concentração
deste aminoácido em até 50%, ocasionando perda de peso e caquexia, agravando o estado
clínico do paciente (Castell & Newsholme, 1997; Curi, 2000; Pedersen & Anders, 2000;
Krzywkowski et al., 2001; Rogero et al., 2002; Fontana et al., 2003). Nestas situações a
glutamina passa a ser empregada em maiores proporções para gliconeogênese, formação de
uréia no fígado e manutenção do equilíbrio ácido-básico devido à ação renal, afetando a
função de células como macrófagos e linfócitos, que utilizam glutamina como fonte de
energia (Fontana et al., 2003).
O aumento dos níveis plasmáticos de cortisol, associado ao estresse agudo, pode
exacerbar a gliconeogênese, causando degradação protéica acompanhada de padrão específico
de liberação de aminoácidos para o sangue. Dos aminoácidos mobilizados do meio intra para
o extracelular, em resposta ao estresse, a glutamina parece ser um dos primeiros. Ao mesmo
tempo, o estresse pode provocar um aumento na captação da glutamina pelos rins, fígado e
intestino. Se há um aumento na utilização e diminuição na demanda, a suplementação poderia
ser um fator importante (Curi et al., 1999; Newsholme et al., 2003).
De acordo com Curi (2000), há evidências de que a glutamina está envolvida na
síntese de algumas ou de todas as citocinas necessárias na indução da proliferação de
linfócitos. A administração de glutamina ao meio de cultura (0 – 20.000 µM) é importante
para a produção de IL-2, IL-10 e interferon gama (IFN-δ).
Diversas são as enzimas envolvidas no metabolismo da glutamina, entretanto, somente
duas são responsáveis pela sua síntese a partir do glutamato ou por sua hidrólise também em
glutamato. São elas: a glutaminase e a glutamina sintetase.
Glutaminase é a enzima que catalisa a hidrólise de glutamina em glutamato e íon
amônio, importante para os rins no equilíbrio ácido-básico (Calder e Yaqoob, 1999; Pompéia,
2000; Newsholme et al., 2003), sendo também conhecida como glutaminase fosfatodependente, glutaminase ativada por fosfato, glutaminase I ou glutaminase mitocondrial
(Pompéia, 2000).
Nos mamíferos, a glutaminase apresenta-se sob duas isoformas, uma localizada no
fígado (glutaminase hepática) e outra nos demais tecidos, principalmente rins (glutaminase
renal), cérebro, leucócitos e trato gastrintestinal. Entretanto, a sua forma mais ativa apresentase principalmente nas mitocôndrias (Curi et al., 1999; Pompéia, 2000).
A glutaminase hepática está relacionada com a geração de glicose, a partir do
esqueleto carbônico da glutamina, e de uréia, a partir de seus nitrogênios (Curi et al., 1999).
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A glutamina sintetase é uma enzima chave na regulação do metabolismo celular do
nitrogênio. Estímulos desencadeantes para sua atividade são a hiperamonemia e acidose
(Colleone et al., 2000; Hiscock & Pedersen, 2002; Newsholme et al., 2003).
A glutamina sintetase catalisa a formação de glutamina a partir do acoplamento da
amônia ao glutamato (Colleone et al., 2000), sendo a principal via para a conversão da amônia
livre em glutamina, podendo ser transportada no sangue (Nelson & Cox, 2002).
Sabe-se que a liberação de glutamina aumenta sob certas condições, como estresse,
trauma e jejum, entretanto a quantidade armazenada no músculo não é suficiente para atender
a demanda metabólica nestas condições. Sendo assim, a glutamina sintetase catalisa a
glutamina novamente no músculo, fornecendo carbono para a gliconeogênese bem como
nitrogênio para tecidos não musculares (Colleone et al., 2000).
A glutamina sintetase desempenha um papel importante também no sistema nervoso
central (SNC) na detoxificação da amônia e geração de neurotransmissores. Neurônios
danificados em processo de degeneração liberam quantidades maciças de glutamato. A
glutamina sintetase atua no SNC na geração de glutamina, fornecendo dessa forma, uma fonte
de carbono e nitrogênio para reposição do ácido γ-aminobutírico (GABA) e do glutamato
liberados pelos neurônios (Colleone et al., 2000).
A glutamina sintetase renal está relacionada no processo de detoxificação de amônia e
controle do equilíbrio ácido-básico (Colleone et al., 2000).
O intestino delgado é o principal órgão de utilização da glutamina, sendo este
aminoácido, principal substrato energético dos os enterócitos, que são células de rápida
proliferação (Curi, 2000; Palanch, 2000; Fontana, et al., 2003; Newsholme et al., 2003).
Neves et al. (2003) investigaram os efeitos de uma dieta oral suplementada com 3,05%
de glutamina em ratos submetidos à ressecção extensa do intestino delgado, com o objetivo de
avaliar alterações morfológicas e funcionais, não observando alterações morfológicas
adaptativas no remanescente intestinal dos animais enterectomizados.
Em extensa revisão de literatura, Dourado et al. (2007) observaram que em estudos
clínicos em pacientes humanos que receberam nutrição enteral com glutamina, a atividade
sistêmica do aminoácido foi muito baixa, em contraste com a suplementação parenteral, onde
ocorreu aumento da concentração de glutamina circulante e melhora do balanço nitrogenado.
Não existe consenso sobre a melhor dosagem de glutamina a ser oferecida e nem qual
seria a melhor forma de apresentação comercial do produto. O organismo humano em estado
normal, utiliza diariamente cerca de 19 a 23 g de glutamina. Quando administrada em
excesso, a glutamina pode ocasionar toxicidade devido à produção de altas taxas de glutamato
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e amônia. Em termos gerais, para um paciente humano adulto com 60-70 kg, após injúria,
cirurgia eletiva não complicada com alteração gastrintestinal ou caquexia, pode ser
administrada 13-20 g de glutamina/dia. Doses mais elevadas podem ser requeridas para
pacientes portadores de múltiplas injúrias, síndrome intestino curto, queimaduras, sepse e
deficiência imunológica severa (Dourado et al., 2007).
Segundo Wilmore (2001) a suplementação com glutamina em pacientes humanos
adultos submetidos à cirurgia eletiva, reduziu o balanço nitrogenado negativo pós-operatório,
minimizando a queda na concentração intracelular de glutamina. Este fato contribui também
para as alterações imunológicas benéficas do paciente, refletidas na redução do tempo de
permanência hospitalar. De acordo com Van Den Berg et al. (2005), a suplementação oral
com
glutamina
na
dose
de
0,3
mg/kg/dia
em
bebês
recém-nascidos,
reduziu
significativamente a morbidade por infecções nesta faixa etária.
Em eqüinos atletas Harris et al. (2006) recomenda a dose diária de glutamina entre 30
e 60mg/kg, por via oral. Pagliosa et al. (2009) utilizou a dose de 50 mg/kg via intravenosa, no
tratamento de lesões de isquemia e reperfusão no jejuno de cavalos, não observando melhora
das lesões com esta dosagem.
Diestel et al. (2005) avaliou os efeitos da suplementação de L-glutamina, na dose de
1g/kg/dia, em ratos submetidos à irradiação abdominal, observando efeito benéfico na parede
do cólon irradiado, onde a glutamina foi capaz de manter a espessura da parede do cólon
semelhante à do grupo controle. Estes achados podem ser atribuídos à utilização da glutamina
pela mucosa colônica, considerando que, em estudos in vitro, os colonócitos também
metabolizam glutamina em detrimento da glicose, pela atividade local de glutaminase.
A síntese de uréia e glutamina no fígado representa um mecanismo fundamental para a
remoção da amônia, devido ao sistema periportal apresentar alta capacidade para síntese de
uréia a partir da amônia a ao sistema perivenoso ter grande eficiência para síntese de
glutamina a partir da amônia. A remoção da amônia para a síntese de glutamina pelas células
perivenosas contribui para a regulação do pH durante a acidose. Parte da glutamina captada
pelos hepatócitos periportais pode ser convertida à glicose, pois as enzimas da neoglicogênese
também estão localizadas na região periportal (Curi, 2000).
O processo de translocação bacteriana reduz quando a glutamina é adicionada à dieta,
pela melhora das funções imunológicas intestinais, aumento da secreção da imunoglobulina A
(IgA), redução da aderência bacteriana nos enterócitos. A glutamina é um precursor em
potencial da síntese intestinal de N-acetil-glicosamina e N-acetil-galactosamina, que podem
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ter papel crítico na síntese intestinal de mucina e, portanto, na manutenção da barreira passiva
à invasão bacteriana (Palanch, 2000).
A eliminação renal de NH4+ advém quase exclusivamente pela metabolização renal da
glutamina, sendo importante na manutenção do equilíbrio ácido-base. Portanto, a glutamina é
responsável direta pela eliminação diária de H+ livres produzidos pelo organismo. Além disso,
o metabolismo oxidativo da glutamina nos rins gera fluxo de metabólitos para a
gliconeogênese renal, que é responsável pela produção de cerca de 25% de toda a glicose
sistêmica. Em situação de acidose metabólica, quando a eliminação renal de NH4+ precisa ser
incrementada, ocorre, paralelamente, um grande aumento na gliconeogênese renal, devido à
expressão e ao aumento da atividade de enzimas que acoplam a amoniogênese e o
metabolismo oxidativo da glutamina à produção de glicose (Curi, 2000).
Portanto a geração de NH4+ acoplada à metabolização da glutamina tem importância
não apenas para o equilíbrio ácido-base como também para a manutenção da glicemia no
organismo como um todo (Curi, 2000).
2.2 Sistema imune
Desde o seu nascimento, o animal faz o seu primeiro contato com microorganismos,
pois emerge de um útero estéril e é exposto a esses agentes através da lambedura materna. A
funcionalidade do sistema imune não é imediata, principalmente para as espécies que têm o
período gestacional curto, no qual o sistema imune não se encontra completamente
desenvolvido. O desenvolvimento completo está ligado à estimulação antigênica, sendo
assim, a vulnerabilidade dos recém-nascidos é tamanha que estes necessitam de suporte
oriundo da mãe, através do aleitamento com colostro, o qual é rico em imunoglobulinas IgG ,
IgM e IgA. Essa transferência de imunidade passiva é essencial para a sobrevivência do
neonato (Pastoret et al.,1996; Tizard, 2002).
O leite é produzido imediatamente após o consumo de colostro pelos filhotes. Sua
composição é consideravelmente diferente do colostro, pois apresenta baixos níveis de IgG e
IgA e carece de IgM. A IgG é a imunoglobulina predominante no leite de gatos, ao contrário
dos cães, porcos e cavalos, em que IgA é a classe predominante (Pastoret et al.,(1996).
Dentro das primeiras vinte e quatro a trinta e seis horas após o nascimento, as
imunoglobulinas do colostro (IgG, IgA e IgM) são absorvidas pelas células do epitélio
intestinal de gatinhos recém-nascidos. Os inibidores de tripsina presentes no colostro,
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diminuem a atividade proteolítica no trato gastrointestinal de gatinhos recém-nascidos,
permitindo que as imunoglobulinas mantenham sua estrutura e função. As imunoglobulinas
ingeridas ligam-se a receptores específicos das células epiteliais, sendo então transferidas para
a circulação (Tizard, 2002). As imunoglobulinas maternas são absorvidas pela circulação,
sendo uma pequena parte liberada de volta para o superfície da mucosa intestinal,
proporcionando assim a imunidade local. No entanto, a maioria das imunoglobulinas
maternas permanecem na circulação, conferindo imunidade sistêmica (Tizard, 2002). Em
contraste, as imunoglobulinas presentes no leite permanecem, principalmente no intestino e,
conseqüentemente, fornecem imunidade local para o trato gastrointestinal (Pastoret et
al.,1996; Tizard, 2002).
Após a transferência passiva, os níveis de imunoglobulinas séricas em gatinhos recémnascidos aproximam-se dos valores encontrados em adultos. A transferência de imunidade
através da amamentação é importante para proteger gatos neonatos contra infecções, tais
como vírus da leucemia felina (FeLV), vírus da panleucopenia felina (FPV) e da
imunodeficiência felina vírus (FIV). A falta de proteção em alguns gatinhos pode resultar de
falha das mães em produzir ou transferir quantidades suficientes de anticorpos protetores
específico para patógenos encontrados durante esta crítica período (Pastoret et al.,1996;
Tizard, 2002).
A estrutura da placenta felina é diferente da maioria dos animais domésticos. O
epitélio coriônico fetal na placenta felina está em estreito contato com o endotélio dos
capilares maternos, e este tipo de placenta é chamado endoteliocorial, permitindo que uma
pequena quantidade (5-10%) de imunoglobulinas maternas (principalmente IgG) seja
transferida para o feto (Pastoret et al.,1996; Tizard, 2002).
O trato gastrointestinal é um dos maiores órgãos imonológicos do corpo, contendo
mais linfócitos e células plasmáticas que o baço, medula óssea e da linfa juntos (Pastoret et
al.,1996).
Linfócitos são células circulares e pequenas (entre 2 e 5 µm de diâmetro), que
possuem citoplasma escasso, núcleo esférico e grande. São encontrados na medula óssea,
baço, timo, linfonodos (mesentéricos, cervicais, axilares, inguinais e paravertebrais), tonsilas
e placas de Peyer (Calder & Yaqoob, 1999; Curi et al., 2000; Tizard, 2002), sendo
classificados em duas linhagens principais: T (derivadas do timo) responsáveis pela
imunidade celular, e B (derivadas da medula óssea) responsáveis pela produção de anticorpos.
Uma terceira linhagem de linfócitos, natural-killer, é caracterizada pela sua habilidade de
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eliminar algumas células tumorais e células infectadas com vírus (Gorman, 1997; Curi et al.,
2000; Tizard, 2002).
Existem cinco classes de imunoglobulinas que se diferem quanto ao uso das cadeias
pesadas. A IgG é a classe encontrada no soro com maior concentração, entre sessenta e oitenta
por cento, sendo sua principal atividade biológica promover a remoção dos microorganismos
e neutralizar toxinas. A IgG distribui-se mais prontamente por todo o espaço extravascular,
ficando disponível para o desempenho de suas funções. A IgM constitui entre cinco e quinze
por cento do total das imunoglobulinas, sua função é eliminar patógenos nos estágios iniciais da
imunidade mediada pelas células B antes que haja IgG suficiente. A IgA predomina em secreções
salivares, leite ou fluido intestinal, sendo fundamental para imunidade das mucosas. A IgD é
raramente encontrada nos fluidos corpóreos e pode não estar presente em todos os mamíferos.
A IgE pode ser encontrada em concentrações muito baixas no soro e media as reações
alérgicas (Pastoret et al.,1996; Tizard, 2002).
Imunidade inata
Os elementos do sistema imune inato incluem barreiras anatômicas, moléculas de
secreção e componentes celulares A primeira barreira de defesa efetiva é a pele, quando esta
sofre algum dano, o processo de cicatrização assegura a sua reparação imediata. Tosse,
vômito, diarréia e fluxo urinário são alguns exemplos de processos de autolimpeza nas outras
superfícies corpóreas, a fim de eliminar diversos invasores potenciais. Caso ocorra falha nesta
barreira inicial, entra em ação a segunda camada de defesa, representada pelo sistema
imunoinato, constituído por mecanismos químicos e celulares de defesa coletiva (Pastoret et
al.,1996; Tizard, 2002).
A inflamação é a principal caraterística da imunidade inata. É a habilidade do corpo
em focalizar os mecanismos de defesa nos sítios de invasão bacteriana. Na inflamação,
neutrófilos e monócitos podem atacar e destruir a maioria dos organismos invasores,
impedindo que se espalhem pelo corpo. Na presença destes microorganismos invasores, o
corpo também produz enzimas que podem causar destruição microbiana. Estas enzimas
constituem o sistema complemento (Gorman, 1997; Tizard, 2002).
Imunidade adquirida
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Esse sistema de defesa age reconhecendo microorganismos invasores, destruindo e
guardando em sua memória esse fato. Dessa forma, ele aprende a reconhecer os invasores
quando encontrá-los novamente, respondendo de forma mais rápida e efetiva (Pastoret et
al.,1996).
Dois tipos de resposta constituem este sistema de defesa:
- resposta humoral: linfócitos B produzem proteínas denominadas anticorpos, que
destroem invasores extracelulares ou exógenos.
- resposta celular: células citotóxicas especializadas, conhecidas como linfócitos T,
destroem células anormais, que sofreram alterações devido a invasores intracelulares ou
endógenos, como vírus, bactérias ou protozoários intracelulares e células cancerosas (Pastoret
et al.,1996; Tizard, 2002).
Imunização
Em relação aos aspectos pertinentes a imunização, considera-se como imunização
passiva quando os anticorpos são produzidos em um animal doador, por meio da imunização
ativa, sendo então transferidos a animais suscetíveis, conferindo proteção imediata (Pastoret et
al.,1996).
Imunização ativa consiste na administração de antígenos em um animal de maneira
que ele responda por meio da montagem de uma resposta imune protetora. As vantagens
advindas desta imunização são o prolongado período de proteção e o reforço desta resposta
protetora por meio de injeções repetidas do antígeno. A desvantagem deste método é que a
proteção não é conferida imediatamente, porém quando estabelecida, possui longa duração e é
capaz de ser reestimulada (Gorman, 1997; Tizard, 2002).
Dentre as estratégias que podem conferir imunização ativa a utilização de vacinas é
largamente utilizada. Uma vacina ideal é aquela que produz imunidade prolongada, não
devendo apresentar efeitos colaterais, sendo barata, estável e adaptável à vacinação em massa.
As vacinas são administradas em uma dose padrão, não devendo ser divididas para adaptá-lo
ao tamanho do animal, administradas por meio de uma injeção subcutânea. É o método mais
simples e mais comum de administração de vacinas em felinos domésticos (Tizard, 2002).
Os preparados vacinais contra o virús da raiva são inativados, ou seja, os organismos
presentes na vacina estão mortos (inativados), porém mantém antigenicidade semelhante aos
organismos vivos, atuando como antígenos exógenos. As vantagens são a estabilidade no
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armazenamento, a improbabilidade de causar doenças e de apresentar organismos
contaminantes (Pastoret et al.,1996).
Resposta imune pós vacinal
De acordo com o Instituto Pasteur, que é o Laboratório de Referência para Raiva junto
ao Ministério da Saúde do Brasil, somente títulos iguais ou acima de 0,5 UI/mL de anticorpos
neutralizantes são considerados satisfatórios para manter um indivíduo protegido. De acordo
com levantamento bibliográfico, estes valores são os mesmos para humanos, cães, gatos e
bovinos (Kotait et al., 2009).
Andrade et al. (1999) avaliaram o padrão da resposta imune produzida por vacina antirábica em sagüis (Callithrix sp) adultos, sem histórico vacinal. Os animais foram vacinados
em esquema de dose única, utilizando a vacina produzida em cultura de células NIL-2 (feto de
hamster). As amostras de sangue foram coletadas nos dias 0, 7, 14, 21, 28 e 45 dias pósvacinação. Os exames sorológicos foram realizados pelo Teste de Neutralização em
camundongos. Os anticorpos foram detectáveis a partir do 14º dia, apresentando titulação
elevada aos 45 dias em todos os animais.
Ferreira et al. (2009) avaliaram a resposta imune humoral em bovinos primovacinados
contra a raiva e suplementados ou não com probiótico. Utilizou-se a vacina inativada obtida a
partir de cultura celular. Os títulos de anticorpos neutralizantes anti-rábicos foram
determinados por meio da técnica de soroneutralização em células BHK, sendo as amostras
colhidas nos dias 0, 75 e 150. Não houve diferença significativa (p>0,05) nos títulos de
anticorpos entre os tratamentos nos referidos dias após a vacinação, não sendo observada a
ação imunomoduladora específica do probiótico, embora com apenas uma dose da vacina
observou-se uma elevada porcentagem de bovinos que apresentaram títulos de anticorpos
considerados protetores nos dias 75 e 150.
Glutamina e sistema imune
A glutamina garante a funcionalidade do sistema imune, pois é o principal precursor de
energia e de macromoléculas para os linfócitos. Linfócitos e fagócitos mononucleares agem
em conjunto para responder rapidamente na eliminação de antígenos estranhos, para isso,
aumentam a demanda metabólica e a taxa de utilização da glutamina. Esta taxa é similar ou
até mesmo maior do que a de glicose, podendo ser totalmente suprida pelo músculo
17
esquelético e pela dieta. Entretanto, se a taxa de consumo de glutamina for muito aumentada,
ou se a produção e a liberação pelo músculo diminuir excessivamente e a dieta permanecer
com a mesma concentração desse aminoácido, poderá haver comprometimento da função
imunitária (Calder & Yaqoob, 1999; Curi et al., 1999; Peres et al., 2000; Newsholme, 2001).
Em razão dos linfócitos apresentarem alta atividade proliferativa, necessitam de um
aporte de ATP para suprir a demanda energética, sendo a glutamina disponível na circulação a
sua principal fonte de energia. A glutamina é metabolizada na mitocôndria através do ciclo do
ácido cítrico, seguida por fosforilação oxidativa aeróbica, enquanto a glicose é metabolizada
pela glicólise anaeróbica em linfócitos (Curi et al., 1999; Peres et al., 2000).
O consumo total de glutamina para o interior de linfócitos mesentéricos é dependente de
um sistema de transporte, que requer energia e um gradiente de Na+. Uma vez no interior das
mitocôndrias de linfócitos, a glutamina é desaminada pela ação da glutaminase dependente de
fosfato, gerando glutamato e amônio (Curi, 2000).
Daniel & Cavaglieri (2005) avaliaram a contagem de leucócitos, neutrófilos e linfócitos,
e a incidência de infecções das vias aéreas superiores em atletas jovens de futebol
suplementados via oral, com 5 g diárias de glutamina após treinamento intenso, não
observando alterações nos parâmetros avaliados com esta dosagem.
Pires (2011) suplementou cães adultos com L- glutamina e L-ácido glutâmico em
diferentes concentrações (0,6%, 1,2% e 1,8%), para de quantificação de IgG-T (total) e de
IgG-P (específica para parvovirose). Submeteu os animais a duas doses da vacina polivalente
(cinomose canina, hepatite infecciosa, coronavirose canina, parainfluenza, parvovirose – vírus
modificado e vírus morto e leptospirose), nos dias 48 e 69 após o início do experimento. Não
observou interação entre tratamento e período nos resultados de IgG-T. Porém nos resultados
de IgG-P observou-se aumento até o nível estimado de 0,98%.
Bartell & Batal (2007) suplementaram dietas de frangos de corte (Linhagem Cobb
500) com glutamina a 1% e 4%, para avaliar o crescimento destes animais, observando que o
grupo suplementado a 1% apresentou maior taxa de crescimento (P<0,05), em contraste com
o grupo suplementado a 4%, que apresentou baixo crescimento (P<0,05). Em outro
experimento também em frangos de corte, os autores compararam dietas suplementadas com
0% e 1% de glutamina, para avaliar o desenvolvimento do trato gastrointestinal e resposta
imune humoral. O grupo suplementado apresentou maior peso intestinal e vilosidades
intestinais mais altas (P <0,05) além de maiores concentrações de IgA e IgG (P <0,05) no
soro, na bile e intestinos, em comparação com os alimentados com a dieta controle.
18
Sakamoto et al. (2006) avaliaram a influência da suplementação de glutamina 1%
associada a 10 mg de vitamina E / kg, sobre o desempenho e resposta imune de frangos de
corte. As aves foram inoculadas com 0,5 ml de uma suspensão de hemácias de carneiro
(SRBC), sendo a resposta imune humoral específica avaliada por determinação do título de
anticorpos anti-SRBC. Os autores observaram que esta associação, durante os primeiros 7
dias de idade promoveu melhora da resposta imune, mas não influenciou no desempenho dos
animais
2.3 Particularidades dos felinos
Os gatos são considerados carnívoros estritos, pelo fato de no passado sobreviverem
alimentando-se somente das presas que caçavam. Este tipo de dieta apresentava altas
concentrações de energia na forma de proteína, quantidades moderadas de gordura e pequena
quantidade de carboidratos. Quando comparado aos cães, o metabolismo do gato é mais
adaptado a utilizar aminoácidos para o fornecimento de energia e menos adaptado à utilização
de carboidratos (Case et al., 1998).
Devido à dieta especializada, são necessárias adaptações metabólicas específicas, que
se manifestam como peculiaridades nas suas necessidades nutricionais. Os gatos normalmente
apresentam adaptações metabólicas ligadas à perda de vias metabólicas, como é o caso da
inabilidade em converter β-caroteno em vitamina A, ácido linoléico em ácido aracdônico,
sintetizar quantidades adequadas de taurina e necessitar de altas quantidades de arginina.
Destaca-se ainda uma falta de habilidade para converter triptofano em niacina e reduzida
capacidade de conservar nitrogênio, o que resulta em alta demanda protéica (Case et al.,
1998).
Quando comparado com os cães e outras espécies onívoras, os gatos possuem um
mecanismo único para metabolizar carboidratos dietéticos. Devido ao padrão diferente de
gliconeogênese, os gatos conseguem manter normal a glicemia quando consomem dietas
livres de carboidratos. Para a maioria dos animais, a velocidade de gliconeogênse é máxima
durante o estágio pós-absortivo, visando manter a glicemia quando não está mais disponível o
carboidrato dietético. Entretanto, espécies carnívoras, da mesma forma que os ruminantes,
mantêm um constante estágio de gliconeogênese, com uma taxa ligeiramente aumentada no
período pós-absortivo (Case et al., 1998).
19
Na maioria dos animais, as enzimas hepáticas glicoquinase e hexoquinase são ativas e
responsáveis pela fosforilação da glicose, visando a sua estocagem intracelular ou oxidação.
Nos gatos a atividade da glicoquinase é mínima, apresentando limitada habilidade em
metabolizar grandes cargas de glicose (Kirk et al., 2000). Também foi observado nesta
espécie uma atividade mínima da enzima hepática glicogênio sintetase, que é responsável pela
conversão de glicose em glicogênio (Zoran, 2002).
2.4 Influência da glutamina sobre parâmetros sanguíneos
Os valores normais dos parâmetros sanguíneos, hematológicos e bioquímicos citados
pela literatura, em sua grande maioria, referem-se a felinos adultos. Apesar de apresentarem
variações, estudos nesta espécie evidenciando a relação de diferentes componentes na dieta
com estes parâmetros têm sido pouco abordados.
2.4.1 Hematologia
A variação dos valores hematológicos em gatos está relacionada: ao local de
venopunção (hemoglobina, contagem total de leucócitos, neutrófilos e linfócitos são mais
elevados quando colhidos da jugular), à ansiedade do paciente associada à colheita da
amostra, à quantidade de anticoagulante e tempo decorrido da punção até a análise
(Clinkenbeard et al., 2001).
Os valores sanguíneos de referência ou normais para várias espécies podem sofrer
várias alterações relacionadas ao número de animais, a origem, a idade, o sexo, a raça, a
sanidade e a nutrição dos animais utilizados na pesquisa, bem como o método da colheita e a
técnica empregada na análise. Situações como estresse, atividade muscular, hidratação, tempo
da colheita, temperatura ambiente e altitude são fatores que influenciam os valores
sanguíneos. Portanto, variações fisiológicas e ambientais alteram os valores hematológicos
(Jain, 1993).
O estresse desencadeia respostas hormonais que alteram a concentração das células
sanguíneas, podendo acarretar diminuição da concentração de hemoglobina corpuscular
média (CHCM), aumento do número total de eritrócitos, hematócrito e plaquetas (Jain, 1993;
Leandro et al., 2006; Kaneko, 2008; Weiss & Wardrop, 2010).
20
A leucometria total e a contagem diferencial em gatos apresentam resultados bastante
variáveis, quando comparadas às do cão (Clinkenbeard et al., 2001), provavelmente devido à
maior proporção do pool marginal de células em relação ao pool circulante (Jain, 1993). Em
resposta à liberação de adrenalina, a redistribuição dos neutrófilos do pool marginal para o
pool circulante ocorre, sendo chamada de “leucocitose neutrofílica fisiológica”. Este efeito é
transitório dura em média 30 minutos, sendo mais pronunciado nos felinos e principalmente
em indivíduos jovens, resultante da excitação da contenção para venopunção (Jain, 1993).
O estresse fisiológico é uma resposta orgânica mediada pela liberação de hormônio
adrenocorticotrópico pela glândula pituitária e conseqüente liberação de cortisol pela glândula
adrenal. A resposta pode ser detectada no leucograma devido às alterações em vários tipos
celulares (Jain, 1993; Murtaugh, 1994; Kaneko, 2008).
Os corticosteróides, exógenos ou endógenos, quando apresentam sua secreção
aumentada, causam alterações no leucograma, classicamente caracterizada por neutrofilia,
linfopenia, eosinopenia, e ocasionalmente monocitose nos gatos. Um aumento na
concentração sérica de glicocorticóides leva a liberação de neutrófilos maduros para a
circulação e diminuição da migração dos neutrófilos para os tecidos. Além disso, ocorre um
decréscimo no número de eosinófilos circulantes, o que parece estar associado ao seqüestro e
inibição da liberação de eosinofilos pela medula óssea. Outro efeito dos esteróides é diminuir
o número de linfócitos na circulação, possivelmente pela redistribuição deles (Jain, 1993;
Weiss & Wardrop, 2010).
Leandro et al. (2006) avaliaram o efeito da administração via intraperitoneal de
glutamina, sobre o perfil leucocitário do sangue periférico de ratos, posteriormente
submetidos
a uma situação de contenção aguda indutora de estresse. Os animais que
receberam glutamina apresentaram um maior ganho de peso corporal, comparativamente ao
grupo controle, porém apresentaram aumento do número de neutrófilos e redução do número
de linfócitos, estando correlacionada com a liberação dos hormônios do estresse.
Os neutrófilos são os mais abundantes leucócitos no sangue periférico com ação
fagocítica, são atraídos quimiotaxicamente por células secretoras (mastócitos e basófilos), por
bactérias e por outros corpos estranhos, para as áreas de inflamação. Os neutrófilos
apresentam uma função eferente (fagocitose e degranulação) e outra aferente (liberação de
citocinas imunomodulatórias), ligadas às respostas inflamatórias e imunes (Curi, 2000). O
processo de endocitose dos neutrófilos consome glicose como metabólito energético, porém, a
glutamina também é consumida ativamente, talvez apresentando maior taxa de utilização do
que a glicose (Curi, 2000; Clinkenbeard et al., 2001).
21
Em relação aos linfócitos, estes são divididos em dois tipos principais: os linfócitos T,
que auxiliam na proteção contra as infecções virais, e os linfócitos B, que se transformam em
células produtoras de anticorpos. Gatos jovens normalmente apresentam uma alta contagem
de linfócitos, maior do que nos adultos ou indivíduos idosos. Este quadro é transitório e de
curta duração, e, se outra amostra for colhida, os valores absolutos de linfócitos tendem aos
valores de referência. Próximo ao período vacinal, uma linfocitose acompanhada da presença
de linfócitos reativos pode ser também detectada como resultado da estimulação antigênica
(Jain, 1993).
Oliveira Junior (2008), em experimento com leitões desmamados suplementados com
glutamina, ácido glutâmico e extrato de levedura, não observou diferenças significativas
(P>0,05) entre a maioria dos parâmetros relacionados ao eritrograma e leucograma, somente
apresentando um número médio de eosinófilos maior (P=0,02) nos animais alimentados com
as três fontes protéicas em relação aos que receberam dieta somente com glutamina e ácido
glutâmico, sendo provavelmente relacionado ao estresse da contenção durante a coleta.
Rogero et al. (2008) avaliaram em camundongos, o efeito do desmame precoce
associado à ingestão de ração isenta de glutamina para animais em crescimento, sobre o
estado nutricional e o metabolismo da glutamina. Observaram a diminuição da concentração
muscular de glutamina, diminuição do peso, da razão entre proteína/RNA e da concentração
de proteína e DNA no músculo gastrocnêmio, diminuição da contagem total de leucócitos e
de linfócitos no sangue periférico de animais do grupo sem glutamina quando comparados ao
grupo controle. Concluiram que o desmame precoce associado à ausência de ingestão de
glutamina diminui os estoques corporais de glutamina bem como alterou o estado nutricional,
fatos esses que podem estar relacionados à maior suscetibilidade a infecções em bebês
precocemente desmamados.
2.4.2 Dosagens bioquímicas
2.4.2.1 Glicose
A glicemia é mantida por um mecanismo complexo que envolve hormônios, enzimas
hepáticas e a disponibilidade de substratos para a síntese de glicose. Quando os níveis de
glicose decaem após a fase de absorção da digestão, a produção de glucagon pelas células
pancreáticas assegura a mobilização da glicose hepática dos estoques de glicogênio
22
(glicogenólise). Caso o estímulo para a produção hepática perdure, outro processo agora se
inicia a chamada gliconeogênese. Nos estados iniciais de jejum, os níveis glicêmicos são
mantidos em 75% pela glicogenólise e 25% pela gliconeogênese (Hoskins, 2001).
Parte da glutamina captada pelos hepatócitos é utilizada no processo de
gliconeogênese. Na hidrólise da glutamina que ocorre na mitocôndria hepática, depois da
remoção dos grupos que contém nitrogênio, o esqueleto carbônico remanescente αcetoglutarato é rapidamente canalizado para a síntese de glicose (Nelson & Cox, 2002).
A glutamina também pode reduzir os níveis de glicose. Este aminoácido combinado
com leucina ou com seu análogo químico não metabolizável, leva ao aumento da produção de
ATP e desencadeia o processo de secreção de insulina. A glutamina é um dos nutrientes
exógenos mais utilizados pelas células B das ilhotas pancreáticas, para manter o gasto
energético basal, tanto na presença como na ausência de glicose (Carpinelli e Ximenes, 2000).
Em leitões desmamados submetidos à dieta suplementada com glutamina, Oliveira
Junior (2008) relata que a taxa de glicemia não apresentou variação (P>0,05) entre os animas,
sendo os valores médios observados considerados dentro da normalidade para a espécie, de
acordo com Jain (1993) e Kaneko (2008), porém considerados superiores aos normais, de
acordo com Blood et al. (1983).
Cunha Filho (2007) realizou suplementação parenteral com o dipeptídeo L-alanilglutamina em crianças submetidas à palatoplastia, representando a dose de 0,33 mg/kg/dia de
glutamina no grupo tratamento, não observando diferença significativa na dosagem glicêmica
entre os grupos estudados. Na evolução temporal da concentração de glicose do grupo
controle, houve aumento de T3 (pós-operatório) em relação a T1 (pré-operatório). E no grupo
tratamento, houve diferença (P = 0,02), entre T4 (pós-operatório) e T1 (pré-operatório),
caracterizando quadro de hiperglicemia pós-trauma (diabetes do estresse). Não houve, no
entanto, diferença entre os outros tempos.
2.4.2.2 Uréia
Formada pelo fígado, a uréia é o principal produto do catabolismo das proteínas nas
espécies carnívoras e onívoras. Entre 25 a 40% da uréia é reabsorvida através dos túbulos
renais. O aumento da quantidade de urina reduz sua absorção, enquanto um baixo fluxo
facilita sua absorção. O nível de uréia pode estar aumentado em função da quantidade de
23
proteína da dieta, hemorragia do trato gastrointestinal e de catabolismo protéico (Nelson &
Cox, 2002).
Em muitos animais, a amônia em excesso é convertida em um composto não tóxico, a
glutamina, sendo então transportada, através do sangue, dos tecidos extra-hepáticos para o
fígado ou rins, para processamento. A glutamina é convertida enzimaticamente em glutamato
e NH4+, sendo a amônia eliminada por meio da produção de uréia. O glutamato, por meio da
glutamato desidrogenase, libera mais amônia e produz esqueletos carbônicos, que serão
utilizados como combustível metabólico (Nelson & Cox, 2002; Koolman & Klaus-Heinrich,
2004). Quando não são empregados para a síntese de novos aminoácidos ou outros compostos
nitrogenados, os grupos amino são destinados à produção de uréia (Nelson & Cox, 2002;
Rodwell, 2003).
Oliveira Junior (2008) utilizou glutamina, extrato de levedura e ácido glutâmico nas
dietas de leitões demamados, não observando variação (P>0,05) entre as médias de uréia dos
tratamentos.
2.5 Fitohemaglutinina
As lectinas são proteínas de origem não imune, que se ligam especificamente e
reversivelmente a açúcares, sendo encontradas em todos os organismos (Sell & Costa, 2000;
Nelson & Cox, 2002). Exemplos de lectinas incluem fitohemaglutinina (PHA), obtida a partir
do feijão vermelho, Phaseolus vulgaris; a concanavalina A (Con A), obtida a partir do feijão
trepadeira, Canavalis ensiformes e o mitógeno da erva-dos-cancros (PWM), obtida a partir da
erva-dos-cancros, Phytolacca americana (Sell & Costa, 2000; Tizard, 2002).
Identificação de grupos sanguíneos, caracterização de microrganismos, processo de
reconhecimento e interações celulares, e estimulação mitogênica de células imunes são
algumas das diversas atividades biológicas atribuídas às lectinas (Sell & Costa, 2000). São
classificadas como mitogênicas ou não mitogênicas, de acordo com a capacidade de aumentar
a síntese de DNA e induzirem transformação blástica de população específica de linfócitos
(Wisler & Yates, 1980).
Em linfócitos, mitógenos como a PHA, por exemplo, ativam uma série de vias
metabólicas que, dessa forma, capacitam estas células à proliferação. Os eventos iniciais
associados com a interação entre mitógenos e membranas celulares incluem mudanças no
fluxo metabólico. Linfócitos T são ativados pela interação do receptor de células T com o
24
complexo CD3, por estímulos como mitógenos, anticorpos ou antígenos processados (Curi,
2000; Peres et al., 2000).
Estudos realizados com linfócitos de humanos, cultivados por 24 horas e estimulados
por Con A, associados a diferentes concentrações de glutamina (0; 0,1; 0,4; 0,6 e 2 mM),
aumentou significativamente a produção de interleucina 2 (IL-2), interleucina 10 (IL-10) e
interferon gama (IFN-gama). A produção máxima dessas citocinas ocorreu na presença de 0,1
mM de glutamina (Peres et al., 2000).
As reações de hipersensibilidade tardia são classificadas como reações de
hipersensibilidade do tipo IV e resultam da interação entre o antígeno injetado, células
apresentadoras de antígenos e células T. Ao injetar a PHA intradermicamente no tecido, uma
reação local similar a uma resposta de hipersensibilidade tardia ocorrerá. Esta técnica é
considerada um método conveniente e rápido para avaliar a capacidade do animal em obter
uma resposta imune mediada por células, não sendo necessário sensibilizá-lo primeiramente a
um antígeno. A resposta à fitoemaglutinina, porém é uma resposta inespecífica, podendo
dificultar a interpretação (Tizard, 2002).
Pires (2011) avaliou a imunidade celular dos cães, empregando o teste de
hipersensibilidade cutânea tardia, através da aplicação intradérmica de fitohemaglutinina na
região do flanco, de 100 µL na concentração de 200 µg/mL de fitohemaglutinina, sendo a
espessura de pele medida com o auxílio de um cutímetro nos tempos 0, 24, 48 e 72 horas após
a injeção. A inclusão de L-glutamina e L-ácido glutâmico influenciou de forma quadrática
(P<0,05) a resposta dos animais ao teste de hipersensibilidade cutânea tardia, que aumentou
até o nível estimado de 1,16%, sendo que a resposta máxima foi obtida 24 horas após a
aplicação.
Rogero et al. (2002) avaliou o efeito da suplementação com L-glutamina e L-alanil- Lglutamina, na dose de 1 g/kg, sobre a resposta ao teste de hipersensibilidade cutânea tardia e
dosagem de anticorpos anti-albumina sérica bovina (ASB) da classe IgG, em ratos submetidos
ao treinamento intenso. Cada animal foi sensibilizado por via subcutânea na base da cauda,
sendo desafiados 10 dias após a primeira sensibilização com 50 µg/100 µL de solução salina
de ASB. Não foram observadas diferenças significativas entre a concentração sérica de
anticorpos IgG e na reação de hipersensibilidade cutânea tardia dos grupos tanto em relação
ao efeito do treinamento intenso, como da suplementação com L-glutamina ou L-alanil-Lglutamina.
25
3 ARTIGO CIENTÍFICO
INCLUSÃO DE L-GLUTAMINA NA DIETA DE GATOS EM CRESCIMENTO
Danieli Rankel Fernandes1, Douglas Haese1, Ricardo Souza Vasconcellos2, Geraldo
Luiz Colnago3, Renato Travassos Beltrame4, João Luís Kill1, Karina de Carli1, Alysson
Saraiva1
RESUMO
Com o objetivo de avaliar o efeito da suplementação do aminoácido L-glutamina sobre o
sistema imunológico, parâmetros hematológicos e bioquímicos de gatos em crescimento,
Foram utilizadas duas dietas comerciais para gatos filhotes, com e sem inclusão de 1% de Lglutamina. Vinte gatos, sem raça definida, com 60 dias de idade, foram distribuídos em
delineamento experimental de blocos ao acaso, com dois tratamentos e dez repetições. A Lglutamina foi incorporada após a adição de gordura e antes do ensaque da ração. Durante o
período experimental foram avaliados os índices hematológicos, concentração sérica de uréia,
concentração plasmática de glicose, titulação de anticorpos neutralizantes contra o vírus da
raiva e a verificação da imunidade celular através do teste de hipersensibilidade cutânea
tardia. Não foram observados efeitos (P>0,05) nas variáveis analisadas com a inclusão da Lglutamina. Estudos utilizando outras concentrações de L-glutamina e outras variáveis
analisadas em gatos em crescimento devem ser realizados.
Palavras chave: aminoácido, bioquímico, hematológico, teste de hipersensibilidade, titulação
anticorpos
1
Centro Universitário Vila Velha – ES
2
Universidade Estadual de Santa Catarina – UDESC
3
Universidade Federal Fluminense – Faculdade de Medicina Veterinária – RJ
4
Centro Universitário do Espírito Santo – ES
E-mail para correspondência: [email protected]
26
ABSTRACT
In order to evaluate the effect of supplementation of the amino acid L-glutamine on the
immune system, hematological and biochemical parameters of cats in growth, were used two
commercial diets for cats kittens with and without inclusion of 1% L-glutamine. Twenty cats,
mongrel, with 60 days of age, were divided into experimental design of randomized blocks
with two treatments and ten repetitions. L-glutamine was incorporated after the addition of fat
and feed before the bag. During the experimental period were evaluated hematological
indices, serum urea, plasma glucose concentration, titration of neutralizing antibodies against
rabies virus and verification of cellular immunity by testing for delayed hypersensitivity. No
effects were observed (P> 0.05) in the variables analyzed with the inclusion of L-glutamine.
Studies using other concentrations of L-glutamine and other variables in growing cats should
be performed.
Keywords: amino acids, biochemical, hematological test, hypersensitivity, antibody titration
.
27
3.1 INTRODUÇÃO
Nas fases iniciais da vida o animal é exposto a diversos desafios imunológicos, pois
ocorrem os primeiros contatos com antígenos, programas de vacinação e condições de
estresse promovido pelo desmame e aprendizado. Para isto, o sistema imunológico e sua
complexa rede de defesa sobreposta e interligada, auxiliam o organismo a combater os
antígenos, sendo essencial para a manutenção da vida (Gorman, 1997; Giger & Casal, 1997;
Tizard, 2002).
A glutamina é o aminoácido mais abundante no plasma, atuando como um importante
carreador de nitrogênio entre os diversos tecidos do organismo, sendo precursora da
ureogênese e gliconeogênese hepática (Calder & Yaqoob, 1999; Curi et al., 2000; Newsholme
et al., 2003; Elliott & Biourge, 2006). A glutamina participa da síntese de purinas,
pirimidinas, amino-açúcares, proteínas e muitas outras moléculas biologicamente ativas (Curi,
2000; Daniel et al., 2005; Dourado et al., 2007).
Células de proliferação rápida como linfócitos, enterócitos, células tumorais e
fibroblastos, além dos neutrófilos, têm uma maior exigência de glutamina, a qual é consumida
muito rapidamente, servindo como principal substrato energético para estas células. A
glutamina também aumenta a resposta linfocítica à estimulação de mitógenos, como a
fitohemaglutinina (PHA) (Curi et al., 2000; Fontana et al., 2003; Daniel et al., 2005).
Linfócitos, macrófagos, neutrófilos e fagócitos mononucleares apresentam importante
função na resposta imunológica e inflamatória, e a taxa de utilização de glutamina por estas
células está diretamente relacionada à função imunitária (Newsholme, 2001; Fontana et al.,
2003; Daniel et al. 2005). Em situações de esforço físico intenso, trauma, sepse, estresse e
câncer, o consumo da glutamina aumenta muito, passando a ser empregada em maiores
proporções para gliconeogênese, formação de uréia no fígado e manutenção do equilíbrio
ácido-básico afetando a função de células como macrófagos e linfócitos, que utilizam
glutamina como fonte de energia (Curi, 2000; Pedersen & Anders, 2000; Fontana et al.,
2003).
A nutrição tem impacto significativo no trato gastrointestinal de animais saudáveis e
doentes, com especial importância para a função do intestino e do sistema imunitário
associado ao trato gastrointestinal. A entrada de nutrientes no lúmen intestinal permite a
nutrição das próprias células intestinais e a presença desses nutrientes é um estímulo trófico
para a mucosa intestinal, permitindo maiores taxas de replicação e diferenciação celular, com
28
formação de uma melhor membrana mucosa, maior capacidade de absorção de nutrientes e
defesa contra a penetração de antígenos (Brunetto, 2009).
O trato gastrintestinal é o principal órgão de utilização da glutamina, sendo este um
substrato respiratório quantitativamente mais importante para os enterócitos do que a glicose.
Há estudos que indicam que a glutamina pode ser um componente dietético necessário para a
manutenção do metabolismo, da estrutura e da função da mucosa intestinal, seja em estados
patológicos ou de estresse. A glutamina aumenta a função da barreira intestinal e estimula o
crescimento dos vilos intestinais. A presença de glutamina na dieta pode estimular a liberação
de fatores de crescimento parácrinos e constituintes da matriz celular em células
mesenquimais, aumentando a superfície absortiva (Curi et al., 2000; Newsholme, 2001).
Neste trabalho teve-se como objetivo avaliar a suplementação de L-glutamina, sobre o
sistema imunológico e os parâmetros hematológicos e bioquímicos, em ração extrusada para
gatos em crescimento.
3 .2 MATERIAL E MÉTODOS
O estudo foi conduzido no gatil experimental do Centro de Tecnologia Animal (CTA),
situado no município de Domingos Martins-ES.
Antes do início do estudo, os animais foram submetidos à avaliação clínica,
hematológica e parasitária. Todos os procedimentos experimentais foram previamente
aprovados pela Comissão de Ética, Bioética e Bem Estar Animal (CEUA-UVV) da
Universidade de Vila Velha-ES, sob o parecer nº. 140/2011.
Foram utilizados 20 gatos, machos e fêmeas, em fase de crescimento, provenientes de
sete diferentes ninhadas, com idade inicial de 45 dias (Figura 1).
Figura 1 – Filhotes de gatos com 45 dias de idade de diferentes ninhadas.
29
Os animais foram vermifugados após o desmame aos 45 dias e aos 60 dias de idade,
sendo realizado o exame coproparasitológico após a última vermifugação. Antes do
experimento, os filhotes foram submetidos à alimentação com um mesmo alimento seco
extrusado5, sem inclusão de L-glutamina, durante um período de 15 dias. Considerou-se este
período adaptativo dos animais ao alimento seco, manejo e quarentena. Aos 45 dias de idade
foi realizada a primeira coleta de sangue para avaliação do estado de saúde dos animais
Aos sessenta dias de idade, os animais foram divididos em dois grupos experimentais,
sendo que os animais do grupo controle receberam dieta sem inclusão de L-glutamina e os
animais do grupo glutamina, receberam dieta suplementada com 1% de L-glutamina.
Os filhotes foram pesados semanalmente para acompanhamento do crescimento e para
o ajuste da quantidade de alimento de cada animal separadamente.
Foi utilizado alimento seco extrusado para gatos filhotes (Tabela 1), o qual recebeu
cobertura de L-glutamina6, sendo adicionada ao alimento logo após o processo de adição de
gordura, dentro do misturador, ficando aderida em todo o alimento (Figura 2).
Figura 2 – L-Glutamina sendo adicionada à dieta extrusada dentro do misturador tipo
betoneira.
5
Docat Mini – Nutriave Alimentos Ltda
6
Ajinomoto Interamericana Indústria e Comércio Ltda, Brasil
30
Tabela 1. Níveis de garantia do alimento seco extrusado para gatos filhotes
Nutrientes
Energia Metabolizada EM (Kcal/kg)
3526
Matéria Seca (MS), %
88
Proteína Bruta, %
36
Gordura, %
11
Fibra Bruta (FB), %
3
Cinzas, %
7
Extrativos não nitrogenados (ENN)
31
Cálcio (Ca) (Máx)
2
Cálcio (Ca) (mín)
1.1
Fósforo (P) (mín)
0,9
Ácido linoléico
2
Ácido linolênico
0,4
Ácido fosfórico
0,3
Composição Básica: Farinha de Peixe, Farinha de Vísceras, Farinha de Carne, Óleo de Peixe, Gordura
Animal Estabilizada, Hidrolisado Protéico de Frango, Soja Micronizada, Proteína Isolada de Soja, Milho
Integral Moído, Farelo de Soja, Farelo de Trigo, Arroz Quirera, Farelo de Arroz, Farelo de Glúten de
Milho, Cloreto de Sódio, Açúcar, Calcário Calcítico, Premix Vitamínico Mineral Aminoácido, Extrato de
Yucca, Sacharomices Cerevisiae, Aditivo Acidificante e corante.
Os animais receberam as dietas de acordo com as recomendações do National
Research Council (NRC) (2006), visando manter uma taxa de crescimento adequada. Duas
refeições foram fornecidas diariamente, sendo a necessidade energética (NE) diária para gatos
filhotes após desmame calculada pela equação (NRC, 2006):
NE (kcal) = 100 x PA 0,67 x 6,7 x [e (-0,189p) - 0,66]
Onde:
p = PA/PE
e = base de log natural = 2,718
PA = peso atual na data de avaliação (kg)
PE = peso corporal esperado na maturidade (kg)
Os animais foram mantidos em gatil coletivo, com área de sociabilização,
permanecendo em gaiolas individuais com medidas de 0,80 x 0,60 metros (Figura 3) nos
31
momentos da alimentação e período noturno, tendo períodos de convivência, onde
permaneciam soltos entre os indivíduos do grupo.
Figura 3 – Gaiola individual.
Os animais foram vacinados com a vacina polivalente7 A vacinação foi feita aos 60,
81 e 102 dias de idade.
Os animais foram submetidos à vacinação contra a raiva aos 123 dias de idade.
Utilizou-se a vacina anti-rábica inativada8, aplicada via subcutânea.
Para avaliação dos parâmetros hematológicos, dosagem sérica de uréia, dosagem
plasmática de glicose e titulação de anticorpos neutralizantes contra o vírus da raiva, durante o
período experimental, foram coletadas amostras de sangue em momentos pré-determinados,
aos 123 (início do experimento), 130, 137, 144, 151 e 181 dias de idade (Quadro 1).
7
8
Fel-O-Vax ® PCT + CaliciVax - Fort Dodge Animal Health.
Rabisin-i® - Merial Saúde Animal Ltda.
32
Quadro 1 - Coleta de sangue para análise laboratorial
Data das coletas de material e vacinações
Idade (dias)
45
Coleta*
60
81
102
1
1ª
Vacinação
polivalente
Vacinação anti-
1ª
2ª
123
130
137
144
151
181
2ª
3ª
4ª
5ª
6ª
7ª
(T0)
(T1)
(T2)
(T3)
(T4)
(T5)
3ª
1ª
rábica
*Sangue e soro (Hemograma, bioquímicos e titulação de anticorpos).
As alíquotas sanguíneas foram obtidas por meio de venopunção cefálica, após assepsia
do local com álcool 70% em seringas de 5 ml acopladas a scalp 23. As amostras de sangue
foram colocadas em tubos contendo anticoagulante ácido etilenodiamino tetra-acético
(EDTA) (hemograma) e enviadas ao laboratório veterinário9, sendo então processadas. Nas
amostras colocadas em tubos sem anticoagulante (titulação de anticorpos e bioquímicos),
procedeu-se imediatamente centrifugação a 2800 rpm, por 10 minutos, para a separação do
soro. Em seguida este material foi acondicionado em tubo de polipropileno e congelado a 20°C até o momento das análises. As amostras para titulação de anticorpos foram enviadas ao
Instituto Pasteur de São Paulo, e as amostras para dosagens bioquímicas foram analisadas em
Laboratório Veterinário.
Todos os parâmetros hematológicos foram analisados em contador automático da
marca Mindray modelo BC-2800VET e o método de contagem celular por impedância, sendo
a contagem diferencial feita em esfregaços sanguíneos corados com Giemsa. A dosagem de
hemoglobina foi realizada pelo método de cianometahemoglobina e a determinação da
concentração plasmática das proteínas foi realizada por refratometria.
Para dosagem plasmática de glicose determinou-se em cada amostra sanguínea,
através do plasma, as concentrações de glicose pelo método enzimático colorimétrico. A
dosagem sérica de uréia foi determinada em cada amostra de soro através do método cinético
de tempo fixo, ambos utilizando kits comerciais10.
Para realização do teste de titulação de anticorpos neutralizantes contra o vírus da
raiva, foi enviado 0,5 mL de soro não hemolisado congelado ao laboratório para estas
9
10
Biolab® - Laboratório de Análises Clínicas Veterinárias.
Bioclin® Quibasa, em Analisador Bioquímico semi automático Bioplus BIO-200F.
33
análises11. O teste utilizado para detecção foi o RFFIT - Teste de inibição de focos
fluorescentes.
Os soros foram inativados, em banho-maria, a 56ºC por 30 minutos. Foram realizadas
seis diluições seriadas de cada soro, na razão 2, começando de 1:5, colocando-se 25µL de
soro no primeiro orifício e adicionando-se 50µL de Meio Essencial Mínimo de Eagle (MEM),
com sais de Earle, suplementado com 10% de soro fetal bovino inativado. Após a diluição,
foi adicionado 50µL de vírus cepa CVS (Challenge Standard Virus), diluído previamente em
banho de gelo, e as placas foram incubadas em estufa com CO2 a 37ºC por 1h30min. Após a
incubação foi adicionado 100µL de células BHK-21 na concentração de 2,5X104 células/mL.
As microplacas foram novamente incubadas a 37ºC em atmosfera contendo 5% de CO2 por 20
horas. As células foram fixadas, em banho de gelo, utilizando acetona 80% gelada (Smith et
al.., 1996; Chaves et al.., 2006). A reação foi revelada com adição de conjugado antivírus da
raiva produzido pelo Instituto Pasteur (Caporale et al.., 2009). A leitura foi realizada em
microscópio de fluorescência invertido LEICA DMIL com aumento de 200X. Foram
observados 18 campos por orifício e o campo foi considerado positivo se pelo menos uma
célula estava infectada. Foram anotados quantos campos positivos foram encontrados por
orifício. O resultado foi obtido pelo teste Spearman-Karber e foi expresso em UI/mL.
Para avaliar a resposta imune celular, foi realizado o teste de hipersensibilidade
intradérmico à fitohemaglutinina (PHA). Após tricotomia da região do flanco direito, o local
foi limpo com álcool etílico 70%, sendo injetados 100 µL (0,1 ml) na concentração de 200
µg/mL de PHA em cada animal (Figura 4). A avaliação da espessura de pele foi realizada nos
tempos 0, 24, 48 e 72 horas após a injeção, utilizando-se um cutímetro analógico com visor
tipo relógio.
Figura 4 – Área de tricotomia no flanco direito e aplicação PHA e marcação do local de
aplicação.
11
Instituto Pasteur – São Paulo.
34
Os dados obtidos foram submetidos à análise estatística pelo pacote estatístico SAS
(1999). No intuito de descrever estatisticamente as variáveis avaliadas no estudo, foi utilizada
a função PROC MEANS. O estudo teve um delineamento em blocos casualizados em
esquema de medidas repetidas.
A normalidade das variáveis foi avaliada através da função PROC UNIVARIATE.
Variáveis não normais foram transformadas com auxílio da utilização de logaritmos e então
analisadas.
Nas análises que consideraram os efeitos principais de tratamentos (grupo controle
versus grupo que recebeu glutamina) e da interação entre os efeitos principais de tratamentos
e momentos (semanas de avaliação do grupo controle versus o grupo tratado), as observações
foram comparadas através do teste t.
Para avaliação dos efeitos principais de momentos dentro dos tratamentos, adotou-se o
procedimento PROC GLM baseado no seguinte modelo:
yijk = µ + ti + mj + tmij + eijk
em que,
yijk = observação referente às variáveis hematológicas, bioquímico, titulação de anticorpos e
peso do animal;
µ = constante inerente a todas observações;
ti = efeito do i-ésimo tratamento, sendo i = 1 (grupo controle) e 2 (grupo glutamina);
mj = efeito do j-ésimo momento de avaliação, sendo j = 123, 130, 137, 144, 151 e 181 dias;
tmij = efeito da interação do tratamento i com o momento j;
eijk = erro aleatório residual associado a cada observação.
Quando verificados efeitos significativos (P<0,05) nas análises de variância entre os
efeitos principais, aplicou-se o Teste de Tukey para discriminar as possíveis igualdades ou
diferenças entre tratamentos e os momentos.
35
3.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
O peso médio semanal dos animais e o consumo médio semanal das dietas dos gatos
durante o período experimental são apresentados na Tabela 2.
De acordo com Prats (2005) os gatos pesam cerca de 100 gr ao nascimento,
apresentando um ganho de peso médio entre 50 – 100 gr por semana, o equivalente a 7 – 10
gr por dia. Neste estudo os animais apresentaram ganho de peso gradativo durante todo o
período experimental, equivalente ao citado na literatura.
O consumo das dietas foi crescente ao longo do experimento (Figura 5).
O ganho de peso entre os tratamentos não foi influenciado (P>0,05) pela
suplementação de L-glutamina (Tabela 2).
Abreu et al.. (2010) trabalhando com inclusão de L-glutamina na ração de leitões,
desmamados aos 21 dias de idade, a fim de avaliar a morfologia intestinal, a resposta imune e
o desempenho, não observaram efeitos significativos (P>0,05) nas duas primeiras semanas
pós-desmame. Em contrapartida, Kitt et al.. (2002) relataram que a suplementação de 1% de
glutamina melhorou o desempenho zootécnico de leitões desmamados. Wu et al.. (1996)
verificaram que uma dieta com 1% de glutamina, para leitões no período pós-desmame,
preveniu a atrofia das vilosidades do jejuno e melhorou a conversão alimentar na segunda
semana pós-desmame.
Diferente do que ocorre na produção de suínos, em que o máximo ganho de peso é
desejado, o acompanhamento da curva de crescimento do gato é importante para avaliação de
sua saúde. Sendo assim, a glutamina é importante na prevenção da atrofia nas vilosidades
intestinais, promovendo adequada digestão e absorção de nutrientes.
36
Tabela 2 – Peso e consumo das dietas dos grupos controle e glutamina
Dias
Variável
Média
60
81
102
123
130
137
144
151
181
Controle
0,79+ 0,14
0,96+ 0,26
1,20+ 0,28
1,39+ 0,25
1,49+ 0,25
1,52+ 0,23
1,57+ 0,21
1,64+ 0,20
1,90+ 0,19
1,38
Glutamina
0,78+ 0,13
0,94+ 0,25
1,20+ 0,27
1,36+ 0,29
1,46+ 0,30
1,50+ 0,31
1,56+ 0,30
1,61+ 0,30
1,86+ 0,32
1,36
Controle
46 + 4
49 + 7
54 + 5
57 + 3
58 + 3
58 + 3
59 + 2
59 + 2
60 + 1
55
Glutamina
46 + 4
49 + 7
54 + 5
56 + 5
57 + 5
57 + 5
58 + 4
58 + 4
60 + 3
55
Peso (kg)
Consumo
Ração (gr)
1
Médias seguidas de letras minúsculas diferentes na mesma coluna diferem entre si (P<0,05) pelo teste t; Coeficiente de variação.
37
2
1,8
Peso (Kg)
1,6
1,4
1,2
Controle
1
Glutamina
0,8
0,6
60
81
102
123
130
137
144
151
181
Idade (dias)
Figura 5 – Peso médio dos animais (Kg) apresentado durante o período experimental
38
Os valores do eritrograma e proteína plasmática dos gatos durante o período
experimental são apresentados na Tabela 3.
Nos diferentes períodos de avaliações, não foram detectadas diferenças (P>0,05) entre
os tratamentos, exceto para proteína no dia 181. Pode-se observar diferenças (P<0,05) com a
idade no grupo glutamina para hemácias, hemoglobina, hematócrito, VCM12 e plaqueta, e
para VCM, CHCM13, proteína e plaqueta no grupo controle.
De forma geral, os valores hematológicos de referência podem sofrer alterações
relacionadas à quantidade de animais no local, a origem, a idade, o sexo, a raça, a sanidade e a
nutrição, bem como o método da colheita e a técnica empregada na análise. Situações como
estresse, atividade muscular, hidratação, tempo da colheita, temperatura ambiente e altitude
são fatores que influenciam os valores hematológicos (Jain, 1993; Leandro et al.., 2006;
Kaneko, 2008; Weiss e Wardrop, 2010). De acordo com Clinkenbeard et al.. (2001) variações
nos valores de hemoglobina, contagem total de leucócitos, neutrófilos e linfócitos em gatos
podem estar relacionadas ao local de venopunção, quando colhidos da jugular; à ansiedade do
paciente associada à colheita da amostra, à quantidade de anticoagulante e o tempo decorrido
da punção até a análise.
Os resultados obtidos demonstram que a inclusão de 1% de L-glutamina não
promoveu
12
13
efeitos
deletérios
sobre
os
parâmetros
VCM – Volume Corpuscular Médio
CHCM – Concentração de Hemoglobina Corpuscular Média
hematológicos
de
gatos.
39
Tabela 3 – Valores de eritrograma, proteína plasmática e plaquetas obtidos no grupo controle e glutamina
Variável
Dias
CV1
130
137
144
151
181
Média
Hemácias (mm3)
Controle
6,96+ 0,53
6,91 + 0,51
7,02 + 0,64
7,19 + 0,77
7,55 + 0,58
7,13+ 0,63
Glutamina
6,91+ 0,60AB
7,04 + 0,49AB
6,61 + 0,33B
7,15 + 0,15AB
7,46 + 0,81A
7,03 + 0,66
11,28+ 0,87
11,41 + 0,93
10,92 + 0,67
11,33 + 1,15
10,74 + 0,93
11,14+ 0,92
11,51+ 1,07AB
11,58 + 0,80A
10,24 + 0,67C
11,34 + 1,55ABC
10,31 + 0,20BC
11,01 + 1,01
Hematócrito (%)
Controle
Glutamina
34,06+ 3,34
35,10+ 3,37A
34,05 + 3,27
34,70 + 2,90AB
31,44 + 2,18
30,10 + 1,44C
32,20 + 4,44
32,70 + 5,20ABC
31,30 + 2,58
30,55 + 2,59BC
32,83+ 3,46
32,67 + 3,81
VCM (fl)
Controle
50,50+ 4,10A
49,90 + 2,68A
45,00 + 3,31B
-
41,55 + 3,53B
46,58+ 4,97
Glutamina
51,37+ 2,13A
49,20 + 2,65AB
45,50 + 2,36BC
-
40,92 + 6,00C
46,81 + 5,11
CHCM (g/dL)
Controle
Glutamina
32,12+ 1,24B
32,50+ 0,92
33,20 + 0,91AB
33,40 + 0,96
34,55 + 0,88A
33,8 + 0,91
-
33,34+ 1,52A
33,79+ 2,39
33,60+ 1,47
33,39 + 1,42
4,31
Proteína (g/dL)
Controle
Glutamina
6,15+ 0,24B
6,28+ 0,46
6,15+ 0,31B
6,37+ 0,72
6,48+ 0,24A
6,59+ 0,52
6,60+ 0,23A
6,70+ 0,63
6,80+ 0,24aA
6,53+ 0,28b
6,43+ 0,35
6,49+ 0,55
7,16
Controle
225,40+ 86,82B
232,00+ 37,48AB
317,10+ 49,14A
225,20+ 100,2B
259,8+ 26,44AB
250,60+ 72,65
Glutamina
201,40+ 62,39C
236,40+ 40,31BC
362,40+ 55,39A
223,50+ 98,44BC
296,2+ 64,23AB
263,30+ 87,42
Hemoglobina
(g/dL)
Controle
Glutamina
9,18
9,23
11,06
10,73
Plaquetas (µL)
31,22
Médias dentro das variáveis seguidas de letras minúsculas diferentes na mesma coluna e letras maiúsculas diferentes na mesma linha diferem entre si (P<0,05) pelo teste t e de Tukey,
respectivamente. 1Coeficiente de variação.
40
Os valores do leucograma de gatos durante o período experimental são apresentados
na Tabela 4.
Não ocorreram diferenças (P>0,05) entre as variáveis de leucograma entre os grupos
controle e glutamina, exceto para monócitos (P<0,05) no dia 181. Na avaliação dentro dos
grupos, pode-se constatar diferença (P<0,05) na variável neutrófilo para gatos consumindo
dieta com inclusão de L-glutamina. No grupo controle não houve nenhuma diferença (P>0,05)
no tempo para os parâmetros avaliados.
Apesar dos valores médios de leucócitos não apresentarem diferenças (P>0,05), estes
estão acima da normalidade para gatos até 6 meses de idade de acordo com Weiss e Wardrop
(2010) e Norsworthy e Viita-Aho (2011). A leucocitose apresentada em ambos os grupos,
sugere estresse no momento da colheita, em resposta à liberação de adrenalina, a
redistribuição dos neutrófilos do pool marginal para o pool circulante, sendo chamada de
“leucocitose neutrofílica fisiológica”. Este efeito é transitório, e dura em média 30 minutos,
sendo mais pronunciado nos felinos, principalmente em indivíduos jovens, resultante da
excitação da contenção para venopunção (Jain, 1993). O estresse fisiológico é uma resposta
orgânica, podendo ser detectada no leucograma devido às alterações em vários tipos celulares
(Jain, 1993; Murtaugh, 1994; Kaneko, 2008).
Abreu et al.. (2010) utilizaram a L-glutamina suplementada na ração de leitões
desmamados aos 21 dias de idade, com o objetivo de avaliar a resposta imune através da
contagem de leucócitos, não encontrando diferenças (P>0,05) na contagem destas células.
Os valores de neutrófilos encontram-se dentro da faixa de normalidade para gatos com
até seis meses de idade, de acordo com Weiss e Wardrop (2010). Embora não tenham sido
observadas diferenças (P>0,05) entre os grupos, pode-se constatar em valores absolutos que o
grupo glutamina apresentou uma maior resposta na produção celular em relação ao grupo
controle.
Em relação aos linfócitos, não ocorreram diferenças entre os grupos (P>0,05) controle
e glutamina. Apesar dos valores estarem dentro da faixa de normalidade descritos por Weiss e
Wardrop (2010), os animais que consumiram ração com 1% de inclusão de L-glutamina
apresentaram maior produção de linfócitos em relação ao controle. Abreu et al. (2010)
utilizaram a L-glutamina suplementada na ração de leitões desmamados aos 21 dias de idade,
a fim de avaliar a resposta imune através da contagem de linfócitos e, também, não
observaram diferenças (P>0,05) na contagem destas células.
41
Tabela 4 - Valores de leucograma obtidos no grupo controle glutamina
Dias
Variável
130
137
144
151
181
Leucócitos (mm3)
Controle
Glutamina
21800+ 7927
24800+ 6070
19700 + 7069
22250 + 5648
18662 + 11563
18200 + 7706
19130 + 5725
21720 + 4900
Neutrófilos (mm3)
Controle
Glutamina
14242+ 6530
16226+ 5501A
10906 + 4073
13362 + 3235A
9957 + 5417
9802 + 4793C
Linfócitos (mm3)
Controle
Glutamina
4489 + 2903
5905 + 2449
6107 + 3630
6244 + 2319
Monócitos (mm3)
Controle
Glutamina
334 + 258
284 + 195
Eosinófilos (mm3)
Controle
Glutamina
2704+ 1817
2385+ 1488
Média
CV1
16990 + 4206
17255 + 4630
19261+ 7446
20918 + 6308
34,42
12153 + 4611
14405 + 4180AB
9678 + 3116
9768 + 2671BC
11416+ 4966
12773+ 4801
40,50
5762 + 3084
6175 + 2519
4476 + 1785
4718 + 1580
5362 + 1503
5770 + 1770
5228 + 2666
5762 + 2151
44,10
731 + 612
812 + 600
980+ 1031
450 + 338
253+ 191
380 + 336
259+ 143a
124 + 101b
502+ 596
416 + 415
111,00
1936 + 1431
1830 + 1307
1921 + 2276
1771 + 1476
2270 + 1217
2193 + 1291
1690 + 1030
1592 + 786
2108+ 1572
1962 + 1282
70,00
Médias dentro das variáveis seguidas de letras minúsculas diferentes na mesma coluna e letras maiúsculas diferentes na mesma linha diferem entre si (P<0,05) pelo
teste t e de Tukey, respectivamente. 1Coeficiente de variação.
42
Em razão dos linfócitos apresentarem alta atividade proliferativa, necessitam de um
aporte de ATP para suprir a demanda energética, sendo a glutamina disponível na circulação a
sua principal fonte de energia (Curi et al., 1999; Peres et al., 2000).
De acordo com Newsholme (2001), a glutamina é muito utilizada por células isoladas
do sistema imune, como linfócitos, macrófagos e neutrófilos, além de ser importante para a
proliferação de linfócitos e produção de citoquinas, atividades de fagocitose e secreção dos
macrófagos. Calder e Yaqoob (1999) relataram que a glutamina é utilizada em altas taxas
pelas células do sistema imune em cultura e que é necessária para sustentar a proliferação
ótima dos linfócitos e a produção de citoquinas pelos linfócitos e macrófagos.
A figura 6 apresenta a produção de neutrófilos e linfócitos durante o período
Neutrófilos_Controle
Neutrófilos_Glutamina
Liinfocitos_Controle
Linfocitos_Glutamina
20000
19000
18000
17000
16000
15000
14000
13000
12000
11000
10000
9000
8000
7000
7050
6050
5050
Linfócitos
Neutrófilos
experimental.
4050
3050
2050
1050
50
130
137
144
151
181
Idade (dias)
Figura 6 – Resultados médios de neutrófilos (mil /µl); (eixo principal) e de linfócitos (mil /µl)
(eixo secundário) para os grupos controle e glutamina durante o período experimental.
43
Os valores de uréia sérica e glicose plasmática de gatos durante o período
experimental são apresentados na Tabela 5.
Não houve diferença significativa (P>0,05) para a variável glicose entre os grupos. Os
valores obtidos encontram-se dentro dos valores normais para glicemia em gatos, de acordo
com Bush (1999), Hoskins (2001), Kaneko (2008) e Norsworthy e Viita-aho (2011). Cunha
Filho (2007) e Oliveira Junior (2008) também observaram ausência de variação (P>0,05) na
taxa glicêmica quando suplementaram L-glutamina em crianças submetidas à palatoplastia e
em leitões desmamados, respectivamente (Figura 7).
65
100
60
95
90
85
50
80
45
75
40
70
65
Ureia_Controle
Ureia_Glutamina
Glicose_Controle
Glicose_Glutamina
35
30
Glicose
Ureia
55
60
55
25
50
123
130
137
144
151
181
Idade (dias)
Figura 7 – Concentração sérica de Uréia (mg/dL) (eixo principal) e plasmática de Glicose
(mg/dL) (eixo secundário) para os grupos controle e glutamina durante o período
experimental.
44
Tabela 5 - Valores plasmáticos de glicose e séricos de uréia obtidos no grupo controle e glutamina
Dias
Variável
123
130
137
144
151
181
Média
44,80+ 4,21A
29,21+ 6,40B
46,20 + 7,80A
41,80 + 6,02A
42,88 + 6,38A
50,54 + 11,41A
42,57
44,38+ 3,72AB
34,93+ 8,13B
47,60 + 8,27A
42,29 + 10,01AB
39,87 + 5,78AB
44,97 + 11,52AB
42,29
79,70+ 9,84B
84,30+ 12,20AB
84,40 + 7,63AB
94,90 + 6,60A
74,50 + 18,95B
85,71 + 8,97AB
83,91
80,30 + 10,35AB
79,10+ 12,81AB
82,40 + 8,38AB
89,20 + 18,25A
70,30 + 12,12B
83,23 + 10,36AB
80,71
CV1
Uréia (g/dL)
Controle
Glutamina
21,85
Glicose (g/dL)
Controle
Glutamina
Médias dentro das variáveis seguidas de letras minúsculas diferentes na mesma coluna e letras maiúsculas diferentes na mesma linha diferem entre si (P<0,05)
pelo teste t e Tukey respectivamente; 1Coeficiente de variação.
15,76
45
Em relação à uréia não foram encontradas diferenças (P>0,05) entre os grupos
controle e glutamina. Os valores encontram-se dentro dos valores de normalidade segundo
Bush (1999), e superiores aos valores citados por Kaneko (2008), que variam entre 20 -30
mg/dL e por Norsworthy e Viita-aho (2011), que estão entre 14 – 36 mg/dL. Entretanto os
valores de referência citados na literatura somente se referem à fase adulta, não sendo
encontrados na literatura, valores bioquímicos para gatos filhotes.
A produção de uréia aumenta em condições de ingestão protéica elevada na dieta,
sendo que todos os animais domésticos têm capacidade de metabolizar o excesso de proteína.
Este processo origina a produção de uréia e a sua excreção pela urina. A restrição protéica na
dieta até níveis que satisfaçam, mas sem exceder as necessidades do animal, minimizam a
produção de uréia e melhoram os sinais clínicos associados à uremia (Case et al.., 1998).
A imaturidade das funções hepáticas e renais, devido à idade dos animais, pode
desencadear acréscimos nos níveis de uréia, classificando os valores encontrados como
normais. Entretanto, mais estudos são necessários para comprovar esta hipótese.
A resposta cutânea ao teste de hipersensibilidade tardia nos gatos que receberam as
dietas controle e glutamina é apresentada na Tabela 6.
46
Tabela 6 - Espessura cutânea no teste de hipersensibilidade tardia em resposta a aplicação de fitohemaglutinina, nos gatos de ambos os
grupos
Variável
Resposta cutânea (mm)
Controle
Glutamina
Horas
0
24
48
72
Média
CV1
1,460+ 0,27B
1,970 + 0,41A
1,770+ 0,39 AB
1,690 + 0,34AB
1,722
20,63
1,450+ 0,28 B
2,120+ 0,4A
1,790 + 0,31AB
1,780+ 0,24AB
1,785
17,63
1
Médias dentro das variáveis e letras maiúsculas diferentes na mesma linha diferem entre si (P<0,05) pelo teste de Tukey respectivamente; Coeficiente de variação.
47
A inclusão de L- glutamina não influenciou (P>0,05) a resposta dos animais ao teste,
que foi crescente obtendo-se resposta máxima em 24 horas após a aplicação, em ambos os
grupos. Este aumento de volume cutâneo possivelmente está relacionado com o estimulo
decorrente da injeção, uma vez que neste período, também houve formação de pápula nos
animais do grupo controle.
Pires (2011) avaliando a resposta imunológica em cães adultos alimentados com dietas
suplementadas com L-glutamina e L-ácido glutâmico observou (P<0,05) efeito quadrático à
resposta dos animais ao teste de hipersensibilidade cutânea tardia, que aumentou até o nível
estimado de 1,16%, sendo que a resposta máxima foi obtida 24 horas da aplicação da PHA.
A titulação de anticorpos neutralizantes contra o vírus da raiva nos gatos que
receberam as dietas controle e glutamina é apresentada na Tabela 7.
As dietas não influenciaram (P>0,05) a produção de IgG nos gatos do experimento.
Apesar de não ter ocorrido diferença significativa, os animais consumindo ração com a
inclusão de 1% de L-glutamina apresentaram uma reposta absoluta maior que o grupo
controle (Figura 8).
16
Valor da Imunoglobulina (UI/mL)
14
12
10
8
6
Controle
Glutamina
4
2
0
123
130
137
144
151
181
Idade (dias)
Figura 8 – Títulos de anticorpos neutralizantes (IgG) contra o vírus da raiva para os grupos
controle e glutamina, pelo teste de RFFIT.
48
Tabela 7 - Valores da titulação (expressos em UI/mL) de anticorpos neutralizantes (AN) contra o vírus da raiva nos momentos pré e
pós-vacinal
Variável
Dias
123
130
137
144
151
181
Média
0,04+ 0,02C
0,22+ 0,30C
3,55 + 3,27BC
8,78 + 5,36A
13,45 + 6,75A
8,37 + 6,60AB
5,69+ 6,54
0,04+ 0,01B
0,15+ 0,11B
2,30 + 1,68B
9,21 + 3,84A
14,42 + 7,77A
8,94 + 7,62A
5,62 + 6,92
CV1
AN
Controle
Glutamina
118,00
Médias dentro das variáveis seguidas de letras minúsculas diferentes na mesma linha e letras maiúsculas diferentes na mesma coluna diferem entre si (P<0,05)
pelo teste t e Tukey respectivamente; 1Coeficiente de variação.
49
Sakamoto et al. (2006) avaliaram a influência da suplementação de 1% de glutamina
associada a 10 mg de vitamina E/kg, sobre a resposta imune humoral de frangos de corte, e
observaram melhora da resposta imune, com maior produção de anticorpos em relação ao
grupo controle. De forma semelhante, Soltan (2009) suplementou a dieta de frangos de corte
com 1% de glutamina e observou maior produção de anticorpos contra a doença de
Newcastle.
Bartell e Batal (2007) avaliaram a suplementação de 1% de L-glutamina em dietas de
frangos sobre o desenvolvimento do trato gastrointestinal e resposta imune humoral. De
acordo com o autor os animais que consumiram rações com 1% de L-glutamina apresentaram
maiores concentrações de IgA e IgG no soro, na bile e intestinos, em comparação com os
animais do grupo controle, sem suplementação de L-glutamina.
Peng et al.. (2006) suplementaram 0,5g/kg de peso corporal em pacientes humanos
severamente queimados, não observando efeito da glutamina sobre a resposta imune humoral
(IgG e IgM). Os autores relatam melhora significativa na resposta imunológica celular,
principalmente na taxa de diferenciação de linfócitos e concentração de IL-2, no grupo
suplementado.
A melhora na resposta imunológica provavelmente se dá devido à glutamina estar
envolvida na síntese de citocinas necessárias na indução da proliferação de linfócitos, como a
produção de IL-2, IL-10 e interferon gama (IFN-δ). A glutamina ainda é utilizada como fonte
de energia para as células de rápida proliferação, como os linfócitos (Curi, 2000).
A glutamina garante a funcionalidade do sistema imune, sendo o principal precursor
de energia para os linfócitos, que agem para responder rapidamente na eliminação de
antígenos estranhos, aumentando a demanda metabólica e a taxa de utilização da glutamina
(Calder e Yaqoob, 1999; Curi et al., 1999; Peres et al., 2000; Newsholme, 2001).
50
3.4 CONCLUSÕES
De acordo com o delineamento usado neste estudo, a suplementação com 1% de Lglutamina em alimento extrusado para gatos em crescimento não influenciou as variáveis
analisadas.
Estudos utilizando outras concentrações de L-Glutamina e variáveis analisadas mais
específicas em gatos em crescimento devem ser realizados.
51
3.5 REFERÊNCIAS
ABREU, M.L.T.; DONZELE, J.L.; SARAIVA, A.; MIRANDA DE OLIVEIRA, R.F.;
FORTES, E.L.; GRAÑA, G.L. Glutamina, nucleotídeos e plasma suíno em rações para leitões
desmamados. Revista Brasileira de Zootecnia, v.39, n.3, p.520-525, 2010.
BEDNAR, G.E.; MURRAY, S.M.; PATIL, A.R.; FLICKINGER, G.A.; MERCHEN, N.R.;
FAHEY JUNIOR, G.C. Selected animal and plant protein sources effect nutrient digestibility
and fecal characteristics of ileally cannulated dogs. Archives of Animal Nutrition, Paris, v.
53, p. 127-140, 1999.
BUSH, B.M. Interpretación de los análisis de laboratorio para clínicos de pequeños
animales. Madrid: Harcourt S.A., 1999.
CALDER, P.C.; YAQOOB, P. Glutamine and the immune system. Amino Acids, v. 17, p.
227-241, 1999.
CAPORALE GMM, SILVA ACR, PEIXOTO ZMP, CHAVES, LB., CARRIERI ML,
VASSÃO RC. First production of fluorescent anti-ribonucleoproteins conjugate for diagnostic
of rabies in Brazil. Journal of Clinical Laboratory Analysis, 2009, 23:7-13.
CASE, L.P.; CAREY, D.P.; HIRAKAWA, D.A. Desenvolvimento e tratamento da obesidade.
In: CASE, L.P.; CAREY, D.P.; HIRAKAWA, D. A. Nutrição canina e felina: manual para
profissionais. Harcourt: Brace, 1998. p. 247-268.
CARPINELLI, A. R.; XIMENES, H. M. A. Importância da Glutamina no Processo de
Secreção de Insulina. In: CURI, R. Glutamina: Metabolismo e Aplicações Clínicas e no
Esporte. Rio de Janeiro: Sprint, 2000. p. 149-154.
CHAVES LB, MAZUTTI, ALC; CAPORALE, GMM; SCHEFFER, KC; SILVA, ACR.
Comparision of RFFIT performed in lab-tek® and in 96-well microtitre plates. Anais da XVII
Rabies in the Americas, 2006, p.161.
52
CLINKENBEARD,
K.D.;
COWELL,
R.L.;
MEINKOTH,
J.H.;
DECKER,
L.S.,
BOUDREAUX, M.K.; ROGERS, K.S. The hematopoietic and lymphoid systems. In:
HOSKINS, J. D. Veterinary Pediatrics : Dogs and cats from birth to six months. 3a. ed, p.
300 – 343. 2001.
CUNHA FILHO, J. F. L-alanil-glutamina e seus efeitos sobre o estresse oxidativo, o
controle glicêmico e a resposta inflamatória em crianças submetidas à palatoplastia.
Tese (Mestrado). Faculdade de Medicina da Universidade Federal do Ceará. Fortaleza, 2007.
CURI, R.; P.; NEWSHOLME, T.C.; PITHON-CURI, M. PIRES-DE-MELO; GARCIA, C.;
HOMEM-DE-BITTENCOURT JR., P.I.; GUIMARÃES, A.R.P. Metabolic fate of glutamine
in lymphocytes, macrophages and neutrophils. Brazilian Journal of Medical Biology
Research, v. 32(1), p.15-21, 1999.
CURI, R. Considerações preliminares. In: CURI, R. et al.. Glutamina: metabolismo e suas
aplicações clínicas e no esporte. Rio de Janeiro: Sprint, 2000, p.15 – 16.
DANIEL, J.F.; CAVAGLIERI, C.R. Suplementação de Glutamina e Resistência Imunológica
em Atletas de Futebol. Saúde Rev., Piracicaba, v. 7(17), p. 21-29, 2005.
DOURADO, K.F.; BURGOS, M.G.P.A.; CAMPOS, F.A.C.S.; NASCIMENTO, A.L.;
SILVA, O.S. Papel da glutamina na Síndrome do Intestino Curto. Artigo de Revisão. Revista
Brasileira de Nutrição Clinica. V. 22(2), p. 162-166, 2007.
ELLIOTT, D. A.; BIOURGE, V. Royal Canin Viewpoint - Critical care nutrition.
WALTHAM Focus. v.16 (3), p. 31 – 36, 2006.
FONTANA, K.E.; VALDES, H.; VALDISSERA, V. Glutamina como suplemento
ergogênico. Revista Brasileira de Ciência e Movimento, v. 11(3), p. 91-96, 2003.
GIGER, U.; CASAL, M.L. Feline colostrum - friend or foe: maternal antibodies in queens
and kittens. Jounal of Reproduction and Fertility, v. 51, p. 313-316, 1997.
53
GORMAN, N.T. Imunologia. In: ETTINGER, S.J.; FELDMAN, E.C. Tratado de Medicina
Interna Veterinária – Moléstias do cão e do gato. 4ª. Ed. v. 2, cap. 147, p. 2735-2765.
1997.
HOSKINS, J. D. Veterinary Pediatrics: Dogs and cats from birth to six months. Clinical
evaluation of the kitten: from birth to eight weeks of age. 3a.ed, 2001.
JAIN, N. C. Erytrocyte physiology and changes in disease. In: Essentials of veterinary
hematology. Philadelphia, Lea & Fabiger. 1993. 133- 58.
KANEKO, J.J. Serum proteins and the dysproteinemias and appendix IX. In: Kaneko, J.J.
(ed) Clinical Biochemistry of domestic animals. 6ª ed. San Diego: Academic Press, 2008.
KERR, M.G. Exames Laboratoriais em Medicina Veterinária. São Paulo: Roca, 2003.
KOOLMAN, J.; KLAUS-HEINRICH, R. Color Atlas of Biochemistry. Second edition. New
York: Thieme, 2004.
KOTAIT, I.; CARRIERI, M.L.; TAKAOKA, N.Y. Raiva – Aspectos gerais e clínica. São
Paulo, Instituto Pasteur, 2009. 49p
LEANDRO, C.G.; NASCIMENTO, E.; AZEVEDO, M.M.; VIEGAS, A.; ALBUQUERQUE,
C.; CAVALCANTI, C.B.; MANHÃES-DE-CASTRO, R.; CASTRO, C.M.M.B. Efeito da LGlutamina sobre o perfil leucocitário e a função fagocítica de macrófagos de ratos estressados
Revista de Nutrição, v.19 (4), p.437-444, 2006.
MURTAUGH, R. J. Pediatrics: the kitten from birth to eight weeks. In: SHERDING, R. G.
(ed). The cat diseases and clinical management. New York: Churchill Livingstone, 1994. p.
1877-91.
NELSON, D.L.; COX, M.M. A Oxidação dos aminoácidos e a produção de uréia. In:
Lehninger – princípios da bioquímica. 3ª. edição. São Paulo: 2002. p. 486 – 514.
54
NEWSHOLME, P; PROCOPIO, J; LIMA, M.M.R; PITHON-CURI, T.C; CURI, R.
Glutamine and glutamate – their central role in cell metabolism and function. Cell
Biochemistry and Function. v. 21, p. 1-9, 2003.
NORSWORTHY , G. D.; VIITA – AHO, T.K. Normal Laboratory Values. In:
NORSWORTHY , G. D. The feline patient. 4th ed. p. 977-978, 2011.
NRC – (National Research Council) Nutrient Requirements of Dogs and Cats – Animal
Nutrition Series. Comparative Digestive Physiology of Dogs and Cats. 2006.
OLIVEIRA JUNIOR, A. R. Glutamina, ácido glutâmico e ou extrato de levedura na dieta de
leitões desmamados. Tese (Mestrado). Universidade Federal de Uberlândia. 2008.
PASTORET,P.; GRIEBEL, P.; BAZIN, H.; GOVAERTS, A. Immunology Of The Cat.
Handbook of vertebrate immunology. Academic Press. 1996. p. 290 – 336.
PERES, C.M.; OTTON, R.; CURI, R. Glutamina e linfócitos. In: CURI, R. et al.. Glutamina:
metabolismo e suas aplicações clínicas e no esporte. Rio de Janeiro: Sprint, 2000. p.177188.
RODWELL, V.W. Catabolism of Proteins & of Amino Acid Nitrogen. In: MURRAY, R.K.;
GRANNER, D.K.; MAYES, P.A.; RODWELL, V.W. Harper’s Illustrated Biochemistry.
Twenty-Sixth Edition. p. 242-247. 2003.
SAS INSTITUTE. SAS/STAT: user´s guide statistics. Version 9.2. Cary: SAS Institute,
1999.
SMITH JS, YAGER PA, BAER GM. A rapid fluorescent focus inhibition test (RFFIT) for
determining rabies virus-neutralizing antibody. In: Meslin F-X, Kaplan MM, Koprowski H.
Laboratory techniques in rabies. 4th ed: World Health Organization. Geneva. 1996; 114130.
TIZARD, I. Imunologia veterinária: Uma Introdução. 6.ed. São Paulo: Roca, 2000. 482p.
55
WEISS, D.J.; WARDROP, K.J. Schalm’s - veterinary hematology. 6a. ed. 2010.
WILLOUGHBY, K. Paediatrics and Inherited Diseases. In: CHANDLER, E.A.; GASKELL,
C.J.; GASKELL, R.M. Feline Medicine and Therapeutics. Third Edition - Blackwell
Publishing. 2004 p. 355-378.
4 REFERÊNCIAS
ABREU, M.L.T.; DONZELE, J.L.; SARAIVA, A.; MIRANDA DE OLIVEIRA, R.F.;
FORTES, E.L.; GRAÑA, G.L. Glutamina, nucleotídeos e plasma suíno em rações para leitões
desmamados. Revista Brasileira de Zootecnia, v.39, n.3, p.520-525, 2010.
ANDRADE, M.C.R.; OLIVEIRA, A.N.; ROMIJN, P.C.; KIMURA, L.M.S. Resposta imune
produzida por vacinas anti-rábicas em sagüis (Callithrix sp). Revista da Sociedade
Brasileira de Medicina Tropical, v. 32 (5), p.533-540, 1999.
BARTELL, S. M; BATAL, A. B. The Effect of Supplemental Glutamine on Growth
Performance, Development of the Gastrointestinal Tract, and Humoral Immune Response of
Broilers. Poultry Science, v. 86, p. 1940–1947, 2007.
BEDNAR, G.E.; MURRAY, S.M.; PATIL, A.R.; FLICKINGER, G.A.; MERCHEN, N.R.;
FAHEY JUNIOR, G.C. Selected animal and plant protein sources effect nutrient digestibility
and fecal characteristics of ileally cannulated dogs. Archives of Animal Nutrition, Paris, v.
53, p. 127-140, 1999.
BLOOD, D.C.; HENDERSOMN, J.A.; RADOSTIS, O.M. Clínica Veterinária 5ª. Ed. Rio de
Janeiro: Guanabara-Koogan, 1983, 1121p.
BRUNETTO; M. A. (2009). Nutrição Clínica – Emergência e cuidados intensivos. Revista
Clínica Veterinária, XIV (78), 41-46.
BUSH, B.M. Interpretación de los análisis de laboratorio para clínicos de pequeños
animales. Madrid: Harcourt S.A., 1999.
56
CALDER, P.C.; YAQOOB, P. Glutamine and the immune system. Amino Acids, v. 17, p.
227-241, 1999.
CASE, L.P.; CAREY, D.P.; HIRAKAWA, D.A. Desenvolvimento e tratamento da obesidade.
In: CASE, L.P.; CAREY, D.P.; HIRAKAWA, D. A. Nutrição canina e felina: manual para
profissionais. Harcourt: Brace, 1998. p. 247-268.
CASTELL, L. M. Can Glutamine Modify the Apparent Immunodepression Observed After
Prolonged, Exhaustive Exercise? Nutrition, v.18 (5), p. 371–375, 2002.
CARPINELLI, A. R.; XIMENES, H. M. A. Importância da Glutamina no Processo de
Secreção de Insulina. In: CURI, R. Glutamina: Metabolismo e Aplicações Clínicas e no
Esporte. Rio de Janeiro: Sprint, 2000. p. 149-154.
CASTELL, L M & NEWSHOLME, E A. The effects of oral glutamine supplementation
athletes after prolonged, exhaustive exercise. Nutrition. v.13, p. 738-742, 1997.
CLINKENBEARD,
K.D.;
COWELL,
R.L.;
MEINKOTH,
J.H.;
DECKER,
L.S.,
BOUDREAUX, M.K.; ROGERS, K.S. The hematopoietic and lymphoid systems. In:
HOSKINS, J. D. Veterinary Pediatrics : Dogs and cats from birth to six months. 3a. ed, p.
300 – 343. 2001.
COLLEONE, V.V.; KANUNFRE, C.C.; MARTINS, A.K.A.; SAMPAIO, S.C.; CURI. R.
Glutamina sintetase (E.C. 6.3.3.2 ou L-glutamato: amônia ligase). In: CURI, R. et al..
Glutamina: metabolismo e suas aplicações clínicas e no esporte. Rio de Janeiro: Sprint,
2000. p. 65-84.
CUNHA FILHO, J. F. L-alanil-glutamina e seus efeitos sobre o estresse oxidativo, o
controle glicêmico e a resposta inflamatória em crianças submetidas à palatoplastia.
Tese (Mestrado). Faculdade de Medicina da Universidade Federal do Ceará. Fortaleza, 2007.
CURI, R.; P.; NEWSHOLME, T.C.; PITHON-CURI, M. PIRES-DE-MELO; GARCIA, C.;
HOMEM-DE-BITTENCOURT JR., P.I.; GUIMARÃES, A.R.P. Metabolic fate of glutamine
57
in lymphocytes, macrophages and neutrophils. Brazilian Journal of Medical Biology
Research, v. 32(1), p.15-21, 1999.
CURI, R. Considerações preliminares. In: CURI, R. et al.. Glutamina: metabolismo e suas
aplicações clínicas e no esporte. Rio de Janeiro: Sprint, 2000, p.15 – 16.
DANIEL, J.F.; CAVAGLIERI, C.R. Suplementação de Glutamina e Resistência Imunológica
em Atletas de Futebol. Saúde Rev., Piracicaba, v. 7(17), p. 21-29, 2005.
DIESTEL, C.F.; LOPES-PAULO, F.; MARQUES, R.G.; HORST, N. L.; CAETANO, C.E.R.
Efeito da suplementação oral de l-glutamina na parede colônica de ratos submetidos à
irradiação abdominal. Acta Cirúrgica Brasileira, v. 20 (1), 2005.
DOURADO, K.F.; BURGOS, M.G.P.A.; CAMPOS, F.A.C.S.; NASCIMENTO, A.L.;
SILVA, O.S. Papel da glutamina na Síndrome do Intestino Curto. Artigo de Revisão. Revista
Brasileira de Nutrição Clinica. V. 22(2), p. 162-166, 2007.
ELLIOTT, D. A.; BIOURGE, V. Royal Canin Viewpoint - Critical care nutrition.
WALTHAM Focus. v.16 (3), p. 31 – 36, 2006.
FERREIRA et al.. Avaliação da vacinação anti-rábica e da suplementação com probiótico na
resposta imune humoral em bovinos. Ciências Agrárias, v.30, n. 3, p. 655-660, 2009.
FONTANA, K.E.; VALDES, H.; VALDISSERA, V. Glutamina como suplemento
ergogênico. Revista Brasileira de Ciência e Movimento, v. 11(3), p. 91-96, 2003.
GIGER, U.; CASAL, M.L. Feline colostrum - friend or foe: maternal antibodies in queens
and kittens. Journal of Reproduction and Fertility, v. 51, p. 313-316, 1997.
GORMAN, N.T. Imunologia. In: ETTINGER, S.J.; FELDMAN, E.C. Tratado de Medicina
Interna Veterinária – Moléstias do cão e do gato. 4ª. Ed. v. 2, cap. 147, p. 2735-2765.
1997.
GRECO, D.S.; CHASTAIN, C.B. Endocrine and Metabolic Systems. In: HOSKINS, J.D.
Veterinary pediatrics: dogs and cats from birth to six months. 3 ed. p. 344 -370. 2001
58
HARRIS, R.C.; HARRIS, P.A.; ROUTLEDGE, N.B.H.; NAYLOR, J.R.J. & WILSON, A.M.
Plasma glutamine concentrations in the horse following feeding and oral glutamine
supplementation. Equine Veterinary Journal. v.36, p.637-642, 2006.
HOSKINS, J. D. Veterinary Pediatrics: Dogs and cats from birth to six months. Clinical
evaluation of the kitten: from birth to eight weeks of age. 3a.ed, 2001.
JAIN, N. C. Erytrocyte physiology and changes in disease. In: Essentials of veterinary
hematology. Philadelphia, Lea & Fabiger. 1993. 133- 58.
KANEKO, J.J. Serum proteins and the dysproteinemias and appendix IX. In: Kaneko, J.J.
(ed) Clinical Biochemistry of domestic animals. 6ª ed. San Diego: Academic Press, 2008.
KERR, M.G. Exames Laboratoriais em Medicina Veterinária. São Paulo: Roca, 2003.
KIRK, C.A.; DEBRAEKELEER. J.; ARMSTRONG, P.J. Normal cats, in Small animal
clinical nutrition. M.S. Hand, et al.., Editors. 2000, Mark Morris Institute: Missouri. p. 291 340.
KITT, S.J.; MILLER, P.S.; LEWIS, A.J. et al.. Effects of glutamine on growth performance
and small intestine villus height in weanling pigs. Nebraska Swine Report, p.29, 2002.
KOOLMAN, J.; KLAUS-HEINRICH, R. Color Atlas of Biochemistry. Second edition. New
York: Thieme, 2004.
KRZYWKOWSKI, K.; PETERSEN, E.W.; OSTROWSKI, K.; KRISTENSEN, J.H.; BOZA,
J. and PEDERSEN, B.K. Effect of glutamine supplementation on exercise-induced changes in
lymphocyte function. American Journal of Physiology - Cell Physiology. v.281, p. C1259C1265, 2001.
LEANDRO, C.G.; NASCIMENTO, E.; AZEVEDO, M.M.; VIEGAS, A.; ALBUQUERQUE,
C.; CAVALCANTI, C.B.; MANHÃES-DE-CASTRO, R.; CASTRO, C.M.M.B. Efeito da L-
59
Glutamina sobre o perfil leucocitário e a função fagocítica de macrófagos de ratos estressados
Revista de Nutrição, v.19 (4), p.437-444, 2006.
MURTAUGH, R. J. Pediatrics: the kitten from birth to eight weeks. In: SHERDING, R. G.
(ed). The cat diseases and clinical management. New York: Churchill Livingstone, 1994. p.
1877-91.
NELSON, D.L.; COX, M.M. A Oxidação dos aminoácidos e a produção de uréia. In:
Lehninger – princípios da bioquímica. 3ª. edição. São Paulo: 2002. p. 486 – 514.
NEVES, J.S.; NASCIMENTO, J.E.A.; SILVA, M.H.G.G.; BICUDO, A.S.; NASCIMENTO,
M.; JUNIOR, R.N. influência da glutamina na mucosa do intestino delgado de ratos
submetidos à enterectomia extensa. Revista do Colégio Brasileiro de Cirurgiões. v. 30, (6),
p. 406-415, 2003.
NEWSHOLME, P. Why Is L-Glutamine Metabolism Important to Cells of the Immune
System in Health, Postinjury, Surgery or Infection? The Journal of Nutrition. v.131, p.
2515S–2522S, 2001.
NEWSHOLME, P; PROCOPIO, J; LIMA, M.M.R; PITHON-CURI, T.C; CURI, R.
Glutamine and glutamate – their central role in cell metabolism and function. Cell
Biochemistry and Function. v. 21, p. 1-9, 2003.
NORSWORTHY , G. D.; VIITA – AHO, T.K. Normal Laboratory Values. In:
NORSWORTHY , G. D. The feline patient. 4th ed. p. 977-978, 2011.
NRC – (National Research Council) Nutrient Requirements of Dogs and Cats – Animal
Nutrition Series. Comparative Digestive Physiology of Dogs and Cats. 2006.
OLIVEIRA JUNIOR, A. R. Glutamina, ácido glutâmico e ou extrato de levedura na dieta de
leitões desmamados. Tese (Mestrado). Universidade Federal de Uberlândia. 2008.
PALANCH, A.C. Metabolismo da glutamina no intestin0. In: In: CURI, R. et al.. Glutamina:
metabolismo e suas aplicações clínicas e no esporte. Rio de Janeiro: Sprint, 2000. p. 85-96.
60
PEDERSEN B K & ANDERS D T. Effects of exercise on lymphocytes and cytokines.
British Journal of Sports Medicine. v.34, p.246-251, 2000.
PENG, X.; YAN, H.; YOU, Z.; WANG, P.; WANG, S. Glutamine granule-supplemented
enteral nutrition maintains immunological function in severely burned patients. Burns, v. 32,
p. 589-593, 2006.
PERES, C.M.; OTTON, R.; CURI, R. Glutamina e linfócitos. In: CURI, R. et al.. Glutamina:
metabolismo e suas aplicações clínicas e no esporte. Rio de Janeiro: Sprint, 2000. p.177188.
PIRES, A.F. Resposta imunológica em cães adultos alimentados com dietas
suplementadas com L-Glutamina e L-Ácido Glutâmico. Dissertação (mestrado). Centro
Universitário Vila Velha, Vila Velha, 2011.
POFFENBARGER, E. M.; OLSEN, P. N.; RALSTON, S. L.; CHANDLER, M. L. Canine
neonatology. Part I. Disorders of the neonate. Compendium and Veterinary, v. 13, n. 1, p.
25-37, 1990.
POMPÉIA, C. Glutaminase (E.C 3.5.1.2 ou L-glutamina amido-hidrolase). In: CURI, R. et
al.. Glutamina: metabolismo e suas aplicações clínicas e no esporte. Rio de Janeiro: Sprint,
2000. p. 17 -64.
PRATS, A. Período neonatal. In: PRATS, A. Neonatologia e pediatria: canina e felina,
Cap.3, p.30-41, Interbook editora, São Caetano do Sul – SP, 2005.
ROBINSON, N.E. Transporte de gás no sangue. In: CUNNINGHAM. J.G.; KLEIN, B.G.
Tratado de Fisiologia Veterinária. 4ª. Ed. Rio de Janeiro: Elsevier, 2008
RODWELL, V.W. Catabolism of Proteins & of Amino Acid Nitrogen. In: MURRAY, R.K.;
GRANNER, D.K.; MAYES, P.A.; RODWELL, V.W. Harper’s Illustrated Biochemistry.
Twenty-Sixth Edition. p. 242-247. 2003.
61
ROGERO, M.M.; TIRAPEGUI, J.; PEDROSA, R.G.; CASTRO, I.A.; PIRES, I.S.O.;
OLIVEIRA, A.A.M. Efeito da suplementação com L-alanil-L-glutamina sobre a resposta de
hipersensibilidade do tipo tardio em ratos submetidos ao treinamento intenso. Revista
Brasileira de Ciências Farmacêuticas Brazilian Journal of Pharmaceutical Sciences v.
38, n. 4, 2002.
ROGERO MM, BORELLI P, FOCK RA , OLIVEIRA PIRES IS, TIRAPEGUI J. Glutamine
in vitro supplementation partly reverses impaired macrophage function resulting from early
weaning in mice. Nutrition. v. 24, p. 589-98, 2008 .
SAKAMOTO, M.I.; MURAKAMI,A.E.; SILVEIRA, T.G.V.; FERNANDES, J.I.M.;
OLIVEIRA, C.A.L. Influence of Glutamine and Vitamin E on the Performance and the
Immune Responses of Broiler Chickens. Brazilian Journal of Poultry Science. v.8, n.4, p.
243 – 249, 2006.
SAS INSTITUTE. SAS/STAT: user´s guide statistics. Version 9.2. Cary: SAS Institute,
1999.
SELL, A.M.; COSTA, C.P. Atividades biológicas das lectinas PHA, WGA, jacalina e
artocarpina. Acta Scientiarum, v.22 (2), p.297-303, 2000.
SOLTAN, M.A. Influence of Dietary Glutamine Supplementation on Growth Performance,
Small Intestinal Morphology, Immune Response and Some Blood Parameters of Broiler
Chickens. International Journal of Poultry Science, v. 8, n. 1, p. 60- 68, 2009.
STURGESS, K. Enfermedades infecciosas de cachorros jóvenes y gatitos. In: SIMPSON, G.
M.; ENGLAND, G. C. W.; HARVEY, M. J. (Eds). Manual de reproducción y neonatología
en pequeños animales. Madrid: Harcourt, 2000. p. 215-24.
TIZARD, I. Imunologia veterinária: Uma Introdução. 6.ed. São Paulo: Roca, 2000. 482p.
VAN DEN BERG, A.; ELBURG, R. M.; WESTERBEEK, E. A. M.; TWISK, J. W. R.;
FETTER, W. P. F. Glutamine-enriched enteral nutrition in very-low-birth-weight infants and
62
effects on feeding tolerance and infectious morbidity: a randomized controlled trial.
American Journal of Clinical Nutrition. v.81, p. 1397-1404, 2005.
VERONESI, C. Efeito de dois elementos comerciais secos no consumo energético, peso vivo
e peso metabólico, escore corporal, escore e peso fecal de cães adultos em manutenção e
atividade. Dissertação (Mestrado). Faculdade de Medicina Veterinária e Zootecnia – USP,
São Paulo, 2003.
WEISS, D.J.; WARDROP, K.J. Schalm’s - veterinary hematology. 6a. ed. 2010.
WILMORE, D.W. The effect of glutamine supplementation in patients following elective
surgery and accidental injury. Journal of Nutrition., v.131, p. 2543s-2549s, 2001.
WISLER, R.L.; YATES, A.J. Regulation of lymphocytes responses by human gangliosides Icharacteristics of inhibitory effects and the induction of impaired activation. Journal of
Immunology, v. 125, p. 2106-2111, 1980.
WU G., MEIER, S.A., KNABE, D.A. Dietary glutamine supplementation prevents jejunal
atrophy in weaned pigs. J Nutr 126, 2578-2584. 1996.
ZORAN, D.L. The carnivore conncetion to nutrition in cats. Journal of the American
Veterinary Medical Association, v. 221, n.11, p. 1559 -1567, 2002.