Viroses de plantas ornamentais e medidas de

VIROSES DE PLANTAS ORNAMENTAIS E MEDIDAS DE CONTROLE
Eliana Borges Rivas
Vírus que infectam plantas
Em culturas comerciais, um importante agente disseminador de vírus é o próprio
produtor. Como os vírus são microrganismos muito simples, eles são incapazes de
infectar uma planta sem o auxílio de agentes externos. Para que a infecção ocorra,
esses agentes devem romper a parede celular e introduzir o vírus diretamente no
citoplasma da célula. Na cultura, esses agentes podem ser vetores (insetos, ácaros,
nematóides e fungos), instrumentos-de-poda contaminados, material propagativo
infectado, assim como o adensamento das plantas pois, o contato entre as folhas
de diferentes plantas pode promover a quebra de pêlos e proporcionar a passagem do vírus da célula de uma planta para a célula da outra planta.
Vírus em aráceas (antúrios e outras folhagens)
A família Araceae, reconhecida por sua estrutura floral característica: a espata
e a inflorescência em espádice, possui espécies comestíveis e ornamentais; estas
últimas cultivadas como flor de corte (antúrio, copo-de-leite e ‘calla’) e folhagem
(caládio, comigo-ninguém-pode, costela-de-adão, filodendro, singônio e outras).
Relatos de vírus em aráceas começam em 1930, com a constatação de manchas
necróticas, cloróticas e ‘faixas onduladas’ em folhas de Anthurium andraeanum (Verplanck) e, a partir daí, mais de 25 espécies de vírus foram relatadas (Tabela 1).
O vírus mais amplamente disseminado, dentre as aráceas cultivadas, é o Dasheen
mosaic virus (DsMV – “vírus do mosaico do inhame”). A descrição desse vírus coincide com o “boom das folhagens”, ocorrido na década de 1970. Dependendo da
espécie de arácea e das condições ambientais, o DsMV pode não induzir sintomas
(latência) ou, então, induzir diferentes tipos de sintomas (Tabela1). O padrão comumente observado, em amostras de aráceas obtidas de diferentes produtores do
Estado de São Paulo, que de acordo com a literatura é atribuído apenas ao DsMV, foi
o mesmo para diferentes espécies de vírus (Tabela 1). No Brasil, o DsMV é o vírus
mais freqüente em aráceas, tendo sido relatado em: Alocasia macrorhiza, Amorphophalus
konjak, Anthurium scherzerianum, Colocasia esculenta, Syngonium wendlandii, Xanthosoma
atrovirens e Zantedeschia aethiopica. No Vale do Ribeira, pesquisadores do Instituto
Biológico detectaram a ocorrência de DsMV em Anthurium andraeanum e Dieffenbachia
spp.; Tomato chlorotic spot virus e vários Potyviridae em Dieffenbachia (Tabela 1). Fora
do Brasil, duas importantes viroses que ocorrem em países que cultivam aráceas
comestíveis (‘taro’: Alocasia, Colocasia, Cyrtosperma e Xanthosoma) são: ‘alomae’ e ‘bobone’, causadas por Taro bacilliform virus e Colocasia bobone disease virus, respectivamente. Embora não haja relatos dessas viroses em aráceas ornamentais e nem
Pesquisador Científico – Instituto Biológico
Av. Cons. Rodrigues Alves, 1252 – São Paulo, SP - CEP 04014-002
E-mail: [email protected]
21
da ocorrência no Brasil, cuidados adicionais devem ser tomados para evitar a entrada dessas doenças através de cormos (‘bulbos’) infectados.
Helicônias
A família Heliconiaceae possui um único gênero: Heliconia.
Não há relatos de ocorrência natural de vírus em Heliconia. Tentativas experimentais de transmitir Banana streak virus e Banana bunchy top virus (não ocorre no
Brasil) para helicônias foram negativas.
Em folhas de helicônias apresentando sintomas semelhantes àqueles induzidos
por vírus, como mosaico e riscas cloróticas, coletadas em produtores do Vale do
Ribeira, também não foram detectadas as presenças de vírus.
Tabela 1 – Vírus de maior importância econômica em aráceas ornamentais e os
sintomas por eles induzidos.
Gênero de
Vírus x Sintomas
Araceae
Aglaonema
Anthurium
Caladium
Dieffenbachia
Monstera
Philodendron
Spathiphyllum
Syngonium
DsMV– mosaico; Outros: ABV, INSV, TSWV.
Anthurium ringspot virus (Rhabdoviridae*)– mancha em anel
DsMV*– anéis e manchas cloróticos, riscas e anéis necróticos,
deformação foliar, mosaico, anéis necróticos e alteração na
coloração da espata;
INSV, TSWV– manchas e anéis necróticos de marrom a pretas
com haloamarelo nas folhas, manchas necróticas na espata;
Outro: CMV.
DsMV* – faixas verdes junto às nervuras, “mosaico em pena”;
CalVX* – mosaico, manchas clóroticas, anéis verdes, pontos
avermelhados, amarelecimento foliar
BYMV, CMV, TMV– nanismo, deformação foliar, alteração da
coloração das folhas;
DsMV*– mosaico; manchas, faixas e anéis cloróticos, distorção
foliar, nanismo;
TCSV*– manchas e anéis cloróticos, faixas cloróticas;
Potyviridae*– faixas cloróticas, mosaico, manchas e anéis cloróticos,
Outros: TSWV, TNV e ToMV*.
Rhabdoviridae*– manchas cloróticas, anelares e verdes (folhas
senescentes)
DsMV– mosaico, faixa-de-nervuras, riscas cloróticas, clorose de
nervuras, deformação foliar;
TSWV– anéis e desenhos necróticos; Outros: CMV, DLV, INSV.
DsMV– mosaico; Outros: INSV, TSWV.
DsMV– mosaico, “mosaico em pena” (‘feathering’),
deformação foliar;
Outro: INSV.
22
Zantedeschia
(= Richardia)
BYMV, KoMV– mosaico, faixas verde claro e verde escuro;
CMV– mosqueado clorótico, riscas, amarelecimento de nervuras;
DsMV*– mosaico, manchas cloróticas, anéis necróticos, faixas
verde claro e verde escuro, amarelecimento das folhas,
distorção foliar;
TSWV– manchas, riscas e anéis cloróticos ou marrons, nervuras
com aspecto grosseiro, distorção foliar, mosaico; espatas
manchadas, deformadas e reduzidas;
TuMV– manchas e faixas amarelas nas folhas;
Outros: AMV, ArMV, CarMoV, CCSV, CLLV, INSV, PVX,
TRV, WSMoV, ZaMV, ZaMMV.
Legenda: ABV- Aglaonema bacilliform virus; AMV- Alfalfa mosaic virus; ArMV- Arabis
mosaic virus; BYMV- Bean yellow mosaic virus; CalVX– Caladium virus X; CCSVCalla chlorotic spot virus; CLLV- Calla lily latent virus; CMV- Cucumber mosaic
virus; CarMoV- Carnation mottle virus; DLV- Dioscorea latent virus; DsMV- Dasheen
mosaic virus; INSV- Impatiens necrotic spot virus; KoMV- Konjac mosaic virus; PVXPotato virus X; TMV- Tobacco mosaic virus; TNV- Tobacco necrosis virus, ToMV–
Tomato mosaic virus; TRV- Tobacco rattle virus; TSWV- Tomato spotted wilt virus; TuMVTurnip mosaic virus; WSMoV– Watermelon silver mottle virus; ZaMV- Zantedeschia
mosaic virus; ZaMMV- Zantedeschia mild mosaic virus
*Espécies de vírus que ocorrem, em aráceas, no Brasil.
Marantáceas
A família Marantaceae possui 30 gêneros e 450–500 espécies, sendo que as
mais cultivadas como folhagens: Calathea, Ctenanthe, Maranta e Pleiostachya.
Dados de literatura mostram que em Maranta spp. ocorre: Cucumber mosaic
virus (CMV) induzindo manchas, anéis e desenhos amarelos, deformação e redução
da lâmina foliar; TSWV causando faixas-de-nervuras, desenhos cloróticos e necróticos nas folhas; e INSV. Em Calathea spp. há ocorrência de CMV causando mosaico.
Entretanto, no Brasil há apenas um relato de um vírus de partículas isométricas
causando mosaico na face inferior da folha de Maranta. Convém mencionar que a
observação dos sintomas é dificultada pelo padrão de cores das folhas.
Orquídeas
Na família Orchidaceae, com suas mais de 17000 espécies e incontável número
de híbridos intra e interespecíficos, não há como correlacionar o tipo de sintoma e
o vírus associado (Tabela 2). Entretanto, pode-se dizer que na maioria dos países
produtores, incluindo o Brasil, os vírus mais freqüentes em orquídeas são o Cymbidium mosaic virus (CymMV) e o Odontoglossum ringspot virus (ORSV).
Modos de transmissão
Na Tabela 3 encontram-se relacionados os modos de transmissão envolvidos na
disseminação dos vírus mencionados no texto acima. Para aráceas e marantáceas os
afídeos estão entre os vetores mais importantes (Tabela 3). O modelo, a taxa e a
extensão do espalhamento da virose na cultura dependem de vários fatores, como:
número de plantas infectadas, concentração do vírus na hospedeira, características
23
Tabela 2 – Vírus que infectam orquídeas.
Gênerode
vírus
Espécie de vírus
Parte
afetada
Closterovirus
Cucumovirus
Nepovirus
Potexvirus
Potyvirus
Dendrobium vein necrosis virus–DVNV
Cucumber mosaic virus–CMV
Tomato ringspot virus–ToRSV
Cymbidium mosaic virus–CymMV*
Bean yellow mosaic virus – BYMV
Calanthe mild mosaic virus–CalMMV
Ceratobium mosaic virus–CerMV
Clover yellow vein virus–ClYVV
(=Dendrobium mosaic virus)
Dasheen mosaic virus – DsMV
Cypripedium chlorotic streak virus–
CypCSV (=Cypripedium necrotic leaf
stripe virus)
Habenaria mosaic virus–HaMV
Turnip mosaic virs-TuMV
Vanilla mosaic virus–VanMV
Vanilla necrosis virus (=Watermelon mosaic
virus–WMV)
Rhabdoviridae
Dendrobium leaf streak virus–DLSV
Laelia red lefspot virus–LRLV
Tobamovirus
Odontoglossum ringspot virus–ORSV*
Tombusvirus
Cymbidium ringspot virus–CymRSV
Tospovirus
Impatiens necrotic spot virus–INSV
Tomato spotted wilt virus–TSWV
Desconhecido
Orchid fleck virus–OFV*
Cymbidium mild mosaic virus
*Vírus já relatados, em orquídeas, no Brasil.
Folhas, flores
Folhas, flores
Folhas
Folhas, flores
Folhas
Folhas, flores
Folhas
Folhas, flores
Folhas
Folhas
Folhas
Folhas
Folhas
Folhas
Folhas, flores
Folhas
Folhas, flores
Folhas
?
?
Folhas
Folhas
físico-químicas do vírus (por exemplo, estabilidade), relação vírus x vetor, do tempo
de permanência da planta infectada na cultura e das condições ambientais.
Medidas de controle
Uma vez na cultura, as plantas estão sujeitas a infecção por vírus e, uma vez
infectada, não há como livrar a planta desse patógeno. Entretanto, há medidas
fitossanitárias que visam diminuir a disseminação de vírus e a introdução de plantas infectadas na cultura. Mudanças nas práticas culturais e nas culturas de determinada região têm trazido profundos efeitos na incidência das viroses. A introdução
de novas culturas em uma região traz consigo plantas daninhas e insetos vetores.
Além disso, acrescenta-se que: 1) os vírus inexistentes na região podem ser introduzidos com a nova cultura; 2) os vírus já existentes na região encontram, na
nova cultura, a hospedeira ideal para sua multiplicação e disseminação; 3) o cultivo
em grandes áreas, com uma única espécie vegetal ou com espécies de uma única
família botânica, pode permitir o desenvolvimento de grandes populações de insetos vetores e de alta concentração de inóculo viral, que pode a médio e longo
prazo tornar a cultura impraticável na região.
24
Tabela 3 – Modos de transmissão dos fitovírus citados no texto.
Modo de transmissão
Vírus
afídeos (pulgões)
Cucumovirus: CMV; Alfamovirus: AMV
Potyvirus: BYMV, CLLV, DsMV,
KoMV, TuMV, ZaMV, ZaMMV,
Cigarrinha: Tarophagus proserpina
Rhabdoviridae: CBDV
Cochonilhas: Pseudococcus longispinus, Badnaviridae: TaBV
Planococcus citri
‘Mosca-branca’: Bemisia tabaci
Desconhecido (partículas flexuosas)
Tripes
Tospovirus: CCSV, INSV, TCSV,
TSWV, WSMoV
Ácaro: Brevipalpus sp.
Rhabdoviridae: Anthurium ringspot
virus
Fungo unicelular de solo: Olpidium
Necrovirus:TNV
Nematóides: Paratrichodorus,
Tobravirus: TRV
Trichodorus e Xiphinema
Nepovirus: ArMV
Solo e solução de hidroponia
Aureusvirus: PoLV
(sem vetor envolvido)
Instrumentos de corte e propagação
Potexvirus: CalVX, DLV, PVX
vegetativa
Tobamovirus: TMV, ToMV; Carmovirus:
CarMV
Desconhecido
Badnavirus: ABV
A propagação comercial por meio de divisão de rizomas, cormos e mudas
propicia a disseminação das viroses. Medidas sanitárias como a remoção cuidadosa de todo a parte subterrânea da planta infectada e a destruição desse material
(longe da estufa), a multiplicação de plantas sadias e o controle dos agentes disseminadores de vírus na cultura (incluindo a ação do homem no manejo da cultura) garantem níveis aceitáveis das viroses ou sua erradicação da estufa. A termoterapia tem sido empregada em cormos (bulbos) de Colocasia e Xanthosoma para
reduziu a porcentagem de plantas infectadas; em Xanthosoma, o tratamento se dá
com a imersão dos cormos em água a 55º C ou 45º C (dependendo da espécie de
Xanthosoma), por 10 min. De acordo com a literatura, a incidência de DsMV pode
ser reduzida com o uso de material micropropagado, híbridos resistentes e a habilidade de se detectar, rapidamente, plantas infectadas no campo. Há relatos de
plantas de Caladium, Dieffenbachia e Xanthosoma ‘livres de vírus’ obtidas através da
micropropagação a partir de ápices caulinares com 1–3 mm3 . A cultura de meristemas propicia a obtenção de boa parte de clones sadios e, associada a termoterapia
e/ou quimioterapia, tem permitido um aumento no número de clones sadios.
A detecção e caracterização de vírus são de fundamental importância para
traçar um panorama das viroses que ocorrem em plantas ornamentais e para
25
programas de indexação e certificação de material vegetal. O uso de material certificado garante que apenas plantas sadias sejam introduzidas na cultura.
Testes sorológicos (ELISA), moleculares e biológicos, microscopia de luz e
eletrônica de transmissão são utilizados para a detecção dos principais vírus que
infectam aráceas, marantáceas e orquídeas. Entretanto, deve-se salientar que, muitas
vezes, a detecção de vírus é dificultada pelo fato que os vírus se apresentam,
comumente, com distribuição irregular na planta, sua concentração variar enormemente em diferentes condições ambientais e presença de substâncias (taninos,
látex, compostos fenólicos), na planta infectada, que dificultam ou impedem a
detecção do patógeno. Assim, devido à distribuição irregular do vírus na planta é
necessário, para aumentar a probabilidade de obtenção de resultados confiáveis e
reprodutíveis, que diversas amostragens sejam realizadas de uma única planta e
pelo menos duas diferentes técnicas de detecção sejam empregadas.
Literatura Consultada
A LEXANDRE, M.A.V.; D UARTE, L.M.L.; RIVAS , E.B.; C OUTINHO, L.N.; A LMEIDA, I.M.G.; FIGUEIREDO ,
M.B. Plantas ornamentais: guia de sintomas causados por bactérias, fungos e vírus. São
Paulo: Instituto Biológico, 2002. 24p.
A LEXANDRE, M.A.V.; RIVAS, E.B.; TOZETTO , A.R.P.; DUARTE, L.M.L. Lista comentada sobre a
ocorrência natural de vírus em plantas ornamentais no Brasil. São Paulo: Instituto Biológico, 2005. 55p.
A LEXANDRE, M.A.V.; SEABRA, P.V.; RIVAS , E.B.; DUARTE, L.M.L.; GALLETI, S.R. Vírus, viróides,
fitoplasmas e espiroplasmas detectados em plantas ornamentais no período de
1992 a 2003. Revista Brasileira de Horticultura Ornamental, v.11, p.49–57, 2005.
HARTMAN, R.D. Dasheen mosaic virus and other phytopathogens eliminated from Caladium,
taro, and cocoyam by culture of shoot tips. Phytopathology, v.64, p.237–240, 1974.
RIVAS , E.B.; A LEXANDRE, M.A.V.; D UARTE, L.M.L. Doenças viróticas. Boletim Técnico do Instituto Biológico , São Paulo, n.11, p.45–50, 1998.
RIVAS , E.B.; D UARTE, L.M.L.; ALEXANDRE, M.A.V.; GALLETI, S.R. Tomato chlorotic spot virus
(TCSV) in Dieffenbachia and Bouvardia. Virus Reviews & Research, v.7, p.72–75, 2002.
RIVAS, E.B.; DUARTE, L.M.L.; ALEXANDRE, M.A.V.; GALLETI, S.R. Dasheen mosaic virus in
Anthurium species. Virus Reviews & Research, v.2, p.192–193, 1997.
RIVAS , E.B.; DUARTE , L.M.L.; A LEXANDRE, M.A.V.; GALLETI, S.R.; HARAKAVA, R.; F ERNANDES , F.M.C.
Caladium virus X, a new potexvirus from Caladium bicolor (Araceae). Journal of Plant
Pathology, v.87, p.109–114, 2005.
RIVAS , E.B.; GALLETI, S.R.; D UARTE, L.M.L.; ALEXANDRE, M.A.V.; CILLI , A.; ESTELITA, M.E.M.
Detecção de Potyviridae em espécies de Dieffenbachia. Arquivos do Instituto Biológico ,
v.70,p.615–619, 2003. Suplento 3
TOMBOLATO , A.F.C.; RIVAS, E.B.; COUTINHO, L.N.; B ERGMAN , E.C.; IMENES, S.L.; FURLANI, P.R.;
CASTRO, C.E.F.; MATTHES , L.A.F.; S AES , L.A.; C OSTA, A.M.M.; TAGLIACOZZO , G.M.D.; LEME,
J.M. Doenças e pragas – Viroses. Boletim Técnico do Instituto Agronômico de Campinas,
n.194, p.47, 2002.
TAYLOR , M.E. & KNAUSS, J.F. Tissue culture multiplication and subsequent handling of
known pathogen-free Dieffenbachia maculata cv. “Perfection”. Proc. Fla. State Hortic.
Soc., n.91, p.233–235, 1978.
ZETTLER , F.W. & HARTMAN , R.D. Dieffenbachia, Caladium, and Zantedeschia. In: LOEBENSTEIN , G.; L AWSON , R.H.; B RUNT, A.A. (Eds.). Virus and virus-like diseases of bulb and
flower crops. Chichester: John Wiley & Sons, 1995. p.464–470.
26