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UNIVERSIDADE FEDERAL DE UBERLÂNDIA
INSTITUTO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
CURSO DE AGRONOMIA
RESISTÊNCIA DE GENÓTIPOS DE ALGODOEIRO BRANCO E COLORIDO À
Sclerotinia sclerotiorum PELOS MÉTODOS STRAW TEST E DE IMERSÃO EM ÁCIDO
OXÁLICO
Leandro Henrique Mundim Aguiar
Trabalho de conclusão de curso apresentado à
Coordenação do Curso de Agronomia, da
Universidade Federal de Uberlândia, para
obtenção do grau de Bacharel em Agronomia.
Uberlândia-MG
Julho-2015
UNIVERSIDADE FEDERAL DE UBERLÂNDIA
INSTITUTO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
CURSO DE AGRONOMIA
RESISTÊNCIA DE GENÓTIPOS DE ALGODOEIRO BRANCO E COLORIDO À
Sclerotinia sclerotiorum PELOS MÉTODOS STRAW TEST E DE IMERSÃO EM ÁCIDO
OXÁLICO
Leandro Henrique Mundim Aguiar
Orientadora: Profª Drª Larissa Barbosa de Sousa
Monografia apresentada à Coordenação do
Curso
de
Agronomia,
da
Universidade
Federal de Uberlândia, para obtenção do grau
de Bacharel em Agronomia.
Uberlândia-MG
Julho-2015
i
UNIVERSIDADE FEDERAL DE UBERLÂNDIA
INSTITUTO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
CURSO DE AGRONOMIA
RESISTÊNCIA DE GENÓTIPOS DE ALGODOEIRO BRANCO E COLORIDO À
Sclerotinia sclerotiorum PELOS MÉTODOS STRAW TEST E DE IMERSÃO EM ÁCIDO
OXÁLICO
Leandro Henrique Mundim Aguiar
Orientadora: Prof.ª Dr.ª Larissa Barbosa de Sousa
Instituto de Ciências Agrárias-ICIAG
Homologado pela coordenação do Curso de
Agronomia em 13/07/2015
Coordenador: Prof. Dr. José Magno Queiroz Luz
Uberlândia-MG
Julho-2015
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UNIVERSIDADE FEDERAL DE UBERLÂNDIA
INSTITUTO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
CURSO DE AGRONOMIA
RESISTÊNCIA DE GENÓTIPOS DE ALGODOEIRO BRANCO E COLORIDO À
Sclerotinia sclerotiorum PELOS MÉTODOS STRAW TEST E DE IMERSÃO EM ÁCIDO
OXÁLICO
Leandro Henrique Mundim Aguiar
Aprovado pela Banca Examinadora em: 10/07/2015. Nota: 95
Profa Dra Larissa Barbosa de Sousa
Presidente da Banca Examinadora
Uberlândia, 10 de Julho de 2015.
iii
AGRADECIMENTOS
Primeiramente agradeço a Deus, por conceder o dom da vida diariamente.
Aos meus pais Isabel e Luiz, por serem meus verdadeiros exemplos de caráter,
honestidade e amor.
Aos meus avós Ceres e Person, pela motivação e por sempre acreditarem no meu
potencial.
A minha namorada Taciane, pela parceria, confiança, amor e apoio fundamental
durante toda essa etapa.
Ao curso de Agronomia do Instituto de Ciências Agrárias da Universidade Federal de
Uberlândia por ser parte importante da minha formação em quanto cidadão.
A professora Larissa Barbosa de Sousa, pela orientação, confiança, auxílio, e exemplo
profissional, docente e acadêmico a ser seguido.
Ao mestrando Leonardo Humberto Silva Castro, e doutorando Ernane Miranda Lemes
pela suporte e colaboração prestada para realização do experimento.
Aos amigos Anderson, Fábio, Marco Aurélio e Otávio, por compartilharem os
melhores momentos dessa etapa.
Muito obrigado
iv
RESUMO
A cotonicultura vem se tornando uma atividade altamente estratégica para a economia
brasileira, principalmente pela expansão da área cultivada e a melhoria na qualidade do
produto final, a pluma, que geralmente tem coloração branca. Um mercado diferenciado que
vem se destacando no Brasil, principalmente pela agricultura familiar, é o cultivo do
algodoeiro colorido, cuja fibra apresenta colorações verde e marrom. As doenças são um dos
principais entraves para a qualidade da fibra do algodoeiro, em que o mofo branco,
Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary, é uma doença que vem se destacando, principalmente
em sistemas de cultivo irrigado. Nos últimos anos, com esses fatores e a disseminação do
patógeno, a importância dessa doença cresceu, tornando-a então, uma das principais doenças
do algodoeiro na atualidade. O potencial de virulência está relacionado à produção de oxalato,
que é toxico para planta e compromete diretamente suas defesas, o que facilita o processo
infeccioso. Portanto, o objetivo deste estudo foi o de avaliar a resistência de genótipos de
algodoeiro branco e colorido do Programa de Melhoramento da Universidade Federal de
Uberlândia ao mofo branco, através das metodologias Straw Test e de imersão em ácido
oxálico, bem como avaliar a eficiência das metodologias. O genótipo de algodoeiro colorido
MAC-2 e de algodoeiro branco MAB1 são indicados como padrão de resistência e a
testemunha Delta Opal como padrão de suscetibilidade. A avaliação do tamanho médio da
lesão realizada oito dias após a inoculação contribuiu para melhor caracterização da
resistência ao patógeno. A metodologia que utiliza a inoculação de micélios por meio de
ponteiras plásticas se mostrou eficiente e prática, por permitir a introdução do patógeno de
maneira homogênea e controlada favorecendo a infecção do mesmo. Com essa metodologia é
possível estimar a progressão da doença e identificar a reação de diversos genótipos em um
curto espaço de tempo, bem como a metodologia que utiliza o ácido oxálico, sendo também
eficiente e rápida por permitir que uma ampla gama de genótipos sejam analisados, em um
curto espaço de tempo, em qualquer época do ano se necessário. Sendo então uma importante
ferramenta complementar aos resultados averiguados a campo no intuito de se identificar uma
linhagem superior que possa ser aproveitada pelos programas de melhoramento. Ambas
as
metodologias, direta e indireta, são complementares no estudo da interação entre S.
sclerotiorum e o algodoeiro. Sendo necessários testes a campo e em laboratório para
determinar o real nível de resistência dos genótipos superiores ao patógeno.
Palavras Chave: Gossypium hirsutum; mofo branco; ácido etanodióico.
v
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ................................................................................................................8
2. OBJETIVO ................................................................................................................... 10
3. REVISÃO DA LITERATURA ...................................................................................... 11
4. MATERIAL E MÉTODOS ............................................................................................ 17
4.1 Inoculação pelo método Straw Test ............................................................................. 17
4.2 Teste de imersão em ácido oxálico .............................................................................. 19
4.3 Análise estatística ........................................................................................................ 20
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................................................... 21
5.1 Inoculação pelo método Straw Test ............................................................................. 21
5.2 Método de imersão em ácido oxálico ........................................................................... 23
6. CONCLUSÕES............................................................................................................... 26
REFERÊNCIAS ................................................................................................................. 27
vi
1. INTRODUÇÃO
Botanicamente, o algodoeiro é classificado como uma angiosperma da classe das
dicotiledôneas, pertencente à ordem Malvales, família das Malvaceae e gênero Gossypium
(PENNA, 2005). Tem-se registro de mais de 40 espécies pertencentes a esse gênero, sendo
que as de maior importância econômica são G. hirsutum (Estados Unidos da América e
Austrália), G. arboreum e G. herbaceum (Ásia) e G. barbadense (Egito) (EMPRAPA, 2015).
O produto colhido é denominado algodão em caroço e é composto pela pluma e pela
semente. Sua utilização encontra-se na indústria de fiação e tecelagem e na indústria de
alimentação animal (farelo) e humana (óleo), além de grande número de produtos secundários
(PENNA, 2005).
A fibra do algodão amplamente cultivada pelo mundo tem coloração branca, com a
finalidade de facilitar o tingimento da mesma na confecção de tecidos. Entretanto, o
algodoeiro apresenta algumas espécies silvestres que produzem fibras coloridas em
tonalidades entre verde e marrom majoritariamente, que atende a um mercado restrito de
consumidores que possuem algum tipo de intolerância aos corantes utilizados no processo de
coloração da fibra tradicional (FREIRE, 1999). Tais espécies possuem algumas características
morfológicas distintas das cultivares comerciais amplamente utilizadas, se configurando como
uma importante fonte de variabilidade genética na espécie.
Cabe ressaltar que o algodoeiro colorido não se distingue do branco quanto ao ciclo,
demanda nutricional ou produtividade daquelas cultivares já disponíveis no mercado como
BRS Tupi e BRS Topázio (EMBRAPA, 2011). Entretanto, elas se mostram divergentes
quanto à adaptabilidade a condições climáticas mais severas e ocorrência de determinados
patógenos, evidenciando certa rusticidade, característica de grande importância com a
expansão da cotonicultura para os novos ambientes de produção agrícola do país, como os
estados do Maranhão, Tocantins e Piauí.
Nos últimos anos, com a introdução da biotecnologia no cenário agrícola e elevação
do nível tecnológico das práticas agrárias houve uma enorme evolução do patamar produtivo
devido a supressão de grandes fatores limitantes como a ocorrência de pragas, adaptabilidade
climática e a ocorrência de doenças. Entretanto, tal evolução também permitiu a introdução
dessas culturas em novos ambientes que apresentaram novos patógenos a serem superados.
Na cultura do algodoeiro isso vem ocorrendo em algumas regiões do estado do Mato Grosso,
8
principal produtor da fibra do país, que sofre atualmente com o fungo S. sclerotiorum, agente
etiológico da podridão branca, ou mofo branco (PROMOALGO, 2012).
Nesse contexto o melhoramento de plantas surge como uma imprescindível
ferramenta no controle dos fito-patógenos. Selecionar linhagens que consigam aliar grandes
potenciais produtivos a resistência aos patógenos e pragas de grande importância nas culturas
são o
principal desafio
da agricultura
moderna (BORÉM; MIRANDA,
2013).
Especificamente para a cultura do algodoeiro ainda não se tem o registro de uma cultivar que
seja resistente ao fungo S. sclerotiorum, o que aumenta ainda mais a importância de estudos
nessa área do conhecimento.
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2. OBJETIVO
O presente trabalho objetivou avaliar genótipos de algodoeiro pertencentes ao programa
de Melhoramento do Algodoeiro branco e colorido da Universidade Federal de Uberlândia
quanto a resistência ao patógeno S. scleorotiorum, através dos métodos Straw Test e de
imersão em ácido oxálico, bem como avaliar a eficiência das metodologias para a respectiva
cultura.
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3. REVISÃO DA LITERATURA
O Brasil figura atualmente no cenário agrícola global como protagonista. Apesar da
recessão financeira vivida nos últimos anos, o país manteve seu desenvolvimento econômico
fundamentado em um agronegócio sólido, com expressiva produção de grãos e seus derivados
aliado a uma pecuária de corte robusta. Estima-se que aproximadamente 72 milhões de
hectares estejam destinados a produção agrícola nacional de inverno e de verão, sendo setenta
por cento da referida área ocupada por grãos, milho, soja, algodão, café, arroz e feijão
(GCEA/IBGE, 2015).
Como uma das principais culturas desse importante segmento econômico do país o
algodoeiro herbáceo (Gossypium hirsutum L. r. latifolium Hutch) se destaca pelo alto valor
agregado na obtenção da pluma do algodão, principal objetivo produtivo da cultura, e
consequentemente pelo alto investimento requerido para o manejo da mesma. Estima-se que o
país produza cerca de 2,3 milhões de toneladas de algodão em caroço, que equivalem a 1,5
milhões de toneladas de pluma, em 1,212 milhões de hectares cultivados nas safras de verão e
inverno, o que totaliza dez por cento da produção global da cultura (CONAB, 2015).
O algodoeiro herbáceo ou anual é classificado como uma planta fibrosa-oleaginosa
pertencente à família Malvacea, e de ampla dispersão sobre as distintas regiões do país, isso
se dá pelo hábito hídrico adaptável da planta, sendo viável o cultivo em sequeiro, bem como
irrigado (BELTRÃO; BEZERRA, 1993). Historicamente o cultivo de algodão no Brasil teve
início no período colonial, sendo o estado do Maranhão o primeiro polo produtivo do país.
Posteriormente o governo português decidiu estimular a produção no país no intuito de cobrir
a demanda inglesa pelo produto, fazendo com que a cultura se expandisse para todo Nordeste.
Em 1958, a produção brasileira de algodão alcançou 1.143.320 toneladas, das quais quase 576
mil toneladas foram colhidas em São Paulo. Em 1970, as estatísticas indicavam produção de
531 mil toneladas de São Paulo, 521 mil toneladas do Paraná e 33 mil toneladas do Ceará
(COSTA; BUENO, 2004).
Na safra 2014/2015, a cultura está presente na região norte dentro do estado do
Tocantins (5.700 ha), em oito estados da região nordeste (319.700 ha), em três estados do
centro-oeste (627.50 ha), dois no sudeste (22.300 ha), e no Paraná (900 ha). Com grande
destaque para os estados do Mato Grosso e Bahia, líderes da produção nacional (CONAB,
2015).
Fora da grande escala comercial também registra-se a produção do algodoeiro de
fibras coloridas, cultivado em menor escala no nordeste do país por agricultores familiares
11
majoritariamente (EMBRAPA ALGODÃO, 2000). De mesma origem do algodoeiro
tradicional, o de fibra colorida apresenta cerca de 39 espécies silvestres registradas, com
aproximadamente 10 tonalidades distintas. Entretanto um fator inerente ao algodoeiro
colorido silvestre é sua baixa qualidade de fibra devido a sua baixa resistência e excessiva
finura que dificulta a fiação de sua pluma. A partir de 1989 a EMBRAPA algodão iniciou um
trabalho de melhoramento desse algodão visando melhorar o potencial dessa importante fonte
de variabilidade genética da espécie (FREIRE, 1999).
O algodoeiro herbáceo se distingue das demais commodities agrícola nacionais devido
a maior complexidade do manejo da cultura durante seu ciclo, por se tratar de uma planta de
hábito indeterminado, a mesma demanda uma interferência nutricional específica para cada
estádio de desenvolvimento da planta, bem como intervenções químicas constantes para
controle de sua arquitetura, de insetos pragas, plantas competidoras e fito-patógenos
ocorrentes (ABRAPA, 2007). Levando em consideração os dados do Mato Grosso, principal
produtor do país, observamos que o valor médio empregado para o custeio nas distintas
regiões do estado é de R$ 3.699,63 ha-1 onde os custos com defensivos somam R$ 2.019,00
ha-1, sendo 10,7% desse montante gasto no controle de fito-patógenos de importância primária
na cultura (IMEA, 2014).
A expansão das fronteiras agrícolas, o surgimento de novas tecnologias de manejo e a
introdução da biotecnologia no cenário agrário propiciaram uma quebra nos paradigmas
produtivos conhecidos, a rotação de culturas se tornou possível, bem como o cultivo de duas
safras por ano foram fundamentais para que tal padrão fosse estabelecido. Entretanto tais
iniciativas também propiciaram um incremento na pressão de seleção de artrópodos praga e
fito-patógenos, a entrada de novas culturas em ambientes de mono cultivo prévio forçou a
adaptação dos mesmos a novos hospedeiros fazendo com que novos agentes patogênicos
surgissem.
Tradicionalmente as principais doenças fúngicas ocorrentes no algodoeiro e de
importância primária são: Murcha de Fusarium (Fusarium oxysporum f. sp. vasinfectum),
Murcha de Verticillium (Verticillium dahliae), “Dumping-off” (Pellicularia filamentosa,
(Rhizoctonia solani), e Glomerella gossypii (Colletotrichum gossypii)), Ramulose
(Glomerella gossypii (Colletotrichum gossypii var. cephalosporioides) e Mancha de
Ramularia (Ramularia areola) (E. CIA & C.L. SALGADO, 2005). Todas já amplamente
disseminadas nas principais regiões produtoras do país e com alternativas de controle já
conhecidas e resistência de algumas cultivares já atestadas.
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Entretanto nas ultimas safras o Mofo branco causado por S. scleorotiorum, tem
causado imenso impacto principalmente em áreas de manejo irrigado da cultura nos estados
da Bahia, Mato Grosso, e Goiás (BOTELHO,2011). Tal cenário se estabelece como um
desafio devido a baixa eficiência e escassez de opções para controle químico, e a ausência de
registro de variedades resistentes.
O mofo branco, ou podridão branca é uma doença amplamente difundida pelo mundo
principalmente em regiões de clima temperado e subtropical, com agravante em áreas de
cultivo irrigado. Trata-se de uma espécie extremamente adaptável, estima-se que o patógeno
possui mais de 300 espécies hospedeiras (E. CIA & C.L. SALGADO, 2005).
A sintomatologia da doença é característica, inicialmente observa-se pontos de murcha
no limbo foliar que evoluem para lesões necróticas que avançam para as hastes, pecíolos e
maçãs formando podridões úmidas de coloração escura. No interior do capulho comumente
observa-se o micélio branco de aspecto cotonoso e escleródios escuros e irregulares do
patógeno. Escleródios encontrados dentro dos capulhos tem a capacidade de se desenvolver
em apotécios em até 60 dias (CHARCHAR, 1999).
O agente etiológico do mofo branco, S. scleotiorum, é um fungo pertencente à
subdivisão Ascomycotina. Tem a capacidade de produzir apotécios de 2 a 10 mm de
diâmetro, com formato achatado e côncavo inicialmente. Os ascos são cilíndricos de
dimensões muito reduzidas, assim como os ascósporos que são hialinos e elipisóides. O fungo
tem a capacidade de formar escleródios de coloração preta e de formato irregular, esses ao
germinarem podem dar origem a micélios ou apotécios (FUZATTO, 2002).
A capacidade de colonização do fungo se dá através dos ascósporos de seus micélios,
os escleródios quando germinam produzem apotécios. As temperaturas que mais favorecem
esse processo infectivo são entre 11-20 ºC, com umidade do solo alta por longos períodos de
tempo. Baixas temperaturas e alta umidade em lavouras que já fecharam (baixa incidência de
luz), propiciam um período de esporulação de 5-10 dias. Os ascósporos são expelidos e em
sua maioria ficam aderidos junto à parte aérea da planta, mas alguns podem ser dispersados
por longas distâncias, facilitando a disseminação da doença (XIMENES, 2013).
A infecção comumente acontece em regiões que já propiciam uma exposição natural
da planta ao meio, a junção do ramo com o pecíolo, onde ficam aderidos pétalas ou folhas
caídas são um dos locais preferenciais. Desse modo, é comum o início da infecção coincidir
com fechamento da cultura e o florescimento, onde a planta fica mais exposta por apresentar
as primeiras flores e pétalas senescentes, que são alvos dos ascósporos para as primeiras
colonizações, que em seguida evoluem a atacam outros órgãos. A doença se desenvolve em
13
uma faixa majoritária de 5-30 ºC, principalmente aos 25 ºC. Entretanto o fator determinante
para a ocorrência e estabelecimento da doença é a umidade (BOTELHO, 2011).
O patógeno penetra através da cutícula e desenvolve-se inter e intracelularmente
causando uma podridão mole e aquosa característica. A patogênese efetiva demanda a
secreção de ácido oxálico, fundamental para virulência do fundo (DUTTON; EVANS, 1996).
Essa afirmação é embasada na recuperação de oxalato em tecidos infectados, bem como na
observação de S. scleotiorum não patogênica devido a ausência da síntese de oxalato
(GODOY; et al.,1990).
Atualmente, três modelos de pesquisa dissertam sobre o mecanismo que correlaciona a
secreção do oxalato e o potencial de virulência do patógeno (DUTTON; EVANS, 1996).
Primeiro deles considera que muitas enzimas secretadas durante a invasão do tecido celular
tem sua plena atividade em baixo pH, sendo o oxalato agente de adequação do pH apoplástico
mais satisfatório a degradação de enzimas presentes nas paredes celulares, facilitando a
infecção. A segunda linha defende que o oxalato é toxico para planta, e compromete
diretamente na defesa do organismo, facilitando assim a infecção. A última linha acredita que
a quelação do Ca2+ da parede celular compromete a defesa relacionada diretamente a esse
elemento, bem como ao próprio comprometimento da parede celular (CESSNA et al., 2000).
Apesar de sua estrutura simples, o ácido desempenha uma série de reações complexas
no processo infectivo, por isso é considerado fator de patogenicidade primário. Destaca-se sua
atuação na supressão da explosão oxidativa das plantas hospedeiras, que desativa um dos
principais mecanismos de resistência das plantas aos patógenos, por meio da liberação de
oxigênio e peróxido de hidrogênio. A explosão oxidativa é necessária para várias respostas de
defesas pós-induzidas (CESSNA et al., 2000). A resistência ao ácido portanto é um
importante fator de resistência fisiológica, e tem sido correlacionado com a resistência ao
mofo-branco em campo (KOLKMAN; KELLY, 2000; TU, 1985).
Outro fator que corrobora para o alto poder de infestação da doença é o fato dos
escleródios terem a capacidade de resiliência no meio de até 8 anos. A disseminação do fungo
pode ocorrer por transporte aéreo dos ascósporos e por transporte dos escleródios via
sementes ou água de irrigação. Sementes infectadas são importantes meios de propagação
inicial da doença, visto que podem abrigar um micélio dormente por até 3 anos
(RODRIGUES, 2007).
Atualmente, as principais medidas de controle para esse patógeno são preventivas, sua
biologia e local de infecção na planta são fatores limitantes ao controle químico tradicional.
Em adição a esse fato, o mercado ainda não oferece alternativas químicas registradas junto ao
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ministério para supressão do fungo S. sclerotiorum na cultura do algodoeiro (AGROFIT,
2015).
Medidas que evitem a entrada do patógeno em áreas onde não há histórico de
ocorrência da doença devem ser tomadas, com destaque para o uso de sementes certificadas e
livres de patógenos; evitar tráfego de pessoas e equipamentos com áreas infectadas; rotação
de culturas com gramíneas podem ajudar a desfavorecer a ocorrência inicial do patógeno.
Outra medida eficaz é a eliminação dos restos culturais que apresentaram a doença. Boas
práticas agronômicas que desfavoreçam as condições ambientais para ocorrência do fungo são
eficazes, como um maior espaçamento da cultura, controle no manejo da irrigação e
moderação na utilização de fertilizantes nitrogenados que favoreçam o potencial vegetativo da
cultura (RODRIGUEZ, 2007).
Devido a essa conjuntura de fatores a descoberta de genótipos resistentes, bem como
seleção de linhagens que apresentem melhor desempenho perante ocorrência da doença se
fazem necessários para desonerar o custo de produção e colaborar com uma agricultura mais
sustentável. No processo de melhoramento em si, é imprescindível a realização de testes que
permitem aferir precocemente os genótipos quanto aos objetivos supracitados, visto que há
indícios que a resistência ao mofo branco seja horizontal, implicando em vários mecanismos
de resistência, o que onera o programa de melhoramento a uma eventual condução a campo
de todos materiais para aferição de todas possibilidades (ANTONIO et al., 2008).
Um método direto e já utilizado satisfatoriamente em outras culturas que permite aferir
o progresso da doença foi proposto por Petzold e Dickson (1996), mediante a exposição ao
patógeno através da inoculação em um canudo no ápice da planta, comumente conhecido
como Straw Test (PETZOLD; DICKSON, 1996). Os inóculos são cultivados em meio de
cultura de batata e dextrose ágar (BDA) a 23ºC, fornecendo um crescimento uniforme. Para
um crescimento ativo efetivo, tem-se a necessidade de proceder-se com duas repicagens,
sendo a inoculação realizada três dias após a última. A placa pronta tem aparência aveludada
mas ainda não apresenta a formação de escleródios. Utiliza-se ponteiras de pipetas de 6 µm de
diâmetro e 3 cm de comprimento para coletar o micélio do fungo na placa e proceder com a
inoculação na planta. Oito dias após a inoculação avalia-se quanto a escala de resistência ao
mofo branco proposta por Singh et al. (2007).
Um dos principais métodos indiretos que contribuem para identificar a resistência
fisiológica é o que submete os genótipos a uma solução de ácido oxálico. Suas principais
vantagens são a avaliação de um grande número de genótipos em um curto período de tempo,
a não necessidade de manuseio com patógeno e consequente exposição a variabilidade
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patogênica e variações climáticas presentes em testes realizados a campo. Evidencias
experimentais demonstram que os materiais que apresentam maior tolerância ao ácido são
mais resistentes a doença, uma vez que o mesmo é considerado fator primário de
patogenicidade da doença (KOLKMAN; KELLY, 2000).
O melhoramento visando aumentar o nível de resistência das cultivares comerciais do
algodoeiro no país irá refletir positivamente no ciclo produtivo da cultura, pois permitirá o
cultivo em áreas de incidência do patógeno, diminuindo significativamente os custos com
defensivos, os quais atualmente não estão registrados junto ao ministério. Por fim se faz
necessário um trabalho de transferência de possíveis alelos resistentes identificados para
cultivares de elites que possam ser lançadas no mercado e utilizadas pelos produtores.
16
4. MATERIAL E MÉTODOS
Foram instalados dois experimentos, um em condições de casa de vegetação
(Incubação pelo método Straw Test de S. scleorotiorucim) e o outro em condições de
laboratório (imersão em ácido oxálico), na casa de vegetação do Instituto de Ciências
Agrárias (ICIAG) e no Laboratório de Melhoramento de Plantas da Universidade Federal de
Uberlândia (UFU), respectivamente.
Avaliou-se dez genótipos de algodão, sendo quatro acessos de algodão branco e cinco
acessos de algodão colorido, ambos do banco de germoplasma do Programa de Melhoramento
de Algodão da UFU, e uma cultivar testemunha suscetível a S. sclerotiorum, cultivar Delta
Opal.
Os experimentos foram instalados em delineamento inteiramente casualisados, com
cinco repetições. No primeiro experimento a parcela experimental foi representada por dois
copos plásticos de 300 mL, preenchidos com substrato comercial (BioPlant®), cada um
contendo uma planta, e no segundo por dois tubos de ensaios de 20 mL, contento um volume
de solução suficiente para cobrir 2cm da haste da planta, na proporção de 20 µM. Para ambos
os experimentos as plantas foram conduzidas até o estágio V3 (MARUR; RUANO, 2001).
A semeadura ocorreu no dia 10/04/2015, com uma densidade de 3 sementes por copo
para o experimento de inoculação e uma planta para o experimento de absorção, todos os
genótipos utilizados no experimento apresentaram uma porcentagem de germinação superior
a 80%. A germinação ocorreu no dia 14/04/2015. A média térmica ambiental durante a
condução do experimento foi de 35ºC, com um turno de rega diário de 60 L durante oito
minutos. O estádio V3 foi atingido 35 dias após semeadura.
4.1 Inoculação pelo método Straw Test
Os isolados de S. sclerotiorum foram obtidos através de escleródios formados na
cultura da soja, provenientes de campos de produção da cultura localizados no município de
São Miguel do Passa Quatro (GO).
Os escleródios foram previamente desinfetados em álcool 50% e água sanitária 0,5%
diluída em água destilada estéril durante 30 e 60 segundos, respectivamente. Posteriormente
os escleródios foram enxaguados em água destilada estéril e transferidos para placas de Petri
contendo meio de cultura BDA.
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As placas de Petri foram incubadas a 20ºC (com variação de 2ºC), e foto-período de 12
horas durante 5 dias sendo realizadas três repicagens para obtenção dos micélios.
As plantas utilizadas no teste foram cortadas imediatamente abaixo do primeiro nó
acima das folhas cotiledonares, no intuito de se favorecer a infecção do patógeno e padronizar
o procedimento de inoculação.
A inoculação ocorreu imediatamente após o desbaste da planta. Foram utilizadas
ponteiras plásticas sem filtro de 200 µLl para destacar os micélios produtivos da placa de
Petri e cobrir o ápice das plantas desbastadas (Figura 1).
Figura1. Planta de algodão após inoculação pelo método Straw Test. Fonte: AGUIAR, 2015.
Foram realizadas três avaliações do tamanho (cm) e progressão da lesão causada pelo
patógeno inoculado nas plantas. A primeira avaliação foi realizada três dias após inoculação, a
segunda com cinco dias e a última aos oito dias após a inoculação.
As lesões de cada planta foram medidas a partir do ápice de maneira descendente com
o auxílio de uma régua milimetrada, sendo a média das lesões das duas plantas da parcela
validadas como o resultado da mesma.
Os dados obtidos foram interpretados segundo escala utilizada por Petzoldt e Dickson,
(1996) e Singh e Terán (2008), que classifica o caráter de resistência das plantas conforme o
tamanho da lesão ocorrida, sendo: AR (altamente resistente): 0 – 2; R (resistente): 2 – 3; MR
(moderadamente resistente): 3 – 5; S (suscetível): 5 – 6; MS (moderadamente suscetível): 6 –
7; e AS (altamente suscetível): > 7.
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4.2 Teste de imersão em ácido oxálico
Para o segundo experimento, inicialmente preparou-se uma solução de ácido oxálico
(20 mM - pH 4,0), através da utilização de 5,6g de uma fonte pura do ácido com peso
molecular de 126,07 uma. Esse volume foi titulado e teve seu pH ajustado para 4 com o
auxílio de uma solução de 2M de hidróxido de sódio e um pHgâmetro digital, tal faixa foi
escolhida para simular o pH do metabolismo da planta no momento da infecção do patógeno.
As plantas em V3 foram cortadas na base da haste, seguindo a metodologia proposta
por Kolkman e Kelly (2000). Imediatamente após o corte as plantas foram inseridas em tubos
de ensaio contendo a solução de ácido oxálico (20 mM - pH 4,0), imergindo a base do caule
de cada planta em 2 cm na solução.
As plantas imersas foram conduzidas no Laboratório de Melhoramento de Plantas,
com condições de temperatura e umidade controladas, com intuito de se amenizar possíveis
interferências no processo de murcha das plantas. Para certificação de que a imersão foi
efetiva, manteve-se um tubo com uma planta imersa em água destilada esterializada, uma
adaptação da metodologia descrita por Carvalho (2013).
Realizaram-se três avaliações a respeito dos sintomas de murcha dos genótipos
imersos na solução ácida, a primeira ocorreu com 12 horas, a segunda com 24 horas e a última
após 36 horas de exposição.
Após 36 horas de observação e constatada os sintomas de murcha nas plantas imersas
em solução ácida, passou-se para a classificação das mesmas quanto ao índice de murcha de
cada planta segundo a escala descritiva de Kolkman e Kelly (2000): Nota 1: Sem sintoma de
murcha visível. Nota 2: Uma folha com sintoma de murcha visível. Nota 3: Duas folhas com
sintoma. Nota 4: Três folhas com sintoma. Nota 5: Murcha dos pecíolos; Nota 6: Murcha de
toda a planta.
Posteriormente calculou-se área abaixo da curva de progressão da murcha (AACPM)
(Campbell & Madden, 1990).
19
4.3 Análise estatística
Para o tamanho das lesões em centímetros ao final do oitavo dia do teste, e para a nota
obtida por cada genótipo imerso em solução ácida, foram realizados os testes de
homogeneidade das variâncias residuais (Teste de Levene) e de normalidade dos resíduos
(Teste de Shapiro-Wilk) com auxílio do Programa estatístico SPSS® 17.0, análise de
variância (Teste F<0,05) e teste de agrupamento (Teste por Scott & Knott), com auxílio do
programa estatístico SISVAR (FERREIRA, 2013).
20
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1 Inoculação pelo método Straw Test
Houve variabilidade genética entre os genótipos de algodoeiro para o comprimento
médio da lesão (cm) quando submetidos a inoculação de micélios de S. scleorotiorum nos três
tempos de avaliação (Tabela 1).
Tabela 1. Resumo da análise de variância para o comprimento médio da lesão (cm) de S.
sclerotiorum avaliada em dez genótipos de algodoeiro, Uberlândia-MG, 2015.
Fonte de variação
FC
Tempo de avaliação
Genótipos
Genótipos x tempo
Erro
CV (%)
579,55**
61,83**
11,97**
0,31
18,77
**: significativo a 0,05 de significância pelo teste F.
Os sintomas característicos de infecção pelo patógeno iniciaram aos três dias após a
inoculação do mesmo, com aparecimento de lesões necróticas na haste (Figura 2).
Figura 2. Planta com lesão na haste principal causada por S. sclerotiorum Fonte: AGUIAR,
2015.
21
Os genótipos apresentaram níveis distintos de resistência em relação ao patógeno.
Sendo que os genótipos com melhores desempenho foram aqueles que apresentam menor
comprimento da lesão durante o teste. Houve a formação de três, quatro e seis grupos, para as
avaliações aos três, cinco e oito dias, respectivamente (Tabela 2).
Tabela 2. Tamanho médio de lesão (cm) após a inoculação artificial com S. sclerotiorum pelo
método Straw Test ou método da ponteira em genótipos de algodoeiro branco e
colorido, avaliado no estádio fenológico V3 e em três tempos após a inoculação,
Uberlândia – MG, 2015.
Genótipos
MAB-1
MAB-2
MAB-3
MAB-4
Delta Opal
MAC-1
MAC-2
MAC-3
MAC-4
LPC-07
Tamanho médio de lesão (cm)¹
3
5
8
Branco
0,71 Aa
1,46 Ba
3,08 Cb
1,17 Ab
2,50 Bb
4,25 Cc
1,63 Ab
3,81 Bc
6,75 Cf
0,65 Aa
3,14 Bc
5,85 Ce
1,96 Ab
4,55 Bd
7,38 Cg
Colorido
1,30 Ab
3,54 Bc
3,66 Bb
0,58 Aa
0,89 Aa
1,27 Aa
1,27 Ab
3,45 Bc
5,13 Cd
1,03 Ab
4,59 Bd
6,57 Cf
0,25 Aa
2,41 Bb
4,52 Cc
Classificação²
MR
MR
MS
S
AS
MR
AR
S
MS
MR
¹Médias seguidas pela mesma letra minúscula na coluna e maiúscula na linha, pertencem ao mesmo grupo pelo
teste de Scott-Knott (p<0,05); ²Classificação dos genótipos de algodoeiro quanto à resistência à S. sclerotiorum,
com base no tamanho médio de lesão (cm) avaliado oito dias após a inoculação: AR (altamente resistente): 0 – 2;
R (resistente): 2 – 3; MR (moderadamente resistente): 3 – 5; S (suscetível): 5 – 6; MS (moderadamente
suscetível): 6 – 7; e AS (altamente suscetível): > 7.
Como o experimento foi conduzido durante oito dias, após esse período iniciou-se um
processo de emissão de novas estruturas vegetativas, aumentando o teor de lignina no caule,
subestimando o desenvolvimento da doença. Singh; Téran (2008), realizaram avaliações
durante 27 dias com inoculações semanais de S. sclerotiorum para a cultura do feijoeiro e
Carvalho et al. (2010) conduziram durante 15.
O único genótipo de algodoeiro avaliado, cujo tempo de avaliação não influenciou no
tamanho médio da lesão de S. sclerotiorum foi o MAC-2 (colorido), que foi altamente
resistente (1,27 cm) (Tabela 2). Já para a maioria, a avaliação realizada após oito dias
22
possibilitou uma melhor classificação dos genótipos, onde o algodoeiro branco, MAB-1 (3,08
cm) e MAB-2 (4,25 cm), e os coloridos, MAC-1 (3,66 cm) e LPC-07 (4,52 cm), foram
moderadamente resistentes (Tabela 2).
Os genótipos MAB-4 (branco) e MAC-3 (colorido) foram classificados como
suscetíveis, com tamanhos médios de lesão de 5,85 e 5,13 cm, respectivamente. O genótipo de
algodoeiro branco MAB-3 foi moderadamente suscetível (6,75 cm) e a testemunha Delta Opal
foi altamente suscetível, com tamanho médio de lesão de 7,38 cm.
5.2 Método de imersão em ácido oxálico
O teste de imersão de plântulas de algodoeiro branco e colorido em seu estádio
evolutivo V3, em solução de ácido oxálico (20 mM - pH 4,0) possibilitou diferenciar os
genótipos de algodoeiro quanto ao progresso da murcha causada pelo ácido (Tabela 3).
Tabela 3. Resumo da análise de variância para AACPD avaliada em dez genótipos de
algodoeiro submetidos a presença de ácido oxálico, Uberlândia-MG.
Fonte de variação
Genótipos
FC
15,15**
Erro
95,96
CV (%)
13,55
**: significativo a 0,05 de significância pelo teste F.
O coeficiente de variação de 13,55% ficou abaixo dos valores encontrados em
trabalhos realizados com feijoeiro comum por Rezende (2007), Kolkman e Kelly (2000), e
Antônio et al. (2008), indicando, portanto, uma alta precisão experimental (Tabela 3).
Três grupos de reação ao ácido oxálico puderam ser distintos entre os genótipos, no
entanto, não puderam ser feitas distinções entre os genótipos de pluma branca ou pluma
colorida no sentido de que no mesmo agrupamento existiram genótipos tanto de pluma branca
quanto de pluma colorida (Tabela 4).
23
Tabela 4. Tamanho médio de lesão (cm) após a inoculação artificial com S. sclerotiorum pelo
método de imersão da haste em ácido oxálico em genótipos de algodoeiro branco e
colorido, avaliado no estádio fenológico V3, Uberlândia – MG, 2015.
Genótipos
AACPM
Branco
MAB1
MAB2
MAB3
MAB4
32,40 a
73,20 b
83,40 c
73,80 b
Colorido
MAC1
MAC2
MAC3
MAC4
70,80 b
84,00 c
85,20 c
75,60 b
¹Médias seguidas pela mesma letra pertencem ao mesmo grupo pelo teste de Scott-Knott (p<0,05);
Foi observado apenas um genótipo de algodoeiro de pluma branca (MAB1) com maior
tolerância à murcha causada por ácido oxálico, apresentando uma AACPM cerca de 160%
inferior à dos genótipos mais afetados pelo ácido (MAC2 e MAC3) (Tabela 4).
A eficácia da metologia foi constatada ao se comparar as plantas submetidas à imersão
em solução de ácido durante 36 h, com aquelas que permaneceram submersas durante o
mesmo período em água destilada esterelizada (Figura 3).
A
B
Figura 3. (A) Planta imersa em água destilada esterilizada por 36 horas. (B) Planta imersa
em solução de ácido oxálico por 36 horas. Fonte: AGUIAR, 2015.
24
As plantas submetidas ao teste claramente se diferenciaram da testemunha, podendo se
adaptar a metodologia descritiva proposta por Kolkman e Kelly (2000), para cultura do
algodoeiro.
O experimento foi conduzido durante 36 horas, diferente da metodologia base que
utilizou 24 horas, para avaliar o período de estabilização das plantas de algodoeiro. Entretanto
observou-se que o sintoma não se alterou entre a avaliação realizada após 24 horas e 36 horas,
evidenciando que o experimento pode ser conduzido durante as 24 horas para obtenção de
resultados representativos.
Trabalhos realizados por Carvalho (2011), Antonio et al, (2008) e Gonçalves; Santos,
(2010) com a cultura do feijoeiro com a mesma metodologia também conseguiram diferir
genótipos quanto a resistência do mofo branco. Acredita-se que a resistência ao mofo branco
seja governada por diferentes genes, sendo, portanto, possível que se inicie um processo de
seleção voltado para essa característica de interesse.
O método sugere que o caráter da resistência fisiológica seja expresso devido a
introdução direta da solução ácida no sistema radicular da planta. Pode-se constatar que o
genótipo MAB1 apresentou uma alternativa defensiva ou degradativa que inviabilizou que os
distúrbios causados pelo produto da infecção do mofo se manifestassem, possivelmente
ligados a uma enzima que degrade o oxalato, ou à altos teores de cálcio que inviabilizem a
desestruturação da parede celular e a consequente murcha (DUTTON; EVANS, 1996).
Em caráter complementar ao trabalho seria de grande contribuição um estudo que
avaliasse as reações enzimáticas ao longo da hospedagem do patógeno diariamente, para se
constatar o motivo da inflecção do gráfico entre o 4º e o 5º dia.
Após procedimentos adicionais a nível de laboratório e de campo para confirmar o
indício de superioridade do MAB1 é possível que o mesmo seja utilizado como fator de
introgressão de resistência para demais materiais no processo de melhoramento de plantas,
atingindo assim uma fonte estável e eficaz de controle do patógeno S. scleorotiorum, para
cultura do algodoeiro.
25
6. CONCLUSÕES
O genótipo de algodoeiro colorido MAC-2 e de algodoeiro branco MAB1 são
indicados como padrão de resistência e a testemunha Delta Opal como padrão de
suscetibilidade. A avaliação do tamanho médio da lesão realizada oito dias após a inoculação
contribuiu para melhor caracterização da resistência ao patógeno.
A metodologia que utiliza a inoculação de micélios por meio de ponteiras plásticas se
mostrou eficiente e prática, por permitir a introdução do patógeno de maneira homogênea e
controlada favorecendo a infecção do mesmo. Com essa metodologia é possível estimar a
progressão da doença e identificar a reação de diversos genótipos em um curto espaço de
tempo.
A metodologia que utiliza o ácido oxálico se mostrou eficiente e rápida por permitir
que uma ampla gama de materiais sejam analisados, em um curto espaço de tempo, em
qualquer época do ano se necessário. Sendo uma importante ferramenta complementar aos
resultados averiguados a campo no intuito de se identificar uma linhagem superior que possa
ser aproveitada pelos programas de melhoramento.
Ambas as metodologias, direta e indireta, são complementares no estudo da interação
entre S. scleorotiorum e o algodoeiro. Sendo necessários testes a campo e em laboratório para
determinar o real nível de resistência dos materiais superiores ao patógeno.
26
REFERÊNCIAS
ANTONIO, R. P. et al. Genetic Controlo of the resistance of commom beans to white
mold using the reaction to oxalic acid. Genetics and Molecular Research, Ribeirão Preto,
v.7, n.3, p.733-740,2008.
ASSOCIAÇÃO BRASILEIRA DOS PRODUTORES DE ALGODÃO. Boletim anual
do mercado de algodão. Disponível em < www.abrapa.com.br> Acesso em 06 de março de
2015.
BELTRÃO, N. E. de M.; BEZERRA, J. R. C. (Coord.). Recomendações técnicas para
o cultivo do algodoeiro herbáceo de sequeiro e irrigado nas regiões Nordeste e Norte do
Brasil. Campina Grande: EMBRAPA, CNPA, 1993. 72 p. il. (EMBRAPA-CNPA. Circular
Técnica, 17).
BORÉM, A. MIRANDA, G. V. Melhoramento de Plantas. p.21-24, 6. Ed. rev. E
ampl. – Viçosa,MG: Ed. UFV, 2013.
BORÉM, A. MIRANDA, G. V. Melhoramento de Plantas. p.27-41, 6. Ed. rev. E
ampl. – Viçosa,MG: Ed. UFV, 2013.
BOTELHO, L. da S. Detecção, transmissão e efeitos de Sclerotinia sclerotiorum em
sementes de soja. 2011. 156 p. Tese (Doutorado em Agronomia/Fitopatologia) Universidade Federal de Lavras, Lavras, 2011.
CAMPBELL, C.L. & MADDEN, L.V. Introduction to Plant Disease Epidemiology.
New York. John Wiley & Sons, 1990.
CARNEIRO, F. F; SANTOS, J. B; CONÇALVES, P. R. C; ANTÔNIO, R. P; SOUZA,
T. P; Genetics of common bean resistance to white mold. Crop Breeding and Applied
Biotechnology 11: 165-173, 2011.
CARVALHO, R. S. B. Reações de progênies de feijão tipo carioca ao mofo- branco.
2011, 73p. Dissertação (Mestrado em Genética e Melhoramento de Plantas) – Universidade
Federal de Lavras, Lavras, 2011.
CARVALHO, R. S. B.; LIMA, I. A; ALVES, F. C.; SANTOS, J. B. Selection of
carioca common bean progenies resistant to white mold. Brazilian Society of Plant Breeding.
Crop Breeding and Applied Biotechnology, 13: 172-177, 2013
27
CESSNA, S. G. et al. Oxalic acid, a phatogenicity fator for Slcerottinia sclerotiorum,
suppresses the oxidative burst of host plant. Plant Cell, Rockville, v.12, n.11, p.2191-2199,
Nov.2000.
CHARCHAR, M. J. D’A.; ANJOS, J. R. N dos; OSSIPI, E. Ocorrência de uma nova
doença do algodoeiro irrigado, no Brasil, causado por Sclerotina sclerotiorum. Pesquisa
Agropecuária Brasileira, Brasília, v.34, n.6, p.1101 -1106, 1999.
CIA, E; FUZATTO, M. G.; PIZINATTO, M.A.; BORTOLETTO, N. Uma escala para
classificação de cultivares a doenças do algodoeiro. Summa Phytopathologica 28: 28-32,
2002.
Companhia Nacional de Abastecimento – CONAB, Acompanhamento da safra
brasileira em grãos, v. 2 – Safra 2014/15, n. 6 – Sexto Levantamento, março de 2015.
DUTTON, M. V.; EVANS, C. S. Oxalate production by fungi: its role in phatogenicity
and ecology in the soil environment. Canadian Journal of Microbiology, Ottawa, v.42, n.9,
p.881-895, Sept.1996.
E. CIA & C.L. SALGADO. Capítulo 8: Doenças do algodoeiro - Manual de
fitopatologia / edição de Hiroshi Kimati ... [et al.] – 4ª edição. São Paulo: Agonômica Ceres.
2 v. p. 41-52 : il. 2005.
ELEUSIO CURVELO FREIRE – ABRAPA. Algodão no Cerrado do Brasil.
Associação Brasileira dos Produtores de Algodão, 2007. 918p.II.
EMBRAPA ALGODÃO. Cultivo de Algodão no Cerrado. Disponível em:
<www.cnpa.embrapa.br> Consulta realizada em 06/03/2015.
BRASILEIRA DEPESQUISA AGROPECUÁRIA (EMBRAPA), Campina Grande-PB,
2000.
FERREIRA,F.A. Sistema SISVAR para análises estatísticas. Lavras: Universidade
Federal de Lavras, 2000, Disponível em:
< http://www.dex.ufla.br/~danielff/softwares.htm> Consulta realizada em 24/05/ 2015.
FREIRE, E. C. Algodão Colorido – Revista: Biotecnologia, Ciência &
Desenvolvimento. Ano 2, nº9, p.36-39 1999.
Grupo de Coordenação de Estatísticas Agropecuárias - GCEA/IBGE, DPE, COAGRO Levantamento Sistemático da Produção Agrícola, Fevereiro 2015.
GODOY, G. et al. Use of mutantsto demonstrate the role of oxalic acid in phatogenicity
of Sleriottinia sclerotiorum on Phaseulus vulgaris. Physiological and Molecular Plant
Pathology, London, v.37, n.3, p.179-191, Sept-1990.
28
GONÇALVES, P. R. C.; SANTOS, J. B. dos. Physiological resistance of commom
bean cultivares and lines to white mold based on oxalic acid reaction. Annual Report of
Bean Improvement Cooperative, Fort Collins, v.53, p.236-237, 2010.
Instituto Mato-grossense de Economia Agropecuária. Custo de Produção do Algodão
Safra 2013/2014. Mato Grosso, Janeiro de 2013.
Disponível em:
<http://www.imea.com.br/upload/publicacoes/arquivos/R410_2013_01_CPAlgodao.pdf >
Consulta realizada em 06 de março de 2015.
KOLKMAN, J. M. and KELLY, J.D.. An indirect test using oxalate to determine
physiological resistance to white mold in common bean. Crop Science, 40: 281-285, 2000.
MARUR, C. J. & RUANO, O. Escala do Algodão. IAPAR, 2001.Disponível em:
< http://www.iapar.br/arquivos/File/zip_pdf/EscaladoAlgodao.pdf >
Consulta realizada em 06/03/2015.
Ministério da Agricultura Pecuária e Abastecimento. AGROFIT – Sistema de
Agrotóxicos Fitossanitários. Disponível em:
< http://extranet.agricultura.gov.br/agrofit_cons/principal_agrofit_cons >
Consulta realizada em 03/05/15.
PENNA, J. C. V. Melhoramento do algodão. In BORÉM, A. (Ed). Melhoramento de
espécies cultivadas. Viçosa: Ed. UFV, p. 15-53, 2005.
PENNA, J. C. V. Cultivares diferentes, lucro maior. Cultivar. Pelotas, v. 17, p. 3236, 2000.
PETZOLDT, R.; DICKSON, M.H. Straw test for resistance to white mold. Annual
Report of Bean Improvement Cooperative, Fort Collins, v.39, p.142-143, 1996.
PROMOALGO. Mofo Branco – Revista: Promoalgo. Ano 8, nº 143, Goiás – Março
2012.
RODRIGUES, E.; SCHWAN-ESTRADA, K.R.F.; FIORI-TUTIDA, A.C.G.;
STANGARLIN, J.R.; CRUZ, M.E.S. Fungitoxicidade, atividade elicitora de fitoalexinas e
proteção de alface em sistema de cultivo orgânico contra Sclerotinia sclerotiorum pelo extrato
de gengibre. Summa Phytopathologica, v.33, n.2, p.124-128, 2007.
SÉRGIO RODRIGUES COSTA; MIGUEL GARCIA BUENO. A saga do algodão:
das primeiras lavouras à ação na OMC. Rio de Janeiro: Insight Engenharia, 2004.
29
SINGH, P.S.; TERÁN, H. Evolution of screening methods for detection of
physiological resistance to white mold in common bean. Annual Report of the Bean
Improvement Cooperative, East Lansing, v.51, p.40-41, 2008.
SINGH, S. P.; TERÁN, H.; SCHWARTZ, H. F.; OTTO, K.; LEMA, M. Developing
white mold resistant interspecific breeding lines from the secondary gene pool of common
bean. Annual Report of the Bean Improvement Cooperative, Fort Collins, v.50, p.135136, 2007.
SINGH, S. P.; TERÁN, H. Evolution of screening methods for detection of
physiological resistance to white mold in common bean. Annual Report of the Bean
Improvement Cooperative, Fort Collins, v.51, p.40-41, 2008.
XIMENES, L. R.; Importância e manejo de Sclerotinia sclerotiorum (mofo branco)
nos cultivos de feijão e soja. 2013. 51 f. Monografia (Bacharelado em Agronomia)—
Universidade de Brasília, Brasília, 2013.
30