UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO JOÃO DEL REI

UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO JOÃO DEL REI
DEPARTAMENTO DE CIÊNCIAS AGRÁRIAS
CURSO DE GRADUAÇÃO EM ENGENHARIA AGRONÔMICA
GABRIELA CONCEIÇÃO OLIVEIRA E SILVA
INFLUÊNCIA DA INOCULAÇÃO DE FUNGOS MICORRÍZICOS NO
DESENVOLVIMENTO INICIAL DE BARUEIRO (Dipteryx alata).
Sete Lagoas
2016
GABRIELA CONCEIÇÃO OLIVEIRA E SILVA
INFLUÊNCIA DA INOCULAÇÃO DE FUNGOS MICORRÍZICOS NO
DESENVOLVIMENTO INICIAL DE BARUEIRO (Dipteryx alata).
Trabalho de conclusão de curso de graduação
apresentado a Universidade Federal de São João Del
Rei como requisito parcial para a obtenção do título
de Bacharel(a) em Engenharia Agronômica.
Área
de
habilitação:
Microbiologia do Solo
Fisiologia
Vegetal,
Orientador: Prof. Dr. Leonardo Lucas Carnevalli
Dias
Sete Lagoas
2016
GABRIELA CONCEIÇÃO OLIVEIRA E SILVA
INFLUÊNCIA DA INOCULAÇÃO DE FUNGOS MICORRÍZICOS NO
DESENVOLVIMENTO INICIAL DE BARUEIRO (Dipteryx alata).
Trabalho de conclusão de curso de graduação
apresentado a Universidade Federal de São João Del
Rei como requisito parcial para a obtenção do título
de Bacharel(a) em Engenharia Agronômica.
Sete Lagoas, 06 de Fevereiro de 2017.
Banca Examinadora:
__________________________________________
Profa. Dra. Alejandra Semiramis Albuquerque– Docente (UFSJ/CSL)
________________________________________
Prof. Dr. José Carlos Moraes Rufini– Docente (UFSJ/CSL)
__________________________________________
Prof. Dr. Leonardo Lucas Carnevalli Dias – Docente (UFSJ/CSL
AGRADECIMENTOS
Em primeiro lugar, agradeço a Deus, porque nada disso seria possível se Ele não
estivesse em meu coração.
À Universidade Federal de São João del-Rei / Campus Sete Lagoas (UFSJ/CSL)
e a todos os professores, em especial ao Prof. Dr. Leonardo Lucas Carnevalli Dias, por
toda ajuda dada para realização deste trabalho e ao Prof. Dr. Juliano Cury, que sempre
se dispôs em ajudar no desenvolvimento do trabalho.
À minha mãe Maria da Conceição, por ser minha base e proteção, por estar
sempre pronta a me ajudar e incentivar nos momentos em que mais precisei.
À minha filha Clarisse por toda compreensão e paciência que sempre teve
comigo.
Ao meu esposo, Leandro, que sempre me apoiou mesmo em meio de tantas
lutas, por todo seu afeto e amor.
A todos os meus amigos da UFSJ, pelos bons momentos que passamos juntos,
em especial à Pricila Santana, Ana Carolina, Thaís Fernanda, Aline Martinelli, Dardânia
Cristeli, Isabela Custodio e Isabella Assis e a todos os meus amigos do galpão de
melhoramento de sorgo que nesse finalzinho de graduação me acolherem tão bem.
Aos meus familiares, por toda ajuda prestada.
RESUMO
Estudou-se o estabelecimento de plantas de barueiro (Dipteryx alata) com inoculação de
fungos micorrízicos arbusculares (FMAs). O experimento foi realizado em sacos
plásticos, e conduzido em delineamento inteiramente casualizado com nove repetições e
1 planta por parcela. Foram utilizados três tratamentos: controle (sem inoculação de
fungos micorrízicos); com inoculação de cerca de 250 esporos de diferentes inóculos
por vaso; com inoculação de solo rizosférico de plantas de barbatimão
(Stryphnodendron adstringens). Sementes de barueiro foram plantadas e cultivadas por
60 dias. Foi realizada a caracterização morfológica das plantas quanto aos seus
parâmetros de crescimento e desenvolvimento. Realizou-se conjuntamente a análise dos
parâmetros fotossintéticos, bem como a intensidade da colonização micorrízica. Para os
parâmetros altura de planta, diâmetro de caule, número de folhas, massa seca da parte
aérea, massa fresca da parte aérea e massa fresca da raiz não foi observada diferença
significativa entre os tratamentos. Para comprimento da raiz principal, volume radicular
e massa seca da raiz houve diferença entre os tratamentos. Para o tratamento com
inoculação de cerca de 250 esporos de diferentes inóculos a porcentagem micorrízica foi
de apenas 9,62%, enquanto o tratamento com inoculação com solo rizosférico de plantas
de barbatimão (Stryphnodendron adstringens) foi de 11,54%. Não foi observada
colonização no tratamento controle. Quanto aos parâmetros fotossintéticos verificou-se
que apenas a transpiração foliar apresentou diferença significativa sendo que o
tratamento com solo de barbatimão foi superior aos demais tratamentos. Nesse
experimento a inoculação não influenciou a parte aérea das mudas. Mudas de barueiro
inoculadas com Fungos Micorrízicos Arbusculares tem um melhor desenvolvimento da
raiz e uma melhor eficiência no uso da agua.
Palavras-chave:
Cerrado;
microbiologia
do
solo;
transpiração
ABSTRACT
The establishment of barrow plants (Dipteryx alata) with inoculation of arbuscular
mycorrhizal fungi (FMAs) was studied. The experiment was carried out in plastic bags,
and conducted in a completely randomized design with nine replicates and one plant per
plot. Three treatments were used: control (without inoculation of mycorrhizal fungi);
With inoculation of about 250 spores of different inocula per pot; With inoculation of
rhizospheric soil of barbatimão (Stryphnodendron adstringens) plants. Barrow seeds
were planted and cultivated for 60 days. The morphological characterization of the
plants was carried out in terms of their growth and development parameters. Analyzes
of the photosynthetic parameters as well as the intensity of the mycorrhizal colonization
were carried out. For the parameters plant height, stem diameter, leaf number, shoot dry
mass, shoot fresh mass and fresh root mass, no significant difference was observed
between the treatments. For root length, root volume and dry root mass there was
difference between treatments. For the treatment with inoculation of about 250 spores of
different inocula, the mycorrhizal percentage was only 9.62%, while the treatment with
inoculation with rhizospheric soil of barbatimão (Stryphnodendron adstringens) plants
was 11.54%. No colonization was observed in the control treatment. As for the
photosynthetic parameters, it was verified that only the foliar transpiration showed a
significant difference and the treatment with barbatimão soil was superior to the other
treatments. In this experiment inoculation did not influence the aerial part of the
seedlings. Barrow seedlings inoculated with Arbuscular mycorrhizal fungi have a better
root development and better water use efficiency.
Keywords: Thick; Soil microbiology; perspiration
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO............................................................................................................8
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA .................................................................................11
3 MATERIAL E MÉTODOS ......................................................................................18
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO................................................................................21
5 CONCLUSÃO.............................................................................................................27
6 REFERÊNCIAS .........................................................................................................28
7 ANEXO.......................................................................................................................38
8
1 INTRODUÇÃO
O Brasil abriga cerca de 10% de todas as espécies do planeta, resultando em uma
diversidade elevadíssima (MYERS et al, 2000). Segundo Pivello (2003) o bioma do
cerrado é detentor de imensa riqueza fisionômica e florística. Com mais de 6.000
espécies fanerogâmicas registradas contém uma das mais abrangentes floras dentre as
savanas mundiais (MENDONÇA et al.,1998). O Cerrado brasileiro é reconhecido como
a savana mais rica do mundo e biodiversidade com presença de distintos ecossistemas
(IBAMA, 2001). Ocupa 25% do território brasileiro com uma área de aproximadamente
200 milhões de ha entre a sua área “core”, Região Centro-Oeste, e as áreas disjuntas nas
regiões Sul, Sudeste, Norte e Nordeste (RIZZINI, 1979 e CÂMARA, 1993).
O Cerrado brasileiro é considerado uma região “hotspot“ por apresentar uma
riqueza de espécies endêmicas associada a um alto grau de perda dessa diversidade
(Myers et al., 2000). A alta diversidade biótica do Cerrado é reflexo da considerável
variedade de solos e climas associados (DIAS,1992, COUTINHO, 1978). Pode-se
observar duas principais formações: as herbáceas e as arbóreas (RIZZINI,1963,
COUTINHO,1978), as quais respondem diferentemente a outros inúmeros fatores
climáticos como vento e fogo. Com relação a sua hidrografia, o Cerrado encontra-se
recortado pelas bacias do Amazonas, Tocantins, Paraná, Paraguai, São Francisco e
Parnaíba. Encontram-se ainda as nascentes das bacias Platina, Amazônica e Franciscana
(DIAS, 1992).
O barueiro (Dipteryx alata Vog.), leguminosa arbórea de ocorrência comum no
Cerrado, faz parte de um grupo de cerca de 110 espécies nativas que apresentam
potencial econômico e está entre as 10 mais promissoras para cultivo. É uma das poucas
espécies que apresenta frutos com polpa carnosa durante a estação seca, sendo
importante para alimentação da fauna nessa época (LORENZI, 2000; SANO et al.,
2004).
O baru é constituído por uma casca fina e escura de coloração marrom, polpa
com sabor adocicado e adstringente a qual abriga uma amêndoa dura e comestível. A
castanha do baru, que representa 5% do rendimento em relação ao fruto inteiro, possui
valor de mercado considerável; a polpa, no entanto, ainda é pouco utilizada na
alimentação humana. Considerando que a polpa possa ser usada para outras finalidades,
9
bem como na fabricação de sorvetes, o percentual de rendimento aproveitável do fruto
aumenta para mais de 50% (ALMEIDA et al., 1987 apud RIBEIRO et al., 2000).
A associação entre plantas e fungos micorrízicos é uma interação simbiótica
mutualística que conduz a benefícios para ambos. Mudas de espécies arbóreas ou
arbustivas se estabelecem melhor em campo se suas raízes estiverem colonizadas com
fungos micorrízicos (MIRANDA 2008). Além disso, esses fungos também podem
contribuir de maneira indireta para a proteção contra patógenos e metais pesados
(CORREIA ET AL. 2004). As plantas, por sua vez, transferem os fotoassimilados
produzidos durante a fotossíntese para os fungos micorrízicos (SMITH et al. 2010).
De acordo com Carneiro et al. (1998), os estudos com associações micorrízicas
em espécies vegetais diferenciadas são importantes pois essas associações apresentam
maiores sucessos em reflorestamentos, auxiliando ainda para a preservação ambiental
através da diminuição da aplicação de insumos agrícolas. Além da importância
significativa sobre a nutrição, com o aumento na absorção de nutrientes e uso de formas
menos disponíveis no solo, outros efeitos podem ser atribuídos aos Fungos Micorrízicos
Arbusculares (FMAs), facilitando o desenvolvimento dos vegetais, como favorecer
outros organismos, (fixadores biológicos de N2 e solubilizadores de fosfato), reduzir o
estresse hídrico e a pressão de patógenos, aumento da agregação do solo, entre outros
(MOREIRA E SIQUEIRA, 2006).
Estudos a respeito da infectividade dos fungos micorrízicos nativos do bioma
Cerrado são escassos, sendo que grande parte dos estudos trabalha com inóculos
isolados em solos de plantas cultivadas. Soma-se ainda o fato de que poucas espécies
vegetais do Cerrado foram caracterizadas quanto às associações com fungos
micorrízicos. Pelas características dos solos predominantes do Cerrado, a presença de
micorrizas pode trazer alterações positivas para o desenvolvimento vegetal (CORREIA
ET AL. 2004).
Considerando o exposto, este trabalho abordou a associação dos FMAs com a
espécie Dipteryx alata. Os estudos abordaram o acompanhamento do crescimento das
mudas de barueiro a meia sombra, mensurando parâmetros de crescimento e
fisiológicos. Deste modo, esperou-se obter dados que sirvam para a utilização com êxito
em programas de propagação, levando a produção de mudas de barueiro com maior
10
crescimento inicial, bem como avaliar a influência que a inoculação com FMAs exerce
sobre a formação das mudas de Barueiro.
11
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 O Cerrado
No Brasil, há dois hotspots: A Mata Atlântica e o Cerrado brasileiro. Quando se
trata do Cerrado o mesmo possui uma área de 2,04 milhões de quilômetros quadrados, o
que equivale a aproximadamente 22% do território nacional, sendo considerado o
segundo maior bioma brasileiro, somente superado pela Amazônia. (SANO et al, 2008;
SANO & FERREIRA, 2005; KLINK & MACHADO, 2005; SHIKI, 1997). Sua
paisagem é caracterizada por extensas formações savânicas, interceptadas por matas
ciliares ao longo dos rios e nos fundos dos vales (PIVELLO, 1999).
O conceito de Cerrado confunde-se muitas vezes com o de Savana, que são áreas
normalmente planas, cobertas de uma vegetação e formação vegetal peculiar,
apresentando fundamentalmente um estrato herbáceo dominado por gramíneas. Com
isso, EITEN (1986) afirma que o termo Savana só deveria ser empregado para indicar
Cerrado quando for urgente enquadrá-lo no âmbito das formações universais. A
controvérsia gerada a respeito da terminologia empregada ora como Cerrado ora Savana
está relacionada às características topográficas e vegetacionais, como áreas
normalmente planas cobertas por uma vegetação peculiar, fundamentalmente com um
estrato herbáceo graminóide.
Na área do Cerrado são encontradas um terço da biodiversidade brasileira e
cerca de 5% da flora e fauna mundiais. A alta diversidade biótica do Cerrado é reflexo
da considerável variedade de solos e climas associados (DIAS,1992, COUTINHO,
1978). Os latossolos predominam no Cerrado brasileiro e estes tipos de solo se
caracterizam, principalmente, pela baixa fertilidade e alta acidez. Por outro lado, trata-se
de solos antigos, profundos, com ótima drenagem e que se assentam em relevos planos
ou levemente ondulados. Embora até a década de 1970 o solo do Cerrado tenha sido
considerado praticamente impróprio para o cultivo agrícola, foram principalmente as
características deste solo que, com o avanço tecnológico, possibilitaram a expansão
agrícola na região abrangida por este bioma.
Segundo Eiten (1994), o Cerrado inclui considerável variedade de fisionomias
vegetais, tipos de solos e comunidades animais ocorrentes no Brasil central. É
12
constituído de cinco diferentes fitofisionomias, as quais apresentam dois extremos, uma
fisionomia florestal denominada cerradão, onde há predomínio da vegetação lenhosa e
uma fisionomia campestre, o campo limpo, onde, além da vegetação herbácea, se
encontram também pequenos subarbustos. As demais fitofisionomias, cerrado sensu
stricto, campo cerrado e campo sujo, são vegetações ecotonais entre o cerradão e o
campo limpo (COUTINHO, 1978).
Uma importante característica do Cerrado Brasileiro é a sua capacidade de
armazenamento de carbono. A ausência de florestas densas é compensada pela grande
extensão e pela vegetação com raízes profundas. Estas raízes formam uma imensa
“floresta subterrânea”, que torna significativa a contribuição do Cerrado em termos de
absorção de carbono na atmosfera terrestre (HOGAN et al, 2002; SAWYER, 2002).
Em definição feita por FERRI (1977), o Cerrado divide-se a sua vegetação em 3
grupos: o das plantas permanentes que apresentam raízes profundas, o das espécies
efêmeras com raízes superficiais e o das gramíneas que podem ser efêmeras ou
permanentes.
As espécies de plantas nativas do cerrado têm-se destacado por apresentar
potencial nutritivo com forte apelo sensorial e econômico, constituindo matéria-prima
disponível para formulação de novos produtos alimentícios (HIANE et al., 1992).
2.2 O barueiro
Das espécies nativas do Cerrado, o barueiro (Dipteryx alata vog.) destaca-se pela
amplitude de ocorrência e por convivência pacífica com o modelo de exploração
praticado pelas populações rurais, em que as plantas são preservadas na abertura de
pastos (CORRÊAS et al., 2000). Tem sua origem no cerrado do Brasil Central. Ocorre
principalmente nos estados de Goiás, Minas Gerais, Mato Grosso do Sul e São Paulo
Possui diversos nomes populares, tais como: fruta-de-macaco, castanha-deburro, cumaru, cumbaru, barujo, castanha-de-ferro, coco-feijão, cumaru-da-folhagrande, cumarurana, cumaru-verdadeiro, cumaru-roxo, cumbary, emburena-brava,
meriparajé, e pau-cumaru (CORREA, 1931).
13
O barueiro é uma árvore majestosa e elegante, que alcança aproximadamente 15
a 25 m com maior altura em solos férteis, possuindo copa alongada ou larga de 6 a 11 m
de diâmetro (SANO et al 2004). Sua copa é densa e arredondada, folhas compostas por
6 a 12 folíolos de coloração verde intensa, flores pequenas, que surgem de outubro a
janeiro.
De acordo com Borges, (2004) a madeira do barueiro é bastante pesada e
resistente a fungos e cupins. Seu tronco é muito procurado para a fabricação de
mourões, dormentes e tábuas, sendo também utilizado na construção civil e naval. Pode
também ser usada para reflorestamento, urbanização de cidades, parques e jardins, e
ainda, nos pastos são muito apreciadas e procuradas pelo gado, que descansam debaixo
de sua sombra, comendo seus apetitosos frutos. O fato de se encontrar árvores de
barueiro sozinhas, explica-se: são hermafroditas e autógamas, não precisando de
polinizadores pré-existentes nas áreas (Ribeiro et al, 2000).
Seu fruto é constituído por uma casca fina e escura de coloração marrom, polpa
com sabor adocicado e adstringente a qual abriga uma amêndoa dura e comestível. A
castanha do baru, que representa 5% do rendimento em relação ao fruto inteiro, possui
valor de mercado considerável; a polpa, no entanto, ainda é pouco utilizada na
alimentação humana. Considerando que a polpa possa ser usada para outras finalidades,
o percentual de rendimento aproveitável do fruto aumenta para mais de 50%
(ALMEIDA et al., 1987 apud RIBEIRO et al., 2000).
É uma das poucas espécies que apresenta frutos com polpa carnosa durante a
estação seca, sendo espécie importante para alimentação da fauna nessa época
(LORENZI, 2000; SANO et al., 2004). O baru é um fruto comprovadamente rico em
sabor e nutrientes, que pode também ser usado largamente como complemento
alimentar, (ALMEIDA et al, 1987).
Em estudo realizado por Takemoto et al, (2001), a semente de baru apresentou
teores relativamente elevados de lipídios (38,2g/100g), de proteínas (23,9g/100g) e de
calorias (502kcal/100g), além de fibras alimentares (13,4g/100g) e de minerais, como
potássio (827mg/10g), fósforo (358mg/100g) e magnésio (178mg/100g). O óleo da
semente revelou um elevado grau de insaturação (81,2%), conteúdo de α-tocoferol
(5,0mg/100 g) e composição em ácidos graxos semelhante a do óleo de amendoim,
14
destacando-se os ácidos oléicos (50,4%) e linoléico (28,0%), este considerado essencial,
o que favorece seu uso para fins alimentícios e como matéria-prima para as indústrias
farmacêutica e oleoquímica.
2.3 Associação Micorrízica
Micorriza (do grego: Mykes – fungos, rhiza – raiz) é a denominação dada para a
associação simbiótica entre determinados fungos de solo e as raízes das plantas. Dentre
as micorrizas, destacam-se os Fungos Micorrízicos Arbusculares (FMAs) pertencentes
ao filo Glomeromycota (Schübler et al., 2001) que surgiram há cerca de 400 milhões de
anos (TAYLOR et al., 1995; FITTER, 2005; PARNISKE, 2008) e teriam sido peça
chave para que as espécies vegetais conseguissem se adaptar ao ambiente terrestre
(PIROZYNSKI, 1981; TAYLOR et al., 1995).
Os FMAs são considerados simbiotróficos obrigatórios, ou seja, não são capazes
de completar seu ciclo de vida sem estarem associados com um hospedeiro
metabolicamente ativo (SIQUEIRA et al., 2002; FITTER, 2005; MOREIRA &
SIQUEIRA, 2006; PARNISKE, 2008; STURMER & SIQUEIRA, 2013), por terem
perdido sua capacidade saprofítica durante sua evolução (PARNISKE, 2008).
Esses micro-organismos possuem uma estrutura típica denominada arbúsculo, a
qual é a ramificação repetidamente da hifa no formato de uma pequena árvore nas
células do córtex da raiz (PARNISKE, 2008). Essa estrutura tem um pequeno tempo de
vida, em torno de 8,5 dias (ALEXANDER et al., 1989), permitindo que a mesma célula
possa ser colonizada várias vezes (PARNISKE, 2008).
Os fungos micorrízicos eram classificados como pertencentes à ordem Glomales
(MORTON; BENNY, 1990) e ao filo Zygomycota. Todos os fungos dessa ordem eram
fungos micorrízicos, portanto, fungos que obtêm carbono pela sua simbiose obrigatória
com as raízes de plantas, sem fase sexual conhecida, e que produzem arbúsculos nas
células corticais da raiz. Atualmente, esses fungos foram classificados em um novo filo,
Glomeromycota, juntamente com um fungo não micorrízico, Geosiphon pyriformis, que
também forma simbiose obrigatória com cianobactérias do gênero Nostoc. Neste caso, o
fungo é o macrossimbionte, e a alga verde-azulada é o microssimbionte. (SCHUßLER
et al., 2001).
15
Micorrizas palavra composta pelos radicais gregos mykes, fungo, e rhizae,
raízes, designa associações simbióticas não patogênicas entre fungos do solo e raízes de
plantas, evoluídas em conjunto desde os primórdios da ocupação terrestre pelos
vegetais. Essas associações são praticamente universais nos ecossistemas terrestres, pois
a condição de raiz não associada é exceção na natureza (HARLEY, 1989).
Segundo Moreira & Siqueira, (2006) dentre os tipos de micorrizas conhecidas,
as micorrizas arbusculares, formadas por fungos da ordem Glomales, são simbioses
entre raízes de plantas e fungos do solo do filo Glomeromycota, os mais comuns nos
ecossistemas terrestres. Sendo importantes, não só por promover a interface entre a
planta e o ambiente físico, mas também com o ambiente biológico, conferindo às
plantas maior resistência e tolerância a estresses bióticos e abióticos, além de influenciar
a diversidade vegetal (MILLER; KLING, 2000).
A simbiose micorrízica arbuscular é a mais ancestral dentre todos os tipos de
micorrizas conhecidas. Evidências fósseis indicam que as primeiras plantas terrestres já
estavam colonizadas por fungos que apresentavam estruturas miceliais e esporos
similares aos dos atuais fungos arbusculares (FMA), (REDECKER et al., 2000).
Devido a essa ubiquidade, essa simbiose tem sido considerada a mais importante
de todas as que envolvem plantas. Essa associação é simbiótica, pelo fato de os
organismos coexistirem em um mesmo ambiente físico, raiz e solo, e mutualística,
porque, em geral, ambos os simbiontes se beneficiam da associação. Ela é considerada
como mutualista nutricional, em que a planta supre o fungo com energia para
crescimento e manutenção via produtos fotossintéticos, enquanto o fungo provê a planta
com nutrientes e água. Nesse sentido, essa simbiose amplia a capacidade de absorção de
nutrientes por parte do simbionte autotrófico e, consequentemente, a sua
competitividade interespecífica e produtividade. (RICARDO et al.,2006)
Ainda segundo Ricardo et al. (2006), os serviços prestados pelo fungo vão muito
além da nutrição de plantas individualizadas, pois eles também contribuem para a
estruturação de comunidades vegetais.
Ultimamente, em função dos efeitos benéficos que as micorrizas teriam sobre o
crescimento das plantas, muitos trabalhos têm sido realizados com o objetivo da seleção
16
das espécies nativas e exóticas mais eficientes, uma vez que a principal contribuição da
micorriza arbuscular para o crescimento das plantas é geralmente considerada a melhor
nutrição mineral, principalmente no que diz respeito ao fósforo (MILLER;
REINHARDT; JASTROW, 1995; NOGUEIRA; CARDOSO, 2000). Esses fungos
atuam como simbiontes obrigatórios, trazendo benefícios à comunidade vegetal e ao
ambiente, fornecendo nutrientes e água às plantas, assim como favorecendo a retenção
de umidade, a agregação e a estabilidade dos solos (SYLVIA, 1992; AUGÉ et al.,
2001). Por outro lado, o fungo também se beneficia muito com essa associação, pois
consegue se nutrir de açúcares, aminoácidos e outras substâncias orgânicas que os
vegetais produzem através da fotossíntese, podendo o fungo receber mais de 10% dos
fotossintatos produzidos pela planta hospedeira.
Em termos fisiológicos e bioquímicos, algumas respostas das plantas aos fungos
arbusculares têm sido verificadas, principalmente em níveis baixos de P, tais como:
aumento da atividade de ATPase na membrana periarbuscular, aumento da atividade de
invertase, alteração do nível de hormônios, aumento da taxa de respiração das raízes,
das taxas de fotossíntese, da absorção de nutrientes, da taxa de crescimento e de área
foliar, aumento das taxas de transpiração e redução da resistência estomática e síntese
de proteínas relacionadas com a simbiose (SMITH & GIANINAZZI-PEARSON, 1988;
KOTHARI et al., 1990; DRÜGE & SCHÖNBECK, 1992; DANNEBERG et al., 1992;
REKOSLAVSKAYA & BANDURSKI, 1994).
2.4 O barbatimão
O barbatimão é caracterizado como uma planta nativa do Cerrado brasileiro
onde pode ser encontrado desde o estado do Pará na região Amazônica, até o Planalto
Central alcançando o Sudeste (FELFILI et al., 1999).
Assim como o barueiro (Dipteryx alata Vog.), o barbatimão (Stryphnodendron
adstringens) também é uma leguminosa de ocorrência comum no Cerrado e por esse
motivo foi escolhido como fonte de inóculos micorrízicos.
De acordo com Lorenzi & Matos (2002), o barbatimão é uma árvore de copa
alongada, com 4 a 5 m de altura, tronco cascudo e tortuoso, nativa dos cerrados do
17
Sudeste e do Centro Oeste. Os frutos são vagens cilíndricas, com grande número de
sementes de cor parda, cuja floração ocorre em janeiro.
Segundo Almeida et al. (1998), o barbatimão fornece madeira de cerne
vermelha, própria para construções civil e marcenaria. Na medicina popular, a casca do
caule é usada externamente como anti-inflamatória e cicatrizante, internamente para
curar úlcera. As mulheres fazem um banho de assento, com o cozimento da casca, para
problemas ginecológicos: inflamações uterinas, doenças venéreas, ferimentos vaginais e
também hemorroidas.
O barbatimão é muito utilizado no curtume de couros devido ao excesso de
taninos sendo que somente a casca apresenta 20 a 30% de substâncias tânicas em 12 sua
composição,
entretanto
apresentam
também
alcalóides,
amido,
flavonóides,
proantocianidinas, matérias resinosas, mucilaginosas, corantes e saponinas em sua
composição química (SIMOES et al., 1999).
18
3 MATERIAL E MÉTODOS
3.1 Localização do Experimento
O experimento foi conduzido no telado (sombrite 50%) e as análises realizadas
no laboratório de Fisiologia e Genética Vegetal Aplicada e no laboratório de
Microbiologia, Bioquímica e Biologia Molecular pertencentes ao Departamento de
Ciências Exatas e Biológicas (DECEB) da Universidade Federal de São João del Rei,
localizada no Campus Sete Lagoas, em Sete Lagoas/MG no período de 01 de agosto de
2015 à 31 de julho de 2016.
3.2 Delineamento Experimental
O experimento foi conduzido em delineamento inteiramente casualizado, com
nove repetições e 1 planta por parcela.
3.3 Instalação e Condução do Experimento
Foram utilizados três tratamentos: controle (sem inoculação de fungos
micorrízicos); com inoculação de cerca de 250 esporos de diferentes inóculos por vaso,
5 ml de inóculo em cada vaso (Glomus clarum, Glomus etunicatum, Acaulospora
morrowia e Scutellospora heterogama); com inoculação, por vaso, de solo rizosférico
de plantas de barbatimão (Stryphnodendron adstringens) 5 ml de solo em cada vaso. O
inóculo referente ao solo rizosférico de plantas de barbatimão foi obtido por meio de
escavação na região de projeção da copa das árvores. Quando foram atingidas as raízes
de maior espessura, o solo foi retirado e peneirado para ser utilizado como inóculo.
A semeadura foi realizada em sacos plásticos de 3L contendo areia autoclavada,
a partir de sementes pré-geminadas (as sementes ficaram imersas em agua destilada, por
24 horas, a fim de romper a proteção que a casca exerce), obtidas de frutos recémcoletados. A semeadura foi realizada no dia 27/01/2016, desde então foram feitas
avaliações diárias, com regas periódicas quando se observava o solo seco. Trinta dias
após a semeadura foi realizada uma adubação de cobertura com o formulado NPK +
micronutrientes (5-5-5 +8) (Biofert®) na concentração indicada pelo fabricante com a
finalidade apenas de garantir o desenvolvimento normal das plantas.
19
Na última avaliação, feita aos 60 dias após a semeadura, realizou-se a
caracterização fisiológica das plantas utilizando-se o analisador de fotossíntese, da
marca CID, Inc., modelo CI-340 Handheld Photosynthesis System, em que foram
obtidas as variáveis fotossintéticas e de transpiração: radiação fotossinteticamente ativa
(PAR), em цmol m-2 s-1; temperatura do ar ambiente (Tair), dentro da câmara foliar, em
ºC; temperatura da folha (Tleaf), mensurada pelo sensor de temperatura infravermelho,
em ºC; quantidade de CO2 à entrada do analisador (CO2in), em ppm; quantidade de CO2
à saída da câmara foliar (CO2out), em ppm; quantidade de H2O à entrada do analisador
(H2Oin), em kPa; quantidade de H2O à saída da câmara foliar (H2Oout), em kPa; taxa
de fotossíntese líquida (Pn), em цmol m-2 s-1; taxa de transpiração (E), em mmol m-2 s-1;
condutância estomática foliar (C), em mmol m-2 s-1; umidade relativa à entrada do
analisador (RHin), em %; umidade relativa à saída da câmara foliar (RHout), em % e
déficit de pressão de vapor (VPD), em kPa. O CI-340 dispõe de alguns parâmetros fixos
como: a pressão atmosférica do local de análise (ATM), neste caso, 92,79 kPa; a taxa de
fluxo estabelecida para o analisador (FLOW), em 0,30 L min-1 e a taxa de fluxo de
massa (W), pré-definida para 0,30 mol m-2 s-1, com variação de + 0.01.
Foram realizadas 3 avaliações por planta, sempre utilizando folhas
completamente expandidas. Os dados foram armazenados no aparelho e em seguida
transferidos para computador com a respectiva tabulação dos dados em planilha
eletrônica. As avaliações ocorreram entre as 9 e 11h.
Após a medição dos parâmetros fotossintéticos o experimento foi desmontado e
analisou-se em cada amostra: altura de planta (AP, em cm), comprimento da raiz
principal (CR, em cm), diâmetro de colo (DC, em mm), número de folhas (NF), massa
fresca da parte aérea (MFPA, em g), massa fresca das raízes (MSR, em g), massa seca
da parte aérea (MSPA, em g), massa seca das raízes (MSR, em g), e volume radicular
(ml). Para obtenção dos valores de massa fresca e seca o material vegetal foi lavado,
pesado e seco em estufa de circulação forçada de ar a 70°C até peso constante.
Após as avaliações foi verificado se houve colonização por fungos micorrízicos,
sendo que antes do procedimento de secagem das raízes, uma porção de 5g de cada uma
foi retirada e colocada em frascos com álcool 70% como método de conservação de
imediato.
20
Em seguida as raízes foram submetidas ao processo de coloração, que constituise em uma etapa de descoloração através de imersão em solução clareadora de
hidróxido de potássio (KOH) a 5% e uma etapa de coloração com lactoglicerol com azul
de tripan a 0,05%. Foi seguido o modelo segundo descrito por Miranda (2008), porém
algumas modificações foram feitas, uma vez que no experimento conduzido por
Miranda se utilizou estufa a 100 ºC e nesse experimento utilizou-se banho-maria a 90ºC.
O processo de descoloração consistiu no aquecimento das raízes em banhomaria a 90ºC por 3h e 33min, em seguida a solução de KOH foi trocada e as raízes
foram mantidas a temperatura ambiente por 1 hora, com troca da solução a cada 30 min.
Em seguidas, as raízes foram lavadas com água destilada e imersas novamente na
solução de KOH e levadas a banho-maria 90ºC por mais 1h e 10 min, sendo em seguida
lavadas em água destilada e colocadas em ácido clorídrico (HCl) 2% durante 30
minutos.
Finalmente, as raízes foram coradas em solução de lactoglicerol com azul de
tripan a 0,05%. A porcentagem de colonização micorrízica (PCM) de segmentos de
raízes de 5 cm de comprimento em cada parcela foi avaliada em estereoscópio (lupa),
através do método de placa quadriculada, no qual 100 pontos de interseção são
analisados, sendo consideradas positivas aquelas com presença de estruturas de FMAs
(arbúsculos, hifas ou vesículas) e negativas aquelas com a sua ausência.
3.4 Análise Estatística
Os dados experimentais, obtidos de todas as variáveis estudadas, foram
submetidos a analise de variância. Utilizou-se o Programa GENES – aplicativo
computacional em genética e estatística e para o agrupamento de médias utilizou-se
Scott e Knott, a 5% de probabilidade.
21
4 RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1 Parâmetros de desenvolvimento da planta
Para altura da planta, diâmetro do caule, número de folhas, massa seca da parte
aérea, massa fresca da parte aérea e massa fresca da raiz não foi observada diferença
significativa entre os tratamentos (tabela 1), diferente do encontrado por Caldeira et al.
(1999), os quais verificaram que o tratamento com FMA, mesmo tendo ocasionado a
menor porcentagem do comprimento de raízes colonizadas, foi superior ou equivalente
à testemunha (sem inoculação) quanto à altura, ao diâmetro e à massa seca de raízes
finas e grossas de Peltogyne venosa (Vahl) Benth (pau-roxo-da-várzea) e Sclerolobium
paniculatum Vogel (taxi-branco).
Tabela 1 - Altura (ALT), comprimento da raiz (CR), diâmetro do caule (DC), nº de
folhas (NF), volume radicular (VR),; massa seca da parte aérea (MSPA); massa seca da
raiz (MSR), massa fresca da parte aérea (MFPA), massa fresca da raiz (MFR) de mudas
de barueiro associadas ou não a fungos micorrízicos arbusculares (FMA) e cultivada
sem areia autoclavada por 60 dias após a inoculação.
Tratamentos
ALT
CR
DC
NF
VR
MSPA
MSR
MFPA
MFR
(cm)
(cm)
(mm)
(un)
(mL)
(g)
(g)
(g)
(g)
Controle
19,94 a
15,78 b
3,22 a
22,48 a
1,29 b
0,75 a
0,32 b
1,91 a
1,15 a
Inoculação
18,44 a
17,78 b
3,30 a
25,22 a
2,50 a
0,88 a
0,40 b
2,11 a
1,23 a
Solo de barbatimão
19,94 a
24,33 a
3,43 a
30,11 a
3,09 a
1,13 a
0,59 a
2,21 a
1,63 a
Médias seguidas da mesma letra, nas colunas, não diferem pelo teste de Scott e knott
(5%).
Para comprimento da raiz principal, volume radicular e massa seca da raiz houve
diferença entre os tratamentos (tabela 1), sendo os tratamentos com inoculação dos
esporos e com a mistura do solo rizosférico do barbatimão superiores estatisticamente
em comparação com o controle. O tratamento com solo rizosférico de barbatimão
sobressaiu em relação aos outros tratamentos, isso pode ser explicado uma vez que a
maior diversidade de fungos pode ter proporcionado efeitos complementares entre as
espécies de FMAs que compuseram a comunidade ou ter permitido que determinada
22
espécie mais eficiente predominasse (VAN DER HEIJDEN et al., 1998; HOOPER et
al., 2005; MIRANDA et al., 2005; LEKBERG et al., 2007; MAHERALI &
KLIRONOMOS, 2007).
Como foi realizada apenas uma adubação para tentar garantir o desenvolvimento
normal para as mudas o maior investimento para produção de raiz já era esperado.
Segundo Hodge (2004), quando o menor crescimento da parte área e maior
investimento nas raízes ocorrem geralmente quando a disponibilidade de minerais no
solo é baixa.
Assim como no presente experimento, outros trabalham não tiveram sucesso no
crescimento das plantas quando feita a inoculação isso pode ser explicado devido à
existência de preferencialidade (MOREIRA & SIQUEIRA, 2006) onde não é
apropriado assumir que associação estimula sempre o crescimento de planta
(KLIRONOMOS, 2003) devendo ser levado em considerações vários fatores como a
combinação entre espécies de FMAs e de plantas.
Uma possível explicação para o não desenvolvimento da parte aérea é que além
da inoculação micorrízica deve-se considerar também as reservas nutricionais da
semente, pois caso estas reservas sejam limitadas, o encargo do dreno de
fotoassimilados promovido pelos FMA pode resultar em menor crescimento da muda.
(CHAER, 2011).
Em estudos feito por Lacerda et al (2011), o barueiro não apresentou respostas à
inoculação com Glomus clarum na fase de formação das mudas. Uma vez não
estabelecida à simbiose, as mudas utilizam apenas as reservas nutricionais de suas
sementes, o que não ocorre nas plantas micorrizadas, que além das reservas de suas
sementes, obtêm nutrientes através das micorrizas.
A ausência de resposta no período inicial de crescimento pode ser atribuída às
próprias reservas nutricionais contidas nas sementes, ao tempo necessário para o
estabelecimento da simbiose funcional, às diferenças de conformação do sistema
radicular e à própria condição de micotrofia (dependência micorrízica) da planta, como
verificado em vários estudos, em outras condições e ambientes, no Brasil e no exterior
23
(ALLSSOP; STOCK, 1995; PASQUALINI et al., 2007; SIQUEIRA et al., 1998;
ZANGARO et al., 2005).
Devido ao melhor estado nutricional da planta associada, diversas pesquisas têm
demonstrado que a aplicação de FMA na fase de muda favorece o crescimento vegetal,
reduzindo o tempo de viveiro (Silveira & Gomes 2007).
No experimento de Tristão (2005), os valores de diâmetro do caule se
relacionaram diretamente com os valores de crescimento em altura, sendo que ambos se
mantiveram constantes até 60 dias após o transplante, independente da micorrização. A
inoculação de FMAs no substrato pode contribuir para melhorar a qualidade das mudas,
visto que as micorrizas auxiliam no crescimento da planta, pela melhoria na absorção de
nutrientes, especialmente o fósforo, pelo aumento do volume de solo explorado e pelo
aumento da tolerância a estresses bióticos e abióticos (KHADE; RODRIGUES, 2009;
CHAER et al., 2011);
Se fosse continuada a observação das mudas por mais tempos, poderia-se
encontrar resultados diferentes, pois segundo Lacerda et al. (2011), plantas de barueiro
são mais responsivas à inoculação trinta dias após a germinação. Ainda em estudos
feitos por Lacerda et al. (2011), o barueiro não apresentou respostas à inoculação com
Glomus clarum na fase de formação das mudas, além de apresentar menor percentual de
colonização micorrízica, no entanto 60 dias após o transplante a inoculação com
Glomus clarum aumentou o diâmetro do caule.
Segundo Siqueira et al. (1998), espécies pioneiras assim como o barueiro, são
altamente responsivas à inoculação com fungos micorrízicos arbusculares, enquanto as
espécies clímax apresentam baixa ou nenhuma resposta á inoculação com FMA, durante
os estágios iniciais de formação de mudas.
O maior desenvolvimento nas plantas micorrizadas é atribuído à capacidade dos
FMA em aumentar a área de exploração do solo, pela grande produção de hifas
extrarradiculares e pela maior eficiência na absorção e translocação de nutrientes pelas
hifas comparadas às raízes.
A inoculação de FMAs no substrato pode contribuir para melhorar a qualidade
das mudas, visto que as micorrizas auxiliam no crescimento da planta, pela melhoria na
24
absorção de nutrientes, especialmente o fósforo, pelo aumento do volume de solo
explorado e pelo aumento da tolerância a estresses bióticos e abióticos (KHADE;
RODRIGUES, 2009; CHAER et al., 2011);
De modo geral os FMA nativos do próprio solo (solo rizosférico do barbatimão)
conseguiram ser superiores a espécie de FMA inoculado demonstrando dessa forma que
mesmo que se aumente a população de determinado FMA que se mostrou promissor na
promoção do crescimento, diversos fatores, devem ser considerados, entre eles, a
adaptação ao ambiente edáfico e a compatibilidade entre os simbiontes. Cardoso (1986)
estudando FMA e tipos de solo observou que determinado fungo pode ser favorável a
um solo e já não ser favorável em outro solo.
4.2 Porcentagem de micorrização
Para o tratamento com inoculação de cerca de 250 esporos de diferentes
inóculos, a porcentagem micorrízica foi de 9,62%; enquanto para o tratamento com
inoculação com solo rizosférico de plantas de barbatimão (Stryphnodendron
adstringens) foi de 11,54%. Não foi observada colonização no tratamento sem FMA.
A ação benéfica dos FMAs sobre a produção de culturas anuais gera
incrementos que variam de 5 a 290%, enquanto os benefícios para o crescimento ou
produção de mudas variam de 50% a mais de 1.000%, conforme Siqueira et al. (2002).
Dessa forma, as respostas da inoculação de FMA são maiores, mais consistentes e
promissoras em plantas que passam por fase de formação de mudas (Siqueira et al.,
2002), como ocorre com o barueiro.
Cabe ressaltar que a percentagem de colonização nem sempre é uma
característica segura para se definir o efeito que o endófito causa no crescimento de sua
planta hospedeira. Em algumas plantas, taxas tão baixas, como 5%, já foram suficientes
para um bom desenvolvimento (KARANIKA et al. 2008).
4.3 Parâmetros fotossintéticos
Não foram observados resultados significativos entre os tratamentos quando se
analisou Taxa de assimilação fotossintética (Pn umol/m^2/s), Condutância estomática (C
mmol/m^2/s), Concentração interna de CO2 (int_CO2 ppm), porém quando se analisou a
25
transpiração foliar (E mmol/m^2/s) houve diferença estatística observando-se que o
tratamento com solo de barbatimão foi superior aos demais tratamentos (tabela 2).
Provavelmente isso ocorreu porque houve um melhor aproveitamento da água
disponível para a planta não tendo a necessidade de fechamento dos estômatos a fim de
evitarem as perdas de água, ou seja, quando os estômatos ficam abertos por maior
tempo a taxa transpiratória é elevada. A planta com deficiência hídrica utiliza o controle
do fechamento estomático para aumentar a eficiência do uso da água do solo (ELSHARKAWY 2004; MEDINA et al. 1999).
Tabela 2 - Taxa de assimilação fotossintética (Pn umol/m^2/s), Condutância estomática
(C mmol/m^2/s), Concentração interna de CO2 (int_CO2 ppm), Transpiração foliar (E
mmol/m^2/s) em mudas de barueiro associadas ou não a fungos micorrízicos
arbusculares (FMA) e cultivadas em areia auto clavada por 60 dias após a inoculação.
Tratamentos
Pn
E
C
int_
umol/m^2/s
mmol/m^2/s
mmol/m^2/s
CO2ppm
Controle
10,62 a
1,44 b
40,82 a
559,93 a
Inoculação
7,84 a
1,58 b
31,19 a
653,17 a
Solo de barbatimão
4,20 a
2,09 a
32,57 a
517,45 a
Médias seguidas da mesma letra, nas colunas, não diferem pelo teste de Scott e knott.
A colonização de sistemas radiculares por FMAs pode afetar o comportamento
estomático das plantas hospedeiras (AUGE 2000), mesmo sob condições de boa
hidratação (NELSEN & SAFIR1982; AUGE et al. 1986), o que reflete em uma variação
de resistência difusiva dos estômatos e, consequentemente, em alterações nas taxas de
transpiração e absorção de CO2. Poucos são os estudos envolvendo alterações de
características anatômicas de plantas em resposta à inoculação por FMAs. Para Jadoski
et al. (2005), o aumento na taxa de assimilação de CO2 está relacionado à maior
concentração de CO2 constatada no interior das folhas, o que pode decorrer do
fechamento estomático, em resposta aos estresses abióticos.
Rocha & Moraes (1997) observaram em plantas de Barbatimão-verdadeiro
aumento na eficiência do uso da água, quando a condutância estomática e a transpiração
26
foram menores. Provavelmente, essa espécie esteja bem adaptada à deficiência hídrica,
como é caso do barueiro. No trabalho pode-se observar que o aumento da eficiência do
uso da água não é consequência somente da redução da condutância estomática e
envolve outros fatores, tais como ajuste osmótico.
Observa-se que os parâmetros foliares podem ser importantes para compreender
o comportamento fisiológico de espécies do Cerrado quanto ao seu crescimento
radicular e aéreo, sendo que ambos decrescem, respectivamente quando a temperatura
foliar e a taxa respiratória aumentam com o excesso de luz. As taxas de assimilação
máxima de carbono são reduzidas significativamente devido à diminuição da
condutância estomática que pode ser afetada pelo aumento da exposição direta ao sol de
algumas espécies arbóreas jovens e consequentemente pelo aumento da temperatura
foliar (FRANCK E VAAST 2009).
A irradiância é um dos principais fatores ambientais necessários para o
crescimento e produção primária das plantas (RODRÍGUEZ-CALCERRADA et al.
2008). Segundo Gonçalves et al. (2012) plantas expostas a pleno sol quase sempre
exibem maiores fluxos transpiratórios e desenvolvem maiores e eficientes sistemas
radiculares; por isso, elas necessitam de sistemas vasculares preponderantes que irão
favorecer o crescimento radial.
O efeito da deficiência hídrica causa redução na condutância estomática e
consequentemente nas taxas de transpiração, devido ao fechamento estomático e a
queda do potencial hídrico foliar (OLIVEIRA et al. 2002), sendo uma adaptação
evolutiva para conservar água, principalmente em regiões onde há alta demanda
atmosférica (EL-SHARKAWY 2004; SYVERTSEN E LLOYD 1994; OLIVEIRA et al.
2002).
27
5 CONCLUSÃO
Para o intervalo de tempo em que se procederam as análises não foi possível se
observar diferenças significativas na parte aérea das mudas de barueiro entre os
tratamentos. Entretanto, no sistema radicular notaram-se os primeiros efeitos da
micorrização na planta, uma vez que a raiz é o local no qual simbiose ocorre.
Mudas de barueiro inoculadas com Fungos Micorrízicos Arbusculares tem um
melhor desenvolvimento da raiz e apresentam maior fluxo transpiratório.
28
6 REFERÊNCIAS
ALEXANDER, T.; TOTH, R.; MEIER, R.; WEBER, H. C. Dynamics of
arbuscule development and degeneration in onion, bean, and tomato with reference to
vesicular-arbuscular mycorrhizae in grasses. Canadian Journal of Botany, Ottawa, v. 67,
n. 8, p. 2505-2513, 1989.
AUBRÉVILLE, A. Principes d’ume systématique des formations végétales
tropicales. Adansonia, n.5, 1965.153-196p.
AUGÉ, R.M. 2000. Stomatal behavior of arbuscular mycorrhizal plants. Pp.
201-237. In: KAPULNIK, Y.; DOUDS, D.D. Arbuscular mycorrhizas: physiology and
function. Dordrecht, Kluwer.
AUGÉ, R. M. et al. Moisture retention properties of a mycorrhizal soil. Plant
and Soil, v. 230, n. 1, p. 87-97, 2001.
ALLSSOP, N.; STOCK, W. D. Relationship between seed reserves, seedlings
growth and mycorrhizal responses en 14 related shrubs (Rosideae), from a low nutrient
environment funct. Bristish Ecological Society, London, v. 9, p. 248-254, Jan. 1995.
ALMEIDA, S. P. de; SILVA, J. A. da; RIBEIRO, J. F. “Aproveitamento
alimentar de espécies nativas dos cerrados”. Embrapa - CPAC, 1987, 83p.
ALMEIDA, S.P. de. Cerrado: espécies vegetais úteis. Planaltina: EMBRAPA CPAC, 1998. p. 464.
ALVIN, P.T. & ARAÚJO, W. El suelo como factor ecológico en el dessarrolo
de la vegetación en Centro-Oeste del Brasil. Turrialba 2(4): 153 – 160. 1952.
BORGES, E. J. Baru a castanha do cerrado. Universidade de Brasília, DF, out,
2004
CÂMARA, I.P. Conservação dos Cerrados. In: MONTEIRO, S.; CAZ, L. (Eds.)
Cerrado: vastos espaços. Rio de Janeiro: Alumbramento/ Livroarte, p. 45-49, 1993.
29
CALDEIRA, M. V. W.; SILVA, E. M. R., FRANCO, A. A.; ZANON, M. L. B.
Efeito de fungos micorrízicos arbusculares no desenvolvimento de duas leguminosas
arbóreas. Ciência Florestal, Santa Maria, RS, v. 9, n. 1, p. 63-70. 1999.
CARDOSO, E. J. B. N. Eficiencia de fungos micorrizicos vesiculo-arbusculares
em soja, com Rhizobium japonicum e fosfato de rocha, em função do tipo de solo.
Revista Brasileira de Ciência do Solo, Campinas, v. 10, p. 17-23, 1986.
CARNEIRO, J. G. A. Produção e controle de qualidade de mudas florestais.
Curitiba: UFPR/FUPEF; Campos: UENF, 1998. 451 p.
CHAER, G. M. et al. Nitrogen-fixing legume tree species for the reclamation of
severely degraded lands in Brazil. Tree Physiology, v.31, p, n.2, p.139-149, 2011.
CORREA, M. P. Dicionário das plantas úteis do Brasil e das exóticas cultivadas.
Rio de janeiro: Ministério da agricultura, 1931. p. 476-477. (v. 2).
CORREIA CRMA, REATTO A, MARTINS ES, SILVA EM, CALDAS LS,
FAGG JF (2004) Micorriza arbuscular: um bioindicador da fertilidade dos solos e da
distribuição de árvores no bioma Cerrado. Planaltina, DF. EMBRAPA. 38p.
CORRÊAS, G. C. et al. Caracterização física de frutos de baru (Dipteryx alata
Vog.) em três populações nos cerrados do Estado de Goiás. Pesquisa Agropecuária
Tropical, v. 30, n. 2, p. 5-11, 2000.
COUTINHO, L.M. O conceito de Cerrado. Revista brasileira de Botânica, 1:1723, 1978.
DALPÉ, Y.; DECLERCK, S. Development of Acaulospora rehmii spore and
hyphal swellings under root-organ culture. Mycologia, New York, v. 94, n. 5, p. 850855, 2002.
DIAS, B.F.S. 1992. Alternativas de desenvolvimento dos Cerrados: manejo e
conservação dos recursos naturais renováveis. Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e
dos Recursos Naturais Renováveis (Ibama), Fundação Pró-Natureza (Funatura),
Brasília.
30
DIAS, L.E.; VENEGAS, V.H.A. Introdução à fertilidade do solo. Apostila da
disciplina SOL 375-Fertilidade do Solo, v.1. Departamento de Solos da UFV, 1996.
p.10-28.
EITEN, G. The use of the term Savanna. Tropical Ecology, v. 27, p.10-23, 1986.
EITEN, G. Vegetação do Cerrado. In: PINTO, M. N. (Org.). Cerrado:
caracterização ocupação e perspectivas. 2. ed. Brasília, DF: Editora da UnB, 1994. p.
17-73.
FELFILI, J. M.; SILVA-JÚNIOR, M. C.; DIAS, B. J.; REZENDE, A. V. Estudo
fenológico de Stryphnodendron adstringens (Mart.) Coville no cerrado sensu stricto da
Fazenda Água Limpa no Distrito Federal, Brasil. Revista Brasileira de Botânica, São
Paulo, v. 22, n. 1, p. 83-90, 1999.
FERRI, M.G. 1944. Transpiração de plantas permanentes dos cerrados. Bol. Fac.
Ciênc.e Letr. USP 41 Botânica 4: 159-224.
FERRI, M.G. Ecologia dos cerrados. In: FERRI, M.G. In: SIMPÓSIO SOBRE
O CERRADO, 4. São Paulo: Ed. da Universidade de São Paulo, 1977. p.15-33.
FITTER, A. H. Darkness visible: reflections on underground ecology. Journal of
Ecology, Oxford, v. 93, n. 2, p. 231-243, 2005.
HAY, J. D.; LACERDA, L. D. Ciclagem de nutrientes do ecossistema de
Restinga. In: LACERDA, L. D.; ARAÚJO, D. S. D.; TURCQ, B. (Orgs.) Restingas:
origens, estrutura, processos. Niterói: CEUFF, 1984. p. 459-475.
HIANE, A. P. et al. Composição centesimal e perfil de ácidos graxos de alguns
frutos nativos do Estado de Mato Grosso do sul. Boletim do Centro de Pesquisas e
Processamento de Alimentos, v. 10, n. 1, p. 35-42, 1992.
HODGE, A. 2004. The plastic plant: root responses to Heterogeneous supplies
of nutrients. New Phytologist 162: 9-24.
31
HOGAN, D. J.; CARMO, R. L.; CUNHA, J. M. P.; BAENINGER, R.
(org.).(2002). Migração e ambiente no Centro-Oeste. Campinas, NEPO/UNICAMP:
PRONEX, 324p.
HOOPER, D. U.; CHAPIN, F. S.; EWEL, J. J.; HECTOR, A.; INCHAUSTI, P.;
LAVOREL, S.; LAWTON, J. H.; LODGE, D. M.; LOREAU, M.; NAEEM, S.;
SCHMID, B.; SETALA, H.; SYMSTAD, A. J.; VANDERMEER, J.; WARDLE, D. A.
Effects of biodiversity on ecosystem functioning: A consensus of current knowledge.
Ecological Monographs, Lawrence, v. 75, n. 1, p. 3-35, 2005. Disponível em: <<Go to
ISI>://WOS:000227254000001>.
HARLEY, J. L. The significance of mycorrhiza. Mycologia, New York, v. 92, p.
129-139, 1989.
INSTITUTO BRASILEIRO DO MEIO AMBIENTE E DOS RECURSOS
NATURAIS RENOVÁVEIS. Ecossistemas brasileiros. Brasília: Edições IBAMA,
2001. 49p.
KHADE, S. W.; RODRIGUES, B. F. Applications of arbuscular mycorrhizal
fungi in agroecosystems. Tropical and Subtropical Agroecosystems, v.10, n.3, p.337354, 2009.
KLINK, C. A.; MACHADO, R. B. (2005) A conservação do Cerrado brasileiro.
Belo Horizonte, Megadiversidade, v. 1, n. 1, jul. 2005, p. 148-155.
KLIRONOMOS, J. N. Variation in plant response to native and exotic
arbuscular mycorrhizal fungi. Ecology, Tempe, v. 84, n. 9, p. 2292-2301, 2003.
LACERDA, K. A. P.; SILVA, M. S.; CARNEIRO, M. C.; REIS, E. F. O.;
JÚNIOR, J. S.; Fungos micorrízicos arbusculares e adubação fosfatada no crescimento
Inicial de seis espécies arbóreas do cerrado. Cerne, Lavras, v. 17, n. 3, p. 377-386,
jul./set. 2011
LEKBERG, Y.; KOIDE, R. T.; ROHR, J. R.; ALDRICH-WOLFE, L.;
MORTON, J. B. Role of niche restrictions and dispersal in the composition of
32
arbuscular mycorrhizal fungal communities. Journal of Ecology, Oxford, v. 95, n. 1, p.
95-105, 2007.
LEWINSOHN, T.M., PRADO, P.I. Biodiversidade Brasileira: síntese do estado
atual do conhecimento. São Paulo: Ed. Contexto, 2002. LOPES, A.S. Solos sob
Cerrado:
características,
propriedades,
manejo.
Piracicaba:
Ed.Potafos,
1984.
MACEDO, J.Os solos da região dos cerrados. In: AVAREZ,V.V.H., FONTES,
L.E.F.V.; FONTES, M.P.F.(Eds.). Os solos nos grandes domínios morfo-climáticos do
Brasil e o desenvolvimento sustentado. Viçosa: SBCS; UFV, 1996.135-167p.
LORENZI, H. Árvores brasileiras: manual de identificação e cultivo de plantas
arboreas do Brasil, vol.1, Nova Odessa: Instituto Plantarum, 2000. 351p.
LORENZI, H.; MATOS, F. J. A. Plantas Medicinais do Brasil Nativas e
Exóticas. São Paulo: Instituto Plantarum, 2002. p. 296.
MAHERALI, H.; KLIRONOMOS, J. N. Influence of phylogeny on fungal
community assembly and ecosystem functioning. Science, Washington, v. 316, n. 5832,
p. 1746-1748, 2007.
MENDONÇA, R.; FELFILI, J. M.; WALTER, B. M. T.; SILVA JÚNIOR, M.
C.; REZENDE, A. V.; FILGUEIRAS, T. S.; NOGUEIRA, P. E. N. Flor vascular do
Cerrado. In: SANO, S. M.; ALMEIDA, S. P. (Eds), Cerrado ambiente e flora. Embrapa:
Brasília – DF, 1998. p. 287-556.
MILLER, R. M.; REINHARDT, D. R.; JASTROW, J. D. External hyphal
production of vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi in pasture and tallgrass prairie
communities. Oecologia, v. 103, n. 1, p. 17-23, 1995.
MILLER, R. M.; KLING, M. The importance of integration and scale in the
arbuscular mycorrhizal symbiosis. Plant and Soil, v. 226, n. 2, p. 295-309, 2000
MIRANDA, J.C.C. 1986. Utilização das micorrizas na agricultura. Planaltina:
Embrapa CPAC, 16 p. (Embrapa- CPAC. Documentos, 20).
33
MIRANDA, J.C.C. & MIRANDA, L.N. 1997. Micorriza arbuscular. In: Vargas,
M.A.T.; Hungria, M., ed. Biologia dos solos dos Cerrados. Planaltina: Embrapa- CPAC,
p.69-123.
MIRANDA, J. C. C.; VILELA, L.; MIRANDA, L. N. Dinâmica e contribuição
da micorriza arbuscular em sistemas de produção com rotação de culturas. Pesquisa
Agropecuária Brasileira, Brasilia, v. 40, n. 10, p. 1005-1014, 2005.
MIRANDA JCC. (2008) Cerrado: Micorriza arbuscular - ocorrência e manejo.
Planaltina, Embrapa Cerrados, 169p.
MOREIRA, F.M.S.; SIQUEIRA, J.O. Microbiologia e Bioquímica do Solo –
2.ed. Atual. eampl. – Lavras: Editora UFLA, 2006.
MORTON, J. B.; BENNY, G. L. Revised classification of arbuscular
mycorrhizal fungi (Zygomycetes): A new order, Glomales, two new suborders,
Glomineae and Gigasporineae, with an emendations of Glomaceae. Mycotaxon, Ithaca,
v. 37, p. 471-491, 1990.
MYERS N. 1988. Threatened biotas: “Hot spots” in tropical forests. The
Environmentalist 8: 1–20.
MYERS, N., MITTERMEIER, RA, MITTERMEIER, CG, DA FONSECA, G.
AB & KENT, J. Biodiversity hotspots for conservation priorities. Nature 403, 853
(2000).
NELSEN, C.E. & SAFI R, G.R. 1982. Increased drought tolerance of
mycorrhizal onions due to improved phosphorus nutrition. Planta 154(5): 407-413.
NOGUEIRA, M. A.; CARDOSO, E. J. B. N. Produção de micélio externo por
fungos micorrízicos arbusculares e crescimento da soja em função de doses de fósforo.
Revista Brasileira de Ciência do Solo, v. 24, n. 2, p. 329-338, 2000.
PARNISKE,
M.
Arbuscular
mycorrhiza:
the
mother
of
plant
root
endosymbioses. Nature Reviews Microbiology, London, v. 6, n. 10, p. 763-775, 2008
34
PASQUALINE, D.;
UHLMANN,
A.; STURMER, S.
L. Arbuscular
mycorrhyzal fungal communities infl uence growth and phosphorus concentration of
woody plants species from the Atlantic rain forest in South Brazil. Forest Ecology and
Management, Amsterdam, v. 245, n. 1/3, p. 148-145, June 2007.
PIROZYNSKI, K. A. Interactions between fungi and plants through the ages.
Canadian Journal of Botany, Ottawa, v. 59, n. 10, p. 1824-1827, 1981.
PIVELLO, V., V. CARVALHO, P. LOPES, A. PECCININI & S. ROSSO.
1999. Abundance and distribution of native and alien grasses in a Cerrado (Brazilian
savanna) biological reserve. Biotropica 31: 72-82.
PIVELLO, V. R. Estudos para a conservação dos recursos biológicos do cerrado
– e exemplo da “Gleba Cerrado Pé-de-gigante” (Parque Estadual de Vassununga, Santa
Rita do Passo Quatro, SP). 2003. 107 f. Tese (Livre-Docência) – Instituto de
Biociências, Universidade de São Paulo, São Paulo-SP.
RAWITSCHER, F.K.; FERRI, M.G.; RACHID, M. 1943. Profundidade dos
solos e vegetação em campos cerrados do Brasil meridional. Na. Acad. Brasil. Ciênc.
XV(4): 267-294.
REDECKER, D.; MORTON, J.B. & BRUNS, T.D. Ancestral lineages of
arbuscular mycorrhizal fungi (Glomales). Molec. Phylog. Evol., 14:276-284, 2000.
RIBEIRO, J. F. et al. Baru (Dipteryx alata vogel) Jaboticabal: Funep, 2000. 41 p.
RICARDO L.L. BERBARA, FRANCISCO A. SOUZA & HENRIQUE M.A.C.
FONSECA. SBCS, Viçosa, 2006. Nutrição Mineral de Plantas, 432p. (ed.
FERNANDES, M.S.).
RIZZINI, C. T.; HERINGER, E. P. Preliminares acerca das formações vegetais e
do reflorestamento no Brasil Central. Rio de Janeiro: Ministério de Agricultura/Serviço
de Informação Agrícola, 1962.
RIZZINI, C.T. A flora do cerrado, análise florística das savanas Centrais. In:
SIMPÓSIO SOBRE O CERRADO. São Paulo: Ed. da Universidade de São Paulo/Ed.
Edgaard Blücher. p.125-177, 1963.
35
SAWYER, D. (2002). População, meio ambiente e desenvolvimento sustentável
no cerrado. In: HOGAN, D. J.; CARMO, R. L.; CUNHA, J. M. P.; BAENINGER, R.
(org.). Migração e ambiente no Centro-Oeste. Campinas, NEPO/UNICAMP: PRONEX,
p. 279-299.
SANO, S. M.; RIBEIRO, J. F.; BRITO, M. A. Baru: biologia e uso. Planaltina
(DF): Embrapa Cerrado, 2004. 52 p. (Série: Documento, n. 116)
SANO, E. E.; FERREIRA, L. G. (2005) Monitoramento semidetalhado (escala
1:250.000) de ocupação de solos do cerrado: considerações e proposta metodológica.
Anais do XII Simpósio Brasileiro de Sensoreamento Remoto, Goiânia, INPE, 16-21
abril 2005, p. 3309-3316.
SANO, E. E.; ROSA, R.; BRITO, J. L. S. ; FERREIRA, L. G. (2008).
Mapeamento semidetalhado do uso da terra do Bioma Cerrado. Pesquisa Agropecuária
Brasileira, v. 43, n. 1, jan. 2008, p.153-156.
SCHUßLER, A.; SCHWARZOTT, D.; WALKER, C. A new fungal phylum, the
Glomeromycota: phylogeny and evolution. Mycological Research, Cambridge, v. 105,
p. 1413-1421, 2001.
SMITH SE, FACELLI E, POPE S, SMITH FA. (2010). Plant performance in
stressful environments: Interpreting new and established knowledge of the roles of
Arbuscular Mycorrhizas. Plant Soil 326:3-20.
SILVEIRA, A.P.D. & GOMES, V.F.F. 2007. Micorrizas Arbusculares em
Plantas Frutíferas Tropicais. In: Silveira, A. P. D. & Freitas, S. S. (Eds.). Microbiota do
solo e qualidade ambiental. Instituto Agronômico, Campinas.
SIMÕES, C. M. O. Farmacognosia da Planta ao medicamento. 5. ed. UFRGS
Editora, Florianópolis-SC: 1999, p. 1102.
SIQUEIRA, J. O.; CARNEIRO, M. A. C.; CURI, N.; SILVAROSADO, S. C.
da; DAVIDE, A. C. Mycorrhizal colonization and mycotrophic grouth of native Woody
species as related to successinal groups in Southeastern Brasil. Forest Ecology
Management, Amsterdam, v. 107, n. 1/3, p. 241-252, Aug. 1998.
36
SIQUEIRA, J. O.; LAMBAIS, M. R.; STÜRMER, S. L. Fungos micorrízicos
arbusculares: Características, associação simbiótica e aplicação na agricultura.
Biotecnologia Ciência e Desenvolvimento, Brasília, n. 25, p. 12-21, 2002.
SYLVIA, D. M. Quantification of external hyphae of vesicular-arbuscular
mycorrhizal fungi. In: NORRIS, J. R.; READ, D. J.; VARMA, A. K. Methods in
mycrobiology: techniques for the study of mycorrhiza. London: Academic Press, 1992.
p. 53-66.
SHIKI, S. (1997). Sistema agroalimentar no Cerrado brasileiro: caminhando
para o caos? In: SILVA, J. G.; SHIKI, S.; ORTEGA, A. C. (orgs) Agricultura, meio
ambiente e sustentabilidade do Cerrado brasileiro. Uberlândia, UFU, 372 p.
STURMER, S. L.; SIQUEIRA, J. O. Fungos micorrízicos. In: MOREIRA, F. M.
S. (Ed.). O ecossistema solo. Lavras: UFLA, 2013. p. 291-310.
TAKEMOTO, E., OKADA, I. A., GARBELOTTI, M. L., TAVARES, M., &
PIMENTEL, S. A. (2001). Composição química da semente e do óleo de baru (Dipteryx
alata Vog.) nativo do Município de Pirenópolis, Estado de Goiás. Revista do Instituto
Adolfo Lutz, 60(2), 113-117.
TAYLOR, T. N.; REMY, W.; HASS, H.; KERP, H. Fossil arbuscular
mycorrhizae from the early Devonian. Mycologia, New York, v. 87, n. 4, p. 560-573,
1995.
TRISTÃO, F. S.M. Produção de mudas micorrizadas de cafeeiroem diferentes
substratos orgânicos./ Campinas: Instituto Agronômico, 2005. 91fls, :il
VAN DER HEIJDEN, M. G. A.; KLIRONOMOS, J. N.; URSIC, M.;
MOUTOGLIS, P.; STREITWOLF-ENGEL, R.; BOLLER, T.; WIEMKEN, A.;
SANDERS, I. R. Mycorrhizal fungal diversity determines plant biodiversity, ecosystem
variability and productivity. Nature, London, v. 396, n. 6706, p. 69-72, 1998.
ZANGARO, W.; NISHIDATE, F. R.; CAMARGO, F. R. S.; ROMAGNOLI, G.
G.; VANDRESSEN, J. Relationships among arbuscular mycorrhizas, root morphology
37
and seedling growth of tropical native woody species in southern Brazil. Journal of
Tropical Ecology, London, v. 21, n. 5, p. 529-540, Oct. 2005.
38
7 ANEXOS
Tabela 3 - Resumo da análise variância para altura, diâmetro do caule, numero de
folhas, comprimento da raiz, volume radicular, massa seca e fresca da parte e massa
seca e fresca da raiz.
FV
GL
Tratamentos
2
QM
Altura
CR
C
NF
VR
MSPA
MSR
MFPA
(cm)
(cm)
(mm)
(un)
(ml)
(g)
0,1 ns
125,48 ns
17,58**
0,33 ns
(g)
0,18 *
(g)
0,21 ns
54,25
23,04
28,29
1,27
2,29
1,27
0,11
0,92
35,18
0,03
0,44
42,18
0,53
2,08
34,86
19,51 ns 180,26 **
Resíduo
24 12,62
31,67
0,07
Média
18,42
19,30
3,32
CV(%)
19,24
29,17
8,13
** e * significativos a 1 e 5% de probabilidade
respectivamente.
GL=26
Tabela 4 - Resumo da análise variância para taxa de assimilação fotossintética,
condutância estomática, concentração interna de CO2 e transpiração.
FV
GL
QM
Pn
E
(umol/m^2/s) (umol/m^2/s)
Tratamentos
12
93,398 ns
1,055*
Resíduo
39
168,037
0,309
Média
7,553
1,704
CV(%)
171,627
32,658
* significativos a 1% de probabilidade
GL=26
C
Int CO2
(umol/m^2/s)
(ppm)
244,239 ns
43376,911 ns
297,905
34,859
49,513
94869,96
576,848
53,395