Edital FACEPE N° 20/2014 (APQ) FACEPE – Fundação de Amparo

Edital FACEPE N° 20/2014 (APQ)
FACEPE – Fundação de Amparo à Ciência e Tecnologia do Estado de Pernambuco
Projeto de Pesquisa: Plantas da Caatinga com potencial bioativo no
controle de fitopatógenos radiculares do feijoeiro
Recife
2015
Identificação da Proposta: Plantas da Caatinga com potencial bioativo no controle de
fitopatógenos radiculares do feijoeiro
Proponente: Dr. Antonio Félix da Costa
Resumo
O feijão, dentre inúmeras culturas exploradas economicamente, destaca-se pela grande
importância econômica e social no Brasil, em especial na região Nordeste, sendo uma
das principais fontes de proteína vegetal e ferro na alimentação humana. Sabe-se que o
feijoeiro é considerado sensível, ao déficit, bem como ao excesso de água no solo, e sua
produtividade é afetada por diversos fatores, como as doenças, com destaque para as
causadas por fungos do solo, que podem causar prejuízos severos. Os fungos habitantes
do solo causam sérias doenças e, dependendo do patógeno, ocasionam lesões nos órgãos
de reserva, no caule, nas raízes, no sistema vascular, tombam plântulas ou plantas bem
desenvolvidas e, dependendo da intensidade da doença, levam as plantas à morte. Essas
doenças propiciam queda de produção e prejuízos financeiros para os produtores.
Exemplos de fungos de solo de importância para a cultura do feijão são: Sclerotium
rolfsii, Fusarium solani, Fusarium oxysporum f.sp. phaseoli, Macrophomina
phaseolina, Sclerotinia sclerotiorum, etc. O controle de doenças radiculares é muito
difícil, pois os patógenos coevoluíram com as plantas por milhões de anos e estão
altamente adaptados ao ambiente subterrâneo, em associação com o hospedeiro.
Entretanto, a utilização do controle químico é uma realidade e seu uso inadequado pode
ocasionar grande impacto no meio ambiente, contaminando lençóis freáticos, causando
desequilíbrios nas populações microbianas no solo, acarretando o surgimento de novas
raças de patógenos ou a aparição de outros que se mantinham em equilíbrio. A
necessidade de métodos mais seguros, eficientes, econômicos e não poluentes tem
estimulado a busca por opções de controle de doenças de plantas cultivadas por meio do
controle biológico, da indução de resistência em plantas e do uso de produtos
alternativos ao controle químico. O Nordeste do Brasil tem 70% de seu território
ocupado por uma vegetação xerófila denominada “caatinga.” Plantas endêmicas são
potencialmente boas fontes de novos compostos com atividade biológica por serem
únicas naquele ambiente e por apresentarem metabolismo diferenciado das demais
similares. Trabalhos desenvolvidos com extratos brutos, obtidos a partir de plantas
medicinais conhecidas, têm indicado o potencial das mesmas no controle de
fitopatógenos, tanto por sua ação fungitóxica direta, inibindo o crescimento micelial,
germinação de esporos e a esporulação, quanto pela indução de fitoalexinas, indicando a
presença de composto (s) 3 com característica de elicitor (es). O fracionamento dos
metabólitos secundários dessas plantas, bem como a determinação da atividade
biológica dessas moléculas, com respeito à atividade elicitora ou antimicrobiana poderá
contribuir para a aquisição de maiores conhecimentos que reforcem sua possível
utilização como um método alternativo de controle de doenças de plantas causadas por
patógenos radiculares.
Palavras-chave: Compostos bioativos; controle alternativo; Phaseolus vulgaris; Vigna
unguiculata
Qualificação do principal problema a ser abordado
O feijoeiro comum (Phaseolus vulgaris L.) e o feijão-caupi (Vigna unguiculata
(L.). Walp.) são leguminosas de extrema importância social e econômica, consumidas
em grandes quantidades, no Brasil e no mundo, por todas as classes sociais, sendo
muitas vezes a principal fonte de proteínas, minerais, vitaminas e fibras (YOKOYAMA,
2002; DEL PINO; E LAJOLO, 2003). Fornecem de 10 a 20% dos nutrientes necessários
para um adulto, com teor de proteína de 20 a 25%, chegando até a 30% de proteína
(BASSINELLO, 2001), que constitui um valioso complemento dos cereais,
principalmente onde a população tem limitado acesso à proteína animal (QUINTANA
et al., 2002; SERRANO; GOÑI, 2004).
Além da importância do feijão na alimentação da população, toda a cadeia
produtiva, incluindo o beneficiamento e a comercialização, gera ocupação e renda,
principalmente para a classe de menor poder aquisitivo (GRANGEIRO et al., 2005;
FACHINI et al., 2006). De acordo com Aidar (2007), pelo fato dessa leguminosa
apresentar um ciclo que varia de 61 a 110 dias, pode ser considerada uma cultura
apropriada para compor, desde sistemas agrícolas intensivos irrigados, altamente
tecnificados, até aqueles com baixo uso tecnológico, principalmente de subsistência.
A Organização das Nações Unidas para Agricultura e Alimentação (FAO),
aponta que a produção mundial de feijão tem se concentrado em países que são os
maiores produtores e, ao mesmo tempo, também são os maiores consumidores. Os
principais produtores mundiais de feijão são o Myanmar (3.900.000,00 t caupi), a Índia
(3.630.000,00 t mistura), o Brasil (2.794.854,00 t - 2/3 Phaseolus), os Estados Unidos
(1.448.090,00 t), a China (1.460.698,00 t) e o México (1.080.857,00 t) (FAO/Faostat,
2012), ressaltando-se que esta produção diz respeito a feijão, não necessariamente de
Phaseolus vulgaris, mas da ampla variedade de espécies vegetais que recebem esta
denominação.
O feijão é cultivado, praticamente em todo território brasileiro, com um
rendimento médio de 910 kg ha-1 (CONAB, 2014). A produção de feijão no país, na
safra de 2012/2013, ultrapassou 2,8 milhões de toneladas, em uma área plantada total de
3,1 milhões de hectares, valores referentes à soma das três épocas de plantio (CONAB,
2014).
O
feijão-caupi
apresenta
ampla
distribuição
mundial
e
encontra-se,
principalmente, nas regiões tropicais, cujas características edafoclimáticas assemelhamse às do seu provável centro de origem, a África (FREIRE FILHO et al., 2011).
Aproximadamente 14,5 milhões de hectares constituem a área ocupada com feijão-caupi
no mundo (MOHAMMED et al., 2010). Segundo Freire Filho et al. (2011), estima-se
que, no período de 2005 a 2009, a produção mundial de caupi foi de 5.641.762
toneladas, numa área de 12.218.774 hectares.
No Brasil, o feijão-caupi é mais cultivado nas regiões Norte e Nordeste, sendo
neste último uma importante fonte geradora de emprego e renda e constitui-se em um
dos principais componentes da alimentação humana nos Estados desta região, estando
entre as principais culturas de subsistência, em virtude do elevado teor proteico e
energético, constituindo-se numa cultura de valor atual e estratégico (FREIRE FILHO et
al., 2011). Segundo Neves et al. (2011), o feijoeiro-caupi é uma planta que apresenta
tolerância à seca e pode ser cultivada em diferentes condições de clima e solo, podendose inferir que esta é uma cultura fundamental na região Nordeste, por este motivo,
constitui-se numa cultura estratégica. Além disso, o caupi também é utilizado como
forragem verde, feno, ensilagem, farinha para alimentação animal e adubação verde
para proteção do solo (ANDRADE JÚNIOR et al., 2003).
Diversos fatores são responsáveis pela baixa produtividade de feijão no Brasil,
entre eles: uso de cultivares pouco adaptadas aos diversos sistemas de produção, baixa
utilização de sementes certificadas, cultivo em sistemas de consórcio, manejo
inadequado da cultura, deficiência hídrica no florescimento ou na fase de enchimento de
grãos, pragas e doenças (CARVALHO et al., 2005; WARWICK et al., 2005; FAO,
2008).
Um dos principais problemas é a ocorrência de doenças, com destaque para as
ocasionadas por fungos do solo, que podem causar prejuízos severos, com perdas de 5
até 100%, com diminuição das qualidades fisiológicas, nutricionais e sanitárias do
produto colhido, afetando, também, o preço e, por consequência, sua comercialização
(BIAZON, 2003). Os fitopatógenos de solo apresentam estruturas de resistência que
facilitam sua sobrevivência por vários anos. Esse grupo de patógenos se caracteriza por
causar doença no sistema radicular ou até mesmo na parte aérea das plantas
(SARTORATO, 2007).
As doenças radiculares, como são conhecidas, estão entre as principais causas de
redução na produtividade de culturas de interesse alimentar mundial, entretanto essas
doenças têm recebido pouca atenção quando comparadas às doenças foliares,
principalmente quando os sintomas são confinados às raízes.
Dentre os fungos que ocasionam doenças no feijoeiro e que estão presentes no
solo, podem-se destacar: Scleorotium rolfsii Sacc., Fusarium oxysporum Schlecht. f.sp.
phaseoli Kendrick & Snyder, Fusarium solani (Mart.) Sacc. f. sp. phaseoli (Burk.)
Snyder & Hansen, Rhizoctonia solani Kuhn [Thanatephorus cucumeris (A.B. Frank)
Donk], Macrophomina phaseolina (Tassi) Goid., Sclerotinia sclerotiorum (Libert) de
Bary, Thielaviopsis basicola (Berk. & Broome), Phymatotrichum omnivorum Duggar, e
várias espécies de Phytium (SARTORATO, 2007).
As principais doenças do feijoeiro causadas por fungos habitantes do solo são
podridão do colo, podridão radicular seca, murcha-de-fusarium, podridão radicular de
rizoctonia, murcha da teia micélica (mela), podridão cinzenta do caule, mofo branco e
podridão por pitium.
A podridão do colo, ocasionada por Sclerotium rolfsii, é importante e ocorre em
regiões de clima tropical e subtropical, em condições de temperatura e umidade relativa
do ar elevadas, seguidas de período seco. De acordo com Punja (1985), esse fungo
também causa tombamento, podridão radicular e murcha em mais de 500 espécies de
plantas. O agente causal dessa doença sobrevive no solo na forma de escleródios, por
períodos de um a três anos, possui capacidade de competição saprofítica e produz
elevado número de escleródios, tornando difícil seu controle (DANTAS et al., 2002).
As espécies pertencentes ao gênero Fusarium apresentam grande importância
econômica, pois são agentes causadores de doenças em diversas culturas. A podridãoradicular-seca é uma doença ocasionada pelo fungo de solo Fusarium solani. A
severidade dessa doença aumenta na presença de nematóides, por estes acarretarem
ferimentos que facilitam a entrada do fungo. A doença afeta inicialmente as regiões do
hipocótilo e da raiz principal das plântulas, causando lesões longitudinais, afiladas e de
coloração avermelhada. Progressivamente, as lesões chegam a cobrir todo o sistema
radicular da planta. A raiz principal e a parte mais baixa do caule podem secar;
consequentemente, o crescimento torna-se mais lento e há o amarelecimento e a queda
das folhas, reduzindo a produção da lavoura (ABREU; BIAVA, 2005).
Já o amarelecimento ou murcha-de-fusarium é causada pelo fungo Fusarium
oxysporum f. sp. phaseoli. Este fitopatógeno atua invadindo frequentemente as pontas
das raízes, podendo penetrar no hospedeiro por aberturas naturais, como verticelas, ou
ferimentos (BIANCHINI et al., 1997). Os sintomas dessa doença manifestam-se por
perda de turgescência, amarelecimento, seca e queda progressiva das folhas. A ação
desse fungo está relacionada aos sintomas de tombamento de plântulas e podridão de
raiz de plantas (LUCON, 2010).
De acordo com Vitale et al. (2011), Fusarium lateritium Ness. (Sacc.) tem sido
bastante estudado como agente causal de deformação foliar em batata doce, nos Estados
Unidos, e da podridão de nozes e azeitona na Itália, sendo um patógeno de planta
distribuído globalmente. Este fitopatógeno teve seu primeiro relato de ocorrência de
doença no feijoeiro na América do Sul e América Central (LIMA et al., 2013). Sendo
importante investigar também este fitopatógeno para avaliar seu efeito no feijoeiro.
A podridão radicular de rizoctonia ou rizoctoniose, ocasionada pelo fungo R.
solani provoca sérios danos ao feijoeiro podendo ocorrer até três semanas após o
plantio, apresentando sintomas como podridão das sementes e raízes, cancros no
hipocótilo, e tombamentos de plântulas (RIOS, 1990). Este é um dos patógenos
radiculares mais comuns e de maior importância (CARDOSO, 1990) e é considerada
uma das doenças mais destrutivas ao feijoeiro no Nordeste brasileiro, sobretudo na fase
de germinação e emergência (COELHO, 2001; ATHAYDE SOBRINHO et al., 2005;
TENÓRIO, 2011). O controle da rizoctoniose é muito difícil, pois o patógeno apresenta
elevada severidade por possuir grande competição saprofítica e capacidade de
sobreviver no solo na ausência do hospedeiro (LEACH; GARBER, 1970). De acordo
com Bianchini et al. (1997), este fungo causa lesões deprimidas, geralmente com bordos
delimitados, de coloração marrom-avermelhada, na parte basal do hipocótilo e raiz
principal das plantas jovens. Com o desenvolvimento da doença, as lesões tornam-se
mais pronunciadas, formando cancros avermelhados. O fungo pode destruir
parcialmente a raiz principal. Infecções severas podem reduzir o desenvolvimento da
planta e acarretar sua morte. A infecção durante a emergência produz cancros profundos
nas plântulas, que podem sofrer estrangulamento, levando ao “damping-off” de pré e
pós-emergência.
Plântulas são altamente suscetíveis ao patógeno e plantas adultas são menos
afetadas. O fungo pode ainda afetar vagens em contato com o solo, causando lesões
aquosas ou manchas marrons, e ocasionando manchas amarelas ou esbranquiçadas nas
sementes.
A mela ou murcha da teia micélica ocasionada por Thanatephorus cucumeris é
uma das doenças mais destrutivas do feijoeiro em climas tropicais úmidos (GÁLVEZ et
al., 1989; SCHWARTZ et al., 2005; COSTA-COELHO et al., 2012), podendo destruir
lavouras inteiras em poucos dias (CARDOSO, 1997). Existe uma diferenciação de
sintomas, relacionada com a identidade dos agentes de infecção. Um tipo de infecção é
igualmente produzido pelo micélio e pelo escleródio, enquanto outro é produzido pelos
basidiósporos. Quando a infeção ocorre num período mais seco, o micélio ou escleródio
provocam, inicialmente, o surgimento de pequenas manchas necróticas (5-10 mm de
diâmetro) com o centro marrom e as margens com coloração verde-oliva.
Depois as manchas coalescem e geralmente as folhas são destruídas em 2-3 dias.
Em condições de umidade mais elevada, surgem pequenas manchas úmidas, tipo
escaldadura, de cor verde-acinzentada, com margens de cor castanho-avermelhadas e, a
partir destas lesões o patógeno cresce, formando hifas em ambas as faces da folha, de
cor castanho-clara, que podem atingir toda a superfície foliar (folhas, caule e vagens)
com que ele está em contato, formando uma teia micélica e afetando toda a planta e as
plantas vizinhas (DALLA PRIA et al., 1999).
A podridão cinzenta do caule é uma doença bastante importante no Nordeste do
Brasil, particularmente pelo favorecimento decorrente das elevadas temperaturas e
estresse hídrico. É incitada por Macrophomina phaseolina, fungo habitante natural do
solo, de grande variabilidade patogênica e alta capacidade de sobrevivência sob
condições adversas. Os prejuízos á cultura do feijão são determinados pela diminuição
do estande, do desempenho produtivo das plantas e da baixa qualidade da semente
produzida quanto ao vigor e sanidade (ATHAYDE SOBRINHO et al., 2000). O mofo
branco, ocasionado pelo fungo Sclerotinia sclerotiorum, ocorre em grande número de
países, principalmente nas regiões de clima temperado e subtropical. O fungo pode
afetar toda a parte aérea da planta, causando lesões, inicialmente pequenas e aquosas.
Estas lesões rapidamente aumentam de tamanho, tomando todo o órgão afetado e
ocasionando podridão mole nos tecidos. Sob condições de umidade, desenvolve-se,
sobre as lesões, micélio branco de aspecto cotonoso do fungo. A podridão mole provoca
morte de ramos. Nessa fase, observa-se que o micélio branco apresenta engrossamentos,
que são os escleródios em formação. Estes são inicialmente brancos e tornam-se negros
quando maduros. Vagens afetadas podem conter escleródios e as sementes infectadas
são descoloridas ou recobertas pelo micélio branco, podendo ser menores que o normal
(BIANCHINI et al., 1997).
Apesar de todo o avança tecnológico obtido ao longo dos anos, o controle de
doenças radiculares ainda é muito difícil, pois os patógenos co-evoluiram com as
plantas por milhões de anos e estão altamente adaptados ao ambiente subterrâneo em
associação com o hospedeiro (MICHEREFF et al., 2005). O surgimento de isolados de
fitopatógenos resistentes às substâncias químicas utilizadas ocasionam resultados
negativos para sociedade como um todo e para o meio ambiente, devido à poluição
causada pelos resíduos. Nesse contexto, a agricultura alternativa estimula a busca de
novas medidas de controle (SCHWAN-ESTRADA et al., 2005).
O Nordeste do Brasil tem 70% de seu território ocupado por uma vegetação
xerófila denominada “caatinga.” Plantas endêmicas são potencialmente boas fontes de
novos compostos com atividade biológica por serem únicas naquele ambiente e por
apresentarem metabolismo diferenciado das demais similares (CARTAXO et al., 2010).
As plantas da caatinga com potencial atividade antifúngica que serão utilizadas
neste estudo serão: Agave sisalana Perr., Canavalia ensiformis (L.) DC., Datura
stramonium L. e Commiphora leptophloeos.
A utilização de produtos naturais no controle de doenças de plantas tem se
tornado um meio eficiente para a redução do uso indiscriminado de defensivos. A
exploração da atividade biológica dos metabólitos secundários dos extratos brutos e dos
óleos essenciais de plantas surge como uma forma potencial de controle alternativo de
doenças das plantas cultivadas. Vários extratos brutos e óleos essenciais de plantas já
foram testados sobre fungos fitopatogênicos em diversos trabalhos (ARAÚJO et al.,
2012; PLODPAI et al., 2013; SUKORINI et al., 2013; TAKATSUKA et al., 2003). O
fracionamento dos metabólitos secundários dessas plantas, bem como a determinação da
atividade biológica dessas moléculas, com respeito à atividade elicitora ou
antimicrobiana poderá contribuir para a aquisição de maiores conhecimentos que
reforcem sua possível utilização como um método alternativo de controle de doenças de
plantas (CASTELLANOS et al., 2001). O principal papel dos metabólitos secundários é
a proteção contra pragas e patógenos. Pode se dizer que a ampla variedade de
compostos produzidos pelas plantas é o produto de milhares de anos interagindo com os
mais diferentes organismos. De modo mais específico, muitas plantas desenvolveram
substâncias que são verdadeiros inseticidas ou fungicidas naturais.
Trabalhos desenvolvidos com extrato bruto ou óleo essencial de plantas
medicinais e aromáticas, obtidos a partir da flora nativa, têm indicado o potencial de
controle de fitopatógenos, tanto pela ação fungitóxica direta, inibindo o crescimento
micelial e a germinação de esporos, quanto pela indução de fitoalexinas, indicando a
presença de composto (s) com característica (s) de elicitor (es) (STANGARLIN et al.,
1999; SCHWAN-ESTRADA et al., 2000; CUNICO et al., 2004; BONALDO et al.,
2004; BASTOS & ALBUQUERQUE, 2004).
Dessa forma, as plantas da caatinga possuem características singulares, sendo
assim excelentes alvos para a busca de novas substâncias ativas. Adicionalmente, diante
da velocidade do fenômeno de devastação da caatinga, há o risco que muito das
propriedades medicinais dessas plantas não sejam reconhecidas, o que torna mais
urgente intensificar os investimentos nessa área.
Os compostos produzidos pelos vegetais são agrupados em dois grupos: os
metabólitos primários, tais como carboidratos, aminoácidos e lipídeos; e os metabólitos
secundários que são compostos elaborados a partir da síntese dos metabólitos primários,
tais como compostos fenólicos, terpenóides, óleos essenciais e alcalóides entre outros.
São esses compostos os responsáveis pelos efeitos medicinais, ou tóxicos, das plantas, e
eles apresentam grande importância ecológica, uma vez que podem atuar na atração de
polinizadores, ou representar uma defesa química contra estresse ambiental. O
conhecimento da química de espécies nativas é um aspecto importante em face da
biodiversidade do nosso país.
Apesar da reconhecida atividade biológica de metabólitos secundários, o Brasil é
deficiente em grupos de pesquisa cujas atividades estão dirigidas ao controle dos
processos metabólicos de tais substâncias, dado que menos de 1% das espécies
medicinais nos diferentes ecossistemas foram quimicamente estudadas. Nessa área
temática, dar-se-á ênfase ao isolamento, caracterização estrutural e modificação química
de moléculas extraídas da biodiversidade brasileira para posterior uso na
funcionalização de superfícies. É uma ciência complexa, dependendo de áreas do
conhecimento, e consequentemente, profissionais especializados em diferentes partes do
saber. A equipe executora conta com a participação de profissionais com experiência
Botânicos/taxonomistas, Microbiologistas, Bioquímicos e Biologistas moleculares com
experiência em área específica relacionada ao projeto. Já existe a cooperação entre
algumas instituições: Centro de Ciências Biológicas/Departamento de Bioquímica/Lab.
Biologia Molecular Vegetal/UFPE, Laboratório de Genoma do IPA. Neste projeto
propõe-se isolar e identificar metabólitos secundários oriundos de plantas endêmicas da
caatinga e avaliar o seu potencial antifúngico in vitro e in vivo, em fitopatógenos de
solos em feijoeiro.
Objetivo Geral
Isolar e identificar substâncias bioativas em extratos vegetais extraídos de
plantas da Caatinga com potencial de atividade antifúngica in vivo e in vitro, em
fitopatógenos do feijoeiro.
Objetivos específicos
- Investigar o potencial antifúngico de extratos vegetais de plantas da Caatinga;
- Identificar compostos bioativos (metabólitos secundários) em extratos vegetais;
- Controlar doenças radiculares do feijoeiro por meio de produtos não prejudiciais ao
homem e ao meio ambiente;
- Difundir novas tecnologias de controle alternativo de doenças aos produtores da região
do semiárido nordestino.
Metas
- Utilizar o potencial oferecido pela biodiversidade brasileira, em especial da Caatinga,
para gerar, pelo menos, um novo produto e um novo processo de elevado valor
agregado;
- Isolar quatro biomoléculas/metabólitos de plantas da caatinga com atividade
antifúngica a patógenos radiculares do feijoeiro;
- Realizar duas apresentações orais de trabalhos em congressos;
- Publicar cinco artigos científicos em revistas indexadas de circulação internacional;
- Selecionar uma inovação para transferência tecnológica.
Metodologia
Planta da caatinga
Extrato Bruto (EEP) (etanol 80%)
v/v)
Avaliação da atividade
antifúngica: in vitro
(teste de difusão em
ágar); in vivo (casa de
vegetação e em campo)
Fracionamento líquido-líquido
Extrato semi-purificado Fração
Extrato semi-purificado
Clorofórmica (fr-Clo)
Fração Hexânica (fr-Hex)
Cromatografia em coluna
seca
Obtenção das
Sub-frações
Sub-fração (ões)
Selecionada (s)
Cromatografia em coluna de
Avaliação da
Sephadex LH-20
atividade
antifúngica
Sub-fração (ões)
Selecionada (s)
- Avaliação da atividade
antifúngica: difusão em
ágar;
Cromatografia preparativa
- Identificação química:
RMN
Compostos isolados
(bioautografia)
Coleta e identificação dos isolados fúngicos
As amostras de feijoeiro com sintomas de doença serão levadas para os locais de
execução para posterior manipulação. O material vegetal obtido será desinfestado
superficialmente com hipoclorito de sódio. Com auxílio de um estilete esterilizado serão
retirados pequenos fragmentos de caules e raízes que serão transferidos para placas de
Petri contendo meio de cultura BDA (Batata Dextrose Agar) e incubados sob condições
de temperatura e luminosidade adequadas (MENEZES; SILVA, 1997). Para a
identificação dos fungos serão avaliados os aspectos macroscópicos (tamanho, cor e
aspecto da colônia) e microscópicos dos isolados. Os isolados serão inoculados,
assepticamente, em placas de Petri contendo BDA e acompanhados por até 96h, para
posterior identificação.
Locais de coleta e Realização dos Experimentos Fitopatológicos
Os trabalhos serão realizados na Estação Experimental do Instituto Agronômico
de Pernambuco (IPA) na sede do IPA em Recife/PE. Atividades de apoio também serão
desenvolvidas no Departamento de Bioquímica da Universidade Federal de Pernambuco
(UFPE) e no Instituto Nacional do Semiárido (INSA). As amostras de feijão serão
coletadas nas regiões produtoras no Sertão do Araripe, Sertão do São Francisco, do
Agreste Meridional, Sertão do Pajeú.
Preparo do extrato etanólico (EEP)
Para o preparo do extrato etanólico das plantas seleciondas (EEP) serão pesados
100 gramas de plantas trituradas e transferidos para um frasco de vidro contendo 400
mL de etanol 80% (v/v). A extração será feita a 70ºC, em banho de água termostatizado,
por 30 minutos, sob agitação constante. Em seguida, será realizada a filtração em papel
de filtro e o Extrato Etanólico (EEP) será transferido para um frasco de vidro com
tampa de rosca. O EEP obtido será utilizado no fracionamento.
Fracionamento líquido-líquido do extrato etanólico O fracionamento do EEP
pela técnica de extração líquido-líquido será feito pela partição em série, em funil de
separação, com os solventes hexano e clorofórmio. As frações hexânica (fr-Hex) e
clorofórmica (fr-Clo) obtidas serão concentradas a 60ºC, em rotaevaporador, e
submetidas às analises físico-químicas e microbiológicas.
Fracionamento e purificação da fração clorofórmica
Cromatografia em coluna seca
A pré-purificação da fração clorofórmica será realizada utilizando-se a
cromatografia em coluna seca, por meio de uma coluna de celulose de 20 cm de
comprimento e três centímetros de diâmetro interno. A celulose será escolhida por ser
flexível, resistente, inerte aos solventes utilizados e transparente à luz natural e
ultravioleta. Primeiramente, a coluna será tratada com hexano, para remoção da camada
oleosa de proteção. Em seguida, a extremidade inferior será fechada e empacotada,
deixando-se o adsorvente cair de uma altura de 20 cm. Logo após será realizada uma
pressão com os dedos para aumentar o empacotamento. A amostra será preparada
pesando-se 1,0 g da fração clorofórmica concentrada, e após ser redissolvida em 5 mL
de clorofórmio, será misturada imediatamente a 2,5 gramas de sílica-gel 60 (MERCK).
Na sequência será feita a evaporação do solvente em rotaevaporador a 45ºC, para
obtenção de uma mistura da fração clorofórmica e sílica em forma de pó fino. A
amostra adsorvida à sílica será colocada no topo da coluna e, em seguida acrescentada a
fase móvel, composta de 70% de clorofórmio e 30% de acetato de etila, até que a linha
de frente atinja a base da coluna. Após o desenvolvimento, a coluna será avaliada sob
luz natural e luz ultravioleta a 366 nm. Nas faixas onde aparecerem os adsorvatos
separados, serão feitas delimitações que, em seguida, serão cortadas com 15 uma lâmina
afiada. As fatias cortadas serão solubilizadas com metanol. As sub-frações serão então
filtradas em papel de filtro e logo após será realizada a cromatografia em camada
delgada. As placas serão reveladas com anisaldeído sulfúrico a quente.
Purificação da sub-fração bioativa da fração clorofórmica
Para a montagem da coluna, com base na metodologia descrita por Alencar
(2002) com objetivo de realizar a purificação da sub-fração bioativa da fração
clorofórmica será utilizado o gel lipofílico Sephadex LH-20. As sub-frações bioativas
obtidas pelo fracionamento em coluna secas serão concentradas em rotaevaporador a
45ºC e, então preparadas soluções pela dissolução de 150 mg em 2 mL de metanol. Em
seguida, serão aplicadas no topo da coluna de gel Sephadex LH-20 e após a total
penetração da amostra no gel, serão eluídas com metanol. As sub-frações obtidas serão
avaliadas por cromatografia em camada delgada, tendo anisaldeído sulfúrico a quente
como revelador, e teste de bioautografia para a determinação das sub-frações bioativas
destinadas ao isolamento dos compostos por CLAE-preparativa.
Isolamento dos compostos com atividade antifúngica
As sub-frações bioativas selecionadas previamente pela coluna de Sephadex LH20 serão recromatografadas em um sistema de cromatografia líquida de alta eficiência
(CLAE) preparativa, utilizando-se uma coluna preparativa Shimadzu PREPODS (H)
(250 x 20 mm), para o isolamento dos compostos bioativos. A fase móvel utilizada será
35% do solvente A (água) e 65% do solvente B (metanol). Os picos dos compostos
eluídos serão recolhidos em um coletor automático de frações (FRC-10A, Shimadzu
Co.), acoplado ao sistema de cromatografia.
Análises físico-químicas do EEP, frações, sub-frações e compostos isolados
Espectrofotometria na região ultravioleta-visível dos compostos isolados A
determinação do espectro de absorção dos compostos isolados será realizada segundo o
método descrito por Park et al. (2000), Ikegaki (2001) e Alencar (2002), com algumas
modificações. Alíquotas de 25 μL dos compostos isolados serão diluídos em 30 mL de
metanol P.A. e os espectros de absorção na região UV-visível serão determinados na
faixa de comprimento de onda de 200 a 500 nm em espectrofotômetro UV-Mini 1240
(Shimadzu-Co).
Cromatografia em Camada Delgada (CCD)
As análises por cromatografia em camada delgada serão realizadas em
cromatofolhas de silica gel 60 F254 (Merck Co.). Uma alíquota de 10 μL do EEP,
frHex, fr-Clo e sub-frações na concentração de 2 mg/mL serão aplicadas na placa. O
tempo de desenvolvimento dos cromatogramas será de aproximadamente 20 minutos,
utilizando-se como fase móvel o sistema de solvente composto por acetato de etila:
clorofórmio (3:7, v/v). As cromatoplacas serão visualizadas sob luz ultravioleta, no
comprimento de onda de 366 nm, antes e após a revelação com anisaldeído sulfúrico,
aquecido a 100ºC em estufa, por cinco minutos (OLDONI, 2007).
Identificação química dos compostos isolados
A identificação química dos compostos isolados será realizada por meio da
técnica de Espectroscopia de Ressonância Magnética Nuclear (RMN). Os espectros de
RMN serão registrados em espectrômetro Brucker DPX 500 MHz, operando em 500
MHz para o 1H. Os espectros serão obtidos em CD3OD (álcool metílico deuterado)
utilizando TMS (tetrametilsilano) como padrão interno. Os deslocamentos químicos
serão obtidos em d (ppm) e as constantes de acoplamento (J) serão dadas em Hz.
Atividade antifungica in vitro e in vivo do EEP, frações, sub-frações e compostos
isolados.
Teste de difusão em ágar do EEP e frações
Será utilizado o teste de difusão em ágar, método descrito por Koo et al. (2000) e
Duarte et al. (2003), onde os diferentes extratos serão incorporados separadamente em
meio batata-dextrose-ágar (BDA) a 45°C (fundente) e vertida em placas de Petri. Discos
de micélio dos fungos S. rolfsii, F. solani, F. oxysporum f. sp. phaseoli, M. phaseolina,
S. sclerotiorum, com aproximadamente 6 mm de diâmetro, serão retirados de culturas
com 15 dias e depositados no centro de uma placa de Petri contendo meio BDA, à qual
serão adicionadas, individualmente, diferentes concentrações do extrato, frações e
compostos isolados. As avaliações serão realizadas diariamente por meio de medição do
diâmetro das colônias (média de duas medidas perpendiculares), até o total crescimento
do tratamento-controle. As variáveis analisadas serão taxa de crescimento micelial
(TCM) em milímetro, porcentagem da inibição do crescimento micelial, calculado pela
fórmula de Abbott (1925): ICM(%) = (T-t)*100/T, onde T é a testemunha; t o
tratamento e área abaixo da curva de crescimento micelial (AACCM), utilizando-se a
fórmula: AACCM= ((yi + yi+1)/2.dti), onde yi e yi+1 são os valores de crescimento da
colônia observados em duas avaliações consecutivas e dti, o intervalo entre as
avaliações. Para efeito de análise, os dados originais da ICM serão transformados em
arcsen raiz (x + 0,5/100) e submetidos à análise de variância, e as médias comparadas
pelo teste de Tukey ao nível de 5% de probabilidade. Com as médias dos dados brutos
serão obtidas e selecionadas curvas de regressão, tendo as concentrações dos extratos
como variáveis independentes. Modelos exponencial, logarítimo, quadrático e
polinomial serão testados.
Análise estatística
Os dados serão submetidos à análise de variância e aos testes de separação de
médias de Scott-Knott e Tukey (P=0,05) efetuados com o auxílio do programa SAEG
(Sistema de Análise Estatística e Genética, Universidade Federal de Viçosa, Viçosa,
MG) e SANEST (Sistema de Análise Estatística, Instituto Agronômica de Campinas),
respectivamente. A análise de regressão será realizada com auxílio do programa
STATISTICA’99 for Windows.
Principais contribuições científicas/tecnológicas da proposta
- Isolar e identificar metabólitos secundários de plantas endêmicas da caatinga, com
potencial de atividade antifúngica in vivo e in vitro em fitopatógenos radiculares da
cultura do feijão;
- Incorporação de tecnologias de ponta em laboratórios do Nordeste;
- Promover a cooperação entre centros de pesquisas científicas de diferentes estados do
Brasil;
- Formação de recursos humanos;
- Gerar e difundir novas tecnologias em pesquisas de bioprospecção de compostos
secundários de origem vegetal com potencial fungicidas;
- Valorizar produtos bioativos de plantas da Caatinga.
Orçamento detalhado (Equipamentos/materiais permanentes/passagens/diárias/ e
materiais de consumo)
- Equipamentos/materiais permanentes e Materiais de consumo
Para realização dos experimentos voltados ao preparo de extratos vegetais, desde
a extração até o processo de conservação dos mesmos, bem como para manutenção e
realização de experimentos fitopatógicos, faz-se necessário aquisição dos equipamentos
permanentes e materiais de consumo listados no orçamento, sem os quais seria
impossível desenvolver tal pesquisa.
- Passagens e diárias
As passagens aéreas e/ou terrestres, bem como as diárias solicitadas, visam
fortalecer a Equipe com a participação dos integrantes da mesma em eventos nacionais
e internacionais relacionados à área de estudo do presente projeto.
Discriminação – CAPITAL
Unidade Quantidade
Valor Unitário
Valor Total
(R$)
(R$)
Equipamentos e Material Permanente
Estufa automática esterilização e secagem 81L
und
01
2.175,60
2.175,60
Estufa digital c/timer c/circulação e renovação de ar forçado 252L
und
01
7.384,61
7.384,61
Geladeira 460L, 220V
und
01
2.000,00
2.000,00
Freezer Horizontal, 220 V
und
01
2.500,00
2.500,00
Balança semi analítica de precisão 3200G. Fonte de alimentação 90V~240V
und
02
1.200,00
2.400,00
und
01
1.200,00
1.200,00
Condutivimetro Digital Marca Tecnal, Modelo TEC-4MP, 110/220 V (automática)
und
01
1.280,00
1.280,00
Medidor de pH digital de bolso com eletrodo
und
01
999,70
999,70
Refratômetro Manual de 0 a 90 Brix três escalas
und
01
1.035,00
1.035,00
Agitador de tubos tipo Vórtex 110/220v
und
01
820,44
820,44
Destilador de água 5 L/h
und
01
2.700,00
2.700,00
Banho Maria Termostático capacidade 22 litros, Resistência de aquecimento
construída em aço inox, tubular e blindada; microprocessado, 220 V
Total (R$)
24.495,35
Discriminação – Passagens
Valor Total (R$)
Passagens aérea e/ou terrestre para eventos nacionais relacionados à área de estudo do projeto
3.000,00
Total (R$)
3.000,00
Discriminação – Diárias
Diária Nacional
Total (R$)
Quantidade
Valor da Diária (R$)
Valor Total (R$)
10
320,00
3.200,00
3.200,00
Discriminação
Unidade Quantidade
Valor Unitário
Valor
(R$)
Total
Material de Consumo
Pipeta automática ajustável volume variável (10-100µl)
und
01
255,50
255,50
Pipeta automática ajustável volume variável (100-1000µl)
und
01
277,50
277,50
Placa de Petri em vidro c/tampa, 90x15mm
und
3000
3,10
9.300,00
Becker forma baixa, vidro capacidade 500ml
und
10
10,40
104,00
Becker forma baixa, vidro, capacidade 250ml
und
20
4,40
88,00
Becker forma baixa, plástico, capacidade 50ml
und
20
2,80
56,00
Becker forma baixa, vidro, capacidade 25ml
und
20
2,40
48,00
Becker forma baixa, vidro, capacidade 5ml
und
20
8,50
170,00
Balão Erlenmeyer Boca Larga, vidro, capacidade 250ml
und
30
9,50
285,00
Pipetador de Seguranca 3 Vias (Pipet Filler)
und
05
13,55
67,75
Micropipeta monocanal volume fixo 1.000ul (1ml)
und
01
58,00
58,00
Micropipeta monocanal volume fixo 10.000ul (10ml)
und
01
58,00
58,00
Micropipeta monocanal volume fixo 50ul
und
01
58,00
58,00
Micropipeta monocanal volume fixo 500ul
und
01
58,00
58,00
Acetato de Etila P.A. 1000ml
und
20
21,80
436,00
Álcool Metílico (Metanol) P.A. 1000ml
und
60
16,00
960,00
Discriminação
Unidade Quantidade
Valor Unitário
Valor
(R$)
Total
Material de Consumo
Funil em PP 50mm
und
30
2,00
60,00
Alça Descartável 10ul PCT com 100un Esteril
pct
03
14,00
42,00
Álcool 96° 1000ml
und
100
5,00
300,00
Estante 90 Furos 13 mm Autoclavavél
und
30
10,20
306,00
Seringa Descartável com agulha Bico Luer Lock (rosca) – 3ml
und
100
0,39
39,00
Seringa Descartável com agulha Bico Luer Lock (rosca) – 5ml
und
100
0,47
47,00
Seringa Descartável com agulha Bico Luer Lock (rosca) – 10ml
und
100
0,71
71,00
Acetonitrila 99,5 UV/HPLC 1000ml
und
10
94,7
947,00
Hexano P.A. 1000ml
und
30
30,00
900,00
Álcool Etílico (Etanol) Absoluto 99,5% 1000ml
und
30
6,90
207,00
Ágar Ágar 500g
und
30
240,00
7.200,00
Glicose-D (+) Anidra P.A. (Dextrose)
und
15
12,00
180,00
4-Metoxibenzaldeido 98% (Anisaldeído)
und
01
207,00
207,00
Ácido Sulfúrico P.A. 1000ml
und
02
42,11
84,22
Clorofórmio P.A. 1000ml
und
10
27,07
270,70
Discriminação
Unidade Quantidade
Valor Unitário
(R$)
Valor Total
Material de Consumo
Coluna para cromatografia - Sephadex LH-20 100g
und
05
1.573,95
7869,75
Tetramethylsilane (TMS ou tetrametilsilano) 100ml
und
02
390,40
780,80
Sílica Gel 60 PCROM em Col 0,063-0,2mm (70-230 MESH)
und
01
557,43
557,43
Filtro para Seringa CH PVDF 15mm 0,45UM C/100pc
pct
02
220,00
440,00
Ponteira Descartável Amarela PCT 1000 (2-200microlitros)
pct
03
13,00
39,00
Tubo de ensaio 16x150mm sem tampa
und
2000
0,27
540,00
Total (R$)
ORÇAMENTO TOTAL
33.367,65
Valor Total (R$)
Equipamentos e Material Permanente
24.495,35
Passagens
3.000,00
Diárias
3.200,00
Material de Consumo
33.367,65
TOTAL GERAL (R$)
64.063,00
Cronograma de atividades
Atividades
Coleta amostras de feijoeiro com sintomas de doenças fúngicas
Isolamento dos fitopatógenos
Manutenção dos isolados fúngicos
Preparo do extrato etanólico (EEP)
Fracionamento líquido-líquido do extrato etanólico
Fracionamento em coluna seca (purificação de frações)
Purificação da sub-fração bioativa das frações
Atividade Antifúngica in vitro do EEP, frações, sub-frações e compostos isolados
Análises das informações
Elaboração de relatórios semestrais
Elaboração de artigos científicos
Ano I
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
Atividades
Manutenção dos isolados fúngicos
Isolamento dos compostos com atividade antifúngica
Análises físico-químicas do EEP, frações, sub-frações e compostos isolados
Espectrofotometria na região ultravioleta-visível dos compostos isolados
Atividade Antifúngica in vitro do EEP, frações, sub-frações e compostos isolados
Produção de mudas de feijão
Avaliação em casa de vegetação
Avaliação em campo
Análises das informações
Elaboração de artigos científicos
Elaboração relatório Final
Ano II
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
Identificação dos demais participantes do projeto
Equipe:
Proponente: Nome: Antonio Félix da Costa
CPF: 126895804-20
Titulação: Doutor em Fitopatologia
Área do conhecimento: Fitovirologia
Instituto Agronômico de Pernambuco
Av. General San Martin, 1371 Bongi
CEP: 50761000 - Recife, PE, Brasil
Caixa-postal: 1022
Telefone: +55 (81) 3184-7366
Fax: +55 (81) 3184-7260
Atividade no projeto: Supervisor do Projeto; Colaborador em Fitopatologia; Coleta de
material vegetal (feijoeiro) doente em campo; Auxílio nas análises de atividade
antimicrobiana in vitro, em casa de vegetação e em campo; Preparo de artigos
científicos.
Nome: Emmanuelle Rodrigues Araújo
CPF: 041.714.744-93
Titulação: Doutora em Fitopatologia – UFRPE
Área do conhecimento: Fungos de Solo; Controle Alternativo de doenças de plantas;
Controle biológico
Instituto Agronômico de Pernambuco
Av. General San Martin, 1371 Bongi
CEP: 50761000 - Recife, PE, Brasil
Telefone: +55 (81) 3184-7366
Atividade no projeto: Pesquisadora responsável pelo desenvolvimento do Projeto, com
experiência em execução de experimentos em Laboratório, Casa de Vegetação e Campo
na área de Fitopatologia e Fitotecnia; Responsável pela condução de todos os
experimentos, avaliações e análises dos resultados. Coleta de material vegetal, preparo
dos extratos vegetais, análises cromatográficas, experimentos com fitopatógenos in
vitro, casa de vegetação e em campo; Preparo de artigos científicos.
Nome: Luciana Gonçalves de Oliveira
CPF: 028.219.934-98
Titulação: Doutora em Biologia de Fungos
Área do conhecimento: Microbiologia; Taxonomia e sistemática de fungos; Controle
biológico de fungos
Pós-Doutorado - Instituto Agronômico de Pernambuco
Av. General San Martin, 1371 Bongi
CEP: 50761000 - Recife, PE, Brasil
Telefone: +55 (81) 3184-7366
Atividade no projeto: Coleta de material vegetal (feijoeiro) doente em campo; Auxílio
em atividades em casa de vegetação, em campo e em laboratório; Preparo de artigos
científicos.
Nome: Mariele Porto Carneiro Leão
CPF: 037.601.814-30
Titulação: Doutora em Biologia de Fungos
Área do conhecimento: Microbiologia; micologia; biologia molecular
Pós-Doutorado - Instituto Agronômico de Pernambuco
Av. General San Martin, 1371 Bongi
CEP: 50761000 - Recife, PE, Brasil
Telefone: +55 (81) 3184-7266
Atividade no projeto: Auxílio em atividades em casa de vegetação, em campo e em
laboratório; identificação molecular dos fitopatógenos; Preparo de artigos científicos.
Nome: Katiane da Rosa Gomes da Silva
CPF: 945.273.690-91
Titulação: Doutora em Ciência e Tecnologia de Sementes
Área do conhecimento: Análise de sementes; tecnologia de sementes
Pós-Doutorado - Instituto Agronômico de Pernambuco
Av. General San Martin, 1371 Bongi
CEP: 50761000 - Recife, PE, Brasil
Telefone: +55 (81) 3184-7366
Atividade no projeto: Coleta de material vegetal (feijoeiro) doente em campo; Auxílio
em atividades em casa de vegetação, em campo e em laboratório; Preparo de artigos
científicos.
Nome: Cláudia Juliana Tabosa Lopes de Crasto
CPF: 027.612.514-23
Titulação: Mestre em Biotecnologia de Produtos Bioativos
Área do conhecimento: Microbiologia; biotecnologia; biologia molecular
Centro de Ciências Biológicas/CCB/ Departamento de Bioquímica
Laboratório de Biologia Molecular
Rua: Nelson Chaves, s/n, Cidade Universitária
CEP: 50670-420 – Recife, PE, Brasil
Telefone: +55 (81) 2126-8354
Atividade no projeto: Auxílio em atividades em casa de vegetação, em campo e em
laboratório; identificação molecular dos fitopatógenos.
Nome: Carlos Henrique Madeiros Castelletti
CPF: 021.071.174-46
Titulação: Doutor em Biotecnologia
Área do conhecimento: Bioinformática
Instituto Agronômico de Pernambuco
Av. General San Martin, 1371 Bongi
CEP: 50761000 - Recife, PE, Brasil
Telefone: +55 (81) 3184-7276
Atividade no projeto: Análise molecular dos fitopatógenos
Nome: Amaro de Castro Lira Neto
CPF 028.387.214-45
Titulação: Doutor em Ciências Biológicas
Área do conhecimento: Citogenética; Genética molecular de plantas; Diversidade e
Conservação Biológica
Instituto Agronômico de Pernambuco
Av. General San Martin, 1371 Bongi
CEP: 50761000 - Recife, PE, Brasil
Telefone: +55 (81) 3184-7372
Atividade no projeto: Análise molecular dos fitopatógenos
Nome: Márcia Vanusa da Silva
CPF: 612.771.344-72
Titulação: Doutora em Biologia Molecular
Área do conhecimento: Biologia molecular; Bioquímica vegetal
Professora Adjunta I
Universidade Federal de Pernambuco - UFPE
Centro de Ciências Biológicas/CCB/ Departamento de Bioquímica
Laboratório de Biologia Molecular
Av. Prof. Moraes Rego, 1235, Cidade Universitária
CEP: 50670-901 – Recife, PE, Brasil
Telefone: +55 (81) 2126-8540 ramal 231
Atividade no projeto: Coleta de material vegetal para preparo dos extratos; Responsável
pela Análise cromatográfica dos extratos; Preparo de artigos científicos.
Nome: Wolfgang Harand
CPF: 015.396.674-21
Titulação: Doutor em Fitoquímica
Área do conhecimento: Fitoquímica; Extratos vegetais
Instituto Nacional do Semiárido - INSA
Grupo Biodiversidade
Laboratórios de Fitoquímica
Av. Francisco Lopes de Almeida, S/N, Serrotão
CEP: 58429-970 - Campina Grande, PB, Brasil
Telefone: +55 (83) 3315-6400
Atividade no projeto: Responsável pela Análise cromatográfica dos extratos; Preparo de
artigos científicos.
Nome: Patrícia Vieira Tiago
CPF: 022.879.019-06
Titulação: Doutora em Biologia de Fungos
Área do conhecimento: Microbiologia; micologia; diversidade de fungos em
agroecossistemas
Universidade Federal de Pernambuco - UFPE
Centro de Ciências Biológicas, Departamento de Micologia
Av. Professor Nelson Chaves, S/N, Cidade Universitária
CEP: 50670-901- Recife, PE, Brasil
Telefone: +55 (81) 2126-8483
Atividade no projeto: Auxílio em atividades de controle de fitopatógenos em
laboratório; Preparo de artigos científicos.
Nome: Rosineide da Silva Lopes
CPF: 038.286.764-56
Titulação: Doutora em Ciências Biológicas
Área do conhecimento: Micologia; controle biológico
Universidade Federal de Pernambuco - UFPE
Centro de Ciências Biológicas, Departamento de Micologia
Av. Professor Nelson Chaves, S/N, Cidade Universitária
CEP: 50670-901- Recife, PE, Brasil
Telefone: +55 (81) 2126-8570
Atividade no projeto: Auxílio em atividades de controle de fitopatógenos em
laboratório; Preparo de artigos científicos.
Colaboradores e Parcerias já estabelecidas com Centros de Pesquisas
- Universidade Federal de Pernambuco – UFPE
- Centro de Tecnologias Alternativas do Nordeste – CETENE
Disponibilidade Efetiva de Infra-estrutura e de Apoio Técnico para o
Desenvolvimento do Projeto
O Instituto Agronômico de Pernambuco (IPA) é uma instituição de pesquisa
agrícola, assistência técnica e extensão rural e de infra-estrutura hídrica, com atuação
em todo o Estado de Pernambuco, contando atualmente com um corpo de pesquisadores
composto, basicamente, por cerca de 100 técnicos, dos quais mais de 85% são
possuidores de cursos de mestrado e doutorado. Em sua sede, na cidade do Recife,
encontra-se a maioria dos laboratórios da empresa que prestam serviços à sociedade,
dos quais se destacam os Laboratórios de Controle Biológico e de Fitopatologia que
darão suporte às pesquisas preconizadas neste projeto, em suas respectivas áreas.
O IPA dispõe, também, de uma rede de 12 estações experimentais ao longo de
todo o estado, capaz de dá suporte à condução de etapas de campo que venham a ser
exigidas para o cumprimento dos objetivos estabelecidos no projeto.
Centro de Ciências Biológicas/ Departamento de Bioquímica/UFPE Laboratório de
Biologia Molecular Vegetal: dispõem de uma equipe altamente qualificada em
genomas funcionais, além de laboratórios devidamente equipados para auxílio em
qualquer fase da execução do projeto. Possui uma estrutura laboratorial com um
sequenciador automático de DNA ABI 3100, e um nobreak de 3KVA, três
computadores Pentium III, um freezer -80C, um refrigerador, um freezer -20C, um
termociclador, uma centrífuga refrigerada para microplacas de 96 poços e eppendorf de
2 mL, uma microcentrífuga de bancada, uma capela de exaustão, duas estufas de
secagem e esterelização, um termoshaker, um banho-maria, um medidor de pH, uma
balança analítica, um espectofotômetro de luz UV, um deionizador, um microondas, um
sistema de eletroforese horizontal, um agitador de tubos, um agitador magnético com
aquecimento, um gerador automático de voltagem 10KVA, uma máquina de produção
de gelo. Espectrofotômetro de varredura, banhos-maria, liofilizadores, estufas de
esterilização e secagem, medidores de pH, destiladores e deionizadores de água,
purificador de água milli Q, sonda multiparâmetros, bombas peristálticas e coletores de
frações, máquina de gelo, centrífugas refrigeradas, câmaras frias, balanças analíticas,
microscópio eletrônico, rotoevaporador, HPLC, Termociclador, autoclaves, sistemas
para eletroforese vertical e horizontal, fluorímetro, Leitor de microplacas, entre outros.
INSA: dispõe de uma infra-estrutura de laboratório de devidamente equipado com: uma
extratora automática de solventes, dois evaporadores rotativos digitais, uma estação de
vácuo com resistência química, um sistema de cromatografia preparativa de alto
desempenho com separação por massa molecular, sete capelas de exaustão, Nobreak
Force-line, 1Kva, MICROSCÓPIO TRINOCULAR, Agitador magnético com
aquecimento, Agitador magnético sem aquecimento, Agitador de tubos tipo Vortex,
Autoclave vertical, Balança eletrônica de precisão, Balança analítica 200g 0,0001,
Câmara de fluxo laminar, Câmara climática para germinação e estudo de
plantas/fotoperíodo/alter, Estufa com circulação e renovação de ar 600x500x500 mm,
Destilador de água em inox tipo pilsen, 5.5L/h.
Estimativa de Recursos Financeiros de outras Fontes que serão aportados pelos
eventuais Agentes Públicos e Privados Parceiros
Não há previsão de aporte de recursos financeiros de outros parceiros. Apenas a
colaboração técnica da Universidade Federal Rural de Pernambuco - Unidade
Acadêmica de Serra Talhada (UFRPE-UAST), da Universidade Federal de Pernambuco
(UFPE) e do Centro de Tecnologias Alternativas do Nordeste (CETENE), por meio dos
seus pesquisadores mencionados.
Referências Bibliográficas
ABREU, A. de F. B.; BIAVA, M. Cultivo do feijão da primeira e segunda safras na
região sul de Minas Gerais. Santo Antônio de Goiás: Embrapa Arroz e Feijão, 2005
(Sistema de Produção).
AIDAR, H. Cultivo do feijoeiro comum: Características da cultura. Disponível em:
<http://sistemasdeproducao.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Feijao/CultivodoFeijoeiro
/index.htm> Acesso em 11 março 2014.
ALENCAR, S. M. Estudo fitoquímico da origem botânica da própolis e avaliação
da composição química de mel de Apis mellifera africana de diferentes regiões do
Brasil. 2002. 120p. Tese (Doutorado em Ciências de Alimentos) - Faculdade de
Engenharia de Alimentos, Universidade Estadual de Campinas, Campinas, 2002.
ANDRADE JÚNIOR, A. S. de. Sistemas de produção 2: Cultivo do feijão caupi.
Versão eletrônica, julho, 2003.
ARAÚJO, E. R.; CARVALHO, R. R. C.; SANTANA, A. A. D.; MARTINS, C. S. R.;
FONTES, M. G.; BLANK, A. F.; LARANJEIRA, D. Atividade antifúngica de óleo
essencial de alecrim-da-chapada sobre Colletotrichum sp. in vitro. In: Congresso
Brasileiro de Olericultura, 52, 2012, Salvador-BA. Anais...Salvador: Horticultura
Brasileira. 2012. v. 30. p. S2121-S2126.
ATHAYDE SOBRINHO, C.; VIANA, F. M. P.; SANTOS, A. A. Doenças do feijão
caupi. In: CARDOSO, M. J. (Org.). A cultura do feijao caupi no Meio-Norde do
Brasil. Teresina: Embrapa Meio Norte, 2000. p. 120-145.
BASTOS, C. N.; ALBUQUERQUE, P. S. B. Efeito do óleo de Piper aduncum no
controle em pós-colheita de Colletotrichum musae em banana. Fitopatologia
Brasileira, v. 29, n. 5, p. 555-557, 2004.
BASSINELLO, P. P. Qualidade dos grãos. Ministério da Agricultura, Pecuária e
Abastecimento, 2001. p. 1-3.
BIANCHINI, A.; MARINGONI, A. C.; CARNEIRO, S. M. T. P. G. Doenças do
feijoeiro (Phaseolus vulgaris L.). In: KIMATI, H.; AMORIM, L.; BERGAMIN FILHO,
A.; CAMARGO, L. E. A.; REZENDE, J. A. M. (Eds.). Manual de fitopatologia:
doenças de plantas cultivadas. 3. ed. São Paulo: Agronômica Ceres, 1997. v. 2, cap.
34, p. 389.
BIAZON, V. L. Crestamento bacteriano comum do feijoeiro: efeito da adubação
nitrogenada e potássica e aspectos relacionados à doença. 2003. Dissertação
(Mestrado da Faculdade de Ciências Agronômicas) Universidade Estadual Paulista.
BONALDO, S. M.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.,
TESSMANN, D. J.; SCAPIM, C. A. Fungitoxicity, phytoalexins elicitor activity and
protection of cucumber against Colletotrichum lagenarium, by Eucalyptus citriodora
aqueous extract. Fitopatologia Brasileira, v. 29, n. 2, p. 128-134, 2004.
CARDOSO, J. E.; CHRISCHNER, L. VIRGENS, D. A.; FALEIRO, V. Manejo
integrado da mela do feijoeiro-comum. Fitopatologia Brasileira, v. 22, n. 3, p. 381386, 1997.
CARTAXO, S. L.; SOUZA, M. M.; DE ALBUQUERQUE, U. P. Medicinal plants with
bioprospecting potential used in semi-arid northeastern Brazil. Journal of
Ethnopharmacology, v. 131, n. 2, p. 326–342, 2010.
CARVALHO, H. W. L. DE; WARWICK, D. R. N.; PELOSO, M. J. DEL; FARIA, L.
C. de; MELO, L. C.; COSTA, J. G. Estabilidade de linhagens avançadas de feijoeiro
(Phaseolus vulgaris L.), do grupo comercial carioca, no biênio 2001/2002, no estado
de Sergipe. In: CONGRESSO NACIONAL DE PESQUISA DE FEIJÃO - CONAFE,
7., 2005, Goiânia. Anais...Goiânia: Embrapa Arroz e Feijão. 2005. p. 433-436.
CASTELLANOS, P. P.; BISHOP, C.; VILLALOBOS, M. J. P. Antifungal activity of
the essencial oil of flowerheads of garland chrysanthemum (Chrysanthemum
coronarium) against agricultural pathogens. Phytochemistry, v. 57, n. 1, p. 99-102,
2001.
COELHO, R. S. B. Doenças fúngicas do caupi. In: REUNIÃO NACIONAL DE
PESQUISA DO CAUPI, 5., 2001. Teresina. Anais... Teresina: Embrapa Meio-Norte,
2001. p. 321-322. (Documentos, 56).
COSTA, G. R.; TOLEDO-SOUZA, E. D.; LOBO-JÚNIOR, M.; CAFÉ-FILHO, A. C.
Avaliação de cultivares de feijoeiro do grupo carioca à mela (Thanatephorus
cucumeris). Goiânia, GO: Embrapa Arroz e Feijão, 2005, v. 1, p. 216-218 (Embrapa
Arroz e Feijão. Documentos 182).
COMPANHIA NACIONAL DE ABASTECIMENTO - CONAB. Acompanhamento
da
safra
brasileira
de
grãos
2012/2013.
2014.
Disponível
em:
<http://www.conab.gov.br/conteudos.php?a=1252&t=2&Pagina_objcmsconteudos=2#
A_objcmsconteudos>. Acesso em: 02 abr. 2014.
COSTA-COELHO, G. R.; LOBO JÚNIOR, M.; CAFÉ-FILHO, A. C. Epidemiologia da
mela e produtividade do feijoeiro-comum tratado com fungicidas. Summa
Phytopathologica, v. 38 n. 3, p. 211-215, 2012.
CUNICO, M. M.; CARVALHO, J. L. S.; SILVA, V. C.; MONTRUCCHIO, D. P.;
KERBER, V. A.; GRIGOLETTI JÚNIOR, A.; AUER, C. G.; MIGUEL, M. D.
Avaliação antifúngica de extratos obtidos de Ottonia martiana Miq. (Piperaceae) sobre
três fitopatógenos. Arquivos do Instituto Biológico, v. 71, p. 141-3, 2004.
DALLA PRIA, M. D.; DA SILVA, O. C.; COSTA, J. L. DA S.; SOUZA, E. D. DE
TÔLEDO; BERNI, R. F. Diagnose de doenças. In: CANTERI, M. G.; DALLA PRIA,
M.; SILVA, O. C. Principais doenças fúngicas do feijoeiro: orientações para
manejo econômico e ecológico. Ponta Grossa: UEPG, 1999. p.17-34.
DANTAS S. A. F.; OLIVEIRA, S. M. A. COELHO, R. S. B.; SILVA, R. L. X.
Identificação de fontes de resistência em feijoeiro a Sclerotium rolfsii. Fitopatologia
Brasileira, v. 27, n. 5, p. 528-531, 2002.
DEL PINO, V. M. H.; LAJOLO, M. F. Efecto inhibitorio de los taninos del frijol
carioca (Phaseolus vulgaris L.) sobre la digestibilidad de la faseolina por dos sistemas
multienzimáticos. Ciência e Tecnologia de Alimentos, v. 23, n. 1, p. 49-53, 2003.
DI STASI, L. C. Química de produtos naturais: principais constituintes ativos. In: DI
STASI, L. C. (Ed.). Plantas medicinais: arte e ciência. Um guia de estudos
multidisciplinar. São Paulo: Universidade Paulista, 1996. p. 109-127.
DUARTE, S.; KOO, H.; BOWEN, W. H.; HAYACIBARA, M. F.; CURY, J. A.;
IKEGAKI, M.; ROSALEN, P. L. Effect of a novel type of propolis and its chemical
fractions on glucosyltransferases and on growth and adherence of mutans Streptococci.
Biological & Pharmaceutical Bulletim, v. 26, n. 4, p. 527-531, 2003.
FACHINI, C.; BARROS, V. L. N. P.; RAMOS JUNIOR, E. U.; ITO, M. A.; CASTRO,
J. L. Importância do feijão no agronegócio brasileiro. In: DIA DE CAMPO DE
FEIJÃO, 78., 2006, Capão Bonito. Resumos... Capão Bonito: IAC, 2006. p. 1-7.
(Documentos IAC).
FREIRE FILHO, F. R.; RIBEIRO, V. Q.; ROCHA, M. M.; SILVA, K. J. D.;
NOGUEIRA, M. S. R.; RODRIGUES, E. V. Feijão-caupi no Brasil. Produção,
Melhoramento Genético, Avanços e Desafios. Teresina: Embrapa Meio-Norte, v. 1,
2011, 84p.
FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION OF THE UNITED NATIONS
(FAOSTAT).
Production:
Beans
2012.
Disponível
em:
<http://faostat3.fao.org/faostatgateway/go/to/download/Q/QC/E>. Acesso em: 27 março
2014.
FOOD AND AGRICULTURE ORGANIZATION OF THE UNITED NATIONS
(FAOSTAT). 2008. Disponível em: <http://faostat.fao.org/>. Acesso em: 18 março
2014.
GÁLVEZ, G. E.; MORA, B.; PASTOR-CORRALES, M. A. Web blight. In:
SCHWARTZ, H.F.; PASTOR CORRALES, M. A. (Eds.). Bean production problems
in the tropics, 2nd. Ed. Cali: CIAT, 1989. p. 195-209.
GRANGEIRO, T. B.; CASTELLÓN, R. E. R.; ARAÚJO, F. M. M. C. de; SILVA, S.
M. de S. e; FREIRE, E. de A.; CAJAZEIRAS, J. B.; AMARAL NETO, M.;
GRANGEIRO, M. B.; CAVADA, B. S. Composição bioquímica da semente. In:
FREIRE FILHO, F. R.; LIMA, J. A. de A.; RIBEIRO, V. Q. (Eds.). Feijão-caupi:
avanços tecnológicos. Brasília, DF: Embrapa Informação Tecnológica, 2005. p. 338365.
IKEGAKI, M. Determinação de qualidade de própolis de Apis mellifera
africanizada da região sul do Brasil. 2001. 74p. Tese (Doutorado em Ciências de
Alimentos) - Faculdade de Engenharia de Alimentos, Universidade de Campinas,
Campinas, 2001.
KOO, H.; ROSALEN, P. L.; CURY, J. A.; AMBROSANO, G. M. B.; MURATA, R.;
YATSUDA, R.; IKEGAKI, M.; ALENCAR, S. M.; PARK, Y. K. Effect of a New
Variety of Apis mellifera propolis on mutans Streptococci. Current Microbiology, v.
41, p. 192-196, 2000.
LEACH L. D.; GARBER R. H. Control of Rhizoctonia. In: PARMETER, JR. (Ed.)
Rhizoctonia solani, Biology and Pathology. Berkeley. University of California Press.
1970. p. 189-199.
LIMA, D. W. T. S.; COSTA, A. F.; OLIVEIRA, L. G. Isolamento, Identificação e
Biocontrole de Fungos de Solo Fitopatogênicos ao Feijão-Caupi (Vigna unguiculata
L. (Walp.). CONGRESSO NACIONAL DE FEIJÃO-CAUPI, 2013, Recife.
Anais...Recife, 2013.
LUCON, C. M. M. Trichoderma no controle de doenças de plantas causadas por
patógenos de solo. São Paulo: Instituto Biológico, 2008. Disponível em:
<http://www.biologico.sp.gov.br/artigos_ok. php?id_artigo=77>. Acesso em: 10 out.
2010.
MENEZES, M.; SILVA, D. M. W. Guia prático para isolamentos de fungo
fitopatogênicos. Recife, PE: UFRPE, 1997, 120p.
MICHEREFF, S. J.; PERUCH, L. A. M.; ANDRADE, D. E. G. T. Manejo integrado de
doencas radiculares. In: MICHEREFF, S. J.; ANDRADE, D. E. G. T., MENEZES, E
M. (Eds). Ecología e Manejo de Patógenos Radiculares em Solos Tropicais. Recife:
Universidade Federal Rural de Pernambuco. 2005. p. 367–388.
NEVES, A. C.; CAMARA, J. A. S.; CARDOSO, M. J.; SILVA, P. H. S. DA;
SOBRINHO, C. A. Cultivo do Feijão-Caupi em Sistema Agrícola Familiar.
Teresina: Embrapa, 2011 (CIRCULAR TÉCNICA).
OLDONI, T. L. C. Isolamento e identificação de compostos com atividade
antioxidante de uma nova variedade de própolis brasileira produzida por abelhas
da espécie Apis millifera. 2007, 104p. Dissertação (Mestrado em Ciência e Tecnologia
de Alimentos) - Escola Superior de Agricultura "Luiz de Queiroz", Universidade de São
Paulo, Piracicaba, 2007.
PARK, Y. K.; IKEGAKI, M.; ALENCAR, S. M.; MOURA, F. F. Evaluation of
brazilian propolis by both physicochemical methods and biological activity. Honey Bee
Science, v. 21, n. 2, p. 85-90, 2000.
PEREIRA, M. C.; VILELA, G. R.; COSTA, L. M. A. S. Inibição do desenvolvimento
fúngico através da utilização de óleos essenciais de condimentos. Ciência
Agrotecnológica, v. 30, n. 4, p. 731-733, 2006.
PLODPAI,
P.;
PETCHARAT,
V.;
CHUENCHIT,
S.;
CHAKTHONG,
S.;
JOYCHARAT, N.; VORAVUTHIKUNCHAI, S. P. Desmos chinensis: A new
candidate as natural antifungicide to control rice diseases. Industrial Crops and
Products, v. 42, p. 324-331, 2013.
PUNJA, Z. K. The biology, ecology and control of Sclerotium rolfsii. Annual Review
of Phytopathology, v. 23, p. 97-127, 1985.
QUINTANA, H. C.; BRAVO, C. G.; NOVOA, J. D.; MAYTA, F. C. Evaluación de la
calidad de la proteína de 4 variedades mejoradas de frijol. Revista Cubana de
Hematología, Inmunología y Hemoterapia, v. 14, n. 1, p. 22-27, 2002.
RANASINGHE, L.; JAYAWARDENA, B.; ABEYWICKRAMA, K. Fungicidal
activity of essential oils of Cinnamomum zeylanicum (L.) and Syzygium aromaticum
(L.) Merr et L.M. Perry against crown rot and anthracnose pathogens isolated from
banana. Letters in Applied Microbiology, v. 35, n. 3, p. 208-211, 2002.
RIOS, G. P. Principais Doenças do Caupi no Brasil. Goiânia. EMBRAPA-CNPAF.
1990. 40 p.
SARTORATO, A. Desafios no controle de doenças na cultura do feijoeiro na região
Centro-Oeste. In: ITO, M. F.; STEIN, C. P. (Eds.). VI Seminário sobre pragas,
doenças e plantas daninhas do feijoeiro. Campinas, p. 15-17. 2007.
SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. F. Extratos e óleos essenciais de
plantas medicinais na indução de resistência. In: CAVALCANTI, L. S.; DI PIERO, R.
M.; CIA, P.; PASCHOLATI, S. F.; RESENDE, M. L. V.; ROMEIRO, R. S. (Eds.)
Indução de resistência em plantas a patógenos e insetos. Piracicaba: FEALQ. 2005.
p. 125-138.
SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; CRUZ, M. E. S. Uso de
extratos vegetais no controle de fungos fitopatogênicos. Floresta, v. 30, n. 1/2, p. 129137, 2000.
SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; STANGARLIN, J. R.; CRUZ, M. E. S. Uso de plantas
medicinais no controle de doenças de plantas. Fitopatologia Brasileira, v. 28, p. 554S556S, 2003.
SCHWARTZ, H. F.; STEADMANN, J. R.; HALL, R.; FORSTER, R. L. Compendium
of bean diseases. Saint Paul: APS Press, 2005. 109p.
SERRANO, J.; GOÑI, I. Papel del frijol negro Phaseolus vulgaris en el estado
nutricional de la población guatemalteca. Archivos Latinoamericanos de Nutrición, v.
54, n. 1, p. 36-44, 2004.
STANGARLIN, J. R.; SCHWAN-ESTRADA, K. R. F.; CRUZ, M. E. S.; NOZAKI, M.
H. Plantas medicinais. Biotecnologia: Ciência e Desenvolvimento, v. 2, n. 11, p. 1621, 1999.
SUKORINI, H.; SANGCHOTE, S.; KHEWKHOM, N. Control of postharvest green
mold of citrus fruit with yeasts, medicinal plants, and their combination. Postharvest
Biology and Technology, v. 79, p. 24-31, 2013.
TAKATSUKA, F. S.; SILVA, I. D.; OLIVEIRA, M. F.; CZEPAK, C.; OLIVEIRA, C.
M. A.; CUNHA, M. G. Efeito do óleo essencial de açafrão (Curcuma longa) sobre o
desenvolvimento micelial de fungos. In: 36° Congresso Brasileiro de Fitopatologia,
Uberlândia. Resumos...Uberlândia: SBF, 2003. p. S361, v. 28, 2003.
TENÓRIO, D. A. Diversidade genética de patogênica de Rhizoctonia solani do
feijoeiro no Agreste Meridional de Pernambuco. 2011. 44f. Dissertação (Mestrado
em Fitopatologia). Universidade Federal Rural de Pernambuco, 2011. Recife.
Disponível
em:
<http://200.17.137.108/tde_busca/arquivo.php?codArquivo=1092>Acesso em 02 abri.
2014.
VITALE. S.; SANTORI. A.; WAJNBERG. E.; CASTAGNONE-SERENO. P.;
LUONGO. L.; BELISARIO. A. Morphological and Molecular Analysis of Fusarium
lateritium, the cause of gray necrosis of hazelnut fruit in Italy. Phytopathology, v. 101,
n. 6, p. 679-686, 2011.
YOKOYAMA, L. P. Cultivo do Feijoeiro comum: importância econômica. Disponível
em:<http://sistemasdeproduca.cnptia.embrapa.br/FontesHTML/Feijao/CultivodoFeijoeir
o/mportancia.htm>. Acesso: 15 de abr de 2014.
WARWICK, R. R. N.; ALBUQUERQUE, M. M. de; CARVALHO, H. W. L. de;
PELOSO, M. J. del; FARIA, L. C. de; MELO, L. C.; COSTA, J. G. da.
Comportamento de cultivares e linhagens avançadas de feijoeiro comum, do grupo
comercial mulatinho, no Nordeste brasileiro, no biênio 2003-04. In: CONGRESSO
30 NACIONAL DE PESQUISA DE FEIJÃO - CONAFE, 7., 2005, Goiânia.
Anais...Goiânia: Embrapa Arroz e Feijão. 2005. v. 1, p. 376-378.