Características epidemiológicas dos microrganismos resistentes

Quésia Souza Damasceno
Características epidemiológicas dos microrganismos
resistentes presentes em reservatórios de uma
Unidade de Terapia Intensiva
Belo Horizonte
2010
Quésia Souza Damasceno
Características epidemiológicas dos microrganismos
resistentes presentes em reservatórios de uma
Unidade de Terapia Intensiva
Dissertação apresentada ao Curso de Mestrado do
Programa de Pós-Graduação da Escola de
Enfermagem da Universidade Federal de Minas
Gerais, como requisito parcial para obtenção do
título de Mestre em Enfermagem.
Área de concentração: Saúde e Enfermagem
Orientadora: Prof.a Dr.a Adriana C. de Oliveira
Belo Horizonte
Escola de Enfermagem da Universidade Federal de Minas Gerais
2010
Este estudo é parte de uma pesquisa do Núcleo de Estudos e
Pesquisa em Infecções Relacionadas ao Cuidar em Saúde
(NEPIRCS/CNPq), da Escola de Enfermagem da UFMG.
Projeto subsidiado com recursos da Fundação de Amparo à
Pesquisa de Minas Gerais – APQ-00328-08.
Bolsa de auxílio financeiro concedida pela Coordenação de
Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES).
Bolsa de Iniciação Científica concedida pela FAPEMIG.
Universidade Federal de Minas Gerais
Escola de Enfermagem
Programa de Pós Graduação
Dissertação intitulada “Características epidemiológicas dos microrganismos resistentes
presentes em reservatórios de uma Unidade de Terapia Intensiva”, de autoria da mestranda
Quésia Souza Damasceno, aprovada pela banca examinadora constituída pelos seguintes
professores:
___________________________________________________________________________
Profª Drª Adriana Cristina de Oliveira
Escola de Enfermagem/UFMG
Orientadora
___________________________________________________________________________
Prof. Dr. Jacques Robert Nicoli
Departamento de Microbiologia/Instituto de Ciências Biológicas/UFMG
Examinador
___________________________________________________________________________
Profª Drª Denise de Andrade
Escola de Enfermagem de Ribeirão Preto/USP
Examinadora
Belo Horizonte, 20 de maio de 2010
Av. Professor Alfredo Balena, 190 - Belo Horizonte, MG - 30130-100 - Brasil – tel/fax: (031) 34099853.
Ao meu pai, que deixou como exemplos a força e a
determinação, e que sempre me incentivou na busca do
conhecimento.
À minha mãe e aos irmãos, que compartilharam comigo mais
esta etapa. Sem vocês não teria sido possível.
AGRADECIMENTOS
A Deus, pela vida e pelas oportunidades concedidas. “Quando sinto medo
e penso que perdi meu caminho, ainda assim Tu estás bem ao meu lado...” (Amy
Grant).
À
professora
Adriana
Cristina
de
Oliveira,
pela
orientação,
pelo
investimento, pela presença constante, conferindo segurança nas horas de desafios e
ansiedades, e por tornar o caminho possível. Também, pelo seu empenho no
desenvolvimento do meu raciocínio crítico e pelo reforço dos valores éticos e do
compromisso com tudo que assume realizar. Enfim, obrigada pelo aprendizado
múltiplo dispensado nesses dois anos.
Ao professor Jacques Robert Nicoli, pelo gentil acolhimento no Laboratório
de Ecologia e Fisiologia dos Microrganismos do ICB/UFMG, pelo apoio e pela
colaboração.
À professora Andrea Amaral, pela colaboração e recepção no Laboratório
de Genética de Microrganismos do ICB/UFMG.
Ao professor Leonardo Vasconcellos, do Laboratório Central do Hospital
das Clínicas da UFMG, pela gentil concessão das hemoculturas de rotina de pacientes
da UTI adulto e discos de difusão do Imipenem.
À microbiologista Luciene França Reis Paiva, do Laboratório Central do
Hospital das Clínicas da UFMG, pela concessão de material do CLSI.
À professora Silma Maria Pinheiro, pelas importantes considerações em
ocasião do estudo piloto.
À Dalva, do Laboratório Central do Hospital das Clínicas da UFMG, que,
eficientemente, rastreou e reservou todas as culturas da UTI adulto para este
trabalho.
À professora Regina Nardi, pelos importantes apontamentos no decorrer
dos ensaios e pela concessão do meio OF para identificação de Acinetobacter
baumannii.
À
Patrícia,
Cláudia
e
William,
do
Laboratório
de
Genética
Microrganismos do ICB/UFMG, pelo acompanhamento no teste molecular.
de
À equipe de enfermagem do CTI adulto do Hospital das Clínicas da UFMG,
pela recepção e interesse demonstrados no período de coleta das amostras.
Aos pacientes, que, quando conscientes, recebiam com curiosidade a
investigação de seu ambiente.
Aos queridos colegas do Laboratório de Ecologia e Fisiologia de
Microrganismos do ICB/UFMG, com os quais aprendi muito: Ariane, Tássia,
Glauciane, Sílvia, Flávia, Bianca, Fabiana, Samir, Fábio, Dayane, Michelle e Cléria.
Aos colegas do Núcleo de Estudos e Pesquisas em Infecções Associadas ao
Cuidar em Saúde (NEPIRCS), pela contribuição nas discussões do grupo e pelo
companheirismo: Ivone, Maíra, Adriana Paula, Juliana, Camila, Henriqueta, Rafael e
Flávia. Em especial, ao Mário, pelo auxílio com os testes estatísticos.
Às colegas do mestrado, que compartilharam tanto os momentos bons
quanto os difíceis: Raquel, Allana, Líliam e Thábata.
Aos colegas do programa de Pós-graduação em Enfermagem da UFMG.
Aos professores do mestrado e funcionários do Departamento de
Enfermagem Básica.
Aos funcionários da cantina da Escola de Enfermagem, pela atenciosa
reserva de gelo e pelo almoço, mesmo fora do horário.
“De manhã, semeia a tua semente, e de tarde não dês
descanso à tua mão, porque não sabes qual das sementes irá
brotar, se esta ou aquela, ou se ambas serão boas.”
Eclesiastes 11,6
RESUMO
DAMASCENO, Q. S. Características epidemiológicas dos microrganismos resistentes
presentes em reservatórios de uma Unidade de Terapia Intensiva, 2010. 104 f. Dissertação
(Mestrado em Enfermagem) – Escola de Enfermagem, Universidade Federal de Minas Gerais,
Belo Horizonte, 2010.
O ambiente ocupado por pacientes colonizados ou infectados pode se tornar contaminado por
bactérias resistentes e constituir um reservatório secundário, favorecendo a transmissão
cruzada. A identificação de potenciais reservatórios de microrganismos de importância
epidemiológica no ambiente hospitalar constitui uma importante medida de prevenção da sua
disseminação. Objetivou-se determinar as características epidemiológicas de microrganismos
de importância clínica quando presentes nas superfícies, soluções, equipamentos e
hemocultura de pacientes de uma Unidade de Terapia Intensiva de Belo Horizonte. Tratou-se
de um estudo transversal, realizado entre julho e outubro de 2009. As amostras foram obtidas
de soluções degermante e por swabs das superfícies (monitor de função cardíaca, ventilador
mecânico, grade lateral da cama, torneira, mesa de cabeceira, estetoscópio e pia). As amostras
ambientais sem diluições foram cultivadas em meios: Infuso de Cérebro e Coração (BHI),
MacConkey e Agar Sabouraud a 37º por 48 horas. Os isolados bacterianos foram
identificados pela morfologia da colônia, coloração de Gram, teste de catalase e Kit API. O
teste de sensibilidade foi realizado com a utilização de antibiograma por disco de difusão para
o imipenem, vancomicina, ceftriaxona e ciprofloxacina. Os isolados bacterianos com perfil de
resistência aos antimicrobianos testados foram comparados às amostras de hemocultura pelo
teste “repetitive extragenic palindromic sequences” (rep-PCR) para análise de similaridade.
As análises foram realizadas nos laboratórios de Ecologia e Fisiologia de Microrganismos e
de Genética de Microrganismos da Universidade Federal de Minas Gerais. Verificou-se
importante contaminação de superfícies e equipamentos em UTI (P<0,004). Os estetoscópios,
ventiladores mecânicos e torneiras apresentaram as maiores médias de contaminação. Não
houve contaminação da solução degermante (PVP-I 10%). Nos estetoscópios da unidade de
isolamento, registrou-se a presença de Enterococcus faecalis resistente à vancomicina,
Staphylococcus aureus e Acinetobacter baumannii multirresistente. Entre o isolado de
Acinetobacter baumannii multirresistente detectado no ventilador mecânico e uma amostra de
hemocultura de paciente houve 80% de similaridade. Consideráveis percentuais de
similaridade (60-65% - IC: 85%), ainda foram observados entre outros isolados do ambiente e
hemoculturas de pacientes. As similaridades entre os isolados bacterianos do ambiente e
pacientes reforçam a importância da vigilância epidemiológica quanto a possibilidade da
transferência horizontal de patógenos.
Conclui-se, que as superfícies inanimadas
frequentemente tocadas e equipamentos próximos ao paciente na UTI contaminam-se por
bactérias resistentes, sugerindo relação clonal com isolados bacterianos de hemocultura de
pacientes. Assim, observa-se a necessidade de reforçar as medidas de controle, redução e
prevenção da disseminação de microrganismos resistentes, além de dedicar maior atenção à
descontaminação de superfícies e equipamentos em UTI e à avaliação de sua eficácia,
aspectos não analisados no estudo, mas de grande relevância nesse contexto.
Palavras chaves: Infecção hospitalar. Transmissão. Farmacorresistência bacteriana.
Ambiente. Contaminação. Descontaminação.
ABSTRACT
DAMASCENO, Q. S. Epidemiological characteristics of resistant microorganisms present in
reservoirs from an Intensive Care Unit. 2010. 104 s. Master of Science degree dissertation
(Master’s degree in nursing) - School of Nursing, Minas Gerais Federal University, Belo
Horizonte, 2010.
The environment placed by colonized or infected patient may become infected by pathogenic
bacteria and constitute a secondary reservoir favoring the cross infection. The identification of
potential reservoirs of epidemiological important microorganisms in the hospital environment
constitutes an indispensable measure of prevention of its spread. This study aimed to
determine epidemiological characteristics of microorganisms of clinical importance when
present on surfaces, equipments and in solutions and patient blood culture from an Intensive
care Unit from Belo Horizonte. It was a cross-sectional study conducted from July to October
2009. Samples were obtained from the degermant soap and by swabs of surfaces on cardiac
monitor, mechanical ventilator, bedside rail, faucet, bedside table, stethoscopes and sink.
Concurrently to the environmental sample it was obtained routine culture from ICU adult
patients. Environment samples without dilution were cultured onto Brain Heart Infusion
(BHI), MacConkey and Sabouraud Agar at 37º for 48h. The bacteria were identified by
colonial morphology, Gram stain, catalase and API Kit. The susceptibility test was performed
by diffusion disc for imipenem, vacomycin, ceftriaxone and ciprofloxacin. The bacterial
isolates from environment and routine cultures were compared by the repetitive extragenic
palindromic sequences (rep-PCR) test for similarity analysis. The analyses were performed at
the Ecology and Physiology of Microorganisms laboratory and Genetic of Microorganisms
laboratory from Minas Gerais Federal University. It was verified an important contamination
of surfaces and equipment from UTI (P<0,004). The stethoscopes, mechanical ventilators and
tap water showed the highest average of contamination. There wasn’t contamination in the
degermant solution (PVP-I 10%). On the stethoscopes from the isolation unit were detected
Vancomycin resistant Enterococcus faecalis, Staphylococcus aureus and multi-resistant
Acinetobacter baumannii. Between one isolate of multi-resistant Acinetobacter baumannii
detected on the mechanical ventilator and a sample of blood culture patient there was 80% of
similarity. Considerable percentage of similarity (60-65% - IC: 85%) were, still, observed
among others bacterial isolates from the environment and patient blood cultures. The
similarities among environment bacterial isolates and samples of patients blood cultures
reinforce the importance of epidemiological surveillance regarding the chance of pathogens
horizontal transference. In conclusion, inanimate surfaces frequently touched and equipments
near by the patients in ICU contaminated by resistant bacteria suggest clonal relatedness with
bacterial isolates from patient blood culture. Thus it is necessary to reinforce measures of
control, reduction and prevention of multi drug-resistant microorganisms spread. In addition
to better attention to surfaces and equipment decontamination in ICU and efficacy assessment,
aspects of great relevance in this context, not evaluated in this study.
Key Words: Cross infection. Transmission. Bacterial drug resistance. Environment,
Contamination. Decontamination.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
FIGURA 1 - Teste de disco de difusão em ágar Muller Hinton com discos de ceftriaxona,
ciprofloxacina e vancomicina...................................................................................................25
FIGURA 2 - Mecanismo de transformação genética em bactérias...........................................28
FIGURA 3 - Mecanismo de conjugação em bactérias..............................................................29
FIGURA 4 - Mecanismo de transdução...................................................................................30
FIGURA 5 - Mecanismos de resistência bacteriana aos antimicrobianos................................31
FIGURA 6 - Técnica de lavagem das mãos.............................................................................44
QUADRO 1 - Coletas das amostras de superfícies, equipamentos e soluções em uma Unidade
de Terapia Intensiva - Belo Horizonte, 2010............................................................................51
QUADRO 2 - Crescimento bacteriano das amostras obtidas de superfícies e equipamentos do
quarto de isolamento e enfermaria de uma Unidade de Terapia Intensiva – Belo Horizonte,
2010..........................................................................................................................................62
QUADRO 3 - Distribuição dos isolados bacterianos resistentes recuperados de superfícies e
equipamentos da unidade de isolamento de uma Unidade de Terapia Intensiva – Belo
Horizonte, 2010.........................................................................................................................64
QUADRO 4 - Distribuição dos isolados bacterianos resistentes recuperados de superfícies e
equipamentos da enfermaria de uma Unidade de Terapia Intensiva – Belo Horizonte,
2010...........................................................................................................................................65
FIGURA 7 - Distribuição de bactérias resistentes nas superfícies e equipamentos do quarto de
isolamento da UTI adulto de um hospital universitário – Belo Horizonte,
2010...........................................................................................................................................69
FIGURA 8 - Distribuição de bactérias resistentes nas superfícies e equipamentos dos leitos da
enfermaria da UTI adulto de um hospital universitário – Belo Horizonte, 2010......................70
FIGURA 9 - Perfil de bandas das amostras amplificadas pelo rep-PCR com o iniciador (GTG)
5.................................................................................................................................................71
FIGURA 10 - Perfil de bandas das amostras amplificadas pelo rep-PCR com o iniciador
BOX..........................................................................................................................................72
FIGURA 11 - Agrupamento das bactérias Gram negativas de acordo com os perfis de bandas
gerados pelo BOX- PCR...........................................................................................................73
FIGURA 12 - Agrupamento das bactérias Gram positivas de acordo com os perfis de bandas
gerados pelo BOX- PCR...........................................................................................................74
FIGURA 13 - Agrupamento das bactérias Gram negativas de acordo com os perfis de bandas
gerados pelo rep-PCR com o iniciador (GTG)5......................................................................74
FIGURA 14 - Agrupamento das bactérias Gram positivas de acordo com os perfis de bandas
gerados pelo rep-PCR com o iniciador (GTG)5.......................................................................75
LISTA DE TABELAS
1 - Padrões de susceptibilidade de Acinetobacter baumannii e Pseudomonas aeruginosa –
Programa
MYSTIC
do
Brasil
2002...........................................................................................................................................19
2 - Ponto de corte dos valores de MIC e zona do disco de difusão para classificação dos
isolados de Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter baumannii, Staphylococcus spp. e
Enterococcus spp. quanto à susceptibilidade aos antimicrobianos testados, conforme
padronização
do
CLSI
2009...........................................................................................................................................27
3 - Espécies de importância epidemiológica identificadas das amostras de superfícies e
equipamentos do quarto de isolamento e enfermaria de uma unidade de terapia intensiva –
Belo Horizonte, 2010................................................................................................................63
4 – Média das unidades formadoras de colônias/ml das amostras de equipamentos em uma
Unidade de Terapia Intensiva adulto de um hospital universitário – Belo Horizonte,
2010...........................................................................................................................................64
5 - Média das unidades formadoras de colônias/ml das amostras de superfícies em uma
Unidade de Terapia Intensiva adulto de um hospital universitário – Belo Horizonte,
2010...........................................................................................................................................64
6 - Percentual de bactérias resistentes isoladas de hemoculturas de uma Unidade de Terapia
Intensiva adulto de um hospital universitário – Belo Horizonte, 2010.....................................68
LISTA DE ABREVIATURAS E SIGLAS
ANVISA - Agência Nacional de Vigilância Sanitária
AHA - American Hospital Association
ATP - Trifosfato de Adenosina
BHI - Brain Heart Infusion
CCIH - Comissão de Controle de Infecção Hospitalar
CDC - Center for Disease Control and Prevention
CLSI - Clinical and Laboratory Standards Institute
COEP - Comitê de Ética
CTI - Centro de Tratamento Intensivo
DEPE - Diretoria de Ensino, Pesquisa e Extensão
ESBL - Enterobacteriaceae produtoras de betalactamases de espectro ampliado
FAPEMIG - Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Minas Gerais
HICPAC – Hospital Infection Control Practices Advisory Committee
IRAS - Infecções Relacionadas à Assistência à Saúde
LEFM/UFMG
-
Laboratório
de
Ecologia
e
Fisiologia
dos
Microrganismos
Universidade Federal de Minas Gerais
MIC – Minimal inhibitory Concentration
MRSA - Staphylococcus aureus resistentes a meticilina
NNIS - National Nososcomial Infections Surveillance
OMS - Organização Mundial de Saúde
PBP- proteínas de ligação à penicilina
PCR - reação em cadeia da polimerase
PFGE – Pulsed field gel electrophoresis
PVP-I - Polivinilpirrolidona-iodo
RAPD - Randomly Amplified Polymorfhic DNA
rep-PCR - repetitive extragenic palindromic sequences
SENTRY - Programa de Vigilância Epidemiológica e Resistência Antimicrobiana
SUS - Sistema Único de Saúde
UFC - unidades formadoras de colônias
UPGMA - Unweighted pair-group
UTI - Unidade de Terapia Intensiva
VRE – Enterococos resistentes à vancomicina
da
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO .................................................................................................................. 15
2. OBJETIVOS ....................................................................................................................... 22
3. REVISÃO DE LITERATURA ......................................................................................... 23
3.1. Disseminação de bactérias resistentes no ambiente hospitalar ................................ 34
3.2. Medidas de controle da disseminação de microrganismos resistentes nos
estabelecimentos de saúde .............................................................................................. 36
3.3. Descontaminação de superfícies e equipamentos hospitalares ................................. 41
3.4. Importância da higienização das mãos na prevenção da disseminação de
microrganismos ................................................................................................................ 43
3.5. Aplicação da epidemiologia molecular na identificação de reservatórios de bactérias
resistentes ......................................................................................................................... 46
4. MATERIAL E MÉTODO.................................................................................................. 50
4.1. Delineamento do estudo ........................................................................................... 50
4.2. Local do estudo ......................................................................................................... 50
4.3. Amostragem ............................................................................................................. 50
4.4. Variáveis do estudo .................................................................................................. 53
4.5. Técnicas utilizadas para coleta das amostras ............................................................ 53
4.6. Análise microbiológica ............................................................................................. 54
4.7. Aspectos éticos ......................................................................................................... 58
4.8. Tratamento dos dados ............................................................................................... 59
5. RESULTADOS ................................................................................................................... 60
5.1. Perfil das espécies bacterianas isoladas das superfícies inanimadas, equipamentos
versus isolados de hemoculturas de pacientes da Unidade de terapia Intensiva quanto à
susceptibilidade antimicrobiana ....................................................................................... 64
5.2. Distribuição de bactérias resistentes isoladas de superfícies inanimadas e
equipamentos na enfermaria e quarto de isolamento ....................................................... 68
5.3. Análise da similaridade dos isolados bacterianos resistentes obtidos das superfícies
inanimadas, equipamentos e hemoculturas de rotina da Unidade de Terapia Intensiva .............. 70
6. DISCUSSÃO........................................................................................................................ 76
7. CONCLUSÃO ..................................................................................................................... 89
REFERÊNCIAS ...................................................................................................................... 91
ANEXOS ................................................................................................................................ 103
Introdução
1. INTRODUÇÃO
As infecções relacionadas à assistência à saúde (IRAS) são definidas como
aquelas adquiridas após a admissão do paciente com manifestação durante a internação ou
após a alta quando relacionadas à internação ou procedimentos hospitalares. Entretanto, a
ampliação do foco não restrito exclusivamente ao ambiente hospitalar se refere ao fato de que
as IRAS podem ocorrer em todos os níveis de atenção à saúde, a exemplo dos ambulatórios,
clínicas especializadas e assistência domiciliar. Devido a esse aspecto, o Centers for Disease
Control and Prevention (CDC), no guideline para precauções de isolamento de 2007, substitui
o termo infecção hospitalar por infecções relacionadas à assistência à saúde (SIEGEL et al.,
2007).
As IRAS constituem, cada vez mais, um assunto de destaque, seja pela sua
relevância, seja pelo impacto social, econômico e emocional, independente de suas taxas.
Anualmente, nos Estados Unidos ocorrem mais de dois milhões de casos de infecções
relacionadas à saúde, com cerca de 90 mil óbitos registrados. Estima-se, nesse contexto, que
mais de cinco milhões de dólares são gastos (RUTALLA et al., 2006).
No Brasil, apesar de não haver sistematização de informação sobre a incidência
das IRAS, o Ministério da saúde (MS) aponta que estas ocorram em uma taxa global de 9%,
sendo que os óbitos decorrentes atingem em média 14% (SANTOS et al., 2005).
Dentre os microrganismos causadores das IRAS, as bactérias contribuem com
aproximadamente 95% das infecções, com um percentual considerável de isolados
bacterianos resistentes aos antimicrobianos. Os isolados bacterianos na forma resistente
crescem mesmo em concentrações de antimicrobianos consideradas suficientes para inibir
aqueles sensíveis – ou seja, crescem em doses já consideradas tóxicas. Tais isolados
bacterianos são classificados como resistentes, podendo apresentar resistência a uma ou mais
classes de agentes antimicrobianos (HOSPITAL INFECTION CONTROL PRACTICES
ADVISORY COMMITTEE - HICPAC, 2006; WRIGHT, 2007).
A manifestação de resistência aos antimicrobianos pelos microrganismos,
inicialmente, relaciona-se com a prescrição desses agentes para o tratamento das IRAS,
ocasionando a pressão seletiva. O uso dos antimicrobianos pode selecionar cepas
naturalmente resistentes ou aquelas previamente sensíveis, que adquiriram mecanismos de
resistência. Entretanto, dada a falta de controle da situação, merece destacar a disseminação
15
Introdução
de tais cepas, seja entre profissionais e pacientes, paciente e ambiente, e outras formas
(HICPAC, 2006; VERMELHO, BASTOS, SÁ, 2007).
A resistência aos antimicrobianos é uma preocupação mundial e crescente. A
transferência de microrganismos resistentes entre pacientes, possivelmente, ocorre via mãos
dos profissionais de saúde, que podem se contaminar em ocasião de contato com o paciente e
superfícies ambientais (SEHULSTER et al., 2004).
As bactérias presentes nas mãos dividem-se em dois grupos: a) residentes; e b)
transitórias. As residentes se encontram abaixo das células superficiais da epiderme;
colonizam os animais, inclusive os seres humanos, a partir do nascimento; em condições de
equilíbrio não causam doenças; e constituem a microbiota normal (TORTORA, FUNKE,
CASE, 2005; OMS, 2009).
A microbiota transitória é composta por microrganismos presentes na camada mais
superficial da pele; são facilmente removidas durante a lavagem das mãos; geralmente, não se
multiplicam na pele, mas podem sobreviver; e sendo de fácil remoção, possivelmente são
transferidos para diferentes locais, e assim microrganismos podem ser disseminados entre
pacientes, superfícies do ambiente próximas desses, entre profissionais da saúde e pessoas que
circulam no setor (TORTORA, FUNKE, CASE, 2005; OMS, 2006).
A presença de bactérias resistentes, a exemplo de Staphylococcus aureus
resistente à meticilina (MRSA), na microbiota transitória das mãos dos profissionais de saúde
e em superfícies inanimadas do ambiente hospitalar sugere a contaminação cruzada. De modo
semelhante, pode ser observada a permanência de Enterococcus spp. resistente à Vancomicina
(VRE) nessas superfícies por até quatro meses. A contaminação ambiental por VRE pode ser
verificada em ambiente ocupado por pacientes colonizados e/ou infectados pelos
microrganismos (SEHULSTER et al., 2004; OMS, 2006; DREES, 2008).
De acordo com a Association for Professionals in Infection Control and
Epidemiology (APIC), são inaceitáveis práticas e comportamentos inseguros que coloquem
em risco pacientes e profissionais de saúde. Nesse contexto, a conduta dos profissionais de
saúde para a realização de medidas de controle da disseminação de microrganismos é de
extrema importância. Apesar disso, a aderência dos profissionais a tais medidas é
insatisfatória, a exemplo da adesão à higienização das mãos, com médias inferiores a 50% em
quase
todos
os
países
(WARYE,
MURPHY,
2008;
OLIVEIRA,
CARDOSO,
MASCARENHAS, 2009).
16
Introdução
A prevenção da disseminação de bactérias resistentes nos estabelecimentos de
saúde se justifica pelas reduzidas alternativas de tratamento das infecções, devido a seu
padrão de não resposta a determinados antimicrobianos, apesar das manifestações clínicas
semelhantes àquelas originadas de organismos sensíveis. As infecções causadas por
microrganismos resistentes prolongam o período de internação, elevam custos e provocam a
mortalidade. As repercussões são percebidas também nos altos custos sociais, com
decréscimo da produtividade e da qualidade de vida para os pacientes e familiares (HICPAC,
2006).
A prevalência de cepas bacterianas resistentes varia de acordo com o
estabelecimento de saúde, a especialidade, a localização geográfica, o tempo de permanência
do paciente e seu perfil no serviço (CRISÓSTOMO et al., 2001; SADER; JONES; GALES, et
al., 2004; HICPAC, 2006).
A ocorrência das infecções causadas por microrganismos resistentes constitui um
problema mundial de saúde pública. Bactérias resistentes, como Acinetobacter baumannii,
Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella pneumoniae e Enterococcus
spp., tornam se cada vez mais comuns nas instituições de cuidados em saúde (TENOVER,
2006).
A descoberta dos antimicrobianos revolucionou o tratamento das infecções.
Entretanto, sua utilização indiscriminada levou ao rápido aparecimento da resistência
bacteriana, fato observado após a Segunda Guerra Mundial, com o surgimento de bactérias
Gram positivas resistentes às penincilinas. Desde seu aparecimento, a resistência bacteriana
apresenta prevalência crescente nos estabelecimentos de saúde (HICPAC, 2006; SILVEIRA,
et al., 2006).
O primeiro registro de MRSA ocorreu nos EUA, em 1968. Em 1999, o National
Nosocomial Infection Surveillance (NNIS) registrou que mais de 50% dos isolados de S.
aureus de pacientes em UTI constituíam MRSA. A crescente prevalência também se destaca
com VRE, que entre 1990 e 1997 aumentou de menos de 1% para 15%. Em 2003, o NNIS
registrou 28,5%. Para Pseudomonas aeruginosa, entre 1999 e 2003 houve um aumento de
23% para 29,5% de resistência as fluorquinolonas em UTI (HICPAC, 2006).
Atualmente, nos EUA 55% das infecções causadas por Staphylococcus aureus
estão relacionadas à MRSA. Na França, o isolamento de bactérias resistentes varia de 30% a
40%, podendo atingir uma porcentagem de até 78% nas unidades de cuidados intensivos
(GALLOISY-GUIBAL et al., 2006).
17
Introdução
Apesar de o perfil dos microrganismos resistentes variar de acordo com o
estabelecimento de saúde no ambiente hospitalar, em diversos estudos a Unidade de Terapia
Intensiva (UTI) é apontada como a de maior atenção quanto à prevalência de microrganismos
resistentes. A aquisição de infecção em UTI durante a internação constituiu fator de risco
independente para a ocorrência de óbitos entre pacientes (CORONA-NAKAMURA et al.,
2001; HARDY et al., 2006; HUANG, DATTA, PLAT, 2006; YLIPALOSAARI et al., 2006).
A ocorrência das infecções em UTI pode ser favorecida pela gravidade do
paciente, instabilidade do seu quadro clínico e necessidade de cuidados intensivos. Somam-se
a isso fatores como limpeza, desinfecção e estrutura física (CORONA-NAKAMURA et al.,
2001; HARDY et al., 2006; HUANG, DATTA, PLAT, 2006).
No Brasil, destacam-se algumas iniciativas, como: Programa de Vigilância
Epidemiológica e Resistência Antimicrobiana (SENTRY) para a América latina e Brasil; e o
estudo multicêntrico de vigilância anual Meropenem Yearly Susceptibility Test Information
Collection (MYSTIC) (SADER; JONES; GALES, et al., 2004; MENDES et al., 2005).
O SENTRY foi planejado para monitorar a susceptibilidade aos antimicrobianos
dos microrganismos causadores das IRAS e de infecções na comunidade e as tendências da
resistência bacteriana em escala global. Similarmente, o MYSTIC é um programa de
vigilância longitudinal que acompanha o padrão de susceptibilidade de bastonetes gram
negativos isolados de infecções nosocomiais aos antimicrobianos (SADER; JONES; GALES,
et al., 2004; MENDES et al., 2005).
De acordo com resultados do SENTRY para a América Latina e Brasil, os
bastonetes Gram negativos não fermentadores (Acinetobacter spp. e Pseudomonas
aeruginosa) multirresistentes e as Enterobacteriaceae (Escherichia coli, Salmonella spp.,
Shigella spp. e Proteus mirabilis) produtoras de betalactamases de espectro ampliado (ESBL)
constituem o principal problema de farmacorressitência desses países. Observam-se altas
taxas de isolados resistentes, exceto às polimixinas, desde o início do programa, em 1997
(SADER; JONES; GALES, et al., 2004).
Dos cocos Gram positivos, a resistência à oxacilina entre os estafilococos
representa um importante problema na América Latina. Como visto, também nos Estados
Unidos. Contudo, as taxas variam significativamente entre os hospitais e países, embora o
percentual de isolados de Staphylococcus aureus sensíveis à oxacilina originados de casos de
bacteremia do Brasil em comparação à América Latina tenha sido aproximado: 68,2% e
68,5%, respectivamente (SADER; JONES; GALES, et al., 2004).
18
Introdução
Uma análise do MYSTIC em sete centros brasileiros, distribuídos entre São Paulo,
Rio de Janeiro, Florianópolis e Brasília, durante o ano de 2002, constatou que os
microrganismos mais frequentes foram: Pseudomonas aeruginosa e Acinetobacter
baumannii, com elevadas taxas de resistência a todos antimicrobianos testados, inclusive
carbapenêmicos, imipenem e meropenem (tabela 1) (MENDES et al., 2005).
TABELA 1
Padrões de susceptibilidade de Acinetobacter baumannii e Pseudomonas aeruginosa –
Programa MYSTIC do Brasil 2002
Sensível
Intermediário
Resistente
MIC50
MIC90
%
%
%
µg/ml
µg/ml
Imipenem
57,3
6,6
36,1
2
>32
Meropenem
59,8
7,1
33,1
0,75
>32
Ciprofloxacina
53,6
10,2
36,2
16
>32
Imipenem
88,4
1,2
10,4
0,75
>32
Meropenem
89,5
0,0
10,5
1
>32
Ciprofloxacina
31,4
12,8
55,8
32
>32
Espécies/antimicrobianos
Pseudomonas aeruginosa
(n=166)
Acinetobacter baumannii
(n=86)
Fonte: MENDES et al., 2005, p. 48 (adaptada informações apenas das espécies bacterianas de
interesse nesse estudo).
A principal fonte desses microrganismos resistentes no ambiente hospitalar são os
pacientes colonizados e/ou infectados. No entanto, equipamentos, superfícies inanimadas
próximas ao paciente e frequentemente tocadas pelos profissionais, água e soluções podem se
tornar contaminados, compondo potenciais reservatórios para infecções (HORAN, ANDRUS,
DUDECK, 2008).
A possível participação do ambiente como reservatório de microrganismos de
importância clínica – ou seja, de fácil disseminação, resistentes aos antimicrobianos, e
emergente ou reemergente – já era questionada em meados de 1970. Todavia, o
monitoramento ambiental foi desaconselhado, devido à não associação das taxas de IRAS
19
Introdução
com os níveis de contaminação do ar ou superfícies ambientais, pela falta de padrões de níveis
permissíveis de contaminação para essa avaliação (SEHULSTER et al., 2004).
O questionamento da participação ambiental na disseminação de microrganismos
ganhou recentemente novo destaque, em razão da contaminação de superfícies inanimadas
por bactérias resistentes, apontado em diversos estudos, sendo possíveis reservatórios para as
infecções (LEMMEN et al., 2004; SEXTON et al., 2006).
Em análise da disseminação por meio da relação clonal entre isolados bacterianos
de paciente e ambiente, constatou-se a presença de isolados idênticos de MRSA nas
enfermarias em distâncias consideráveis daqueles pacientes colonizados pelo mesmo isolado
bacteriano (HARDY et al., 2006).
A identificação de possíveis reservatórios para a prevenção da disseminação de
microrganismos causadores de infecções nos estabelecimentos de saúde é uma importante
estratégia para o controle da resistência bacteriana e das IRAS, por favorecer a revisão e
elaboração de medidas preventivas (TALON, 1999; HARDY et al., 2006; PETIGNAT et al.,
2006; SEXTON et al., 2006; BOYCE, 2007).
Para a análise da disseminação ambiental de bactérias resistentes, observa-se que a
utilização de métodos de tipificação molecular, associados aos de identificação bioquímica,
podem auxiliar no esclarecimento de prováveis reservatórios desses microrganismos. Estes
métodos tornam possíveis as análises de similaridade entre cepas isoladas no ambiente e no
paciente (OSBORN; SMITH, 2005).
Uma similaridade entre isolados bacterianos de 70% ou mais pode conferir
segurança da disseminação de uma mesma espécie. Amostras clínicas, como hemocultura de
pacientes, merece destaque na análise de similaridades dos microrganismos identificados com
aqueles isolados do ambiente por meio de técnicas de biologia molecular (WAYNE et al.,
1987).
Entretanto, a propósito da contribuição ambiental, ainda são necessários mais
estudos para determinar as características epidemiológicas de microrganismos de importância
clínica quando presentes nas superfícies, soluções, equipamentos, e, possível similaridade
com isolados de amostras de pacientes.
A determinação dessas características constitui fundamental importância para a
descrição de possíveis reservatórios de microrganismos resistentes no ambiente hospitalar,
pois, apesar da possibilidade de contaminação desse ambiente, o perfil e a ocorrência dos
microrganismos variam conforme o estabelecimento de saúde.
20
Introdução
Embora se considere a possibilidade de contaminação do ambiente hospitalar por
microrganismos de relevância clínica, ainda não se conhecem a distribuição e a
susceptibilidade aos antimicrobianos da microbiota presente nas superfícies, soluções e
equipamentos da UTI adulto de Belo Horizonte escolhida para este estudo, tais como:
espécies de importância epidemiológica, susceptibilidade dos isolados aos antimicrobianos
utilizados e possível relação com isolados de hemocultura de pacientes desta UTI.
Portanto, nesse contexto, tornou-se relevante questionar se há relação entre os
isolados de pacientes em hemocultura de rotina e a possível contaminação de superfícies
inanimadas, equipamentos e soluções de uma UTI, considerando-se os microrganismos de
maior prevalência apontados na literatura e de importância epidemiológica na instituição
(Acinetobacter baumannii, Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa, Klebisiella
pneumoniae e Enterococcus spp.).
Espera-se com os resultados obtidos contribuir para maior divulgação da
participação do ambiente na transmissão cruzada de microrganismos; nortear a revisão ou
implementação das políticas de controle do ambiente; cooperar para aproximação dos
resultados com a realidade da prática assistencial, fornecendo dados que permitam aos
profissionais repensar condutas e seu papel na interrupção da cadeia de transmissão; e,
sobretudo, favorecer a adesão às recomendações de biossegurança, entendidas como adesão
ótima à higienização das mãos e cuidados individuais e coletivos, com a adoção de
precauções específicas às doenças, de forma a assegurar o exercício das atividades
assistenciais com maior segurança (OLIVEIRA, 2005).
A divulgação dos resultados poderá, ainda, colaborar para a estimulação de
iniciativas como o uso criterioso dos antimicrobianos, considerando a emergência da
resistência bacteriana em bactérias comensais. Este aspecto desperta a atenção para
microrganismos até então considerados pouco virulentos, com destaque para Staphylococcus
epidermidis.
Almeja-se que os resultados deste estudo colaborem também para o conhecimento
da microbiota do ambiente da UTI adulto, seu perfil de sensibilidade aos antimicrobianos e
possível similaridade com isolados bacterianos de hemoculturas do setor, assim como para a
identificação dos objetos e superfícies mais frequentemente contaminados com potencial de
reservatório de patógenos que necessitem de maior atenção na prática diária e medidas de
controle da disseminação ambiental.
21
Objetivos
2. OBJETIVOS
Objetivo geral
v Determinar as características epidemiológicas de microrganismos de importância
clínica quando presentes nas superfícies, soluções, equipamentos e hemocultura de
pacientes de uma Unidade de Terapia Intensiva.
Objetivos específicos
v Identificar as espécies bacterianas isoladas de superfícies, soluções e equipamentos;
v Definir o perfil das bactérias isoladas quanto à susceptibilidade antimicrobiana;
v Verificar possível relação clonal entre os isolados bacterianos isolados em unidades do
paciente na Unidade de Terapia Intensiva e aqueles obtidos de hemoculturas de
pacientes;
v Mapear a prevalência de microrganismos isolados segundo sua localização quanto às
superfícies inanimadas (grade da cama, mesa de cabeceira, torneira e pia),
equipamentos (monitor de função cardíaca, ventilador mecânico e estetoscópio) e
soluções (PVP-I, sabão e desinfetantes).
22
Revisão de Literatura
3. REVISÃO DE LITERATURA
Atualmente, as IRAS destacam-se como um dos principais desafios à garantia de
um cuidado seguro, seja no âmbito hospitalar, seja nos cuidados domiciliares (PITTET,
2005).
No entanto, não se trata de um fato recente. Desde a Idade Média há relatos da
disseminação de infecções nas instituições que abrigavam, indiscriminadamente, sem
condições sanitárias adequadas, doentes, peregrinos, pobres e inválidos (FONTANA, 2006).
A partir do século XVIII, os hospitais receberam uma conotação de local para
medicalização, e não apenas de abrigo. Até então as pessoas obtinham atendimento médico
em domicílio. As condições sanitárias desses hospitais foram melhoradas apenas no século
XIX, a partir das intervenções de Florence Nightingale, que destacou a importância da
limpeza, luz, calor e ar puro para a recuperação da saúde. Na mesma época, por volta de 1847,
foi também preconizada a higienização das mãos, por Semmelweis. Essas intervenções
constituíram as primeiras medidas de prevenção da disseminação de infecções no ambiente
hospitalar (FONTANA, 2006).
Apesar do controle ambiental preconizado, existiam outras fontes para infecções,
como o próprio tratamento das doenças com técnicas cada vez mais invasivas, a exemplo das
cirurgias, sem assepsia. Ou seja, não havia garantia da ausência de microrganismos nos
instrumentais. Ressalta-se que o conhecimento microbiológico foi efetivamente associado à
prática hospitalar no século XX, impulsionado pelo avanço científico e tecnológico
(FERNANDES, 2000).
O tratamento das infecções por meio de antibióticos – isto é, seu uso clínico – só
ocorreu no século XX, embora, o isolamento de princípios ativos seja observado desde o
século XVI, com os alquimistas. O termo antibiótico originou-se de antibiose, definido como
“antagonismo aos seres vivos em geral” (FERNANDES, 2000).
O uso clínico dos antibióticos, a partir da década de 1940, com as penicilinas,
trouxe a ideia de que problema das infecções havia sido solucionado. Entretanto, em um curto
período de tempo, em 1946, já se registravam isolados bacterianos não sensíveis às
penicilinas. Assim, teve-se início o desafio contra a resistência bacteriana. A partir de então,
novos fármacos foram sintetizados, seguidos do surgimento de isolados resistentes a eles
(FERNANDES, 2000; ROSSI, ANDREAZZI, 2005).
23
Revisão de Literatura
A apresentação de mecanismos de resistência pelas bactérias foi provavelmente
favorecida pelo uso inadequado dos antimicrobianos. Por volta das décadas de 1960 e 1970, o
uso indiscriminado das penicilinas semissintéticas e das penicilinas de espectro ampliado e
cefalosporinas favoreceu a emergência de MRSA (FERNANDES, 2000; ROSSI,
ANDREAZZI, 2005).
De acordo com a terminologia estabelecida, incluem na categoria de resistentes os
isolados bacterianos com crescimento in vitro nas concentrações séricas de antimicrobianos
(Clinical and Laboratory Standards Institute - CLSI, 2009).
Os parâmetros para a avaliação da susceptibilidade antimicrobiana – ou seja, a
comparação da inibição dos isolados pelos agentes antimicrobianos – são propostos por um
subcomitê composto por microbiologistas, agências governamentais, profissionais de saúde,
educadores e farmacêuticos, cujos objetivos são:
1) desenvolver métodos de referência padrão para testes de susceptibilidade antimicrobiana;
2) prover parâmetros de controle de qualidade para os testes;
3) estabelecer critérios interpretativos para os resultados dos testes de susceptibilidade
antimicrobiana padronizados;
4) prover sugestões para testes e estratégias de relatos clinicamente relevantes e custo-efetivo;
5) otimizar continuamente os padrões utilizados e detecção de mecanismos emergentes de
resistência mediante a revisão e o desenvolvimento de novos métodos, critérios de
interpretação, e parâmetros de controle de qualidade;
6) educação dos usuários, por meio da comunicação de padrões e manuais; e
7) prover o diálogo entre os usuários dos métodos.
Os métodos utilizados para a análise da susceptibilidade in vitro de
microrganismos aos antimicrobianos são: técnica de disco de difusão em Agar; e técnica da
diluição de antimicrobianos em ágar ou caldo (CLSI, 2009).
Na técnica de diluição, a atividade antimicrobiana in vitro de um agente contra um
isolado bacteriano é mensurada quantitativamente para várias concentrações que podem ser
testadas. Nesta técnica, pode-se determinar a concentração inibitória mínima (MIC) de um
antimicrobiano para determinado isolado bacteriano. As concentrações testadas derivam,
tradicionalmente, da diluição seriada (duas vezes). O MIC trata-se da menor concentração do
antimicrobiano capaz de inibir o crescimento de um microrganismo. Sua determinação na
prática clínica tem fundamental importância, pois indica a concentração necessária desses no
24
Revisão de Literatura
local da infecção para inibir o microrganismo causador. No entanto, não representa um valor
absoluto (CLSI, 2009).
A determinação da concentração inibitória mínima de um antimicrobiano favorece
a escolha de uma dosagem adequada, evitando o seu uso indiscriminado. Consequentemente,
a escolha da dose correta pode prevenir ou adiar a resistência bacteriana (CLSI, 2009).
Na análise da susceptibilidade in vitro de microrganismos aos antimicrobianos por
meio do disco de difusão, observa-se a presença ou ausência de uma zona de inibição. A zona,
ou halo, de inibição é determinada pela medida do diâmetro em torno do disco impregnado
pelo antimicrobiano no qual foi verificado a ausência do crescimento do microrganismo
testado (CLSI, 2009).
O halo de inibição em torno do disco pela técnica padronizada, conforme o CLSI,
deve correlacionar-se com o MIC para aquele microrganismo. O diâmetro do halo de inibição
é mensurado em milimetros (Figura 1) (CLSI, 2009).
Ausência do halo de
inibição. Crescimento
do isolado bacteriano
em torno do disco
contendo
antimicrobiano.
Halo de inibição
formado
em
torno do disco
contendo
antimicrobiano.
.
FIGURA 1 - Teste de disco de difusão em ágar Muller Hinton com discos de ceftriaxona,
ciprofloxacina e vancomicina
As análises da susceptibilidade in vitro de microrganismos aos antimicrobianos
são indicadas quando o microrganismo causador da infecção está relacionado às espécies que
podem apresentar resistência aos antimicrobianos comumente utilizados.
Nos testes de rotina, a seleção dos antimicrobianos para a verificação da
susceptibilidade de microrganismos é baseada no consenso do laboratório clínico, em
conformidade com os controladores das infecções, farmácia, terapeutas e comissões de
controle de infecção. As recomendações do CLSI quanto ao teste dos antimicrobianos para
25
Revisão de Literatura
cada grupo de microrganismos considera agentes de eficácia comprovada com aceitável
atividade nos testes in vitro.
Os agentes antimicrobianos são classificados para uso de acordo com a sua
eficácia clínica, prevalência de resistência, custos e recomendações em consenso para a
escolha primária ou alternativa de um antimicrobiano, entre outros aspectos. Quanto à
utilização de um agente antimicrobiano estes podem ser classificados pela escolha de uso
primário, secundário ou alternativo (CLSI, 2009).
Para o controle da qualidade dos testes, recomenda-se a utilização de isolados da
coleção American Type Culture Collection (ATCC), que, sabidamente, são inibidos (controle
positivo) ou não (controle negativo) pelo agente antimicrobiano para as espécies testadas
(CLSI, 2009).
Os resultados dos testes de susceptibilidade in vitro dos microrganismos aos
antimicrobianos são reportados em três categorias:
a) Isolados sensíveis – com o crescimento inibido em concentrações usuais do agente
antimicrobiano para tratamento das infecções. Na leitura do antibiograma, os isolados
sensíveis apresentam maiores halos de inibição em torno do disco contendo antimicrobiano.
b) Isolados intermediários – apresentam o valor de MIC próximo à concentração sérica do
antimicrobiano, com possibilidade de menor inibição do crescimento em comparação aos
sensíveis.
c) Isolados resistentes – com crescimento nas concentrações testadas. Ou seja, não são
inibidos na presença do antimicrobiano. Para os isolados resistentes, observam-se halos
menores ou ausentes em torno do disco contendo antimicrobiano.
Para categorizar os isolados bacterianos como sensíveis, intermediários ou
resistentes nos testes por discos de difusão, os halos de inibição são mensurados em
milímetros e comparados aos pontos de corte das medidas do halo específicos para cada
espécie bacteriana e antimicrobianos nas concentrações testadas.
Quanto à leitura dos testes de diluição dos antimicrobianos são registradas as
concentrações mínimas do antimicrobiano, na qual foi observada inibição do crescimento do
isolado bacteriano, em comparação com os pontos de corte do MIC, específicos para cada
espécie bacteriana e antimicrobianos nas concentrações testadas.
26
Revisão de Literatura
Na tabela 2, são apresentados os pontos de corte de acordo com a medida do halo
de inibição e concentração inibitória mínima para as espécies Acinetobacter baumannii,
Pseudomonas aeruginosa, Staphylococcus spp. e Enterococcus spp. em relação a alguns
antimicrobianos utilizados na instituição em estudo: ceftriaxona, ciprofloxacina, imipenem e
vancomicina.
TABELA 2
Valores de MIC e halo do disco de difusão para classificação dos isolados de Pseudomonas
aeruginosa, Acinetobacter baumannii, Staphylococcus spp. e Enterococcus spp. quanto à
susceptibilidade aos antimicrobianos testados, conforme padronização do CLSI 2009
Espécie
bacteriana
Antimicrobiano
Ponto de corte – disco de Ponto de corte do MIC
difusão (milímetros)
(microlitros por ml)
S
I
R
S
I
R
Pseudomonas
aeruginosa
Ciprofloxacina 5 µg
≥ 21
16-20
≤15
≤1
2
≥4
Ceftriaxona 30 µg
≥ 21
14-20
≤13
≤8
16-32
≥64
Imipenem 10 µg
≥16
14-15
≤13
≤4
8
≥16
Ciprofloxacina 5 µg
≥21
16-20
≤15
≤1
2
≥4
Ceftriaxona 30 µg
≥21
14-20
≤13
≤8
16-32
≥64
Imipenem 10 µg
≥16
14-15
≤13
≤4
8
≥16
Ciprofloxacina 5 µg
≥21
16-20
≤15
≤1
2
≥4
Ceftriaxona 30 µg
≥21
14-20
≤13
≤8
16-32
≥64
S. -
-
-
≤2
4-8
≥16
Vancomicina
– Estafilococos
coagulase negativo
-
-
≤4
8-16
≥32
Ciprofloxacina 5 µg
≥21
16-20
≤15
≤1
2
≥4
Vancomicina 30 µg
≥17
15-16
≤14
≤4
8-16
≥32
Acinetobacter
baumannii
Staphylococcus
spp.
Vancomicina
aureus
Enterococcus
spp.
–
Fonte: Clinical and Laboratory Standards Institute, v. 29, n. 3, 2009, p. 45-58, 61-62.
(adaptada para restrição apenas de interesse neste estudo).
S = sensível, I = intermediário, R = resistente
27
Revisão de Literatura
Algumas bactérias apresentam resistência natural a uma ou mais classes de
antimicrobianos. Entretanto, um aspecto preocupante sobre a resistência bacteriana é a seleção
de isolados resistentes em populações susceptíveis, que, sob a pressão seletiva de antibióticos,
proliferam e disseminam no ambiente hospitalar ou, mesmo, na comunidade (TENOVER,
2006).
Os mecanismos de resistência adquiridos podem ser: efluxo do antimicrobiano;
aquisição de genes codificadores de enzimas, como as beta-lactamases; alteração da parede
celular nos sítios de ligação; e limitação do acesso da droga ao alvo intracelular (TENOVER,
2006).
Populações sensíveis também podem adquirir resistência pela transferência de
material genético de outras bactérias resistentes, por meio da transformação, conjugação ou
transdução com transposons. Este processo facilita a incorporação de genes, codificadores de
resistência aos diversos antimicrobianos, para o genoma de uma bactéria sensível ou seu
plasmídeo, tornando-a multirresistente (TENOVER, 2006).
No mecanismo de transformação (Figura 2), o material genético dispersado no
meio é incorporado ao genoma de uma célula bacteriana receptora (VERMELHO, BASTOS,
SÁ, 2007).
FIGURA 2 - Mecanismo de transformação genética em bactérias
Fonte: VERMELHO, BASTOS, SÁ, 2007, p. 473.
Na conjugação (Figura 3), geralmente ocorre a transferência do DNA do
plasmídeo de uma célula bacteriana para outra. Pode ocorrer entre diferentes espécies e
gêneros, a exemplo da transferência de genes codificadores de resistência aos
antimicrobianos. No ambiente hospitalar, entre bactérias de importância epidemiológica essa
28
Revisão de Literatura
transferência de material genético possivelmente favorece a aquisição de múltiplos genes de
resistência (SHERLEY et al., 2004).
A colonização e/ou infecção de pacientes por mais de um tipo de microrganismo
resistente, como observado no cotidiano das unidades de isolamento em UTI podem constituir
um meio adequado para transferência de genes codificadores para resistência entre patógenos,
favorecendo a multirresistência.
O surgimento de microrganismos multirresistentes em UTI ainda pode ser
favorecido pela pressão seletiva causada pela diversidade de agentes antimicrobianos
utilizados para tratamento das infecções.
FIGURA 3 - Mecanismo de conjugação em bactérias
Fonte: VERMELHO, BASTOS, SÁ, 2007, p. 485.
29
Revisão de Literatura
Na transdução (Figura 4), há transferência de material genético entre bactérias por
meio de um bacteriófago; vírus que se replica em bactérias, constituindo vetor para
transferência de genes entre elas (VERMELHO, BASTOS, SÁ, 2007).
FIGURA 4 - Mecanismo de transdução
Fonte: VERMELHO, BASTOS, SÁ, 2007, p. 496.
Para os propósitos epidemiológicos, microrganismos multirresistentes são aqueles
(principalmente, bactérias) que apresentam resistência a mais de um antimicrobiano. De
acordo com o guideline para controle dos microrganismos resistentes nos estabelecimentos de
saúde, atenção especial deve ser conferida ao controle de Staphylococcus aureus resistentes à
meticilina e enterococos resistentes à vancomicina, e de certos bacilos Gram negativos
(BGN), inclusive os produtores de beta-lactamases de amplo espectro, e Acinetobacter
baumannii, devido à frequência de resistência destes aos principais antimicrobianos
disponíveis e registros atualmente na comunidade (HICPAC, 2006).
Os betalactâmicos ainda hoje são muito utilizados, em razão da sua efetividade,
baixo custo e efeitos adversos mínimos. Atuam na formação da parede celular bacteriana,
conferindo ligações mais fracas no peptideoglicano, resultando em lise celular (WILK,
LOVERING, STRYNADKA, 2005).
30
Revisão de Literatura
Os mecanismos gerais de resistência aos beta-lâctamicos são: inativação do
antibiótico pelas beta-lactamases produzidas por diversas espécies bacterianas; modificação
das proteínas de ligação à penicilina (PBP); comprometimento da penetração do antibiótico
até as PBP alvo; e presença de uma bomba de efluxo. A alteração das PBP alvo foi observada
em estafilococos resistentes à meticilina (KATZUNG, 2005; WILK, LOVERING,
STRYNADKA, 2005).
Dentre os mecanismos de resistência, o mais comum é a produção de betalactamases, sendo que já foram identificados mais de 470 tipos, sendo classificadas em quatro
classes, de A a D, de acordo com a semelhança. O comprometimento da penetração do
antibiótico é comum nos Gram negativos, devido à falta de permeabilidade da membrana
externa destes, como pode ser visto na figura 5 (KATZUNG, 2005; WILK, LOVERING,
STRYNADKA, 2005).
FIGURA 5 - Mecanismos de resistência bacteriana aos antimicrobianos
Fonte: WINN JR et al., 2008, p. 945.
Diversos são os mecanismos de resistência adquiridos ou naturais de uma espécie
de microrganismo. Tal aspecto reforça o desafio da resistência bacteriana em relação à
disponibilidade de antimicrobianos para tratamento das infecções por microrganismos
resistentes, evidenciando a necessidade de maior controle de disseminação deles.
31
Revisão de Literatura
No caso das beta-lactamases, destaca-se que essas enzimas estão amplamente
disseminadas entre bactérias Gram negativas e Gram positivas. Essas enzimas atuam na
degradação ou modificação do antibiótico antes que este atinja seu sítio de ação. Um grupo
amida do anel beta-lactâmico é hidrolizado por tais enzimas (WILK, LOVERING,
STRYNADKA, 2005).
Das famílias de beta-lactâmicos penilicilinas, cefalosporinas (cefalotina,
ceftriaxona), monobactâmicos (aztreonam) e carbapenêmicos (imipenem, meropenem), a
última não apresenta hidrólise por beta-lactamases devido à sua diferente configuração
estereoquímica no anel lactâmico. Neste caso, os carbapenemicos, a exemplo do imipenem,
tornam-se uma escolha para tratamento de infecções por espécies produtoras de betalactamases. No entanto, o imipenem pode ser hidrolisado por todos tipos de metalo-βlactamases produzidas por algumas bactérias gram negativas, a exemplo de Acinetobacter
baumannii e Pseudomonas aeruginosa (BORGMANN et al., 2004; KATZUNG, 2005).
De acordo com estudos moleculares, há dois tipos de enzimas que hidrolizam os
carbapenêmicos descritas: enzimas serinas, que possuem uma fração serina no seu sítio ativo;
e metalo-β-lactamases (MBLs), que requerem cátions divalentes, geralmente o zinco, como
cofator metálico para a atividade enzimática. Observa-se que elas podem ser inibidas pelo
ácido etilenodiamino tetraacético (EDTA), assim, como outros agentes quelantes de íons
divalentes (WALSH, 2005).
Quanto à bomba de efluxo, existem cinco famílias de proteínas, todas associadas
com a multirresistência aos antimicrobianos, a saber: superfamília ABC (ATP-binding
cassette); os fatores principais (major facilitador superfamily - MFS); família de exclusão
(multidrug and toxic-compound extrusion - MATE); pequena resistência à múltiplas drogas
(small multidrug resistance - SMR); e resistência-nodulação-divisão (RND). A classificação
das famílias baseia-se no número de componentes, no número de regiões transmenbranares
que a proteína transportadora possui, na fonte de energia utilizada e no tipo de substrato
exportado pela bomba (PIDDOCK, 2006).
A bomba de efluxo, possivelmente, constitui o mecanismo mediador quando há
aumento simultâneo da concentração inibitória mínima para três ou mais antimicrobianos por
um isolado bacteriano de paciente em particular quando comparada à mesma espécie
susceptível ou a este isolado antes da terapia. Alguns microrganismos, a exemplo de
Pseudomonas aeruginosa, apresentam mais de uma família de proteína de bomba de efluxo
(PIDDOCK, 2006).
32
Revisão de Literatura
No tratamento das infecções causadas por bactérias Gram positivas, a vancomicina
possui potente atividade, afetando a formação do peptídeoglicano da parede celular desses
microrganismos. Este antibiótico constitui terapia indicada para tratar infecções causadas por
Staphylococcus aureus. Entretanto, na Europa, em 1988, foram isolados os primeiros casos de
enterococos resistentes à vancomicina (VRE) e, em 2002, nos EUA, detectou-se
Staphylococcus aureus resistente à vancomicina (VRSA). A colonização intestinal por VRE
de pacientes com longo tempo de internação pode resultar em fonte de infecções para
imunocomprometidos (CDC, 2002a; SILVEIRA, et al., 2006).
No Brasil, observa-se maior prevalência de Gram negativos, como Pseudomonas
aeruginosa e Acinetobacter baumannii, com destaque para as UTI, com isolados resistentes
aos carbapenêmicos. Na análise de uma UTI de São Paulo, registrou-se a disseminação entre
pacientes de um clone de Pseudomonas aeruginosa resistente aos carbapenêmicos.
Similarmente, destacou-se em uma UTI de Belo Horizonte para os isolados de Pseudomonas
aeruginosa de pacientes colonizados um percentual de 95% de resistência destes ao imipenem
(GALES et al., 2004; OLIVEIRA et al., 2007).
O Acinetobacter baumannii pode ser encontrado em diversos ambientes: solo,
água, animais e humanos. No entanto, no ambiente hospitalar verifica-se a presença deste
microrganismo em ferimentos traumáticos, corrente sanguínea e pneumonia associada à
ventilação mecânica, principalmente em UTI (GIAMARELLOU et al., 2008).
O sucesso como patógeno nosocomial de Acinetobacter baumannii se relaciona,
provavelmente, à multirresitencia aos antimicrobianos e à sobrevivência em ambientes de
pouca umidade e substrato, tornando-o causa de surtos nos níveis nacional e mundial (PEREZ
et al., 2007).
De modo semelhante, Pseudomonas aeruginosa pode sobreviver em condições
ambientais diversas. A espécie é comum em locais úmidos, podendo sobreviver em sabões e
desinfetantes. Raramente causa infecções em pessoas saudáveis. Contudo, em ambientes com
pacientes imunocomprometidos, principalmente UTI, é uma das principais causas de
infecções, inclusive pneumonias, com isolados resistentes aos carbapenêmicos (GALES et al.,
2004; ADACHI et al., 2009).
Após a associação de um microrganismo às infecções em determinado
estabelecimento de saúde, a permanência e a disseminação do mesmo no local dependem da
vulnerabilidade do hospedeiro, da pressão seletiva pelo uso de antimicrobianos, da pressão de
colonização (aumento do potencial de transmissão de grande número de pacientes colonizados
33
Revisão de Literatura
e/ou infectados) e do impacto da implementação e adesão às medidas de controle aplicadas
(HICPAC, 2006).
Os pacientes mais susceptíveis às infecções são aqueles com doenças graves,
principalmente com o sistema imunológico comprometido devido às terapias utilizadas,
submetidos a procedimentos cirúrgicos ou com dispositivos invasivos (HICPAC, 2006).
À medida que surgem novas tecnologias e terapias, a exemplo dos transplantes,
tende a aumentar a frequência de pacientes com a imunidade comprometida. Portanto, mais
susceptíveis às infecções por microrganismos oportunistas (SEHULSTER et al., 2004).
Os microrganismos oportunistas são geralmente definidos como aqueles nos quais
a patogenicidade é fortemente dependente, se não exclusivamente, do comprometimento do
sistema imune do hospedeiro. Tais organismos, se adquiridos do ambiente por pessoas
hígidas, permaneceriam em estado de latência, raramente desenvolvendo doença. Dessa
forma, o estado de doença seria principalmente definido mais pela situação do hospedeiro do
que pelo microrganismo (PIROFSKY; CASADEVALL, 2002).
Os pacientes em cuidados intensivos, na maioria das vezes, encontram-se com o
sistema imune debilitado por uma doença de base ou por modalidades de terapia, trauma,
falha respiratória e outras condições de risco (infarto do miocárdio, insuficiência cardíaca
congestiva, agravos renais, extremos de idade). Devido a essas condições esses pacientes têm
a susceptibilidade aumentada à colonização e/ou infecção por microrganismos resistentes
(HICPAC, 2006).
Somados à imunidade comprometida, outros fatores favorecem a aquisição de
patógenos pelos pacientes em UTI: exposição ao maior contato com profissionais de saúde
para a realização de procedimentos, uso de antimicrobianos e utilização de tratamentos mais
invasivos, dispositivos como cateteres, sondas e ventilação mecânica, além da permanência
quase sempre elevada nesta unidade (HICPAC, 2006).
Em razão da gravidade e da instabilidade do quadro clínico do paciente em UTI e
da necessidade de cuidados intensivos, somados a fatores do ambiente como limpeza,
desinfecção, estrutura física, quantidades de equipamentos e superfícies, considera-se também
a possibilidade de participação ambiental na disseminação de bactérias resistentes (HUANG,
DATTA, PLAT, 2006).
34
Revisão de Literatura
3.1. Disseminação de bactérias resistentes no ambiente hospitalar
A disseminação das IRAS frequentemente advém da contaminação cruzada. A via
mais comum de transferência de patógenos ocorre entre as mãos de profissionais de saúde e
pacientes (DREES et al., 2008).
No entanto, o ambiente hospitalar pode contribuir para a disseminação de
patógenos. Geralmente, o ambiente ocupado por pacientes colonizados e/ou infectados pode
tornar-se contaminado. As superfícies inanimadas e os equipamentos são possíveis fontes de
bactérias, principalmente as resistentes (DREES et al., 2008; KAYABAS et al., 2008).
Nas duas últimas décadas, observa-se uma maior atenção dispensada às superfícies
do ambiente hospitalar. Considerando a possível participação destas na transmissão de
microrganismos associados aos cuidados em saúde. Não raramente é apontada a
contaminação de equipamentos, superfícies e soluções de limpeza por microrganismos de
importância epidemiológica. No caso dos Enterococcus spp., de acordo com seu hábitat
natural, comumente encontrados no trato gastrointestinal de pacientes, o ambiente ocupado
por eles pode favorecer a contaminação e atuar como potencial reservatório (FALK et al.,
2000; HENGELHART, 2002; BOYCE, 2007; ROHR et al., 2009).
Em análise da disseminação de VRE, por meio da cultura de pacientes, superfícies
e mãos e/ou luvas de profissionais antes e após procedimentos, verificou-se que a taxa de
transferência do microrganismo foi de 10,6% entre superfícies e pacientes. Além das culturas
de pacientes, a sequência dos locais tocados pelos profissionais foi monitorada por cultivo de
amostras dessas superfícies e das mãos deles. Observou-se a transferência de VRE de
superfícies contaminadas para aquelas limpas por mãos de profissionais (DUCKRO et al.,
2005).
De modo semelhante, foram observados isolados idênticos de Acinetobacter
baumannii em secreções, ambiente e nas mãos de profissionais com resistência às
cefalosporinas e carbapenêmicos (EL SHAFIE, ALISHAQ, GARCIA, 2004).
Nesse aspecto, a recuperação dos microrganismos de superfícies inanimadas do
ambiente hospitalar constitui uma grande preocupação, pois advém daí a possibilidade de
sobrevivência de microrganismos, a exemplo do MRSA, VRE e Clostridium difficile, em
áreas clínicas por períodos variados, podendo permanecer viáveis por dias, semanas ou meses
(SEXTON et al., 2006; BOYCE, 2007).
35
Revisão de Literatura
A relação contaminação do ambiente hospitalar/superfícies inanimadas pode estar
diretamente associada a alguns mecanismos de disseminação, a saber: mãos, microbiota,
descamação e limpeza do ambiente. Na elevação do tempo de realização da limpeza em
consonância com protocolo institucional em duas UTIs de Boston, verificou-se que não houve
recuperação bacteriana como antes detectada em telefones, torneiras e bomba de infusão.
Todavia, há relato da persistência de VRE no ambiente devido à provável remoção
incompleta do patógeno durante a limpeza. A recontaminação foi constatada após algumas
semanas da troca de torneiras contaminadas, em surto por Pseudomonas aeruginosa, pela
possível formação de biofilme na tubulação de água (MARTINEZ et al., 2003PETIGNAT et
al., 2006; DREES et al., 2008).
Nas UTI, a contaminação das superfícies ambientais tem sido frequentemente
associada ao maior risco de aquisição de MRSA e VRE em situações endêmicas, enquanto
nos surtos destacam-se Acinetobacter baumannii e Pseudomonas aeruginosa resistentes ao
imipenem e meropenem. Nos surtos e nas situações endêmicas, já foram observados casos de
similaridade dos isolados bacterianos presentes em pacientes e superfícies ambientais,
reforçando a premissa de disseminação de microrganismos entre paciente e ambiente (BURES
et al., 2000; SIMOR, et al., 2002; PENA et al., 2003; DEPLANO et al., 2005; HAYDEN et
al., 2006; HARDY et al., 2006; ENOCH et al., 2008).
3.1.1 Manutenção do ambiente biologicamente seguro nos estabelecimentos de saúde
Registros de medidas de controle das doenças e infecções são concomitantes ao
nascimento da enfermagem científica com os postulados defendidos por Florence Nightingale
(1859) (FERNANDES, 2000; CARRARO, 2004; FONTANA, 2006).
Numa época pré-microbiana, na qual as infecções ameaçavam tanto quanto a
guerra, Florence defendia a necessidade de ambientes limpos e arejados, e maior separação
entre os pacientes, com registros estatísticos enfatizando o ser humano, o meio ambiente, a
saúde e a enfermagem (FERNANDES, 2000; CARRARO, 2004; FONTANA, 2006).
Na mesma época, de modo semelhante, o médico húngaro Ignaz Phillip
Semmelweis, após meticulosa observação da infecção puerperal entre mulheres assistidas por
parteiras e aquelas atendidas por médicos e estudantes, constatou a transmissão cruzada. Com
base nesse achado e outros relativos à disseminação de infecções Semmelweis defendia a
36
Revisão de Literatura
lavagem das mãos, instituindo sua obrigatoriedade para toda a equipe multiprofissional
(FERNANDEZ,
2009 apud THORWALD, s/d).
Contemporâneo de Florence e Semmelweis, John Snow reforça a necessidade de
medidas de controle das infecções durante uma epidemia de cólera em Londres (1854). Para
tanto, elaborou hipóteses de disseminação da cólera, sendo elas: via de disseminação entre as
pessoas (considerou ser via oro-fecal); período de incubação de 24 a 48 horas; capacidade de
reprodução do organismo no hospedeiro; importância da higiene relacionada à classe social (a
doença se espalhava na ausência de limpeza e higiene do ambiente e pessoas); e água utilizada
contaminada. Essas hipóteses foram coerentemente testadas antes do conhecimento do
microrganismo como agente causador (WELBOURN, 2009).
A preocupação com a segurança do paciente era percebida também no final dos
anos de 1800 e início dos de 1900 pela expressão recitada em latim e comumente utilizada:
primum non nocere, ou “primeiro não causeis dano” (SMITH, 2005).
Apesar das iniciativas para o controle de fatores ambientais, de modo a favorecer
um cuidado mais seguro, a prevenção das infecções retomava outros aspectos ainda não
controlados, como procedimentos cirúrgicos seguros, com técnicas de assepsia. A utilização
da antissepsia nos procedimentos cirúrgicos teve início com o sucesso da técnica elaborada
por Joseph Lister em 1867. Como citado anteriormente sobre a disponibilidade da penicilina
para uso clínico a partir 1939, por um breve período obteve-se um bom controle das infecções
hospitalares. Porém, desde a Segunda Guerra Mundial, com a ampla utilização dos agentes
antimicrobianos, observa-se crescente emergência de resistência bacteriana para as mais
diversas espécies causadoras das IRAS (LACERDA, EGRY,1997; SILVEIRA et al., 2006).
Nesse contexto, destacam-se políticas e os programas para o controle das infecções
relacionadas aos cuidados em saúde devido ao seu impacto nos pacientes e instituições. Na
década de 1970, nos Estados Unidos, foi lançado o sistema de vigilância das infecções
(National Nososcomial Infections Surveillance – NNIS), no qual informações de rotina de
vigilância das IRAS eram repassadas a uma base de dados nacional, de forma voluntária entre
setenta hospitais (Division of Healthcare Quality Promotion, CDC, Public health Service, US
Department of Health and Human Services, 2004).
Tais dados propiciaram a formulação de medidas de controle das infecções
conforme as características locais. Desde então, vêm sofrendo modificações até os dias atuais,
seja em seus critérios diagnósticos das IRAS ou medidas de prevenção em relação à
emergência de pandemias mundiais, como SARS, AH1N1 e outras (Division of Healthcare
37
Revisão de Literatura
Quality Promotion, CDC, Public health Service, US Department of Health and Human
Services, 2004).
No Brasil, diante dos desafios do cuidar em saúde e da necessidade de garantir a
qualidade da assistência, surgiram na década de 1970, as primeiras Comissões de Controle das
Infecções Hospitalares (CCIH). No entanto, o marco inicial de políticas de controle das
infecções no Brasil foi observado na década de 1980, com a Portaria 196, de 1983, com
recomendações para a instituição de CCIHs nos hospitais brasileiros (AZAMBUJA, PIRES,
VAZ, 2004).
Em 1998, foi estabelecida a Portaria 2616, em que foi definido o programa de
controle das infecções como as “ações mínimas necessárias, a serem desenvolvidas,
deliberada e sistematicamente, com vistas à redução máxima possível da incidência e da
gravidade das infecções dos hospitais”, além de estabelecer que cada hospital deveria possuir
uma Comissão de Controle de Infecção Hospitalar, sendo este um órgão de assessoria à
autoridade máxima da instituição e de execução das ações de controle da infecção hospitalar.
Apesar dos programas e dos esforços empregados para o controle das infecções,
um grande desafio em nível mundial tem sido evidenciado pela progressão da resistência
bacteriana. Há mais de duas décadas, observa-se crescente frequência de infecções por cepas
bacterianas resistentes aos antimicrobianos (MEYER et al., 2006).
Em relação aos desafios para o controle das IRAS e à resistência bacteriana, o
principio de segurança do paciente é retomado com um desafio da Organização Mundial de
Saúde (OMS): o World Alliance for Patient safety, que considera a necessidade de um
cuidado “limpo”, livre de contaminações, para a segurança do paciente. Este desafio é fruto da
magnitude alcançada pelas infecções, associada ao cuidado em saúde em nível global,
constituindo a principal ameaça à segurança do paciente nesses estabelecimentos, pelas
complicações, mortalidade e custos (PITTET; DONALDSON, 2005).
No contexto da resistência bacteriana, as medidas de prevenção e controle
merecem destaque. Para essas medidas, os possíveis reservatórios e os meios de transmissão
dos agentes causadores das infecções são de extrema relevância, pois um indivíduo não se
torna colonizado ou infectado por determinado patógeno sem primeiro ter ocorrido o contato
efetivo, qual seja, direto ou indireto, com um reservatório (FARR, 2006).
A principal fonte para a disseminação de patógenos são os pacientes colonizados
e/ou infectados. Na colonização, apesar de não haver sintomas clínicos e imunológicos de
infecção, os microrganismos estão presentes nas superfícies cutâneas e mucosas do indivíduo.
38
Revisão de Literatura
Portanto, os pacientes e profissionais de saúde colonizados constituem um inegável
reservatório, assim como as superfícies inanimadas e os equipamentos, muito tocados,
próximos aos pacientes (GALLOISY-GUIBAL et al., 2006; BOYCE, 2007).
Há registros da disseminação de VRE e MRSA em UTI adulto, observada em
relação
à localização
em
quartos
previamente ocupados
por
portadores
desses
microrganismos, com aumento significativo da possibilidade de aquisição para o próximo
paciente (HUANG et al., 2006).
Para a disseminação de VRE, a contaminação ambiental pode contribuir mesmo
após extensiva limpeza ambiental, provavelmente pelo fato de que o microrganismo pode
persistir no ambiente mesmo após uma média de 2,8 limpezas terminais pelo método
convencional em rotina do setor. Em avaliação da contaminação ambiental em UTI, foi
verificado risco elevado para colonização com VRE por pacientes na admissão em quartos
ocupados uma semana antes por indivíduo colonizado (MARTINEZ et al., 2003; DREES,
2008).
A persistência de bactérias resistentes em superfícies e equipamentos do ambiente
hospitalar provavelmente está relacionada à frequência na qual são limpos, à forma como é
realizada a limpeza, e ao uso adequado dos desinfetantes conforme concentração indicada e
técnica adequada de desinfecção de equipamentos em acordo com as indicações do fabricante,
dentre outros fatores.
Diante das evidências do potencial de reservatório do ambiente para bactérias
resistentes, diversas medidas de prevenção e o controle da disseminação ambiental desses
microrganismos são demonstradas (SEHULSTER et al., 2004; SIEGEL et al., 2007).
As recomendações para o controle da disseminação de microrganismos resistentes
podem ser agrupadas nas seguintes categorias: suporte administrativo; uso criterioso de
antimicrobianos; vigilância de rotina e de reforço; adoção às precauções padrão e de contato;
medidas ambientais; e educação (SEHULSTER et al., 2004; SIEGEL et al., 2007).
Para a garantia da efetividade dos programas de saúde e das medidas de controle
das infecções, em acordo com as necessidades observadas, inclui-se aqui: número suficiente
de profissionais, ou seja, política de pessoal, considerando o número mínimo de funcionários
por leito; participação de profissionais controladores das infecções nas decisões de reforma,
construção e arquitetura dos estabelecimentos de saúde; suporte dos laboratórios de
microbiologia; suprimento adequado de equipamentos; e avaliação e correção de possíveis
39
Revisão de Literatura
falhas que contribuem para a disseminação das infecções, com retorno e discussões dos
resultados com a equipe de trabalho (SIEGEL et al., 2007).
Quanto ao uso dos antimicrobianos, a limitação da sua utilização pode prevenir o
surgimento de microrganismos resistentes, como VRE e MRSA. Em diversos hospitais, certos
antimicrobianos são prescritos com restrição, a exemplo da vancomicina e imipenem,
reservados para o tratamento das infecções não responsivas a outros antimicrobianos (HALL,
2004; HICPAC, 2006).
Em associação ao uso criterioso dos antimicrobianos, a monitorização da
prevalência dos microrganismos resistentes, a emergência de novos perfis de resistência e a
avaliação das medidas de prevenção adotadas favorecem o controle das infecções. A
vigilância destes aspectos permite maior controle da disseminação de microrganismos
resistentes tanto nas situações endêmicas como nos surtos (HICPAC, 2006).
A utilização de medidas como as precauções padrão e de contato, de acordo com
cada situação, pode favorecer o controle das infecções e evitar gastos desnecessários ao usar
apenas recursos e equipamentos indispensáveis.
As precauções padrão constituem ações preventivas utilizadas no cuidado a todos
os pacientes, independente de seu diagnóstico. Essas ações preventivas incluem a utilização
de equipamentos de proteção individual (EPI), higienização das mãos, descarte adequado dos
materiais pérfuro-cortantes e vacinação contra hepatite B. Os objetos e equipamentos do
ambiente do paciente com provável contaminação devem ser manuseados de maneira a
prevenir a disseminação de patógenos (SIEGEL et al., 2007).
As precauções de contato são recomendadas para prevenir a transmissão de
microrganismos, principalmente os de importância epidemiológica que são disseminados pelo
contato direto ou indireto com o paciente e o ambiente. Um quarto privativo é desejável para
o paciente em precaução de contato quando possível. Porém, na impossibilidade deste,
enfatiza-se um maior espaço entre leitos, evitando compartilhamento de objetos, etc., além do
uso estrito de equipamento de proteção individual para os profissionais em contato com
paciente e áreas potencialmente contaminadas (SIEGEL et al., 2007).
O monitoramento das práticas de limpeza do ambiente, do emprego de objetos de
uso exclusivo para cada paciente, como termômetros e estetoscópios, do reforço do
treinamento da equipe que trabalha com a limpeza e da realização de culturas ambientais
quando houver evidências de fontes do ambiente também pode favorecer o controle da
disseminação ambiental de bactérias resistentes (SIEGEL et al., 2007).
40
Revisão de Literatura
Nesse sentido, cabe destacar a importância do treinamento periódico dos
profissionais responsáveis pela limpeza do ambiente hospitalar, pois, muitas vezes, superfícies
e equipamentos aparentemente limpos podem não receber a devida atenção no momento da
limpeza, seja pela não visualização de sujidade ou pela complexidade dos equipamentos
presentes no ambiente, dentre outros fatores.
A presença de microrganismos em superfícies ambientais pode ser influenciada
por umidade, substrato, quantidade de pessoas que transitam no local, tipo de superfície,
contato direto com o paciente e frequência na qual são tocadas (SEHULSTER et al., 2004).
A análise da contribuição do ambiente hospitalar na disseminação de doenças
compreende alguns critérios de avaliação do potencial e da força da evidência para uma fonte
ambiental ou sua significância na transmissão de agentes infecciosos (SEHULSTER et al.,
2004).
Os principais critérios ressaltados para a avaliação de uma fonte ambiental de
microrganismos são:
a) pode sobreviver em um fômite, ou seja, pode permanecer viável por tempo
suficiente para ser transferido para outros locais do ambiente hospitalar, para pacientes ou
para as mãos dos profissionais de saúde.
b) pode ser cultivado dos fômites em uso; isto é, pode ser recuperado desses
objetos pelo cultivo em meio de cultura.
c) pode proliferar no fômite; dependendo das características do microrganismo e
da quantidade de sujidade presente no fômite, ele pode ser multiplicar e aderir às superfícies
do objeto, formando biofilme.
d) Algumas formas de aquisição da infecção não podem ser explicadas por outros
modos reconhecidos de transmissão; ou seja, a contaminação de fômites em alguns casos
pode ser a causa plausível para a aquisição de infecção (SEHULSTER et al., 2004).
Os componentes necessários para a cadeia de infecção são: número adequado de
microrganismos (dose), virulência, hospedeiro susceptível, meio de transmissão, e, porta de
entrada adequada ao hospedeiro (SEHULSTER et al., 2004).
A análise microbiológica do ambiente, incluindo superfícies, apesar do custo
elevado, é indicada para investigações de surtos quando fontes ambientais ou fomites estão
implicados epidemiologicamente na disseminação de doenças. Mas a análise faz sentido
quando há correlação dos resultados microbiológicos com dados epidemiológicos ou estudos
41
Revisão de Literatura
que comparam isolados ambientais e clínicos pela epidemiologia molecular (SEHULSTER et
al., 2004).
Um fator intrínseco ao potencial de reservatório de microrganismos dos
estabelecimentos de saúde refere-se à limpeza conferida a esse ambiente. A limpeza reduz a
carga microbiana das superfícies, favorecendo o processo de desinfecção, no qual os
microrganismos são eliminados, restando apenas bactérias em forma de esporos, e a
esterilização que elimina todas as formas de vida microbiana (HICPAC, 2008).
Os equipamentos não críticos, a exemplo das máquinas de diálise, na ausência de
instruções do fabricante, geralmente requerem apenas limpeza, seguida de desinfecção
intermediária, com a eliminação das formas bacterianas vegetativas, mas não dos esporos.
Para termômetros, estetoscópios e, ocasionalmente, as superfícies externas de equipamentos,
como ventiladores mecânicos, são usualmente utilizados o álcool etílico, ou isopropílico, na
concentração entre 60% e 90% (v/v) (HICPAC, 2008).
A escolha de um desinfetante perpassa por questões importantes relacionadas ao
tempo necessário para a desinfecção, (sem danificar o equipamento ou superfícies), que pode
se relacionar à carga microbiana, presença de esporos, e características das superfícies, como
a porosidade, que requer agentes com maior capacidade de penetração. Para a escolha de
produtos desinfetantes é relevante considerar o tipo de superfície, os microrganismos
prevalentes na instituição, a concentração necessária e o uso correto do produto, assim como
avaliar a possibilidade de riscos ocupacionais (SPAULDING, EMMONS, 1958).
Dos produtos indicados para a desinfecção de superfícies e equipamentos nos
estabelecimentos de saúde, são mais utilizados o álcool e o hipoclorito de sódio. O álcool é
indicado na concentração de 70% em peso, com três aplicações em um período de dez
minutos. As superfícies devem ser friccionadas com álcool. Aguarda-se a secagem, o
procedimento é repetido três vezes. Pode ser utilizado na desinfecção concorrente, ou seja, a
desinfecção diária. Entretanto, o produto pode danificar plástico e borracha. O hipoclorito de
sódio para a descontaminação de superfícies é indicado na concentração de 1% de cloro ativo
(10:000 ppm) por dez minutos. Pode provocar corrosão em objetos metálicos, mas constitui
uma boa opção para pisos (BRASIL, 1994).
Na presença de matéria orgânica ou secreções, a limpeza e a desinfecção devem
ser imediatas. Para a limpeza, é recomendado o uso de luvas para remoção com material
absorvente, com descarte em locais apropriados, seguida da desinfecção. Dos desinfetantes
recomendados, o hipoclorito de sódio é um dos mais usados nessas situações. Em superfícies
42
Revisão de Literatura
não porosas, a diluição de 1:100 (500-615 ppm) de hipoclorito é
suficiente para
descontaminação após contato com sangue ou secreções. No caso de elevada quantidade de
material orgânico contaminante, a diluição de 1:10 (5.000 – 6.150 ppm) de hipoclorito de
sódio é indicada (BRASIL, 1994; CHITNIS et al., 2004; SEHULSTER et al., 2004).
Cabe ressaltar a importância do uso de EPI adequado para a realização desses
procedimentos de limpeza, observando-se as normas de biossegurança.
Uma opção abordada recentemente é a utilização da radiação ultravioleta para a
desinfecção de ambientes possivelmente contaminados por patógenos, sendo promissora para
a eliminação de esporos e biofilmes após fricção. No entanto, seu efeito na eliminação de
microrganismos depende de fatores como: intensidade da exposição, tempo e tipo de
microrganismo (CHRISTOFI et al., 2008; SUNG, KATO, 2010).
A ação germicida da radiação ultravioleta baseia-se na sua capacidade de danificar
o DNA. O efeito germicida está relacionado à dimerização das bases de timina adjacentes do
DNA. A alteração no DNA pela radiação ultravioleta não é seletiva para os microrganismos,
podendo alterar o DNA humano também. Dessa forma, sua utilização pode ser mais adequada
na limpeza terminal após a alta do paciente e antes da ocupação da unidade pelo próximo
(SUNG, KATO, 2010).
A descontaminação por vapor de peróxido de hidrogênio na limpeza terminal pode
permitir a eliminação de microrganismos geralmente persistentes em superfícies inanimadas,
tais como VRE e MRSA. O produto não deixa resíduos tóxicos no ambiente. Na etapa de
aeração, durante o procedimento, o peróxido de hidrogênio, por meio de uma reação
catalítica, é convertido em água e oxigênio (OTTER et al., 2007).
Em análise da limpeza terminal numa enfermaria de um hospital universitário de
Londres, utilizando vapor de peróxido de hidrogênio, foi verificada redução na contaminação
de superfícies por MRSA, VRE e bastonetes gram negativos em comparação à desinfecção de
rotina realizada com compostos de quaternário de amônia (OTTER et al., 2007).
A eficácia do peróxido de hidrogênio na limpeza terminal, ainda, foi observada em
UTI, com a eliminação de MRSA de superfícies contaminadas. Entretanto, verificou-se a
recontaminação dessas superfícies por MRSA após 24h. O tempo para a ocorrência da
recontaminação pode estar associado à pressão de colonização, ao tipo de produto utilizado na
desinfecção, principalmente aqueles sem ação residual, e à frequência de toque das superfícies
pelas mãos dos profissionais de saúde (HARDY et al., 2007).
43
Revisão de Literatura
Além da rápida recontaminação após o uso de peróxido de hidrogênio sua
associação à limpeza de rotina pode elevar os gastos em torno de 10 mil euros, dependendo do
tamanho da enfermaria ou UTI. Ressalta-se a necessidade de um prazo de 12 horas de
desocupação da unidade pra realizar a limpeza terminal (HARDY et al., 2007).
3.4 Importância da higienização das mãos na prevenção da disseminação de
microrganismos
Além da limpeza e da desinfecção de superfícies e equipamentos do ambiente
hospitalar, a higienização das mãos se destaca para a garantia de um cuidado seguro (OMS,
2009).
As mãos dos profissionais de saúde e das pessoas que transitam no setor
constituem importante meio de disseminação de patógenos entre paciente e o ambiente
hospitalar. Todavia, principalmente na UTI, constata-se que a higienização das mãos não
conta com a adesão suficiente entre os profissionais de saúde, provavelmente devido a
múltiplas tarefas, irritação da pele, acessibilidade à pia e produtos de higiene e nível de
conhecimento entre outros fatores (HENDERSON, 2006; DEDRICK et al., 2007; WARYE,
MURPHY, 2008; OLIVEIRA, CARDOSO, MASCARENHAS, 2009; OMS, 2009).
O termo higienização das mãos é genérico e compreende qualquer ação de
limpeza, tais como: lavar as mãos com água e sabão, lavar as mãos com sabão antiséptico e
água, fricção das mãos com antiséptico (frequentemente o álcool), ou degermação das mãos
(lavagem ou fricção antiséptica das mãos antes de cirurgias) para eliminar a microbiota
transitória e reduzir a residente (SIEGEL et al., 2007, OMS, 2009).
A higienização das mãos é indicada: antes e após o contato com o paciente, após
remoção das luvas, antes de manipular dispositivos invasivos, após contato com fluidos ou
secreções corporais, pele não íntegra e feridas, quando mudar de um local contaminado do
corpo do paciente para outro limpo e após contato com objetos inanimados (incluindo
equipamentos médicos). Ressalta, ainda, que a higienização das mãos não pode ser
substituída pelo uso de luvas e que essas devem ser removidas após o cuidado com o paciente.
A lavagem das mãos deve seguir as etapas descritas na figura 6 (OMS, 2009).
44
Revisão de Literatura
FIGURA 6 - Técnica de lavagem das mãos
Fonte: OMS, 2009, p. 164 (Foi realizada tradução do texto para fins didáticos)
A transmissão cruzada das infecções pelas mãos envolve os seguintes aspectos: os
organismos estão presentes na pele do paciente ou nos objetos inanimados que o circundam; o
organismo pode ser transferido pelas mãos dos profissionais e sobreviver temporariamente
nelas, quando a higienização das mãos é inadequada ou omitida e as mãos contaminadas
entram em contato direto com outros pacientes ou superfícies inanimadas (OMS, 2009).
Além do ato de lavar as mãos, a fricção destas com álcool a 70% podem reduzir a
contagem bacteriana. A clorexidina e o polivinilpirrolidona iodo (PVP-I), são outros
degermantes comumente utilizados, na redução microbiana das mãos dos profissionais (OMS,
2009).
O PVP-I possui ação germicida para bactérias gram positivas e negativas. Como
degermante, geralmente é disponível nas concentrações de 7,5% a 10%. As concentrações
mais baixas apresentam boa atividade antimicrobiana devido à maior liberação de iodo.
Contudo, tendem a aumentar a irritação da pele (OMS, 2009).
45
Revisão de Literatura
Em comparação ao álcool 70%, o PVP-I pode apresentar efeito residual
prevenindo a recontaminação das mãos. Entretanto, o tempo de ação residual não está bem
estabelecido, podendo variar de 30 minutos a seis horas. As soluções de PVP-I quando
preparadas e armazenadas inadequadamente podem se contaminar por bastonetes gram
negativos (OMS, 2009).
A utilização de soluções de PVP-I como degermante para a higienização das mãos
em UTI pode prevenir sua rápida recontaminação e, consequentemente, reduzir a
transferencia de microrganismos entre pacientes e ambiente.
De modo semelhante, para a higienização das mãos a associação de clorohexidina,
uma biguanida, às formulações de álcool em baixas concentrações (0,5 – 1,0%) pode elevar o
efeito residual deste, além de sua atividade não ser seriamente afetada na presença de matéria
orgânica (OMS, 2009).
3.5. Aplicação da epidemiologia molecular na análise da similaridade entre bactérias
resistentes isoladas de amostras ambientais e clínicas
Para a análise da similaridade entre os microrganismos presentes em superfícies
inanimadas dos estabelecimentos de saúde e aqueles causadores das IRAS, destacam-se,
desde as duas últimas décadas do século XX, os métodos moleculares em associação aos
testes bioquímicos. Os métodos moleculares favorecem os estudos da disseminação de
microrganismos no ambiente, inclusive para as bactérias resistentes (TENOVER et al., 1995).
A comparação entre isolados clínicos e ambientais pela epidemiologia molecular
constitui uma recente e importante abordagem para a elucidação de reservatórios e vias de
disseminações ambientais, muitas vezes, ignoradas.
O teste molecular mais utilizado é a eletroforese em campo pulsante (PFGE),
técnica de alto poder discriminatório, com ampla aplicação às diversas espécies, que permite a
comparação de similaridade entre cepas. O PFGE trata-se de uma técnica já utilizada para
estudos epidemiológicos, inclusive das IRAS, com critérios de interpretação e definições para
a tipificação de cepas bacterianas proposto, em 1995, por Tenover et al. (KAZAKOVA et al.,
DEPLANO et al., 2005; 2006; ENOCH et al., 2008).
De modo similar, outra técnica utilizada em epidemiologia molecular é a
Randomly Amplified Polymorphic DNA (RAPD), rápida para a detecção do DNA polimórfico.
Possui grande utilidade para estudos de diversidade genética entre isolados de Staphylococcus
46
Revisão de Literatura
aureus, sendo de fácil execução e também aplicável a qualquer organismo (REINOSO et al.,
2004; NEELA et al., 2005).
Dentre os testes moleculares, aqueles baseados na reação em cadeia da polimerase
(PCR) constituem um modo simples e rápido de caracterizar e diferenciar microrganismos.
Para a análise de similaridade entre isolados bacterianos, destaca-se o Repetitive Extragenic
Palindromic Sequences, baseado na PCR (Rep-PCR) (OSBORN; SMITH, 2005; NEELA et
al., 2005).
Os métodos moleculares para a identificação dos microrganismos baseados na
PCR possuem um amplo e importante papel no estudo da ecologia microbiana ambiental e
hospitalar e outras (OSBORN; SMITH, 2005).
Quando comparados ao PFGE, os métodos baseados na PCR necessitam de menor
tempo para execução, seu custo é mais baixo e são comuns nos laboratórios em geral.
No rep-PCR, as regiões entre sequências repetitivas não codificadoras do genoma
bacteriano são amplificadas. Esse método permite a avaliação da similaridade entre cepas,
pois o tamanho da sequência é específico para cada organismo (OSBORN; SMITH, 2005;
NEELA et al., 2005).
O rep-PCR trata-se de uma forma rápida de tipificação, com boa aplicabilidade.
Numa comparação do rep-PCR ao PFGE em análise de um surto por MRSA, concluiu-se que
o custo e a fácil execução desta técnica a tornam uma opção atrativa nos laboratórios de
microbiologia (BEDENDO; PGNATARI, 2002; ROSS et al., 2005).
O rep-PCR é amplamente aplicável a uma grande variedade de microrganismos,
incluindo bactérias gram positivas e gram negativas, sendo importante ferramenta para estudo
da ecologia microbiana (OSBORN; SMITH, 2005).
Devido à ampla aplicabilidade do rep-PCR a diversos microrganismos, incluindo
aqueles relacionados às IRAS, e a sua rápida execução, torna-se uma técnica atrativa para
estudos epidemiológicos, como identificação de reservatórios de patógenos e sua distribuição
dos mesmos entre pacientes, ambiente hospitalar e estabelecimentos de saúde.
O teste, ainda, permite avaliar a diversidade de microrganismos em determinado
estabelecimento de saúde.
Na técnica de rep-PCR, utilizam-se iniciadores que são complementares às
sequências repetidas do DNA intergênico. A partir da amplificação ocorrida na reação em
cadeia da polimerase, devido à presença dos iniciadores, são gerados fragmentos do DNA
47
Revisão de Literatura
intergênico de tamanho variável. Os fragmentos de DNA podem ser separados por
eletroforese em gel (WINN JR et al., 2008).
Entre os iniciadores complementares às regiões entre os genes do genoma, há três
famílias de sequências repetitivas identificadas, sendo a sequência rep de 35-40 pares de
bases; a Enterobacterial Repetitive Intergenic Consensus (ERIC) de 124-127 pares de bases; e
o elemento Box, com 154 pares de bases (RADEMAKER, DE BRUIJN, 1998).
Os fragmentos de DNA gerados na PCR e separados por eletroforese são
visualizados após corar e fotografar o gel. O perfil de amplificação (fingerprint) consiste do
registro densitométrico do padrão de picos ou bandas. As regiões que apresentam bandas de
DNA possuem maior densidade ótica. O perfil de bandas dos isolados bacterianos gerado pelo
rep-PCR permite a diferenciação entre espécie, subespécie e cepa (BIONUMERICS APPLLIED MATHS, 2010)1.
A análise do perfil de bandas dos isolados bacterianos pode ser realizada
observando-se a ausência ou presença de banda. No entanto, para maior quantidade de
isolados a análise por programas de computador garante melhor qualidade (RADEMAKER,
DE BRUIJN, 1998).
O método unweighted pair-group (UPGMA) é frequentemente utilizado para a
análise do perfil de bandas do rep-PCR. O UPGMA utiliza médias aritméticas com pesos
iguais para cada amostra. As amostras semelhantes são agrupadas (cluster). Os agrupamentos
são representados graficamente por um dendograma (RADEMAKER, DE BRUIJN, 1998).
Para a análise de similaridade dos perfis de banda, o coeficiente da correlação de
Pearson pode ser utilizado para o agrupamento dos valores densitométricos desses, sendo
considerado mais adequado (RADEMAKER, DE BRUIJN, 1998).
A associação de coeficientes de correlação para as análises de similaridade dos
isolados bacterianos oferece maior aproximação e segurança do percentual de relação entre o
DNA das amostras testadas.
No dendograma para cada agrupamento de espécies similares, é apresentado o
percentual de similaridade entre as amostras, com o respectivo intervalo de confiança,
conferindo um modo prático para a análise de relação clonal.
1
BIONUMERICS – APPLIED MATHS. Versão 6.0. St. Martens-Latem. Apresenta a possibilidade de
combinação de informações de diversas fontes fenotípicas e genotípicas em uma base de dados global,
conduzindo
à
análises
conclusivas.
Disponível
em:
<
http://www.appliedmaths.com/bionumerics/bionumerics.htm>. Acesso em: 07 abr. 2010.
48
Revisão de Literatura
Para a interpretação do percentual de similaridade entre as amostras agrupada em
dendogramas, utiliza-se a definição filogenética de espécie. Nessa definição para agrupar
como uma espécie, considera-se cepas com aproximadamente 70% ou mais de similaridade
em comparação do DNA (WAYNE et al., 1987).
A análise de similaridade entre isolados bacterianos relacionados às IRAS em
associação aos testes fenotipicos fornece informações mais precisas, que permite melhor
equacionamento dos fatores de risco e, determinação das estratégias de intervenção e
planejamento para o controle da disseminação de bactérias resistentes. Em ocasiões de surto, a
identificação do clone relacionado às infecções e vias de disseminação pode permitir um
controle mais rápido e eficaz.
49
Material e Método
4. MATERIAL E MÉTODO
4.1 Delineamento do estudo
Trata-se de um estudo transversal, ou de prevalência, no qual se observa na
população estudada a ocorrência do desfecho em um ponto específico do tempo. A
prevalência é mensurada pelo levantamento das características de uma população, com ou
sem a condição de interesse em dado momento (FLETCHER, FLETCHER, WAGNER,
1996).
Amostras das superfícies inanimadas, equipamentos e soluções da UTI foram
obtidas em quatro momentos distintos para análise da microbiota da unidade.
4.2 Local do estudo
O trabalho foi realizado em uma UTI adulto vinculada a um complexo hospitalar
universitário, geral e público, voltado para o ensino, extensão e pesquisa, localizado em Belo
Horizonte, Minas Gerais. O hospital é referência no sistema municipal e estadual de saúde no
cuidado de pacientes portadores de patologias de média e de alta complexidade. Integrado ao
Sistema Único de Saúde (SUS), ao qual destina 95% do seu atendimento, reserva 5% a
pacientes de convênio ou particulares. Cerca de 40 % do total dos pacientes atendidos é do
interior do estado.
A unidade de estudo possui dezoito leitos e quatro enfermarias. Estas contam
quatro leitos, mais dois outros reservados aos pacientes em isolamento. A unidade recebe
paciente
predominantemente
cirúrgico
(cardiovascular,
neurologia,
transplante,
gastrintestinal, osteomuscular e outros) de outros setores do hospital, comunidade, pronto
atendimento e de outros hospitais. A equipe técnica multiprofissional é altamente
especializada. Os equipamentos e a tecnologia são adequados ao nível de atendimento de
pacientes de alto risco.
4.3. Amostragem
As amostras foram obtidas de superfícies inanimadas (torneira, pia, grade da cama
e mesa de cabeceira), soluções (PVP-I 10%). Entre os equipamentos de uso exclusivo do
50
Material e Método
paciente, foram escolhidos aqueles de avaliação do estado físico (estetoscópio), de
monitorização (monitor de função cardíaca) e de intervenção (ventilador mecânico).
Uma unidade do paciente na enfermaria e outra de isolamento, daqueles
sabidamente portadores de bactéria resistente, foram sorteadas para a coleta das amostras em
quatro ensaios realizados de forma distinta em diferentes momentos.
Por unidade do paciente compreende-se o espaço físico reservado ao paciente que
mesmo nas enfermarias conjuntas conserve sua privacidade. Cada unidade do paciente da
UTI em questão conta com um leito e os respectivos equipamentos (monitor de função
cardíaca, ventilador mecânico, estetoscópio e outros), superfícies (mesa de cabeceira)
exclusivos por paciente. Nessa UTI, as unidades do paciente são separadas por uma barreira
física: paredes no isolamento e divisórias de madeira na enfermaria (RDC 50).
Após o sorteio dos locais, as amostras foram colhidas dos botões de comando do
monitor cardíaco, da bifurcação da traqueia do tubo corrugado no ventilador mecânico, da
diafragma do estetoscópio, da grade lateral da cama, da borda interna da torneira, do tampo da
mesa de cabeceira, da margem superior da pia e degermante.
Os locais das superfícies e os equipamentos para a amostragem foram selecionados
em razão da freqüência de toques pelas mãos dos profissionais e contaminação, conforme
observado na literatura. As amostras foram obtidas em quatro ocasiões distintas, com
periodicidade quinzenal. Para a determinação da periodicidade, foi considerada a média (19,8
dias)2 de permanência dos pacientes infectados no setor.
Para o número de quatro ensaios fundamentou-se na consideração de diversos
estudos, considerando de 1 a 52 momentos diferentes de coleta, com período variando de um
mês a um ano (BURES et al., 2000; CORONA-NAKAMURA et al., 2001; LEMMEN et al.,
2004; HARDY et al., 2006; SEXTON et al., 2006; DREES et al., 2008; ROHR et al., 2009).
Dessa forma, considerando tratar-se de um estudo em nível de mestrado, cujo
tempo dedicado ao experimento de campo é reduzido, ao trabalho em questão foram
dedicados seis meses, optou-se, com base na justificativa apresentada, pela realização de
quatro ensaios em momentos distintos em um período de quatro meses, totalizando 124
amostras (Quadro 1), buscando responder aos objetivos do estudo.
Consideraram-se conforme definição do estudo, todas as superfícies, soluções e
equipamentos próximos e de cuidados aos pacientes adultos na unidade do paciente.
2
SILVA, Rafael de Souza. Relatório CTI Adulto – 01 de agosto de 2005 a 30 de
novembro de 2007. Belo Horizonte, 15 p. Trabalho não publicado.
51
Material e Método
Foram consideradas elegíveis todas as unidades na UTI que abrigaram pacientes
com permanência superior a 72 horas no período de julho a outubro de 2009, com ou sem
infecção hospitalar, independentes de sua condição de portadores ou não de microrganismo
resistente no momento da coleta de amostras e cuja limpeza prévia da unidade tenha sido
realizada em tempo não inferior a duas horas pelo serviço de higiene hospitalar.
QUADRO 1
Coletas das amostras de superfícies, equipamentos e soluções em uma unidade de terapia
intensiva – Belo Horizonte, 2010
Ensaios
Sorteios
Locais de amostra
Primeiro
Sorteio 1:
quarto de
isolamento 1
Monitor de função cardíaca, ventilador mecânico, 16
estetoscópio, grade da cama, torneira, degermante, pia e
mesa.
Sorteio 2:
enfermaria B
Monitor de função cardíaca, ventilador mecânico, 16
estetoscópio, grade da cama, torneira, degermante, pia e
mesa.
Monitor de função cardíaca, ventilador mecânico,
16
estetoscópio, grade da cama, torneira, degermante, pia e
mesa.
Monitor de função cardíaca, estetoscópio, grade da
14
cama, torneira, degermante, pia e mesa.
21/08/2009
Segundo
08/09/2009
Terceiro
22/09/2009
Quarto
16/10/2009
Sorteio 1:
quarto de
isolamento 2
Sorteio 2:
Enfermaria A
Sorteio 1:
quarto de
isolamento 2
Sorteio 2:
Enfermaria C
Sorteio 1:
quarto de
isolamento 1
Sorteio 2:
Enfermaria A
Monitor de função cardíaca, ventilador mecânico,
estetoscópio, grade da cama, torneira, degermante, pia e
mesa.
Monitor de função cardíaca, ventilador mecânico,
estetoscópio, grade da cama, torneira, degermante, pia e
mesa.
Monitor de função cardíaca, ventilador mecânico,
estetoscópio, grade da cama, torneira, degermante, pia e
mesa.
Monitor de função cardíaca, ventilador mecânico, grade
da cama, torneira, degermante, pia e mesa.
Total de
amostras
16
16
16
14
Em cada unidade do paciente, o conjunto de equipamentos, superfícies e solução
analisado resultava em oito locais para amostragem em duplicata, resultando em dezesseis
amostras. Os equipamentos, superfícies e solução predefinidos foram amostrados se presentes
na unidade, independente de estar em uso ou não pelo paciente.
No segundo ensaio, o ventilador mecânico não estava disponível na unidade
sorteada na enfermaria A. De modo similar, no quarto ensaio também na enfermaria A não
havia estetoscópio disponível. Nos dois ensaios, a ausência de um equipamento reduziu um
local para análise, totalizando 14 amostras.
52
Material e Método
4.4 Variáveis do estudo
1) Variável dependente: Isolamento de bactérias, de importância epidemiológica na
instituição, em superfícies inanimadas. Variável categórica e dicotômica (sim ou não)
2) Variáveis explicativas:
a) Grade de cama
b) Mesa de cabeceira
a) Superfícies inanimadas
c) Torneira
d) Pia
a) Monitor de função cardíaca
b) Ventilador mecânico
c) Estetoscópio
b) Equipamentos
c) Soluções
a) PVP-I
b) Sabão neutro
a) Enfermaria
d) Unidade de cuidado
b) Leito de isolamento
4.5 Técnicas utilizadas para coleta das amostras
Na coleta de amostras, foram utilizadas a técnica de swabs em superfícies e
equipamentos, e obtenção de alíquota de volume conhecido do degermante (PVP-I 10%) e
sabão neutro disponíveis nas unidades.
a)
Técnica de swabs (Swab Haste Plastico - J. P) com volume conhecido para análise
semiquantitativa
Para a coleta da amostra em cada superfície inanimada ou equipamento, foi
delimitada com pincel uma área de 1 cm2 e rolado um swab estéril embebido em solução
53
Material e Método
salina sobre a área delimitada. O swab foi mergulhado em tubo (eppendorf, 2 ml) com 1 ml de
solução salina tamponada esterilizada e agitado para favorecer a liberação de microrganismos.
b)
Amostras de degermantes
Para cada solução de degermante, obteve-se uma alíquota de 0,1 ml por meio de
uma pipeta de vidro de 1 ml estéril. A alíquota foi adicionada em um tubo com 0,9 ml de
solução salina estéril, em duplicata, em tubo tipo eppendorf de 2ml. Todas as amostras foram
mantidas em caixa térmica com gelo no decorrer do procedimento.
Para facilitar a identificação após os testes, todas as amostras foram codificadas
por números. No código das amostras, foram considerados a data, a unidade do paciente
(enfermaria ou isolamento) e o local de origem (equipamento, superfície ou degermante).
c)
Amostras de hemocultura de pacientes da UTI adulto
No momento da coleta de amostras do ambiente da UTI, obteveram-se do
laboratório central amostras de hemoculturas da UTI adulto realizadas conforme protocolo da
instituição e que seriam descartadas. Tais culturas eram previamente selecionadas e guardadas
em geladeira por uma funcionária do setor. Uma semana antes da coleta de amostras do
ambiente da UTI, o laboratório era contactado para que as culturas fossem selecionadas e
guardadas no decorrer da semana. As hemoculturas recebidas foram transportadas em caixa
térmica, com gelo, juntamente com as amostras do ambiente da UTI ao LEFM/UFMG.
4.6 Análise microbiológica
v Meios de cultura
As amostras em duplicata foram agitadas em vortéx e distribuídas em três meios
de cultivo diferentes (BHI- Brain Heart Infusion – meio universal, MacConkey e Agar
Sabouraud). Todos os meios foram incubados a 37°C por 48 horas. Para cada meio de cultivo,
foi realizada contagem semiquantitativa do crescimento microbiano. A seguir, colônias com
morfologia diferente foram repicadas, para isolamento do microrganismo.
54
Material e Método
v Testes bioquímicos e fisiológicos
Cada isolado bacteriano foi submetido a exame microscópico, após coloração de
Gram, e testes bioquímicos e fisiológicos, para a identificação das espécies (Kits de
identificação API da BioMérieux).
Para os isolados bacterianos Gram negativos foi utilizado o API 20 E. O API 20 E
é um sistema de identificação das Enterobacteriaceae e outros bacilos Gram negativos não
fastidiosos (BioMérieux, 2010).
Para os cocos Gram positivos e catalase negativos foi utilizado o API 20 STREP.
O API 20 STREP permite diferenciar em grupo ou espécie a maioria dos estreptococos e
enterococos (BioMérieux, 2010).
O API 20 STAPH foi utilizado para identificação dos cocos gram positivos e
catalase positivos. Este sistema permite a identificação de estafilococos, micrococos e outros
semelhantes (BioMérieux, 2010).
v . Testes de susceptibilidade antimicrobiana
A escolha dos antimicrobianos para teste baseou-se na frequência da utilização dos
agentes em tratamento das infecções em rotina no setor de estudo. No período de agosto de
2005 a setembro de 2007, observou-se que a vancomicina, imipenem, ciprofloxacina e
ceftriaxona constituíram os antimicrobianos mais utilizados no tratamento de pacientes com
pneumonia, sepse, infecções de sítio cirúrgico e trato urinário.3
Para as principais bactérias de importância epidemiológica, os antimicrobianos
testados são classificados, de acordo com o CLSI (2009) em:
a) Acinetobacter baumannii – os antimicrobianos imipenem e ciprofloxacina
referem-se ao grupo A, que compreende agentes com indicação de testes preliminares. Os
resultados de susceptibilidade devem ser reportados nos resultados de rotina para a espécie em
questão. O teste com ceftriaxona para Acinetobacter baumannii está indicado no grupo B, no
qual os agentes selecionados podem justificar teste primário quando há resistência a agentes
3
SILVA, Rafael de Souza. Relatório CTI Adulto – 01 de agosto de 2005 a 30 de
novembro de 2007. Belo Horizonte, 15 p. Trabalho não publicado.
55
Material e Método
da mesma classe pertencentes ao grupo A, mas os resultados são reportados seletivamente, e
não em rotina.
b) Pseudomonas aeruginosa – a ciprofloxacina e o imipenem são indicados no
grupo B.
c) Staphylococcus spp. – a vancomicina é indicada no grupo B e ciprofloxacina no
grupo C, no qual os agentes antimicrobianos relacionados são alternativos ou suplementares
para testes e utilização no tratamento das infecções e os resultados são reportados
seletivamente.
d) Enterococcus spp. – a vancomicina relacionada ao grupo B e a ciprofloxacina
no grupo U. No grupo U são encontrados agentes antimicrobianos suplementares, listados
para tratamento das infecções urinárias.
Cabe destacar que outros agentes não configurados entre os antimicrobianos
indicados para testes de susceptibilidade de rotina em laboratório podem ser testados
fornecendo dados taxonômicos e informações epidemiológicas, sem incluir em relatos
associados ao tratamento do paciente (CLSI, 2009).
Após a identificação das espécies, os isolados foram submetidos a um
antibiograma pelo método de Bauer-Kirby (usando discos contendo os antimicrobianos mais
utilizados no CTI - Vancomicina, imipenem, ciprofloxacina e ceftriaxona). Os resultados do
antibiograma foram interpretados conforme padronizado pelo CLSI 2009.
No caso de isolados de Staphylococcus aureus para identificar aqueles com
possibilidade de MIC entre 4 e 16 µg/ml, deve ser realizada a técnica de diluição da
vancomicina em caldo ou ágar para a determinação do MIC, não sendo possível sua aferição
por disco de difusão. Portanto, para isolados de Staphylococcus aureus foi realizado o MIC
nas concentrações 0,25; 0,5; 1,0; 2,0; 4,0; 8,0; 16,0; 32,0 e 64 µg/ml (CLSI, 2009).
De modo semelhante, a confirmação de VRE deve ser realizada por meio dos
testes de diluição em caldo ou em ágar da vancomicina, com definição do MIC. Dessa forma,
foi determinado o MIC também para um isolado de Enterococcus faecalis nas concentrações
0,25; 0,5; 1,0; 2,0; 4,0; 8,0; 16,0; 32,0 e 64 µg/ml (CLSI, 2009).
O MIC para vancomicina foi realizado pelo método de diluição em ágar Muller
Hinton, conforme descrito pelo CLSI 2009, método já utilizado no LEFM/UFMG.
Para a realização do método de diluição em ágar e disco de difusão, foi usado
como controle negativo Staphylococcus aureus ATCC® 29213 (susceptível à vancomicina),
conforme padrão recomendado pelo CLSI 2009.
56
Material e Método
Para Staphylococcus aureus foi considerado sensível se MIC ≤ 2 µg/ml,
intermediário para MIC de 4 a 8 µg/ml e resistente ≥ 16 µg/ml. Para E. faecalis foi
considerado sensível se MIC ≤ 4 µg/ml, intermediário entre 8 e 16 µg/ml e resistente ≥ 32
µg/ml.
v Criopreservação dos isolados bacterianos
Ao término dos testes fisiológicos, bioquímicos e antibiograma, os isolados
bacterianos identificados foram mantidos em caldo BHI com 20% de glicerol em tubos
(eppendorf) numa temperatura de -20°C.
v Técnica de rep-PCR
Na análise de similaridade entre os isolados bacterianos do ambiente do CTI e das
hemoculturas do setor, foi realizado o teste molecular de rep-PCR. As amostras foram
escolhidas de acordo com o perfil de susceptibilidade, sendo necessária a apresentação de
resistência a pelo menos um dos antibióticos testados. Foram obtidas 11 amostras de
hemocultura de pacientes e 12 isolados ambientais das superfícies e soluções, totalizando 23
amostras.
a) Extração de DNA total
Os isolados bacterianos mantidos em caldo BHI a -20°C foram descongelados em
temperatura ambiente e uma alíquota de 200 µl. Dessa amostra foi transferida para 5 ml caldo
BHI em tubos (falcon) novos de 15 ml. Após 24 horas de crescimento do isolados, eles foram
transferidos para o ágar BHI. Depois de 24 horas de crescimento no Agar BHI, foram
escolhidas duas colônias de cada isolado bacteriano e transferidas para 200 µl de solução
tampão de lise (10 mµ de Tris-HCl pH 8,0; 1 mµ de EDTA, 1% de triton x- 100).
A solução com as colônias foi agitada no vortex por um minuto e deixada em água
fervendo durante cinco minutos. A seguir, as colônias em solução de lise foram centrifugadas
a 12.000 rpm durante cinco minutos. O sobrenadante recuperado. Adicionaram-se 200 µl de
clorofórmio, centrifugando a 12.000 rpm por mais cinco minutos. O sobrenadante foi lavado
por três vezes, precipitando o DNA com clorofórmio.
57
Material e Método
b) Teste rep-PCR
Na visualização do gel da extração, para a maioria das amostras não houve
detecção do DNA. Assim, foi repetida a extração do DNA. Para as PCR foram testadas, as
seguintes concentrações de DNA: diluições de 2, 5, 10 e 20 vezes das amostras. Testaram-se
também todas as amostras com uma concentração padronizada de 25 e 50 nanogramas de
DNA/ µl. Todas as concentrações foram testadas para verificar qual a melhor quantificação do
DNA dessas amostras para PCR.
Os iniciadores utilizados foram o (GTG) 5 e o Box (0,3 µM), para melhor
abrangência dos isolados bacterianos gram negativos e gram positivos. O Mix foi preparado
com solução tampão (10x), MgCl (25µM), dnTP5 (200 µM), taquipolimerase 1 v, gelatina
(0,001%) juntamente com o iniciador, e completou-se o volume com água miliQ estéril. As
amostras, com um volume total de 20µl (Mix e DNA) por tubo, foram colocadas no
termociclador (ThermoHybid) com o seguinte programa: 94º C por 5 minutos, (94º C – 1 min,
52º C – 3 min, 72º C – 3 min – 30) por 30 vezes e 72º C por 10 min. Para PCR, foi utilizado
um volume total de 20 µl; 17µl de primer e 3 µl do DNA de cada amostra.
Para visualização da extração do DNA e dos resultados da PCR, as amostras foram
corridas em gel de agarose (Invitrogen) a 2,0% por duas horas a 70 voltz, corado por brometo
de etídio e fotografado em luz ultravioleta. Como marcador molecular, utilizou-se o 1 Kb Plus
DNA Ladder, ready-to-use, 75-20.00 bp (Fermentas).
Na análise de similaridade do perfil de bandas pelo o método Unweighted PairGroup no programa BioNumerics version 6.0, foi criado um dendograma.
4.7 Aspectos éticos
Por se tratar de uma pesquisa em que o objeto de estudo envolveu material
biológico humano, foi submetida ao Comitê de Ética (COEP), tendo sido aprovada pelo
Parecer ETIC 113/09, observando-se a Resolução 196/96 para pesquisa em seres humanos
(anexo 1). E, ainda, por se tratar de um estudo realizado no âmbito do Hospital da Clínicas da
UFMG (HC/UFMG), também foi encaminhado à Diretoria de Ensino, Pesquisa e Extensão
(DEPE) e à Comissão de Infecção Hospitalar (CCIH), setor responsável pela vigilância das
infecções hospitalares, tendo recebido de ambos aprovação.
58
Material e Método
4.8 Tratamento dos dados
A análise dos dados foi realizada no programa estatístico SPSS for Windows
versão 13.0. A análise da variância das médias de contaminação, utilizando o logaritmo
decimal do total de bactérias por superfícies, equipamentos e degermante, foi realizada pelo
teste não paramétrico de Kruskal-Wallis.
Os perfis gerados pelo rep-PCR foram analizados usando o programa
BioNumerics version 6.0 (Applied Maths, St. Martens-Latem, Belgium). A similaridade entre
os pares dos perfis do BOX-PCR e (GTG)5 foi calculada usando o coeficiente de correlação
do Pearson. Esta abordagem compara as curvas densitométricas totais dos perfis. Os valores
de similaridade nos agrupamentos foram analisados pelo algorítimo Unweighted Pair-Group.
59
Resultados
5. RESULTADOS
Todas as amostras dos equipamentos, superfícies e soluções disponíveis na
enfermaria e na unidade de isolamento foram obtidas no período da manhã, entre 8h e 9h30,
antes do banho de leito do paciente e da higienização do ambiente. Nesse horário, o intervalo
da última limpeza realizada foi superior a duas horas, conforme critério de inclusão do estudo,
para a unidade sorteada.
Foram obtidas 124 amostras sem diluições. Dessas 71 (57,25%) foram positivas;
ou seja, apresentaram crescimento bacteriano. Das 71 amostras positivas, foram obtidos 84
(64,51%) isolados bacterianos.
Desses isolados, 13 (15,47%) apresentaram microrganismos resistentes a um ou
mais antimicrobiano testado. Dos isolados resistentes aos antimicrobianos testados, 7 (53,84
%) foram recuperados do isolamento e 6 (46,15%), da enfermaria (quadro 2).
No quarto de isolamento e na enfermaria, para todas as superfícies e equipamentos
analisados, registrou-se contaminação por bactérias. Apenas para o degermante mantido em
almotolias plásticas, sem contato direto com o ar – ou seja, fechado com tampa após o uso –
não foi detectada a presença de bactéria.
Na última coleta de amostras, em lugar do degermante, foi encontrado sabão
líquido em copo destampado sobre a pia na unidade de isolamento, solução esta em que foi
verificado o crescimento de incontáveis colônias de Pseudomonas fluorescens/putida.
Quanto à presença de fungos, não foram observadas leveduras; apenas fungos
filamentosos (12 isolados num total de 124 amostras – 9,37%), originados de amostras do
ventilador mecânico, da grade da cama, da mesa de cabeceira e da pia da enfermaria e dos
quartos de isolamento.
No decorrer das coletas de amostras foram encontrados todos os equipamentos e
superfícies selecionados previamente para o quarto de isolamento. Na enfermaria, no segundo
ensaio, o paciente não estava em uso de ventilação mecânica e no último não havia
estetoscópio disponível na unidade, com possibilidade de ter sido transferido para outra
unidade da enfermaria. Assim, não houve coleta de amostra destes equipamentos nestas duas
ocasiões específicas. Nos ensaios com todos os equipamentos e superfícies disponíveis,
foram obtidas 32 amostras de uma unidade do paciente na enfermaria (16) e outra no quarto
de isolamento (16). A ausência de um equipamento implicou a redução de duas amostras por
ensaio (14).
61
Resultados
QUADRO 2
Crescimento bacteriano das amostras obtidas de superfícies e equipamentos do quarto de
isolamento e enfermaria de uma unidade de terapia intensiva – Belo Horizonte, 2010
Ensaio
1º
Unidade do
Paciente
Amostras
Amostras
positivas
Isolados
Isolamento
16
8
15
16
5
8
16
8
9
14
7
8
16
13
13
16
11
12
Isolamento
16
9
9
Enfermaria
14
10
10
-
124
71
84
Enfermaria
2º
Isolamento
Enfermaria
3º
Isolamento
Enfermaria
4º
Total
Como previsto, em relação às unidades de isolamento, no momento das coletas,
estas estiveram ocupadas por pacientes sabidamente portadores de bactérias resistentes,
exceto na última coleta, em que a unidade de isolamento sorteada estava ocupada por paciente
em precaução de contato devido à imunossupressão. Coerentemente, não houve isolamento de
bactérias resistentes de equipamentos e superfícies da unidade de isolamento no último ensaio
(tabela 3).
A seguir, descreve-se a condição de portador de microrganismos multirresistentes
detectada em pacientes a cada ensaio realizado.
1º ensaio – precaução de contato por Acinetobacter baumannii resistente ao
imipenem e Serratia marcencens.
2º ensaio – precaução de contato por Acinetobacter baumannii multirresistente.
3º ensaio – precaução de contato por Staphylococcus aureus resistente à
meticilina, Acinetobacter baumannii resistente ao imipenem.
4º ensaio – precaução de contato por imunossupressão.
62
Resultados
TABELA 3
Espécies de importância epidemiológica identificadas das amostras de superfícies e
equipamentos do quarto de isolamento e enfermaria de uma unidade de terapia intensiva –
Belo Horizonte, 2010
Ensaio
1º
Unidade do
Paciente
Bactérias de importância epidemiológica encontradas
percentual de identificação para a espécie pelo Kit API
e
Isolamento
Enterococcus faecalis (99,3%) – Resistente à vancomicina,
Acinetobacter baumanni (94,8%) – Multirresistente,
Staphylococcus haemoyticus (53,3%) – Resistente à ciprofloxacina.
Enfermaria
2º
3º
Pseudomonas aeruginosa (77,5%) – Resistente ao imipenem e
ciprofloxacina.
Isolamento
Acinetobacter baumannii (98,7%) – Multirresistente.
Enfermaria
Leuconostoc spp. (56,5%) – Resistente à ciprofloxacina.
Isolamento
Staphylococcus aureus (98,1%) e Staphylococcus epidermidis
(93,1%) – Resistente à ciprofloxacina.
Enfermaria
Pseudomonas aeruginosa (77,5%) – Resistente ao imipenem.
4º
Isolamento
Enfermaria
Total
Não houve isolamento de bactérias resistentes.
Não houve isolamento de bactérias resistentes.
-
-
Na contagem em placas das unidades formadoras de colônias (UFC/ml) para a
quantificação de bactérias, consideram-se aquelas com o crescimento entre 30 e 300 colônias.
Entretanto, das amostras de superfícies e equipamentos com apresentação de crescimento
bacteriano foram consideradas contagens a partir da presença de uma colônia (tabelas 4 e 5).
Esta consideração baseou-se no fato de que para superfícies com menor quantidade
de matéria orgânica espera-se uma carga microbiana mais baixa, além do interesse de
identificar a presença de bactérias de importância epidemiológica viáveis em superfícies,
equipamentos e soluções da unidade de estudo independente da quantidade de unidades
formadoras de colônias (UFC). Possivelmente, unidades viáveis de um patógeno, mesmo que
em menor quantidade para pacientes vulneráveis e expostos aos microrganismos, podem
resultar em infecção (DUCKRO et al., 2005; DANCER, 2008).
63
Resultados
TABELA 4
Média das unidades formadoras de colônias/ml das amostras de equipamentos em uma
Unidade de Terapia Intensiva adulto - Belo Horizonte, 2010
Equipamentos
1º ensaio
2º ensaio
3ºensaio
4º ensaio
Resultado
Monitor cardíaco
5
25
52,5
10
92,5 (9,25 x10 UFC/ml)
Ventilador mecânico
100
22,5
115
75,75
313,25 (3,13 x102UFC/ml)
Estetoscópio
185
485
55
15
740 (7,4 x102 UFC/ml)
Das superfícies, a maior média de contaminação foi verificada em bordas internas
das torneiras (2,09 x103 UFC/ml), sendo considerável quando comparada a contagens
bacterianas de amostras clínicas. Em pacientes adultos com bacteremias, presença transitória
de microrganismos na corrente sanguínea, geralmente podem ser encontradas 1 a 10
bactérias/ml em leitura das placas de hemoculturas. Em culturas das superfícies externas de
cateteres venosos centrais, são consideradas significativas contagens superiores ou iguais a
102 por segmento analisado (Agência Nacional de Vigilância Sanitária – ANVISA, 2004).
A elevada carga microbiana em torneiras, quando comparada a outras superfícies,
equipamentos e amostras clínicas, pode implicar uma fonte de microrganismos oportunistas, a
exemplo de Pseudomonas aeruginosa, comumente isolada nas bordas internas da torneira no
decorrer dos ensaios.
TABELA 5
Média das unidades formadoras de colônias/ml das amostras de superfícies inanimadas em
uma Unidade de Terapia Intensiva adulto – Belo Horizonte, 2010
Superfícies
1º ensaio
2º ensaio
3ºensaio
4º ensaio
Resultado
Grades de cama
5
265
15
20
305 (3,05 x102 UFC/ml)
Torneira
823,3
0
195
1.080
2098,3 (2,09 x103 UFC/ml)
Mesa de cabeceira
15
37,5
7,5
20
80 (8,0 x 10 UFC/ml)
Pia
0
265
72,5
5
342,5 (3,42 x102 UFC/ml)
As médias de UFC/ml verificadas das amostras do monitor de função cardíaca,
ventilador mecânico, estetoscópio, grade de cama, torneira, mesa e pia foram diferentes
(P<0,004) pelo teste de Kruskal-Wallis.
64
Resultados
Dentre as superfícies inanimadas, as maiores médias de UFC/ml foram observadas
para as torneiras e pias. Quanto aos equipamentos, as maiores médias de UFC foram
detectadas do estetoscópio e ventilador mecânico.
5.1. Perfil das espécies bacterianas isoladas das superfícies inanimadas, equipamentos
versus isolados de hemoculturas de pacientes da Unidade de terapia Intensiva quanto à
susceptibilidade antimicrobiana
Dos cinco microrganismos de maior prevalência na instituição estudada e de maior
importância epidemiológica, foram recuperados da unidade do paciente em isolamento:
Acinetobacter
baumannii
resistente
ao
imipenem,
ciprofloxacina
e
ceftriaxona,
Staphylococcus aureus, resistente ciprofloxacina e Enterococcus faecalis resistente à
vancomicina e ciprofloxacina.
Na enfermaria registraram-se a presença de Pseudomonas aeruginosa, resistente
ao imipenem; e ciprofloxacina, em borda interna de torneiras e margem superior da pia.
Quanto
às
espécies
Staphylococcus
epidermidis,
Leuconostoc
spp,
Myroides/Chryseobacterium indologens, apesar de não se configurarem entre aquelas de
maior importância epidemiológica na instituição de estudo, estão aqui destacadas pelo seu
crescimento em presença de ciprofloxacina.
O perfil de sensibilidade aos antimicrobianos foi verificado conforme os halos de
inibição para os discos de difusão do imipenem 10 µg, ceftriaxona 30 µg, ciprofloxacina 5 µg
e vancomicina 30 µg, interpretados nas categorias: sensível, intermediário e resistente, de
acordo com os critérios estabelecidos pelo CLSI 2009. O perfil de susceptibilidade dos
isolados de Staphylococcus aureus e Enterococcus faecalis à vancomicina foi verificado a
partir da comparação dos resultados do MIC de cada espécie com os valores de referência
para as categorias: sensível, intermediário e resistente, de acordo com os critérios
estabelecidos pelo CLSI 2009.
Para todos antibióticos testados, registraram-se isolados bacterianos resistentes. O
maior percentual de resistência foi verificado para ciprofloxacina, no quarto de isolamento
com Acinetobacter baumanni, Staphylococcus aureus, Enterococcus faecalis, Staphylococcus
epidermidis e Staphylococcus haemolyticus (Quadros 3 e 4).
65
Resultados
QUADRO 3
Distribuição dos isolados bacterianos resistentes recuperados de superfícies e equipamentos
da unidade de isolamento de uma unidade de terapia intensiva – Belo Horizonte, 2010
Superfícies
e
equipamentos
1ºensaio
2ºensaio
3ºensaio
4ºensaio
Ventilador
mecânico
-
Acinetobacter.
baumannii
multirresistente
-
-
Estetoscópio
Acinetobacter
baumannii
multirresistente,
Enterococcus
faecalis resistente à
vancomicina,
Staphylococcus
haemolyticus
resistente
à
ciprofloxacina
-
Staphylococcus
epidermidis e
-
-
-
Cama
Staphylococcus
aureus resistentes
à ciprofloxacina
Staphylococcus
epidermidis
resistente
ciprofloxacina
à
Na unidade de isolamento, o diafragma do estetoscópio apresentou contaminação
por uma maior diversidade de bactérias resistentes. Acinetobacter baumannii multirresistente,
isto é, resistente ao imipenem, ciprofloxacina e ceftriaxona, destacou-se no diafragma do
estetoscópio e traqueia do tubo corrugado do ventilador mecânico.
Nas enfermarias, no decorrer dos ensaios, foram recuperados das margens
superiores da pia e das bordas internas de torneiras: Pseudomonas aeruginosa resistente ao
imipenem e ciprofloxacina (Quadro 4).
66
Resultados
QUADRO 4
Distribuição dos isolados bacterianos resistentes recuperados de superfícies e equipamentos
da enfermaria de uma unidade de terapia intensiva – Belo Horizonte, 2010
Superfícies
e
equipamentos
1º ensaio
2ºensaio
3ºensaio
4ºensaio
Monitor cardíaco
-
Leuconostoc spp.
resistente
à
ciprofloxacina
-
-
Torneira
Pseudomonas
aeruginosa
resistente
ao
imipenem
e
ciprofloxacina
-
Pseudomonas
aeruginosa
resistente
imipenem
-
-
Pia
Pseudomonas
aeruginosa
resistente
imipenem
ao
ao
A considerável contaminação das torneiras foi verificada em unidades nas quais o
paciente não apresentava colonização e/ou infecção por Pseudomonas aeruginosa resistente
ao imipenem, principal espécie detectada em torneiras e pias. Nesse sentido, a contaminação
das torneiras pode ter ocorrido por uma fonte externa ao paciente, provavelmente pela água.
Para a determinação do MIC dos isolados de Enterococcus faecalis e
Staphylococcus aureus, foi realizada a leitura do crescimento bacteriano em placas com meio
de cultura associado às concentrações testadas de vancomicina, sendo observados os
resultados:
Placa controle (meio de cultura sem vancomicina) – crescimento da cepa de
controle (Staphylococcus aureus – ATCC 29213) e dos isolados de Enterococcus faecalis e
Staphylococcus aureus.
Placa com concentração de 1,0 µg/ml de vancomicina – crescimento reduzido
da cepa de controle e do isolado de Staphylococcus aureus. No caso de Enterococcus faecalis,
seu crescimento na concentração de 1,0 µg/ml foi idêntico ao da placa controle sem
vancomicina.
Placas com concentração de 2,0 a 64 µg/ml de vancomicina – crescimento
apenas do isolado de Enterococcus faecalis. Vale destacar que o crescimento de Enterococcus
faecalis na concentração de 64 µg/ml ainda foi semelhante ao da placa controle.
67
Resultados
A concentração inibitória mínima de vancomicina necessária para inibir o
crescimento do isolado de Staphylococcus aureus foi menor que 2 µg/ml. Na concentração de
1 µg/ml de vancomicina se observou um menor crescimento de Staphylococcus aureus e
ausente com 2 µg/ml do antimicrobiano.
O isolado de Staphylococcus aureus foi considerado sensível ao antibiótico em
comparação ao ponto de corte referido pelo CLSI, (2009) no qual valores iguais ou menores
que 2 µg/ml indicam susceptibilidade.
Entretanto, o crescimento de Enterococcus faecalis não foi inibido na maior
concentração testada de vancomicina (64 µg/ml), sendo que um MIC igual ou acima de 32
µg/ml para isolados dessa espécie refere-se à categoria resistente.
Quanto às hemoculturas de pacientes da UTI foram obtidas 24 placas, destas foram
encontrados 18 isolados. Dos isolados, oito foram gram negativos (6 bastonetes e 2
cocobacilos) e dez trataram-se de Staphylococcus epidermidis.
O perfil de susceptibilidade aos antimicrobianos foi confirmado pela técnica de
disco de difusão. Desses isolados, sete foram classificados na categoria intermediária quanto
ao padrão de resposta à ceftriaxona e/ou ciprofloxacina. Na categoria de resistente em relação
à ciprofloxacina foram identificados quatro isolados. Em relação à vancomicina e imipenem
não foi detectado isolado com perfil de resistência (tabela 6).
TABELA 6
Percentual de bactérias resistentes isoladas de hemoculturas de uma Unidade de Terapia
Intensiva adulto – Belo Horizonte, 2010
Espécies bacterianas
Percentual de
isolados resistentes
Percentual de resistência aos antimicrobianos
CRO
CIP
IPM
VAN
Bastonetes gram
negativos
2
2
2
0
*
Staphylococcus
epidermidis
6
-
2
*
0
Total
8 (100%)
2 (25%)
4 (50%)
0 (0%)
0 (0%)
CRO: ceftriaxona 30 µg, CIP: ciprofloxacina 5 µg, IPM: imipenem 10 µg, VAN:
vancomicina 30 µg. * = antibiótico não testado para o isolado bacteriano.
68
Resultados
Entre os isolados de hemocultura o Staphylococcus epidermidis foi mais freqüente
(55,5%). O maior percentual de resistência foi observado para ciprofloxacina (50%).
5.2 Distribuição de bactérias resistentes isoladas de superfícies inanimadas e
equipamentos na enfermaria e quarto de isolamento
No quarto de isolamento, a maior diversidade de isolados resistentes foi detectada
no diafragma do estetoscópio (Enterococcus faecalis resistente à vancomicina, Acinetobacter
baumannii multirresistente e Staphylococcus aureus resistente à ciprofloxacina). No caso de
Acinetobacter baumannii multirresistente, ainda foi encontrado na traqueia do tubo corrugado
do ventilador mecânico. Na grade da cama e estetoscópio, foi detectado Staphylococcus
epidermidis resistente à ciprofloxacina (figura 7).
FIGURA 7 – Distribuição de bactérias resistentes nas superfícies e
equipamentos do quarto de isolamento da UTI adulto – Belo Horizonte,
2010
69
Resultados
Da enfermaria, destacaram-se Pseudomonas aeruginosa resistente à ciprofloxacina
e imipenem na borda interna de torneiras e nas margens superiores das pias (figura 6).
FIGURA 8: Distribuição de bactérias resistentes nas superfícies e equipamentos dos
leitos da enfermaria da UTI adulto de um hospital universitário - Belo Horizonte,
2010
Parece não haver semelhança entre os isolados bacterianos resistentes recuperados
dos quartos de isolamento e da enfermaria. No caso de Pseudomonas aeruginosa, foi
recuperada apenas das margens superiores de pias e das bordas internas de torneiras na
enfermaria.
As espécies Acinetobacter baumannii, Staphylococcus aureus e Enterococcus
faecalis, foram encontradas somente nos quartos de isolamento, em diafragma dos
estetoscópios e traqueia do tubo corrugado do ventilador mecânico. Cabe destacar que
Staphylococcus aureus resistente à ciprofloxacina e Acinetobacter baumanni multirresistente
foram recuperados de estetoscópios da unidade do paciente colonizado e/ou infectado por tais
espécies. Acinetobacter baumanni, ainda, foi isolado da traqueia do tubo corrugado do
ventilador mecânico em uso por paciente em precaução de contato por este mesmo
microrganismo.
70
Resultados
5.3 Análise da similaridade dos isolados bacterianos resistentes obtidos das superfícies
inanimadas, equipamentos e hemoculturas de rotina da Unidade de Terapia Intensiva
Para a extração do DNA total, foram selecionados treze isolados bacterianos com
perfil de resistência a ciprofloxacina, ceftriaxona, imipenem ou vancomicina, recuperados das
superfícies e equipamentos da unidade de isolamento (7) e da enfermaria (6). Dos 18 isolados
obtidos das hemoculturas de pacientes foram selecionados 11 isolados, sendo 4 resistentes à
ceftriaxona e/ou ciprofloxacina e 7 classificados como intermediários quanto ao padrão de
resposta à ceftriaxona e ciprofloxacina.
A extração do DNA total foi realizada para os 13 isolados bacterianos do ambiente
com perfil de resistência aos antimicrobianos testados, juntamente com aqueles de
hemocultura (11) somando um total de 24 amostras. Após a extração do DNA total, apenas
para 1 isolado não houve detecção de DNA (Pseudomonas aeruginosa resistente à
ciprofloxacina e imipenem), restando para análise 23 isolados.
De todas as concentrações testadas de DNA (diluições de 2, 5, 10 e 20 vezes das
amostras, 25 e 50 nanogramas), houve amplificação pelo rep-PCR apenas na concentração de
50 nanogramas de DNA/ µl para os dois iniciadores utilizados (GTG)5 e Box. Com o (GTG)5
foi registrado a amplificação de maior quantidade de amostras (Figuras 9 e 10).
b)
a)
1Kb 1
2
3
4
5
6 7
8
9 10 11 12 13 14
15 16 17 18 19 20
21 22 23 1 Kb
FIGURA 9 - Perfil de bandas das amostras amplificadas pelo rep-PCR com o iniciador
(GTG) 5. a) Amostras de 1 a 14. b) Amostras de 15 a 23. 1 Kb: marcador molecular; 1,4,9:
Pseudomonas aeruginosa; 2: Enterococcus faecalis; 3,5,7: Staphylococcus epidermidis
isolados do ambiente; 5: Leuconostoc. Spp; 8: Staphylococcus aureus; 12,13,14,17,22:
Staphylococcus epidermidis isolados de hemocultura; 11, 15, 16, 18: BGN isolados de
hemocultura; 20: Staphylococcus haemolyticus, 21: Myroides/Chryseobacterium indologens
e 23: Acinetobacter baumannii.
71
Resultados
A amostra 11 (bastonete gram negativo isolado de hemocultura) foi amplificada
apenas com o Box-PCR. Entretanto, as amostras 15 e 16, também de bastonetes gram
negativos isolados de hemocultura, não foram amplificados com o GTG(5) e o BOX-PCR.
b)
a)
1Kb 1
2
3
4
5
6 7
8
9 10 11 12 13 14
15 16
17 18
19 20 21 22 23 1 Kb
FIGURA 10 - Perfil de bandas das amostras amplificadas pelo rep-PCR com o iniciador Box.
a) Amostras de 1 a 14, b) amostras de 15 a 23. 1 Kb: marcador molecular; 1,4,9:
Pseudomonas aeruginosa; 2: Enterococcus faecalis; 3,5,7: Staphylococcus epidermidis
isolados do ambiente; 5: Leuconostoc. Spp; 8: Staphylococcus aureus; 12,13,14,17,22:
Staphylococcus epidermidis isolados de hemocultura; 11, 15, 16, 18: BGN isolados de
hemocultura; 20: Staphylococcus haemolyticus, 21: Myroides/Chryseobacterium indologens
e 23: Acinetobacter baumannii.
As 23 amostras utilizadas na elaboração do dendograma pelo método PearsonUnweighted Pair-Group, para o agrupamento dos isolados bacterianos similares, foram
divididas em dois grupos: espécies Gram positivas; e espécies Gram negativas. A divisão dos
grupos quanto ao resultado do Gram permitiu agrupamentos maiores, favorecendo a
comparação entre espécies e gêneros.
Em relação ao perfil das bandas amplificadas com BOX-PCR no grupo de Gram
negativas, foi observado um percentual de similaridade de 80% entre os isolados de A.
baumannii (traqueia do tubo corrugado do ventilador mecânico) e bastonete Gram negativo
(hemocultura de paciente) (Figura 11).
72
Resultados
FIGURA 11 – Dendograma com agrupamento das bactérias Gram negativas de acordo com
os perfis de bandas gerados pelo BOX- PCR – Belo Horizonte, 2010
Quanto às bactérias Gram positivas, registrou-se uma similaridade de 60% entre os
perfis de bandas resultantes do BOX-PCR para os isolados de Staphylococcus epidermidis
recuperados da grade lateral da cama e diafragma do estetoscópio do isolamento e
hemocultura de pacientes (IC: 85%).
O percentual mais elevado de similaridade foi verificado entre as amostras de
Leuconostoc Spp. recuperado dos botões de comando do monitor de função cardíaca da
enfermaria e de Staphylococcus epidermidis encontrado no diafragma do estetoscópio da
unidade do isolamento. Foi encontrado um percentual de 95% de similaridade para os dois
isolados (Figura 12).
Um elevado percentual de similaridade, ainda, foi observado para o isolado de
Enterococcus faecalis (VRE) do diafragma do estetoscópio no quarto de isolamento, com uma
amostra de Staphylococcus epidermidis do tampo da mesa e botões de comando do monitor
de função cardíaca na enfermaria com susceptibilidade reduzida à ciprofloxacina. Os dois
isolados agruparam com 80% de similaridade.
73
Resultados
FIGURA 12 – Dendograma com agrupamento das bactérias Gram positivas, de acordo com
os perfis de bandas gerados pelo BOX- PCR – Belo horizonte, 2010
Os agrupamentos dos perfis de bandas dos isolados bacterianos gerados pelo repPCR com o iniciador (GTG)5 foram semelhantes aos resultados com o BOX-PCR. O perfil de
bandas do isolado de Acinetobacter baumannii detectado na traqueia do tubo corrugado no
ventilador mecânico do isolamento foi similar, com um percentual de 80%, ao bastonete gram
negativo obtido em hemocultura de paciente (Figura 13).
FIGURA 13 – Dendograma com agrupamento das bactérias Gram negativas, de acordo com
os perfis de bandas gerados pelo rep-PCR com o iniciador (GTG)5 – Belo Horizonte, 2010
De modo semelhante aos perfis de bandas resultantes do rep-PCR com o iniciador
(GTG)5 foi destacado um percentual de 65% de similaridade entre os isolados de
74
Resultados
Staphylococcus epidermidis recuperados do diafragma do estetoscópio, da grade lateral da
cama do isolamento e da hemocultura de paciente (IC: 85%), além da similaridade de 80%
entre os isolado de Enterococcus faecalis recuperado do estetoscópio do isolamento e
Staphylococcus epidermidis na enfermaria.
O maior percentual de similaridade também foi observado entre as amostras de
Leuconostoc Spp dos botões de comando do monitor de função cardíaca da enfermaria e de
Staphylococcus epidermidis originada do diafragma do estetoscópio no quarto de isolamento.
Os dois isolados agruparam com 95% de similaridade (Figura 14).
FIGURA 14 – Dendograma com agrupamento das bactérias Gram positivas, de acordo com
os perfis de bandas gerados pelo rep-PCR com o iniciador (GTG)5 – Belo Horizonte, 2010
De acordo com o agrupamento dos isolados bacterianos no dendograma, não
houve grande diversidade entre as amostras do ambiente da UTI e hemoculturas de pacientes
do setor. Os percentuais de similaridade entre os isolados bacterianos foram consideráveis,
variando de 60 a 95% entre isolados de Staphylococcus epidermidis obtidos de hemoculturas
de pacientes, estetoscópio, das grades de cama e Staphylococcus aureus do estetoscópio da
unidade de isolamento e Leuconostoc spp. do monitor de função cardíaca na enfermaria.
No agrupamento dos isolados Gram negativos destacou-se a similaridade de 80%
entre Acinetobacter baumannii multirresistente encontrado na traqueia do tubo corrugado do
ventilador mecânico com uma amostra de hemocultura de paciente.
75
Discussão
6. DISCUSSÃO
Para as superfícies do ambiente hospitalar, aparentemente “limpas”, com pouco
substrato, foi coerente uma menor contaminação dispensando a diluição das amostras.
Contudo, observou-se a contaminação de todas as superfícies, sendo em alguns casos
verificado incontáveis colônias (SEHULSTER et al., 2004).
As placas com número de colônias inferior a 30 foram consideradas em razão do
menor crescimento bacteriano em superfícies de hospitais, devido à reduzida quantidade de
substrato presente neste tipo de ambiente.
A limpeza utilizada no ambiente hospitalar tem por objetivo reduzir a matéria
orgânica e a carga microbiana em superfícies e equipamentos. Na UTI adulto, observou-se
como norma e rotina a descontaminação diária das superfícies com álcool etílico a 70% na
limpeza concorrente. Na limpeza terminal, após alta, transferência ou óbito do paciente, toda a
unidade, inclusive pisos e paredes é limpa. Observa-se a utilização de hipoclorito de sódio
(10.000 ppm) para superfícies não metálicas.
Para cada enfermaria e unidade de isolamento há uma pia com torneira acionada
por pedal, uma almotolia com PVP-I (10%), papel toalha e dispensador com álcool gel.
Observou-se, ainda, a disponibilidade de luvas em todas as unidades do paciente em
enfermaria e no quarto de isolamento e capotes descartáveis para as unidades com pacientes
em precaução de contato.
As diferentes médias de contaminação das superfícies e equipamentos podem estar
relacionadas a: proximidade do equipamento ou superfície com o paciente, frequência de
toque pelos profissionais e pessoas que transitam no setor, descontaminação realizada e tipo
de material, dentre outros fatores.
A ausência de contaminação da solução antiséptica (PVP-I 10%) se justifica pelas
condições adequadas de armazenamento, observando-se prazo de validade. Em contrapartida,
o sabão acondicionado em copo descartável aberto e sem data de validade constituiu um
ambiente favorável para o crescimento de Pseudomonas putida.
A espécie Pseudomonas putida no ambiente hospitalar é considerada como
microrganismo oportunista pouco comum, mas que pode causar bacteremias e sepse em
pacientes com imunossupressão (HORII, MURAMATSU, IINUMA, 2005).
De modo semelhante a detecção de Pseudomonas aeruginosa, também
considerada oportunista, em bordas internas das torneiras foi coerente com seu tropismo por
76
Discussão
locais úmidos. O microrganismo pode ser carreado pela própria água e colonizar torneiras e
tubulações, formando biofilmes (PETGNAT et al., 2006).
No ambiente hospitalar, a formação de biofilmes pelos microrganismos pode
favorecer a permanência desses em superfícies e equipamentos, resultando em uma fonte
contínua para dispersão de patógenos.
Nos biofilmes, os microrganismos aderidos às superfícies multiplicam-se,
envolvidos numa matriz extracelular de polissacarídeos, sendo protegidos da ação de
antimicrobianos e desinfetantes (SMITH, HUNTER, 2008)
Interessante observar que os isolados de Pseudomonas aeruginosa foram
recuperados apenas de torneiras da enfermaria, não sendo detectado nos quartos de
isolamento. Diversos aspectos podem estar envolvidos, como possível troca de torneiras em
pias dos quartos de isolamentos em ocasião mais recente que na enfermaria.
A presença de Pseudomonas aeruginosa resistente ao imipenem em bordas
internas de torneiras e margens superiores das pias da enfermaria pode estar relacionada à
contaminação da água, podendo o microrganismo ser carreado em respingos que se depositam
sobre as margens da pia. A troca de torneiras e o reforço da higienização das margens e bojos
das pias provavelmente reduziriam a contaminação dessas superfícies (PETGNAT et al.,
2006).
A contaminação de torneiras e pias por Pseudomonas aeruginosa resistente ao
imipenem pode implicar risco de contaminação das mãos dos profissionais mesmo durante a
higienização destas, sendo importante a fricção das mãos com álcool gel após lavar e secar as
mãos.
A possibilidade de disseminação de Pseudomonas aeruginosa entre paciente e
ambiente por meio das mãos foi observada em uma UTI do México. Na comparação de
isolados da espécie de amostras de pacientes, superfícies ambientais e mãos dos profissionais,
verificou-se a presença de clones comuns nos locais avaliados (CORONA-NAKAMURA et
al., 2001).
A presença de Pseudomonas fluorescens/putida em sabão acondicionado em
recipiente aberto foi coerente com as características do microrganismo em questão, que
sobrevive em variados ambientes, frequentemente encontrado em locais úmidos.
Microrganismos como Serratia marcencens e Pseudomonas spp. podem ser encontrados em
soluções de detergentes e desinfetantes, principalmente quando acondicionadas por longos
períodos em recipientes sujos ou preparados incorretamente (SEHULSTER et al., 2004).
77
Discussão
O sabão líquido contaminado por Pseudomonas putida, conforme observado no
quarto de isolamento na última coleta de amostras, pode ter sido utilizado para a higienização
das mãos devido à ausência da almotolia com degermante, implicando risco de contaminação
delas pela espécie bacteriana detectada.
Soluções de detergentes, desinfetantes e torneiras contaminadas por bactérias
Gram negativas em UTI podem constituir foco de disseminação de microrganismos,
contribuindo para as infecções entre pacientes imunossuprimidos (SEHULSTER et al., 2004).
A detecção de bactérias resistentes em superfícies e equipamentos, possivelmente
está relacionada à possibilidade de recontaminação depois de algumas horas da higienização
do ambiente ou, mesmo, pela possibilidade de persistência de alguns microrganismos após a
limpeza, além da alta frequência de manipulação e toque, por se tratarem de locais que
exigem frequente reavaliação de parâmetros do paciente na sua condição clínica (HARDY et
al., 2007; DREES, 2008).
Sobre a contaminação de superfícies em contato com o paciente ou muito tocadas
os resultados desse trabalho reforçam a hipótese de que essas se tornam contaminadas por
bactérias resistentes. Observou-se a presença no ambiente da UTI de isolados com resistência
à ciprofloxacina (fluorquinolona), ceftriaxona, (cefalosporina), imipenem (carbapenêmico) ou
vancomicina (glicopeptídeo) em diafragma do estetoscópios, bordas internas das torneiras,
ventilador mecânico, monitor de função cardíaca, grade de cama, pia e mesa de cabeceira.
O maior percentual de resistência observado para ciprofloxacina pode estar
relacionado à sua ampla utilização o tratamento de infecções por bactérias tanto para Gram
positivas como para Gram negativas.
Destaca-se que o uso da ciprofloxacina para o
tratamento das infecções por Acinetobacter baumannii está indicado no grupo A para testes
preliminares, para aquelas por Pseudomonas aeruginosa no grupo B e para Staphylococcus
spp. no grupo C, como alternativo (CLSI, 2009).
A detecção desses
microrganismos
de importância epidemiológica em
equipamentos e superfícies, principalmente no quarto de isolamento, reforça a premissa de
que o ambiente próximo ao paciente colonizado e/ou infectado por bactérias resistentes tornase contaminado, conferindo potencial reservatório para a disseminação de patógenos
(DREES, 2008).
Nas superfícies, equipamentos e hemoculturas analisados, foi verificada a presença
de Staphylococcus epidermidis resistente à ciprofloxacina, apesar de a espécie não se
configurar entre os cinco microrganismos de maior importância epidemiológica. Contudo, no
78
Discussão
caso de Staphylococcus epidermidis um comensal presente na pele chama atenção por estar
associado às infecções pela contaminação de dispositivos invasivos, como cateteres, devido a
sua capacidade de adesão e multiplicação em polímeros, formando biofilmes (EIFF, PETERS,
HEILMANN, 2002).
No estudo, 50% dos isolados de hemocultura foram Staphylococcus. epidermidis
com resistência à ciprofloxacina.
Destaca-se que os estafilococos coagulase negativos, a exemplo de Staphylococcus
epidermidis, constituem a principal causa de infecções de corrente sanguínea. A origem de
tais infecções geralmente relaciona-se ao momento da inserção de cateteres, da assepsia da
pele, e da manipulação inadequada da conexão desses dispositivos (CDC, 2002, b).
Staphylococcus epidermidis pode-se apresentar como um microrganismo
oportunista, causando infecções em pacientes imunossuprimidos e geralmente associadas aos
dispositivos invasivos (KITAO, 2003).
Uma característica importante de Staphylococcus epidermidis é a produção de uma
bacteriocina, lantibióticos, que pode favorecer a colonização da pele por esse microrganismo.
Tal bacteriocina provavelmente inibe o crescimento de outros microrganismos (EIFF,
PETERS, HEILMANN, 2002).
Outra característica de Staphylococcus epidermidis que pode favorecer a
colonização de superfícies diversas pela espécie é a expressão de genes para a produção de
biofilmes quando sob estresse ambiental. Em teste laboratorial, a exposição de isolados de
Staphylococcus epidermidis a soluções de etanol e álcool benzílico induziu significativamente
a expressão fenotípica de biofilmes por estes (MILISAVLJEVIC et al., 2008).
Nesse contexto, considerando as características de Staphylococcus epidermidis –
tais como microrganismo comensal da pele e mucosa humana e capacidade de permanência
em superfícies por meio de biofilmes – ou seja, torna-se ainda mais preocupante a pressão
seletiva causada pelo uso de antimicrobianos, que favorece a emergência de resistência destes
no ambiente hospitalar.
Em relação a suas características de microrganismo comensal, Staphylococcus
epidermidis desperta menor atenção que Staphylococcus aureus, espécie destacada pelos
vários fatores de virulência, dentre eles a produção de toxinas (KITAO, 2003).
De modo similar os Enterococcus spp. são comuns no trato digestivo. Entretanto,
sob a pressão seletiva podem apresentar resistência aos antimicrobianos, sendo preocupante a
colonização por enterococos resistentes à vancomicina.
79
Discussão
No caso dos enterococos resistentes à vancomicina, quandos associados às
infecções, representam um grande desafio, pois a possibilidade de tratamento se torna muito
reduzida, associando adicional morbidade e mortalidade para os pacientes (DESHPANDE et
al., 2007).
Para o isolado de Enterococcus faecalis resistente à vancomicina recuperado do
estetoscópio, do isolamento a concentração mínima de vancomicina necessária à inibição do
crescimento foi duas vezes o valor de referência, o que o classifica como resistente. Tal
isolado pode estar relacionado ao fenótipo mais comum, expresso por alguns microrganismos
resistentes aos glicopeptídeos, vancomicina e teicoplanina, portadores do gene VanA.
Isolados portadores do gene VanA possuem alto nível de resistência à vancomicina (MIC ≥
64 mcg/ml) e teicoplanina (MIC ≥ 16 mcg/ml). Tal fenótipo pode ser expresso por E. faecalis.
Neste estudo, o isolado de E. faecalis detectado em diafragma do estetoscópio na unidade de
isolamento apresentou MIC ≥ 64 mcg/ml. Entretanto, não foi testada a teicoplanina (ROSSI,
ANDREAZZI, 2005).
O fenótipo VanA é codificado por DNA plasmidial, sendo possível sua
transferência entre espécies ou mesmo gêneros bacterianos (ROSSI, ANDREAZZI, 2005).
Cabe destacar que no momento da coleta das amostras não havia detecção de VRE
em colonização ou infecção do paciente que ocupava a unidade. O paciente estava em
precaução de contato por Acinetobacter baumannii multirresistente e Serratia marcencens.
Provavelmente, houve permanência do patógeno no diafragma do estetoscópio após contato
com uma fonte não identificada ou, até mesmo, contato com pacientes anteriores, uso fora do
quarto de isolamento e, sobretudo, falha na limpeza e assepsia antes do próximo uso. Tal
aspecto ressalta a extrema importância de desinfecção do estetoscópio antes e após os
procedimentos, especialmente nas situações de isolamento por contato.
Cabe destacar que há relatos da permanência de enterococos resistentes à
vancomicina por até 58 dias em bancadas, aumentando a possibilidade de transferência entre
pacientes, ambiente e profissionais caso não seja realizada uma descontaminação eficaz. A
utilização dos desinfetantes nas concentrações indicadas, em conformidade com o tipo de
material, garante uma melhor desinfecção (DREES, 2008).
Em relação aos desafios do tratamento das infecções por enterococos resistentes à
vancomicina, devido à reduzida opção de tratamento, sua detecção no ambiente e,
especialmente, em estetoscópio aponta para a necessidade de maior atenção à higienização
desses locais.
80
Discussão
Embora neste estudo a limpeza e desinfecção de superfícies não foram foco de
avaliação, cabe considerar que a análise da efetividade da limpeza por meio de métodos
microbiológicos, o treinamento da equipe responsável pela higienização do ambiente com
apresentação e a discussão dos dados relativos à contaminação da unidade do paciente podem
favorecer um melhor controle da disseminação de bactérias resistentes entre pacientes e
ambiente.
De modo semelhante, ainda em diafragma do estetoscópio do quarto de
isolamento, detectou-se Staphylococcus aureus resistente à ciprofloxacina, sendo este um dos
microrganismos de importância epidemiológica. O microrganismo foi observado em
colonização de paciente na unidade de isolamento no momento de coleta das amostras. O uso
da ciprofloxacina para tratamento das infecções por estafilococos está indicado no grupo C,
como agente antimicrobiano alternativo.
Em coleta de amostras do diafragma dos estetoscópios de determinados
profissionais atuantes em UTI, constatou-se que naqueles estetoscópios cujo profissional
relatou realizar a desinfecção com álcool não houve detecção de crescimento bacteriano.
Infere-se que o fato de o estetoscópio pertencer ao próprio profissional levou a um maior
compromisso deste com a desinfecção do instrumento de trabalho. Em contrapartida, o
resultado de cultura dos diafragmas de estetoscópios pertencentes à instituição revelou uma
diversidade de recuperação de microrganismos (ORSI, 2009).
A desinfecção adequada de equipamentos pode contribuir para a redução da
contaminação cruzada e da disseminação entre ambiente e pacientes de bactérias resistentes.
A transferência de Staphylococcus aureus resistente à meticilina e enterococos
resistentes à vancomicina de superficies e equipamentos em serviços de saúde é considerada
como uma provável via disseminadora. A contaminação de superfícies por VRE geralmente é
mais elevada em áreas clínicas de pacientes colonizados em múltiplos locais do corpo, com
diarreia e falhas na técnica do uso de luvas pelos profissionais ou higienização do paciente e
das mãos dos familiares e visitantes (SEHULSTER et al., 2004).
Numa análise microbiológica da disseminação de enterococos resistentes à
vancomicina entre locais do ambiente, pele íntegra do paciente e sequência de toques pelas
mãos dos profissionais de saúde de uma UTI, registrou-se uma taxa de transferência de 10,6%
do microrganismo entre pacientes e superfícies. Os pacientes colonizados e locais tocados
pelas mãos dos profissionais foram monitorizados por culturas microbiológicas para a
detecção de enterococos resistentes à vancomicina. Assim, foi possível determinar os locais
81
Discussão
de origem de enterococos resistentes à vancomicina, aqueles posteriormente contaminados e a
taxa de transferência de um local contaminado pelo patógeno para outro com culturas
anteriores negativas (DUCKRO et al., 2005).
Em registro da prevalência de enterococos resistentes à vancomicina em diversos
grupos populacionais em Berlim, incluindo hospital e comunidade, foi encontrado um mesmo
clone em diferentes grupos populacionais. Nos EUA e em países da Europa, observa-se a
prevalência de cocos Gram positivos, com destaque para Staphylococcus aureus resistentes`a
meticilina e enterococos resistentes à vancomicina, em superfícies e equipamentos do
ambiente hospitalar, incluindo camas, torneiras, mesa de cabeceira, teclados de computador e
maçanetas dentre outros (WENDT et al., 1999; BURES et al., 2000; LEMEN et al., 2004;
DREES et al., 2008).
Visto que Staphylococcus aureus resistentes`a meticilina e enterococos resistentes
à vancomicina constituem os microrganismos de maior vigilância relacionados às infecções
nesses países, é coerente sua detecção na microbiota do ambiente destas instituições (WENDT
et al., 1999; BURES et al., 2000; LEMEN et al., 2004; DREES et al., 2008).
Em estudos sobre a participação ambiental na disseminação de patógenos,
verificou-se a contaminação de superfícies próximas ao paciente ou muito tocadas pelos
profissionais de saúde e objetos (fômites). Em superfícies da cama, destacam-se Pseudomonas
aeruginosa, Clostridium difficile, Acinetobacter baumannii, enterococos resistentes à
vancomicina e Staphylococcus aureus resistentes`a meticilina, sendo o último mais frequente,
além de serem isolados em maçanetas, cadeiras, assentos sanitários, mesa, teclados de
computador e diafragma do estetoscópio. Nas torneiras, destaca-se Pseudomonas aeruginosa,
comum em locais úmidos (EL SHAFIE et al., 2004; PETGNAT et al., 2006; DUBBERKE et
al.,2007; ROGUES et al.,2007; HAYDEN et al., 2008; Departament of Infectious Diseases,
National Institute of Heath, Rome, Italy, 2009).
Na análise da disseminação de enterococos resistentes à vancomicina em uma UTI
de Boston, verificou-se que o risco de aquisição do microrganismo foi de 3,4 vezes (IC: 95%,
1,2-9,6) para os pacientes em quartos nos quais foram observados resultados de culturas
microbiológicas positivas do ambiente (DREES, 2008).
A permanência de enterococos resistentes à vancomicina em equipamentos e
superfícies na unidade do paciente pode implicar um foco contínuo para a disseminação aos
próximos pacientes, elevando as taxas de infecção pelo microrganismo e, consequentemente
morbidade, mortalidade e custos naquele setor.
82
Discussão
Portanto, considerando as dificuldades de tratamento das infecções por
enterococos resistentes à vancomicina, torna-se visível a importância de prevenir sua
disseminação seja no ambiente hospitalar ou comunidade.
A contaminação de superfícies e equipamentos do ambiente hospitalar pode
ocorrer por uma diversidade de microrganismos resistentes. A resistência aos antimicrobianos
pelas diversas espécies bacterianas se relaciona à adaptação dos organismos às alterações e a
estresses ambientais. Tal adaptação pode ocorrer pela mutação cromossomal e seleção dos
organismos, referindo-se à evolução vertical, ou transferência de material genético, para
resistência entre isolados da mesma espécie ou, mesmo, diferentes espécies e gêneros, ou seja,
evolução horizontal (TENOVER, 2006).
Portanto, considerando a resistência bacteriana uma adaptação evolutiva que
certamente ocorre nas oportunidades de contato do microrganismo com um antimicrobiano
torna-se imprescindível o uso racional dos antimicrobianos, além do controle das fontes e vias
de dispersão desses microrganismos no ambiente hospitalar.
Assim, cabe ressaltar a importância das medidas de controle da disseminação de
microrganismos resistentes. O uso criterioso dos antimicrobianos, com a escolha da dosagem
e duração do tratamento adequados, pode reduzir a pressão seletiva causada em populações de
microrganismos (TENOVER, 2006).
Na escolha criteriosa de um antimicrobiano para uso clínico – ou seja, a
implementação da vigilância, auditoria à prescrição de antibióticos – além do MIC, outros três
aspectos são considerados: a meia-vida do antibiótico – ou seja, o tempo de decréscimo de sua
concentração, a biodisponibilidade; seu nível máximo no local da infecção; e a comparação
do isolado com outros da mesma espécie e dados clínicos disponíveis da resposta in vivo de
isolados semelhantes identificados no mesmo tipo de situação (WINN JR et al., 2008).
Quanto às medidas de controle ambiental, o reforço na limpeza e desinfecção de
superfícies e equipamentos, a utilização adequada das precauções de contato e o número
suficiente de funcionários podem favorecer a redução da disseminação de microrganismos
resistentes. Quando não observados tais aspectos, ocorre o favorecimento da disseminação
destes patógenos entre pacientes, enfermarias e, mesmo outros setores ou hospitais, podendo
ocasionar surtos (TENOVER, 2006).
A identificação de possíveis reservatórios de Staphylococcus aureus resistente à
meticilina, enterococos resistentes à vancomicina, Acinetobacter baumannii, Pseudomonas
aeruginosa, dentre outros, pode favorecer a prevenção da disseminação da resistência
83
Discussão
bacteriana, ao demarcar os pontos de maior atenção para limpeza e descontaminação, assim
como reforçar a necessidade de higienização das mãos após a realização de cuidados ao
paciente e o contato com superfícies provavelmente contaminadas.
A contaminação de superfícies e equipamentos dos quartos de isolamento e
enfermaria por Staphylococcus epidermidis se baseia na frequência em que são tocados, sendo
que o microrganismo constitui parte da microbiota da pele e da mucosa humana. Nos
resultados do rep-PCR, verificou-se um percentual de similaridade de 60-65% entre isolados
de Staphylococcus epidermidis resistentes à ciprofloxacina do ambiente da UTI e hemocultura
de pacientes.
De acordo com o percentual de similaridade, constatou-se pequena diversidade
entre isolados de Staphylococcus epidermidis detectados em superfícies, equipamentos e
hemocultura, reforçando a possibilidade da contaminação cruzada e a importância do
ambiente na disseminação de bactérias resistentes.
O percentual de similaridade aproximado de 70%, valor proposto para a indicação
de relação clonal por Wayne et al., (1987), aponta uma pequena diversidade entre os isolados
bacterianos do ambiente da UTI e pacientes. Tal resultado é coerente com a premissa de que a
microbiota é específica para um estabelecimento de saúde de acordo com suas condições
ambientais e perfil epidemiológico dos microrganismos relacionados às infecções.
Para a identificação das prováveis fontes disseminadoras de microrganismos de
importância epidemiológica no ambiente hospitalar, ainda ressalta a necessidade do controle
de fatores como umidade, temperatura, frequência de toque pelas mãos dos profisssionais,
limpeza realizada, tempo de permanência e viabilidade destes na possível fonte (NELSON et
al., 2006).
Um percentual de similaridade elevado (80%) em relação ao (GTG)5 e ao BOXPCR foi observado entre o isolado de Acinetobacter baumannii resistente ao imipenem
recuperado do ventilador mecânico do quarto de isolamento e um bastonete Gram negativo
isolado da hemocultura, sem identificação bioquímica da espécie.
Cabe destacar que no ambiente hospitalar as infecções por Acinetobacter
baumannii relacionam-se principalmente a pacientes críticos em UTI em uso de ventilação
mecânica ou com feridas e queimados (TOWNER, 2009).
O maior percentual de similaridade (95%) foi verificado entre as amostras de
“Leuconostoc Spp” (monitor de função cardíaca na enfermaria) e de Staphylococcus
epidermidis (em diafragma do estetoscópio na unidade de isolamento) resistentes à
84
Discussão
ceftriaxona e/ou ciprofloxacina. Entretanto, para confirmar se constituem um único clone, são
necessários testes como a técnica de sequenciamento de genes do rRNA ribossômico 16 S,
uma vez que os resultados podem variar entre os testes.
Os genes do RNA ribossômico da unidade de Swedberg 16, menor subunidade do
ribossomo, são encontrados em todas as bactérias com pequena taxa de mutação. As regiões
altamente variadas do rRNA 16 S são específicas para uma espécie bacteriana, sendo
aplicável para a análise de similaridade entre espécies (XU et al., 2004).
De acordo com o elevado percentual de similaridade entre as amostras de
“Leuconostoc spp.” (monitor de função cardíaca na enfermaria) e de Staphylococcus
epidermidis (estetoscópio do isolamento) resistentes à ciprofloxacina se confirmada a
possibilidade de se referir a uma única espécie em testes como o rRNA ribossômico 16s,
reforça a provável transferência cruzada de microrganismos entre enfermaria e isolamento. A
possível transferência pode ter ocorrido via mãos dos profissionais de saúde, considerando a
contaminação do monitor de função cardíaca, local frequentemente tocado durante o cuidado
ao paciente.
Aqui, a importância dos testes moleculares em associação com os bioquímicos se
destaca pela melhor discriminação entre isolados das diversas espécies de microrganismos
favorecendo uma escolha adequada, seja de um antimicrobiano ou de medidas de controle da
disseminação ambiental de um patógeno, apesar de estas técnicas ainda não serem comuns
nos laboratórios hospitalares, pois demandam maiores custos e tempo, dentre outros aspectos.
Diante da possibilidade da contribuição ambiental em relação à disseminação de
bactérias resistentes, cabe ressaltar a importância da avaliação dos procedimentos de limpeza
e desinfecção de rotina das superfícies e dos equipamentos quanto à sua eficácia, além da
possibilidade de associação de novos métodos, a exemplo da radiação ultravioleta, ainda em
estudo, na limpeza terminal.
A utilização adequada de métodos de limpeza e desinfecção pode favorecer uma
melhor descontaminação de superfícies com persistência de microrganismos, tais como
enterococos resistentes à vancomicina e espécies que produzem biofilmes. Assim, pode-se
reduzir a quantidade de microrganismos viáveis em superfícies, consequentemente,
diminuindo a disseminação ambiental de patógenos.
Destaca-se que isolados de Staphylococcus aureus resistente à meticilina e
enterococos resistentes à vancomicina podem ser sensíveis aos diversos desinfetantes
85
Discussão
disponíveis, tais como álcool e hipoclorito de sódio, nas concentrações indicadas para a
desinfecção das superfícies (SEHULSTER et al., 2004).
Além do reforço da limpeza e desinfecção de superfícies e equipamentos do
ambiente hospitalar, torna-se interessante também elaborar modos de avaliação da eficácia da
descontaminação utilizada nesse ambiente, a fim de garantir maior segurança na realização do
cuidado para os pacientes e profissionais de saúde.
Geralmente, a verificação da eficácia da limpeza é realizada pela inspeção visual.
No entanto, superfícies aparentemente limpas podem se contaminar por microrganismos de
importância epidemiológica, a exemplo das bactérias resistentes.
Algumas possíveis técnicas para avaliar a eficácia da limpeza do ambiente
hospitalar têm sido testadas em estudos recentes (GOODMAN et al., 2008; SHERLOCK et
al., 2009).
Na avaliação da eficácia da limpeza terminal após a alta do paciente em uma UTI
de Boston, foram identificadas as superfícies mais frequentemente tocadas e marcadas por
uma substância sensível à luz negra, não tóxica, invisível e removível apenas com pano úmido
friccionado com moderada pressão. Ao final de seis meses, registrou-se que a avaliação da
eficácia da limpeza associada ao reforço do uso de desinfetantes reduziu a probabilidade de
culturas positivas para MRSA e VRE em amostras das superfícies marcadas para avaliação
(GOODMAN et al., 2008).
Um método rápido de verificação da limpeza baseia-se na bioluminescência
produzida da oxidação da luciferina pela enzima luciferase, consumindo ATP (trifosfato de
adenosina) dos microrganismos e substâncias orgânicas. O teste ATP-bioluminescência pode
ser útil na detecção da carga microbiana e resíduos orgânicos presentes em superfícies do
ambiente hospitalar (SHERLOCK et al., 2009).
A detecção rápida por meio do ATP da carga microbiana e resíduos orgânicos
pode favorecer uma avaliação adequada e aplicável da limpeza de rotina nos estabelecimentos
de saúde. Assim, pode contribuir para verificar as condições de limpeza de superfícies e
equipamentos aparentemente limpos, além de destacar os locais com necessidade de maior
reforço na higienização.
Tais métodos, se associados à inspeção visual, podem favorecer a avaliação da
eficácia da limpeza. Nesse contexto, análises da eficácia desses métodos em associação à
inspeção visual, dos custos e dos benefícios são interessantes de serem avaliadas para
utilização no ambiente hospitalar.
86
Discussão
Dentre as medidas de controle da disseminação da resistência bacteriana, a
educação permanente dos profissionais e a orientação dos pacientes, familiares e visitantes
quanto às medidas de controle das IRAS, com ênfase na higienização das mãos, constituem
importante aspecto para abordagem nos estabelecimentos de saúde.
O investimento na educação e no treinamento dos profissionais em relação às
precauções padronizadas, via de disseminação dos microrganismos e modo de prevenção,
constitui importante medida para abordagem (SIEGEL et al., 2007).
A educação permanente, com avaliações periódicas e retorno aos profissionais dos
resultados adequados em relação ao controle das infecções, pode levar a uma maior adesão, e
participação, de toda a equipe à prática de um cuidado seguro (SIEGEL et al., 2007).
O envolvimento do paciente e familiares nas medidas de precauções, com ênfase
na higienização das mãos, também constitui um alvo que pode favorecer o controle da
disseminação de microrganismos resistentes (SIEGEL et al., 2007).
Entretanto, de acordo com o delineamento e o tipo de estudo realizado, não houve
a pretensão de analisar aspectos como eficácia da limpeza, tempo de permanência dos
microrganismos em superfícies, tipos de superfície, variações de temperatura e umidade,
medidas preventivas da disseminação de patógenos e risco de aquisição de bactérias
resistentes pelo pacientes. Tais aspectos são de grande relevância para estudos futuros.
Estudos comparativos dos microrganismos isolados em amostras clínicas,
ambientais e das mãos dos profissionais de saúde, dentre outras possíveis fontes e vias de
disseminação, podem permitir a avaliação do ciclo de determinado patógeno em
estabelecimentos de saúde.
A análise microbiológica antes e após a limpeza das superfícies e dos
equipamentos pode permitir uma melhor avaliação da eficácia da limpeza e identificar os
locais com maior carga microbiana, para melhor adequação dos métodos utilizados. Cabe
também reforçar a necessidade da limpeza mesmo para superfícies aparentemente limpas,
além de treinamentos sobre a limpeza de equipamentos, conforme instrução do fabricante, e
métodos usados no setor e, ainda, uma avaliação periódica da conformidade das práticas
diárias de higienização realizadas pelos profissionais com as preconizadas e treinadas.
Nesse contexto, as estimativas do risco de colonização ou infecção de pacientes
em ambiente possivelmente contaminado por bactérias resistentes são relevantes para
verificar o potencial de reservatório do ambiente hospitalar. Para tais estimativas, a associação
87
Discussão
dos testes bioquímicos aos moleculares possibilita a identificação e comparação mais precisa
dos isolados bacterianos presentes no ambiente e paciente.
Outro aspecto interessante para avaliação trata-se do possível impacto na redução
da contaminação das superfícies e dos equipamentos se reforçadas por medidas como a
higienização das mãos pelos profissionais e pessoas que circulam em um determinado setor.
88
Conclusão
7. CONCLUSÃO
Neste estudo foram obtidas 124 amostras das superfícies inanimadas (bordas
internas das torneiras, grade lateral da cama, margens superiores da pia e tampo da mesa de
cabeceira) e os equipamentos (diafragma do estetoscópio, traqueia do tubo corrugado do
ventilador mecânico e botões de comando do monitor de função cardíaca) da UTI adulto. Em
relação às hemoculturas foram obtidas 24 amostras.
No ambiente da UTI as espécies de importância epidemiológica isoladas foram
Acinetobacter baumannii multirresistente, Staphylococcus aureus e Staphylococcus
epidermidis resistentes à ciprofloxacina, Enterococcus faecalis resistente à vancomicina e
Pseudomononas aeruginosa resistente ao imipenem e ciprofloxacina.
As espécies bacterianas isoladas das
amostras de hemocultura foram
Staphylococcus epidermidis e bastonetes Gram negativos resistentes à ciprofloxacina.
Não houve grande diversidade entre isolados bacterianos resistentes recuperados
do ambiente e hemoculturas de pacientes, sendo observados percentuais de similaridade entre
60% e 95% quando comparadas amostras de superfícies, equipamentos e paciente da UTI
adulto. Tal similaridade entre isolados bacterianos de hemoculturas de pacientes e amostras
ambientais de superfícies e equipamentos reforça a premissa de transferência horizontal de
patógenos.
Entre os isolados de Staphylococcus epidermidis detectados na grade lateral da
cama, campânula do estetoscópio da unidade de isolamento e hemoculturas de pacientes da
UTI adulto, o percentual de similaridade foi de aproximadamente 60%. De modo similar, para
Acinetobacter baumanni multirresistente, detectado no ventilador mecânico, registrou-se uma
similaridade de 80% em relação a uma amostra de hemocultura de paciente. Conclui-se que as
superfícies inanimadas frequentemente tocadas e equipamentos próximos ao paciente na UTI
contaminam-se por bactérias resistentes, sugerindo relação clonal com isolados bacterianos de
hemocultura de pacientes.
A contaminação de superfícies e equipamentos por bactérias resistentes, a exemplo
de
Enterococcus
faecalis
resistente
à
vancomicina
e
Acinetobacter
baumannii
multirresistente, foi mais comum na unidade de isolamento, enquanto na enfermaria foi
coerente a presença de microrganismos oportunistas adaptados às características ambientais,
como locais úmidos, conforme se verificou a presença de Pseudomonas aeruginosa resistente
89
Conclusão
ao imipenem em bordas internas de torneiras e margens superiores da pia, provavelmente
veiculada pela água.
A contaminação do diafragma do estetoscópio por Enterococcus faecalis resistente
à vancomicina, Staphylococcus aureus resistente à ciprofloxacina e Acinetobacter baumannii
multirresistente na unidade de isolamento reforça a necessidade de atenção na desinfecção do
equipamento, que pode constituir um meio de disseminação de diferentes patógenos.
Apesar de, muitas vezes, aparecer como contaminante de amostras clínicas e de ser
considerado pouco virulento, a presença de Staphylococcus epidermidis resistente à
ciprofloxacina, um antimicrobiano alternativo, detectado em diafragma do estetoscópio, grade
lateral da cama do isolamento e hemoculturas de pacientes da UTI com importante percentual
de similaridade, merece atenção pela sua característica e implicação em infecções
oportunistas.
Assim, observa-se a necessidade do reforço de medidas de controle, redução e
prevenção da disseminação de microrganismos resistentes, além de maior atenção à
descontaminação de superfícies e equipamentos em UTI e avaliação da sua eficácia, aspectos
não analisados no estudo, mas de grande relevância nesse contexto.
.
90
Referências
REFERÊNCIAS
ADACHI, J. A.; PEREGO, C.; GRAVISS, L.; DVORAK, T.; HACHEM, R.; CHEMALY, R.
F., et al. The role of interventional molecular epidemiology in controlling clusters of
multidrug resistant Pseudomonas aeruginosa in critically ill cancer patients. Am. J. Infect.
Control., St. Louis, v.37, p.442-6, 2009.
AZAMBUJA, E. P.; PIRES, P. D.; VAZ, M. R. C. prevenção e controle da infecção
hospitalar: as interfaces com o processo de formação do trabalhador. Revista Texto &
Contexto Enfermagem., Florianópolis, v.13, p.79-86, 2004.
BEDENDO, B.; PIGNATARI, A. C. C. Tipagem de Enterococcus faecalis por pulsed-field
gradient gel eletrophoresis e reação em cadeia da polimerase. Rev. Ciência, Cuidado e
Saúde, Maringá, v.1, n.1, p.117-122, 2002.
BIONUMERICS – APPLIED MATHS. Versão 6.0. St. Martens-Latem. Apresenta a
possibilidade de combinação de informações de diversas fontes fenotípicas e genotípicas em
uma base de dados global, conduzindo a análises conclusivas. Disponível em: <
http://www.applied-maths.com/bionumerics/bionumerics.htm>. Acesso em: 07 abr. 2010.
BIOMERIAUX – Apiweb. COLT Télécommunications France. Apresenta a possibilidade de
identificação dos perfis bioquímicos de bactérias, e permite interpretar os resultados obtidos
nos
testes.
Disponível
em:
https://apiweb.biomerieux.com/servlet/Authenticate?action=prepareLogin. Acesso em: 08
ago. 2009.
BORGMANN, S.; WOLZ, C.; GROBNER, S.; AUTENRIETH, I. B.; HEEG, P.; GOERKE,
C.; et al. Metallo-b-lactamase expressing multi-resistant Acinetobacter baumannii transmited
in the operation area. J. Hosp. Infect., Londres, v.57, p.308-315, abr. 2004.
BOYCE, J. M. Environmental contamination makes an important contribution to hospital
infection. J. Hosp. Infect., Londres, v. 65, p.50-54, jun. 2007.
BRASIL. Ministério da Saúde. Coordenação de Controle de Infecção Hospitalar.
Processamento de artigos e superfícies em estabelecimentos de saúde. 2. ed. Brasília, 1994. 50
p.
Disponível
em:
<http://www.anvisa.gov.br/servicosaude/controle/processamento_artigos.pdf>. Acesso em: 30
jan. 2010.
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária/ANVISA. Manual
de microbiologia clínica para o controle de infecção em serviços de saúde. 1 ed. Brasília,
2004.
381p.
Disponível
em:
<http://bvsms.saude.gov.br/bvs/publicacoes/manual_microbiologia_completo.pdf>. Acesso
em: 19 maio 2010.
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária/ANVISA.
Resolução – RDC n. 2.616, de 12 de maio de 1998. Regulamenta as ações de controle de
infecção hospitalar no país. Diário oficial da União, Brasília, 13 maio 1998. Disponível em:
<http://www.anvisa.gov.br/legis/portarias/2616_98.htm>. Acesso em: 12 dez. 2009.
91
Referências
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária / ANVISA.
Resolução - RDC n. 50, de 21 de fevereiro de 2002. Dispõe sobre o Regulamento Técnico
para planejamento, programação, elaboração e avaliação de projetos físicos de
estabelecimentos assistenciais de saúde. Diário Oficial da União, Brasília, 20 fev. 2002.
Disponível em: <http://www.anvisa.gov.br/legis/resol/2002/50_02rdc.pdf>. Acesso em: 30
abr. 2010.
BURES, S.; FISHBAIN, J. T.; UYEHARA, C. F. T.; PARKER, J. M.; BERG, B. W.
Computer keyboards and faucet handles as reservoirs of nosocomial pathogens in intensive
care unit. Am. J. Infect. Control., St. Louis, v.28, p.465-70, 2000.
CARRARO, T. E. Os postulados de Nightingale e Semmelweis: poder/vital e
prevenção/controle como estratégias para evitabilidade das infecções. Rev. Latino-am
Enfermagem., Ribeirão Preto, v.12, n.4, p.650-7, jul-ago. 2004.
Centers for Diseases Control (CDC). Staphylococcus aureus resistant to vancomycinUnited States, 2002. MMWR., v.51, p.565-567, 2002 a.
Centers for Diseases Control (CDC). Guidelines for the prevention of intravascular cateterrelated
infections.
MMWR.
Atlanta,
GA,
2002
b.
Disponível
em:
<http://www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/rr5110a1.htm>. Acesso em: 30 abr. 2010.
Centers for Diseases Control (CDC) and Healthcare Infection Control Practices
Advisory Committee (HICPAC). Guideline for environmental infection control in healtycare
facilities.
Atlanta,
GA,
2003.
Disponível
em:
<
http://www.cdc.gov/ncidod/dhqp/pdf/guidelines/Enviro_guide_03.pdf>. Acesso em 12 jul.
2009.
CHRISTOFI, N.; MISAKYAN, M. A.; MATAFONA, G. G.; BARKHUDAROV, E. M.;
BATOEV, V. B.; KOSSYI, I. A et al. UV treatment of microorganisms on artificiallycontaminated surfaces using excimer and microwave UV lamps. Chemosphere., Oxford,v.73,
p.717-22, 2008.
CHITNIS, V.; CHITNIS, S.; PATIL, S.; CHITNIS, D. Practical limitations of disinfection of
body fluid spills with 10.000 ppm sodium hypochorite (NaOCL). Am. J. Infect. Control., St.
Louis, v.32, p.306-8, 2004.
Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI). Performance standards for
antimicrobial disk susceptibility tests; approved standard – tenth edition. CLSI document
M02-A10. Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute; 2009.
CORONA-NAKAMURA, A. L.; MIRANDA-NOVALES, M. G.; LEÃNOS-MIRANDA, B.
Epidemiologic study of Pseudomonas aeruginosa in critical patients and reservoirs. Arch.
Med. Res., México, v.32, p.238-242, 2001.
CRISÓSTOMO, M. I.; WESTY, H.; TOMAS, A.; CHUNG, M.; OLIVEIRA, D. C.;
LENCASTRE, H. The evolution of methicillin resistance in Staphylococcus aureus:
Similarity of genetic backgrounds in historically early methicillin-susceptible and -resistant
isolates and contemporary epidemic clones. PNAS., Washington, v.98, n.17, p.9865-70,
ago.2001.
92
Referências
DANCER, S. J. Importance of the environment in meticillin-resistant Staphylococcus aureus
acquisition: the case for hospital cleaning. Lancet Infect. Dis., Nova York, v.8, p.101-13,
2008.
DEDRICK, R. E.; SINKOWITZ-COCHRAN, R. L.; CUNNINGHAM, C.; MUDER, R. R.;
PERREIAH, P.; CARDO, D. M. et al. Hand hygiene practices after brief encounters with
patients: An important opportunity for prevention. Infect. Control. Hosp. Epidemiol., New
Jersey, v. 28, n. 3, p. 341-345, mar. 2007.
Departament of Infectious Diseases, National Institute of Heath, Rome, Italy.
Contamination of stethoscopes with MRSA and current disinfection practices. Letter to editor.
J. Hosp. Infect., Londres, 276-7, 2009.
DEPLANO, A.; DENIS, O.; POIREL, L.; HOCQUET, D.; NONHOFF, C.; BYL, B., et al.
Molecular characterization of an epidemic clone of panantibiotic-resistant Pseudomonas
aeruginosa. J. Clin. Microbiol., Whashington, v.43, n.3, p.1198-204, 2005.
DESHPANDE, L. M.; FRITSCHE, T.R.; MOET, G. J.; BIEDENBACH, D. J.; JONES, R. N.
Antimicrobial resistance and molecular epidemiology of vancomycin-resistant enterococci
from North America and Europe: a report from the SENTRY antimicrobial surveillance
program. Diagn. Microbiol. Infect Dis., New York,v.58, p.163-170, 2007.
Division of healthcare Quality Promotion, National Center for Infectious Diseases,
Center for Disease Control and Prevention, Public health Service, US Department of
Health and Human services. National nosocomial infections surveillance (NNIS) system
report, data summary from january 1992 through june 2004, issued octuber 2004. Am. J.
Infect. Control., St. Louis, special article., p.470-85, out.2004.
DREES M, SNYDMAN, D. R.; SCHMID, C. H.; BAREFOOT, L.; HANSJOSTEN, K.;
VUE, P.M.; et al. Prior environmental contamination increases the risk of acquisition of
vancomycin-resistant Enterococci. Clin. Infect. Dis., Chicago, v.46, p.678-685, mar. 2008.
DUBBERKE, E. R.; RESKE, K.A.; NOBLE-WANG, J.; THOMPSON, A.; KILLGORE, G.;
MAYFIELD, J., et al. Prevalence of Clostridium difficile environmental contamination and
strain variability in multiple healthy care facilities. Am. J. Infect. Control., St. Louis, v.35,
p.315-8, 2007.
DUCKRO, A. M.; BLOM, D.W.; LYLE, E. A.; WEISNTEIN, R. A.; HAYDEN, M. K.
Transfer of vancomycin-resistant Enterococci via healthy care worker hands. Arch. Inter.
Med., Chicago, v.165, p.302-7, fev.2005.
EIFF, C. V.; PETERS, G.; HEILMANN, C. Pathogenesis of infections due to coagulase
negative Staphylococci. Lancet Infect. Dis., Nova York, v.2, p.677-85, 2002.
EL SHAFIE, S. S.; ALISHAQ, M.; GARCIA, M. L. Investigation of an outbreak of
multidrug-resistant Acinetobacter baumannii in trauma intensive care unit. J. Hosp. Infect.,
Londres, v.56, p.101-5, 2004.
ENOCH, D. A.; SUMMERS, C.; BROWN N. M.; MOORE, L.; GILLHAM, M. I.;
BURNSTEIN, R. M. et al. Investigation and management of an outbreak of multidrug93
Referências
carbapenem-resistant Acinetobacter baumannii in Cambridge, UK. J. Hosp. Infect., Londres,
p.1-10, maio. 2008.
FALK, P. S.; WINNIKE, J.; WOODMANSEE, C.; DESAI, M.; MAYHALL, C. G. Outbreak
of vancomycin-resistant Enterococci in a burn unit. Infect. Control. Hosp. Epidemiol., New
Jersey, v. 21, n.9, p.575-582, set. 2000.
FARR, M. B. What to think if the results of the National Institutes oh Healthy randomized
trial of methicillin-resistant staphylococcus aureus and vancomycin-resistant enterococcus
control measures are negative (and other advice to young epidemiologists): A review and an
au revoir. Infect. Control. Hosp. Epidemiol., New Jersey, v.27, n.10, p.1096-1106, out.2006.
FERNANDES, A.T. Semmelweis: uma história para reflexão. Disponível em:
http://www.ccih.med.br/semmelweis.html. Acessado em: 13/12/09 apud THORWALD, J. O
século dos cirurgiões. Hemus Livraria Editora. p.236-8, s/d.
FERNANDES, A. T. Infecção hospitalar e suas interfaces na área da saúde. 1 ed. São Paulo:
Atheneu, 2000. 953 p, v.1.
FLETCHER, R. H.; FLETCHER, S. W.; WAGNER, E. H. Trad. SCHMIDIT, M. I.
Epidemiologia clínica: elementos essenciais. 3 Ed. Porto Alegre: Artes Médicas. 1996. 281p.
FONTANA, R. T. As infecções hospitalares e a evolução histórica das infecções. Rev. Bras.
Enferm., Brasília,v.59, n.5, p.703-6, set/out. 2006.
GALES, A. C.; TORRES, P. L.; VILARINHO, D. S. O.; MELO, R. S.; SILVA, C. F. L.;
CEREDA, R. F. Carbapenem-Resistant Pseudomonas aeruginosa outbreak in an intensive
care unit of a teaching hospital. Braz. J. Infect. Dis., Salvador,v.8, n.4, p.267,271, ago.2004.
GALOISE-GUIBAL, L.; SOUBIROU, J. L.; DESJEUX, G.; DUSSEAU, J.Y.; EVE, O.;
ESCARMENT, J. et al. Screening for multidrug-resistant bacteria as a predictive test for
subsequent onset of nosocomial infection. Infect. Control. Hosp. Epidemiol., New Jersey,
v. 27, n.11, p. 1233-1241, nov. 2006.
GIAMARELLOU, H.; ANTONIADOU, A.; KANELLAKOPOULOU, K. Acinetobacter
baumannii: a universal threat to public health? Int. J. Antimicrob. Agents., Amsterdam,
v.32, n.2, p.106-119, 2008.
GOODMAN, E. R.; PLATT, R.; BASS, R.; ONDERDONK, A. B.; YOKOE, D. S.; HUANG,
S.S. Impact of environmental cleaning intervention on the presence of the methicillin-resistant
Staphylococcus aureus and vancomycin-resistant Enterococci on surfaces in intensive care
unit rooms. Infect. Control. Hosp. Epidemiol., New Jersey, p.593-99, 2008.
HALL, B. G. Predicting the evolution of antibiotic resistance genes. Nat. Rev. Microbiol.,
Londres, v.2, p.430-5, 2004.
HAYDEN, M. K.; BONTEN, M. J. M.; BLOM, D. W.; LYLE, E. A.; VAN DE VIJVER, D.
A. M. C.; WEINSTEIN, R. A. Reduction in acquisition of of vancomycin-resistant
Enterococcus after enforcement of routine environmental cleaning measures. Clin. Infect.
Dis., Chicago, v.42, p.1552-60, 2006.
94
Referências
HAYDEN, M. K.; BLOM D. W.; LYLE E. A.; MOORE C. G.; WEISTEN, R. A. Risk of
hand or glove contamination after contact with vancomycin-resistant Enterococcus or the
colonized patients’ environment. Infect. Control. Hosp. Epidemiol., New Jersey, v.29, n.2,
p.149-54, fev.2008.
HARDY, K. J.; OPPENHEIM, B. A.; GOSSAIN, S.; GAO, F.; HAWKEY, P. M. A study of
the relationship between environmental contamination with Methicillin-Resistant
Staphylococcus Aureus (MRSA) and patients’ acquisition of MRSA. Infect. Control. Hosp.
Epidemiol., New Jersey, v.27, n.2, p. 127-132, fev. 2006.
HARDY, K. J.; GOSSAIN, S.; HENDERSON, N.; DRUGAN, C.; OPPENHEIM, B. A.;
GAO, F.; HAWKEY, P. M. Rapid recontamination with MRSA of the environment of an
intensive care unit after decontamination with hydrogen peroxide vapour. J. Hosp. Infect.,
Londres, v.66, p.360-8, 2007.
Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC). Guideline for
disinfection and sterilization in healthcare facilities, 2008. Chapel Hill, 2008. Disponivel em:
http://www.cdc.gov/ncidod/dhqp/pdf/guidelines/Disinfection_Nov_2008.pdf. Acesso em: 09
mar. 2010.
HENDERSON, D. K. Managing methycillin-resitant staphylococci: A paradigm for
preventing nosocomial transmission resistant organism. Am. J. Infect. Control., St. Louis,
v.34, p.36-54, jun. 2006.
HENGELHART, S.; KRIZEK, L.; GLASMACHER, A.; FISCHNALLER, E.; MARKLEIN,
G.; EXNER M. Pseudomonas aeruginosa outbreak in a haematology -oncology unit
associated with contaminated surface cleaning equipment. J. Hosp. Infect., Londres, v.52,
p.93-98, n.2, out. 2002.
HORAN, T. C.; ANDRUS, M.; DUDECK, M. A. CDC/NHSN surveillance definition of
health care-associated infection and criteria for specific types of infection of acute care
setting. Am. J. Infect. Control., St. Louis, v.36, p.309-332, mar.2008.
HORII, T.; MURAMATSU, H.; IINUMA, Y. Mechanisms of resistance to fluoroquinolones
and carbapenems in Pseudomonas putida. J. Antimicrob. Chemother., Londres, v.56,
p.643-7, 2005.
HUANG, S. S.; DATTA, R.; PLATT, R. Risk of acquiring antibiotic-resistant bacteria from
prior room occupants. Arch. Inter. Med., Chicago, v.166, p.1945-1951, out.2006.
KAZAKOVA, S. V.; WARE, K.; BAUGHMAN, B.; BILUKA, O.; PARADIS A.; SEARS,
S., et al. A hospital outbreak of diarrhea due to an emerging epidemic strain of Clostridium
difficile. Arch. Inter. Med., Chicago, v.166, p.2518-24, 2006.
KATZUNG, B. G. Farmacologia básica e clínica. 9 ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan,
2005. 991p.
KAYABAS, U.; BAYRAKTAR, M.; OTLU, B.; UGRAS M.; ERSOY, Y.; BAYINDIR, Y.,
et al. An outbreak of Pseudomonas aeruginosa because of inadequate disinfection procedures
95
Referências
in a urology unite: A pulsed-field gel electrophoresis – based epidemiologic study. Am. J.
Infect. Control., St. Louis, v.36, p.33-8, 2008.
WIN JR, C. W.; ALLEN, S.; JANDA, W.; KONEMAN, E.; PROCOP, G.;
SCHRECKENBERGER, P.; et al. koneman, diagnóstico microbiológico: texto e atlas
colorido. 5 ed. Rio de Janeiro: Guanabara Koogan, 2008.p.1565.
KITAO, T. Survey of methicillin-resistant coagulase-negative staphylococci isolated from the
fingers of nursing students. J. Infect. Chemother., Tokyo,v.9, p.30-4, 2003.
LEMMEN, S. W.; HÄFNER, H.; ZOLLDANN, D.; STANZEL, S.; LÜTTICHEN, R.
Distribuition of multi-resistant gram-negative versus gram-positive bacteria in the hospital
inanimate environment. J. Hosp. Infect., Londres, v. 56, p. 191 -197, n. 3, mar. 2004.
MARTINEZ, J. A.; RUTHAZER, R.; HANSJOSTEN, K.; BAREFOOT, L.; SNYDMAN D,
R. Role of environmental contamination as a risk factor for acquisition of vancomycinresistant Enterococci in patients treated in a medical intensive care unit. Arch. Inter. Med.,
Chicago, v.163, p.1905-1912, set.2003.
MENDES, C.; OPLUSTIL, C.; SAKAGAMI, E.; TURNER, P.; KIFFER, C.; THE MYSTIC
BRAZIL GROUP. Antimicrobial Susceptibility in Intensive Care Units: MYSTIC program
Brazil 2002. Braz. J. Infect. Dis., Salvador, v.9, n.1, p.44-51, 2005.
MEYER, E.; SCHWAB, F.; GASTMEIER, P.; JONAS, D.; RUEDEN, H.; DASCHNER, F.
D. Methicillin – resistant staphylococcus aureus in German intensive care units during 20002003: data from project SARI (Surveillance of Antimicrobial Use and Antimicrobial
Resistance in Intensive Care Units). Infect. Control. Hosp. Epidemiol., New Jersey,v. 27, n.
2, p. 146-154, fev. 2006.
MILIVLJEVIC, V.; TRAN, L. P.; BATMALLE, C.; BOOTSMA, H. J. Benzyl alcohol and
ethanol can enhance the pathogenic potential of clinical Staphylococcus epidermidis strains.
Am. J. Infect. Control., St. Louis, v.36, p.552-8, 2008.
NEELA, V.; MARIANA, N.S.; RADU, S.; ZAMBERIL, S.; RAHA, A.R.; ROSLI, R. Use of
RAPD to investigate the epidemiology of Staphylococcus aureus infection in Malaysian
hospitals. World J. Microbiol Biotechnol., Netherlands, v.21, p.245–51, 2005.
NELSON, J.; BIVENS, A.; SHINN, A.; WANZER, L.; KASPER, C. Microbial flora on
operating room telephones. AORN J., Denver, v.83, n.3, p.607-26, 2006.
OLIVEIRA, A. C. Infecções hospitalares. Epidemiologia, prevenção e controle. Rio de
Janeiro: Guanabara Koogan, 2005. 710p.
OLIVEIRA, A. C.; HORTA, B.; MARTINHO, G. H.; DANTAS, L. V.; RIBEIRO, M. M.
Infecção hospitalar e resistência bacteriana em pacientes de um centro de terapia intensiva de
um hospital universitário. Online Braz. J. Nurs (online)., Niterói,v.6, n.2, 2007.
OLIVEIRA, A. C.; CARDOSO, C. S.; MASCARENHAS, D. Intensive care unit
professionals’knowledge and behavior related to the adoption of contact precautions. Rev
Latino-am. Enfermagem., Ribeirão Preto,v.17, n.5, p.625-31, 2009.
96
Referências
Organização Mundial de Saúde. World Alliance for patient Safety. WHO guidelines on
hand hygiene in healthy care (advanced draft). Geneva, 2006. Disponível em:
<http://www.cec.health.nsw.gov.au/files/clean-hands/resources/who-guidelines.pdf>. Acesso
em: 15 abr. 2010.
Organização Mundial de Saúde. World Alliance for patient Safety. Who guidelines on
hand hygiene in health care. First global patient safety challenge clean care is safer care.
Geneva,
2009.
Disponível
em:
<http://whqlibdoc.who.int/publications/2009/9789241597906_eng.pdf>. Acesso em: 12 nov.
2009.
ORSI, G. Contamination of stethoscopes with MRSA and current disinfection practices. J.
Hosp. Infect., Londres, Letter to the editor, 2009.
OSBORN, A. M.; SMITH, C. J. Molecular Microbial Ecology. New York: Taylor &
Francis,
2005.
Disponível
em:
<http://www.ccg.unam.mx/~vinuesa/Papers_PDFs/Rademaker_MME_Ch4_Typing_env_isol
ates05.pdf>. Acesso em: 26 out. 2009.
OTTER, J. A.; CUMMINS, M.; AHMAD, F.; TONDER, C. V.; DRABU, Y. J. Assessing the
biological efficacy and rate of recontamination following hydrogen peroxide vapour
decontamination. J. Hosp. Infect., Londres, v.67, p.182-8, 2007.
PENA, C.; DOMINGUEZ, M. A.; PUJOL, M.; VERDAGUER, R.; GUDIOL, F.; ARIZA, J.
An outbreak of carbapenem-resistant Pseudomonas aeruginosa in a urology ward. Clin
Microbiol Infect., v.9, 938-43, 2003.
PEREZ, F.; HUJER, A. M.; HUJER, K. M.; DECKER, B. K.; RATHER, P. N.; BONOMO,
R. A. Global Challenge of multidrug-resistant Acinetobacter baumannii. Antimicrob. Agents
Chemother., Washington, v.51, n.10, p.3471-84, out.2007.
PETIGNAT, C.; FRANCIOLI, P.; NAHIMANA, N.; WENGER, A.; BILLE, J.; SCHALLER,
M. D., et al. Exogenous source of Pseudomonas aeruginosa in a intensive care unit patients:
implementation of infection control and follow-up with molecular typing. Infect. Control.
Hosp. Epidemiol., New Jersey, v.27, n.9, p.953-7, set.2006.
PIDDOCK, L. J. V. Multidrug-resistance efflux pumps – not just for resistance. Nat. Rev.
Microbiol., Londres, v.4, p.629-636, ago. 2006.
PITTET, D.; DONALDSON, L. Clean care is safer care: the first global challenge of the
WHO world alliance for patient safety. Am. J. Infect. Control., St. Louis, p.476-9, Out.2005.
PIROFSKY, L. A.; CASADEVALL, A. The meaning of microbial exposure, infection,
colonization, and disease in clinical practice. Lancet Infect. Dis., Nova York, v.2, p.238-245,
out.2002.
RADEMAKER, J. L. W.; DE BRUIJN, F. J. Caracterization and classification of microbes by
rep-PCR genomic fingerprinting and computer-assisted patter analysis. Appl. Envir.
Microbiol., v.64, p.2096-2104,1998.
97
Referências
REINOSO, E.; BETTERA, S.; FRIGERIO, C.; DIRENZO, R.; CALZOLARI, ; BOGNI, C.
RAPD-PCR analysis of Staphylococcus aureus strains isolated from bovine and human hosts.
Microbiol. Res., Jena, v.159, p.245–255, 2004.
ROGUES, A-M.; BOULESTREAU, H.; LASHE’RAS, A.; BOYER, A.; GRUSON, D.;
MERLE, C., et al. Contribution of tap water to patient colonisation with Pseudomonas
aeruginosa in a medical intensive care unit. J. Hosp. Infect., Londres, v.67, p.72-8, 2007.
ROHR, U.; KAMINSKI, A.; WILHELM, M.; JURZIK, L.; GATERMANN, S.; MUHR, G.
Colonization of patients and contamination of the patients’ environment by MRSA under
conditions of single-room isolation. Int. J. Hyg. Environ. Health., Jena,v.212, p.209-215,
2009.
ROSS, T. L.; MERZ, W. G.; FARKOSH, M.; CARROLL, K. C. Comparison of an automated
repetitive sequence-based PCR microbial typing system to pulsed-field gel eletrophoresis for
analysis of outbreaks of methicillin-reistant Staphylococcus aureus. J. Clin. Microbiol.,
Whashington, v.43, n.11, p.5642-7, 2005.
ROSSI, F.; ANDREAZZI, D. B. Resistencia bacteriana. Interpretando o antibiograma. 1 ed.
São Paulo: Atheneu, 2005. p.118.
RUTALLA, A. W.; WHITE, M. S.; GERGEN, M. F.; WEBER, D. J. Bacterial contamination
of keyboards: efficacy and functional impact of disinfectants. Infect. Control. Hosp.
Epidemiol., New Jersey, v.27, n.4, p.372-377, abr. 2006.
SADER, H. S.; JONES, R. N.; GALES, A. C.; SILVA, J. B.; PIGNATARI, A. C.;
PARTICIPANTES DO GRUPO SENTRY (AMÉRICA LATINA). SENTRY Antimicrobial
Surveillance Program Report:Latin American and Brazilian Results for 1997 through 2001.
Braz. J. Infect. Dis., Salvador, v.8, n.1, p.25-79, 2004.
SANTOS, A. A. M.; LOPES, F. F. P.; CARDOSO, M. R. A.; SERUFO, J. C. Diagnóstico do
controle da infecção hospitalar no Brasil. In: Programa de Pesquisas Hospitalares em Busca
de Excelência: Fortalecendo o Desempenho Hospitalar no Brasil, ANVISA, 2005. Disponível
em:
<
http://www.anvisa.gov.br/servicosaude/controle/Infectes%20Hospitalares_diagnostico.pdf>.
Acesso em: 12 fev. 2010.
SUNG, M.; KATO, S. Method to evaluate UV dose of upper-room UVGI system using the
concept of ventilation efficiency. Building and Environment., v.45, p.1626-331, 2010.
SEHULSTER, L. M.; CHINN, R. Y. W.; ARDUINO, M. J.; CARPENTER, J.; DONLAN,
R.; ASHFORD, D., et al. Guidelines for environmental infection control in health-care
facilities. Recommendations from Centers for Disease Control and Prevention (CDC) and the
Healthcare Infection Control Practices Advisory Committee (HICPAC). Chicago, IL:
American Society for Healthcare Engineering/American Hospital Association; 2004.
SEXTON, T.; CLARK, P.; O’NEILL E.; DILLANE, T.; HUMPHREYS, H. Environmental
reservoirs of methicillin-resistant Staphylococcus aureus in isolation rooms: correlation with
patient isolates and implications for hospital hygiene. J. Hosp. Infect., Londres, v.62, n.2, p.
187-194, fev. 2006.
98
Referências
SHERLEY, M.; GORDON, D. M.; COLLIGNON, P. J. Evolution of multi-resistance
plasmids in Australian clinical isolates of Escherichia Coli. Microbiol., New York, v.150,
p.1539-46, 2004.
SHERLOCK, O.; O’CONNELL, N. O.; CREAMER, E.; HUMPHREYS, H. Is it really clean?
An evaluation of the efficacy of four methods for determing hospital cleanliness. J. Hosp.
Infect., Londres, v.72, p.140-6, 2009.
SIEGEL, J. D.; RHINEHART, E.; JACKSON, M.; CHIARELLO, L. HEALTHCARE
INFECTION CONTROL PRACTICES ADVISORY COMMITTEE. Management of
multidrug-resistant organisms in healthy care settings, 2006.United states, 2006. Disponível
em: <http://www.cdc.gov/ncidod/dhqp/pdf/ar/mdroGuideline2006.pdf>. Acesso em: 07 abr.
2010.
SIEGEL, J. D.; RHINEHART, E.; JACKSON, M.; CHIARELLO, L. HEALTHCARE
INFECTION CONTROL PRACTICES ADVISORY COMMITTEE. Guideline for isolation
precautions: preventing transmission of infectious agents in healthcare settings. United states,
2007. Disponível em:<http://www.cdc.gov/ncidod/dhqp/pdf/isolation2007.pdf>.Acesso em:
15 nov. 2009.
SILVEIRA, G. P.; NOME, F.; GESSER, J. C.; SÁ, M. M. Estratégias utilizadas no combate a
resistência bacteriana. Quim Nova., São Paulo, v.29, n.4, p.844-855, mar. 2006.
SIMOR, A. E.; LEE, M.; VEARNCOMBE, M.; JONES-PAUL, L.; BARRY, C.; GOMEZ,
M., et al. An outbreak due to multirresistant Acinetobacter baumannii in a burn unit: risk
factors for acquisition and management. Infect. Control. Hosp. Epidemiol., New Jersey,
v.23, n.5, p.261-7, 2002.
SMITH, C. M. Origin and Uses of Primum Non Nocere—Above All, Do No Harm!
J. Clin. Pharmacol., Stamford, v.45, p.371-7, 2005.
SMITH, K.; Hunter, L. S. Efficacy of common hospital biocides with biofilms of multi-drug
resistant clinical isolates. J Med Microbiol., Londres, v.57, p.966-973, 2008.
SPAULDING, E. H; EMMONS, E. K. Chemical Disinfection. AORN. J., Denver, v.58, n.9,
p.1238-42, set. 1958.
TALON, D. The role of hospital environment in the epidemiology of multi-resistant bacteria.
J. Hosp. Infect., Londres, v.43, n.1, p.13–17, set.1999.
TENOVER, F.C. Mechanisms of antimicrobial resistance in bacteria. Am. J. Med., New
York, v.119, s.6A, p.3–10, 2006.
TENOVER, F. C.; ARBEIT, R. D.; GOERING, R. V.; MICKELSEN, P. A.; MURRAY, B.
E.; PERSING, D.H.; et al. Interpreting chromosomal DNA restriction patterns produced by
pulsed-field gel electrophoresis: criteria for bacterial strain typing. J. Clin. Microbiol.,
Whashington, v. 33, n.9, set.1995
TORTORA, G. J.; FUNKE, B. R.; CASE, C. L. Microbiologia. 8 ed. Porto Alegre: Artmed,
2005. 894 p.
99
Referências
TOWNER, K. J. Acinetobacter: na old friend, but a new enemy. J. Hosp. Infect., Londres,
v.73, p.355-363, 2009.
VERMELHO, A. B.; BASTOS, M. C. F.; SÁ, M. H. B. Bacteriologia geral. Rio de Janeiro:
Guanabara Koogan, 2007. 582p.
XU, J.; SMYTH, C. L.; BUCHANAN, J. A.; DOLAN, A.; ROONEY, P. J.; MILLAR, C. E.
Employment of 16 S rDNA gene sequencing techniques to identify culturable environmental
eubacteria in a tertiary referral hospital. J. Hosp. Infect., Londres, v.57, p.52-8, 2004.
WAYNE, L. G.; BRENDER, D. J.; COLEWLL, R. R.; GRIMONT, P. A. D.; KANDLER, O.;
KRICHEVSKY, L. H.; et al. Report of the Ad Hoc committee on reconciliation of
approaches to bacterial systematics. Int. J. Syst. Bacteriol., Ames, v.37, n.4, p.463-4, out,
1987.
WALSH, T. R.; TOLEMAN, M. A.; POIREL, L.; NORDMANN, P. Metallo-β-lactamases:
the quiet before the storm? Clin. Microbiol. Rev., Washington, v.18, n.2, p.306-325, abril,
2005.
WARYE, K. L.; MURPHY, D. M. AJIC presidents’message - Targeting zero health careassociated infections. Am. J. Infect. Control., St. Louis, v.36, n.10, p.683-684, 2008.
WELBOURN, B. John Snow's Contribution to Modern Epidemiology. Utah, 2009.
Disponível
em:
<http://www.math.usu.edu/~symanzik/teaching/2009_stat6560/Projects/welbourn_william_pr
oject1_main.pdf.> Acesso em: 26 fev. 2009.
WENDT, C.; KRAUSE, C.; XANDER†, L. U.; L FFLER, D.; FLOSS, H. Prevalence of
colonization with vancomycin-resistant enterococci in various population groups in Berlin,
Germany. J. Hosp. Infect., Londres, v.42, p.193-200, 1999.
WILK, M. S.; LOVERING, A. L.; STRYNADKA, N. C. J. b-Lactam antibiotic resistance: a
current structural perspective. Curr. Opin. Microbiol., New York, v.8, p.525-533, 2005.
WRIGHT, G. D. The antibiotic resistome: the nexus of chemical and genetic diversity. Nat.
Rev. Microbiol., Londres, v.5, P.175-186, 2007.
YLIPALOSAARI, P.; ALA-KOKKO, T.; LURILA, J.; OHTONEN, P.; SYRJÄLÄ, H.
Intensive care acquired infection is an independent risk factor for hospital mortality: a
prospective cohort study. Crit. Care., Londres, v.10, n.2, p.1-6, 2006.
100
Anexos
ANEXO A – Parecer do Comitê de Ética em Pesquisa
103
Anexos
104