Teor de flavonóides e fenóis totais em folhas de

Teor de flavonóides e fenóis totais em folhas de
Pyrostegia venusta Miers. de mata e de cerrado1
MÁRCIA DÉBORA DOS SANTOS2 e CECÍLIA TERUMI TERADAIRA BLATT3
(recebido em 27/06/97; aceito em 9/12/97)
ABSTRACT - (A quantitative analysis of foliar flavonoids and total phenolics of
Pyrostegia venusta Miers. from both the forest and cerrado). A quantitative analysis of
the foliar flavonoids, total phenolics, and tannins of Pyrostegia venusta originating from
the forest and cerrado were carried out to check the influence of these biocores in the
production of these elements. The results for both flavonoids and phenolics revealed no
significant differences between forest and cerrado, plants, this thus implying that the
species does not present phenotipic plasticity based upon these characters, when
considering soil differences of both places. Tannins were absent in the leaves of this
plant.
RESUMO - (Teor de flavonóides e fenóis totais em folhas de Pyrostegia venusta
Miers. de mata e de cerrado). Foram realizadas análises quantitativas de flavonóides,
fenóis solúveis e taninos de folhas de Pyrostegia venusta coletadas na mata e no
cerrado, com o objetivo de verificar a influência desses biócoros na sua produção. Tanto
os resultados de flavonóides como os de fenóis não mostraram diferenças significativas
entre as plantas de mata e cerrado, sugerindo que a espécie não apresenta plasticidade
fenotípica baseada nesses caracteres, considerando as diferenças de solo dos locais de
coleta. Não foram detectados taninos nas folhas desta espécie.
Key words - Flavonoids, total phenolics, tannins, Pyrostegia venusta
Introdução
Os vegetais superiores sintetizam e acumulam uma grande diversidade de compostos
fenólicos, cujo papel no metabolismo da planta não está inteiramente elucidado
(Julkunen-Tiitto 1985). Este grupo de compostos secundários se destaca por ser
regularmente avaliado em muitos estudos de interação planta/herbívoro (Ossipov et al.
1995). Tais compostos parecem também estar envolvidos em, praticamente, qualquer
interação da planta com o ambiente abiótico. Fatores abióticos naturais como irradiação
solar, luz UV, seca, nutrientes e estações do ano influenciam no metabolismo e na
produção destes compostos (Mole & Waterman 1988, Gartlan et al. 1980, Glyphis &
Puttick 1988). Além disso, tem-se demonstrado que fatores artificiais, como poluentes,
podem interferir também nesse mecanismo (Jordan et al. 1991).
Os fenóis vegetais são numerosos e variados, estando representados em quase todas as
classes de metabólitos secundários (Smith 1976). Na classificação de Waterman &
Mole (1994) são descritos fenóis simples (com um único anel aromático), metabólitos
mais complexos baseados no esqueleto C6C3, metabólitos com o esqueleto carbônico
C6C0-2C6, metabólitos com o esqueleto C6C3C6, quinonas, benzofenonas e substâncias
afins, alcalóides, terpenos e, finalmente, fenóis mascarados. Os taninos, como classe
individual, têm sido os compostos fenólicos mais estudados em ecologia química,
depois de fenóis totais, os quais têm merecido maior atenção. O termo tanino tem um
uso extensivo e longamente estabelecido, mas a definição exata desses constituintes
vegetais não é simples. Segundo Waterman & Mole (1994), provavelmente, a definição
mais aceitável é a de Bate-Smith & Swain (1962), na qual classificam os taninos
vegetais como "compostos fenólicos solúveis em água, tendo peso molecular entre 500
e 3.000 e que, ao lado de reações fenólicas usuais, têm a propriedade de precipitar
alcalóides, gelatinas e outras proteínas". De uma forma mais simples, pode-se dizer que
taninos são substâncias com sabor adstringente e que têm capacidade de curtir o couro
(Vickery & Vickery 1981). Segundo Haslam (1988), "polifenóis vegetais" seria a forma
mais correta para esta classe de compostos secundários; porém, nem todos os polifenóis
são taninos (Waterman & Mole 1994). Os flavonóides também são compostos fenólicos
e têm sua estrutura baseada em 2-fenil-benzopirano (C6C3C6), sendo representados por
várias classes, de acordo com o grau de oxidação do anel central (Harborne 1973). Nas
folhas, as flavonas e os flavonóis, por apresentarem sistemas mais conjugados, são
considerados os principais pigmentos que absorvem luz UV (Harborne 1977), além de
serem os mais comuns (Pietta et al. 1989).
Pyrostegia venusta Miers. (Bignoniaceae), conhecida popularmente por flor-de-sãojoão, é uma trepadeira lenhosa, de ampla distribuição no Brasil, do sul ao nordeste, com
exceção do norte (Lorenzi 1991). A espécie tem recebido pouca atenção por parte de
fitoquímicos, com registro de pirostegina, um glicosídeo provavelmente relacionado
com a toxidez da planta (Lorenzi 1991), carotenóides nas flores (Harborne 1967) e
rutina nas folhas (Blatt et al. 1998).
Ao considerar o pressuposto que o solo de cerrado e de mata apresentam diferenças na
sua fertilidade e que este fator pode levar a diferenças na produção de compostos
fenólicos, este trabalho teve como objetivo verificar se indivíduos de P. venusta,
ocorrentes na mata e no cerrado, apresentavam diferenças nos teores de fenóis totais,
flavonóides e taninos.
Material e métodos
Folhas de P. venusta foram coletadas nas margens do cerrado da Fazenda Campininha
(Moji Guaçu, SP), em outubro/95 e nas margens das matas do Parque Estadual das
Fontes do Ipiranga, São Paulo, SP, em outubro/95. A amostragem constituiu-se de 10
indivíduos de cada ambiente, resultando em duas amostras com 10 repetições cada, para
as análises de flavonóides totais, fenóis totais e taninos.
A dosagem de flavonóides foi feita de acordo com Rio (1996) modificado, onde se
utilizou rutina como padrão, em solução de cloreto de alumínio. Dois gramas de folhas
secas e pulverizadas foram extraídos com 150 ml de metanol (MeOH) 70% em Soxhlet
por três horas; o extrato foi filtrado e o volume completado para 250 ml. Uma alíquota
de 15 ml foi colocada em balão volumétrico acrescida de 1 ml de solução de cloreto de
alumínio (5 g de cloreto de alumínio em 100 ml de MeOH, segundo Markham 1982),
sendo o volume completado para 50 ml. Após repouso de 30 minutos, fez-se leitura a
425 nm em espectrofotômetro UV/visível Beckman DU 70 para se obter a concentração
de flavonóides (g/ml). A análise foi feita em triplicata. Os dados de absorbância das
amostras foram comparados com uma curva padrão construída a partir de soluções com
concentrações crescentes de rutina. A solução padrão de rutina foi preparada com
MeOH 70% numa concentração de 100 g/ml. Alíquotas de 3,5 (7,5 g/ml) a 7,5 ml
(15g/ml), com intervalos de 0,5 ml foram utilizadas para a confecção da curva-padrão,
acrescidas de l ml de cloreto de alumínio e completadas para 50 ml com MeOH 70%.
Para a análise de fenóis totais, 500 mg de folhas secas em estufa 60ºC) e pulverizadas
foram extraídos com 5 ml de MeOH 50% por cinco vezes em balão de 50 ml sob
refluxo até o início da fervura. O volume foi completado para 25 ml. A extração de cada
indivíduo foi realizada em triplicata. Os fenóis solúveis foram quantificados segundo o
método de Folin-Dennis (Swain & Hillis 1959). Aplicou-se o teste t aos resultados, a
fim de se verificar se há diferença significativa entre os dados obtidos para plantas de
mata e de cerrado.
Os mesmos extratos preparados para a análise dos fenóis totais foram utilizados para a
quantificação de taninos segundo o método de difusão radial (Hagerman 1987). Fez-se
análise de uma amostra de terra dos dois locais onde foram coletados os indivíduos de
P. venusta. A análise foi realizada pelo Laboratório de Análises de Solo, Departamento
de Ciência do Solo, ESALQ, utilizando-se a metodologia da Fundação Cargill-IAC,
com resina trocadora de íons (Van Raij et al. 1987).
Resultados e Discussão
Muito se fala em variação química de plantas da mesma espécie em relação a diferenças
abióticas, tais como condições edáficas, clima, radiação solar, nutrição mineral, etc.,
mas, na prática, pouco se conhece sobre esse tema.
Hipóteses surgiram na década de 70 como, por exemplo, a de Janzen (1974), que
predizia que altas concentrações de compostos secundários ocorreriam em vegetação
tropical crescendo em solos pobres em nutrientes. Esta hipótese foi apoiada por um
trabalho realizado na África, onde se verificou uma diferença significativa no conteúdo
de fenóis em folhas de árvores crescendo em solo arenoso infértil comparado ao de
solos mais férteis (Gartlan et al. 1980). Nascimento & Langenheim (1986) não
observaram diferenças significativas na composição de sesquiterpenos e fenóis em
folhas de Copaifera multijuga (Leguminosae) provenientes de solos com contrastes
físicos e químicos da Floresta Amazônica Central. Segundo os autores, as relações entre
os nutrientes do solo e a produção de metabólitos secundários parecem ser muito mais
complexas do que a hipótese sugerida por Janzen (1974).
P. venusta também não apresentou diferenças significativas nos conteúdos de fenóis e
flavonóides totais em folhas de indivíduos da mata e do cerrado (tabela 1), baseadas em
diferenças edáficas. Para a avaliação da fertilidade dos solos de mata e cerrado foram
levadas em consideração as determinações de pH, MO, P, K, Ca, Mg e Al nocivo. Na
tabela 2 verifica-se que o solo da mata apresentou uma concentração de alumínio maior
que a do cerrado (17,0 e 9,0 mmolc.dm-3, respectivamente). O solo do cerrado é
considerado rico em alumínio (Goodland 1971); porém, solos de floresta podem ter
teores de alumínio equivalentes ou até maiores em comparação a solos de cerrado (Silva
& Leitão Filho 1982). É sabido que o alumínio abaixa o pH dos solos e, em condições
ácidas, os nutrientes tornam-se menos disponíveis às plantas devido à redução de sua
solubilidade (Goodland 1971). O alumínio diminui diretamente a disponibilidade de
fosfato e potássio, nutrientes críticos, e também retém o cálcio, o cátion nutriente mais
abundante, advindo desse fato uma adicional e crescente acidez (Goodland & Ferri
1979). Uma vez que a influência do alumínio sobre as plantas é principalmente indireta,
a concentração de íons alumínio no solo não é o melhor índice de sua toxidez. O
percentual de saturação de alumínio no solo (m), dado pela relação m = (Al/SB+Al) x
100 (Raij 1983), é o índice da toxidez do alumínio mais utilizado (Goodland & Ferri
1979). De fato, ao se comparar o pH dos solos analisados, não se notou diferença
significativa entre os mesmos (3,7 e 3,9 para mata e cerrado, respectivamente), mas a
saturação de alumínio foi maior no solo do cerrado (m = 78%), um indicativo da menor
fertilidade deste em comparação ao solo da mata (m = 62% - tabela 2). Esta diferença,
entretanto, parece não afetar a produção de flavonóides e de fenóis nesta espécie.
Tabela 1. Produção de flavonóides totais e fenóis totais (% peso seco) em folhas de Pyrostegia venusta
em função do biócoro.
n = 10 indivíduos para cada biócoro
*Média  erro padrão
No universo da coevolução de plantas e insetos, um novo tipo de repelente confere à
planta uma vantagem competitiva e permite a expansão evolutiva de um novo grupo.
Sob este ângulo, os alcalóides isoquinolínicos de Magnoliidae deram lugar a taninos de
Hamamelidae, Rosidade e Dilleniidae e estes, por sua vez, a compostos iridoidais que
foram explorados mais eficientemente por Asteridae (Cronquist 1977). De fato,
Rosidae-Asteridae, a maior linha evolutiva das dicotiledôneas (Cronquist 1968),
apresenta um padrão de distribuição de metabólitos secundários caracterizado por uma
mudança progressiva de taninos e cristais a defesas baseadas apenas em outros
metabólitos (alcalóides, glicosídeos cianogênicos, óleos essenciais, poliacetilenos,
saponinas, etc). Nos grupos mais primitivos de Rosidae (sensu Cronquist 1968 e
Takhtajan 1969), cristais e taninos condensados e hidrolisáveis são ubíquos. Já grupos
mais evoluídos de Rosidae retém seus cristais, mas demonstram uma tendência à perda
de um ou ambos os tipos de tanino. A frequência e diversidade de metabólitos
secundários apresentadas por famílias de Asteridae é muito maior (Gardner 1977). A
correlação entre o hábito arbóreo e a presença de taninos, um dos principais indicativos
de primitividade, é nítida no caso de Rosidae. Taninos são considerados defesas
características de plantas aparentes, agindo como bar-reiras quantitativas (Feeny 1975),
em contraposição a defesas qualitativas, associadas ao porte herbáceo. Trabalhos
clássicos de distribuição de taninos em dicotiledôneas surgiram, principalmente, nas décadas de 50 e 60 (por exemplo, Bate-Smith & Metcalfe 1957, Bate-Smith 1962). Mole
(1993), numa revisão sobre estes dados, observou que um menor número de famílias é
caracterizado pela presença típica de taninos mas a perda destes compostos com o
avanço evolutivo permaneceu como regra. Segundo Cronquist (1981), a família
Bignoniaceae (Asteridae), a qual P. venusta pertence, tem raros representantes taníferos.
No presente trabalho, não foram detectados taninos nas folhas dessa espécie, o que está
coerente com a ausência, via de regra, de taninos em espécies herbáceas (Bate-Smith &
Metcalfe 1957, Bate-Smith 1962, Mole 1993). Os valores obtidos para fenóis totais
(1,72%  0,14 e 1,87%  0,11, mata e cerrado, respectivamente - tabela 1) estão
próximos ao valor encontrado para outra espécie da mesma família, Markhamia
platycaly, com 2,04%, sendo valores muito baixos, se comparados a uma espécie de
Rosaceae, Paraminari excelse, com 10,54% (Gartlan et al. 1980), espécie pertencente a
um grupo tipicamente tanífero.
Para o estudo de flavonóides, optou-se pela análise quantitativa, em detrimento da
análise qualitativa, por ser um tema pouco explorado tanto do ponto de vista
quimiossistemático quanto ecológico, e que tem trazido inúmeras contribuições nestas
áreas. O espectro de possibilidades em estudos de fatores ecológicos relativos à
composição flavonoídica é imenso. Bohm (1987) chama a atenção para o fato de
diferenças quantitativas no perfil flavonoídico representarem categorias de variações
intraespecíficas tão importantes quanto as diferenças qualitativas.
Vários fatores ambientais influenciam a produção de flavonóides nas plantas, como, por
exemplo, infecção, temperatura, nutrição, injúria, metabolismo do açúcar e do
nitrogênio e qualidade de radiação (Blank 1947). A radiação solar é um dos fatores que,
via de regra, está relacionada à variação quantitativa. Muitos trabalhos demonstraram
que há um aumento quantitativo de flavonóides em órgãos expostos à luz, em
comparação com aqueles que estão à sombra (Hillis & Swain 1959, Trouchet 1966 e
1967 apud Bohm 1987, Holst 1977). Com relação a fatores edáficos, a maioria dos
trabalhos com flavonóides envolve a análise de pigmentos florais, havendo diferenças
qualitativas nos perfis flavonoídicos das plantas provenientes de diferentes solos
(Pollock et al. 1967, Horovitz 1976, Menadue & Crowden 1983). O perfil quantitativo
de flavonóides de P. venusta não é influenciado por diferenças de ambiente,
representadas aqui de forma genérica por mata e cerrado e tampouco por diferenças
edáficas (tabelas 1 e 2).
Tabela 2. Análise química de uma amostra de terra coletada na mata e no cerrado. MO = matéria
orgânica, H + Al = acidez potencial, SB = soma de bases, T = capacidade de troca iônica, V = saturação
de bases, m = saturação de Al
Fonte: Laboratório de Análises de Solos, Dep. de Ciência do Solo, ESALQ
O interesse pela química de Bignoniaceae foi motivado pela comprovação de diversas
atividades biológicas e farmacológicas do lapachol (prenilnaftoquinona) e de vários de
seus produtos de transformações biossintéticas ou químicas (Gottlieb & Mors 1980),
sendo Tabebuia o gênero mais estudado (Gottlieb 1982). No tocante aos flavonóides,
poucas espécies têm sido estudadas no Brasil. Blatt et al. (1996 e 1998) analisaram o
perfil flavonoídico de Arrabidaea brachypoda e Pyrostegia venusta (tribo Bignonieae)
e Jacaranda decurrens, Tabebuia caraiba e T. ochracea (tribo Tecomeae). Outra
espécie da tribo Bignonieae, Arrabidaea chica, tem sido estudada por Takemura (1993)
e Takemura et al. (1995).
Num dos raros estudos de quimiossistemática de Bignoniaceae baseada em flavonóides,
Harborne (1967) encontrou um predomínio de flavonas sobre flavonóis nas 16 espécies
por ele analisadas. Já Blatt et al. (1996 e 1998), encontraram predomínio de flavonóis
sobre flavonas, inclusive quantitativamente, nas espécies de cerrado analisadas. T.
caraiba e T. ochracea são arbóreas enquanto A. brachypoda e J. decurrens são
herbáceas e P. venusta é trepadeira, com perfis flavonoídicos diversos do padrão
estabelecido por Harborne (1977).
A ocorrência de uma flavona, a 6-hidroxiluteolina, na família foi detectada por
Harborne (1967), sendo comum na tribo Tecomeae e ausente em Bignonieae. Blatt et al.
(1996 e 1998) também verificaram que essa flavona está presente em J. decurrens, T.
caraiba e T. ochracea pertencentes à tribo Tecomeae e ausente em A. brachypoda e P.
venusta da tribo Bignonieae. Além disso, estas duas últimas espécies apresentaram uma
menor diversificação estrutural de flavonóides, com P. venusta apresentando apenas
rutina, em quantidade não significativa (Blatt et al. 1998).
O baixo teor de fenóis em P. venusta pode ser explicado, portanto, pela ausência de
taninos e pela presença não significativa de flavonóides. Como as naftoquinonas são
bastante representativas em Bignoniaceae, considera-se como bastante provável estar
ocorrendo uma substituição dos compostos fenólicos por esta classe de compostos de
defesa. Além disso, deve-se ressaltar que as diferenças de porcentagem de saturação de
alumínio (m, na tabela 2) entre os solos de mata e de cerrado, que indicam menor
fertilidade neste último, parecem não influenciar a produção de fenóis e de flavonóides
nesta espécie, podendo se considerar a ausência de plasticidade fenotípica baseada
nesses caracteres.
Agradecimentos - As autoras são gratas à FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São
Paulo, Processo nº 95/7023-6) e ao CNPq (Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e
Tecnológico, Processo no 300726/93-7) pela concessão de bolsas durante a realização do presente
trabalho.
Referências bibliográficas
BATE-SMITH, E.C. 1962. The phenolic constituents of plants and their taxonomic
significance. I. Dicotyledons. J. Lin. Soc. London (Bot.) 58:95-173.
BATE-SMITH, E.C. & METCALFE, C.R. 1957. Leuco-anthocyanins 3. The nature and
systematic distribution of tannins in dicotyledoneous plants. J. Linn. Soc. (Bot.) 55:669705.
BATE-SMITH, E.C. & SWAIN, T. 1962. Flavonoid compounds. In Comparative
biochemistry. (H.S. Mason & A.M. Florkin, eds.) v.3A. Academic Press, New York.
BLANK, F. 1947. The anthocyanin pigments of plants. Bot. Rev. 13:241-317.
BLATT, C.T.T., SALATINO, A. & SALATINO, M.L.F. 1996. Flavonoids of Tabebuia
caraiba (Bignoniaceae). Biochem. Syst. Ecol. 24:89.
BLATT, C.T.T., SANTOS, M.D. & SALATINO, A. 1998. Flavonoids of Bignoniaceae
from "cerrado" and their possible taxonomic significance. Plant Syst. Evol. 210:289292.
BOHM, B.A. 1987. Intraspecific flavonoid variation. Bot. Rev. 53:197-279.
CRONQUIST, A. 1968. The evolution and classification of flowering plants. Houghton
Mifflin, Boston.
CRONQUIST, A. 1977. On the taxonomic significance of secondary metabolites in
angiosperms. Plant Syst. Evol. Suppl. 1:179-189.
CRONQUIST, A. 1981. An integrated system of classification. Columbia University
Press, New York.
FEENY, P.P. 1975. Biochemical coevolution between plants and their insect herbivores.
In Coevolution of animals and plants (L.E. Gilbert & P.H. Haven, eds.). Univ. of Texas
Press, Austin.
GARDNER, R.O. 1977. Systematic distribution and ecological function of the
secondary metabolites of the Rosidae-Asteridae. Biochem. Syst. Ecol. 5:29-35.
GARTLAN, J.S., McKEY, D.B., WATERMAN, P.G., MBI, C.N. & STRUTSAKE,
T.T. 1980. A comparative study of the phytochemistry of two African Rain Forest.
Biochem. Syst. Ecol. 8:401-422.
GLYPHIS, J.P. & PUTTICK, G.M. 1988. Phenolics in some Southern African
Mediterranean shrubland plants. Phytochemistry 27:743-751.
GOODLAND, R. 1971. Oligotrofismo e alumínio no cerrado. In III Simpósio sobre
cerrado (M.G. Ferri, coord.). EDUSP & Edgard Blucher, São Paulo, p.44-60.
GOODLAND, R. & FERRI, M.G. 1979. Ecologia do cerrado. Ed. Itatiaia & EDUSP,
São Paulo.
GOTTLIEB, O.R. 1982. Ethnopharmacology versus chemosystematics in the search for
biologically active principles in plants. J. Ethnopharm. 6:227-238.
GOTTLIEB, O.R. & MORS, W.B. 1980. Potential utilization of Brazilian wood
extractives. J. Agric. Food Chem. 28:196-215.
HAGERMAN, A.E. 1987. Radial diffusion method for determining tannin in plant
extracts. J. Chem. Ecol. 13:437-449.
HARBORNE, J.B. 1967. Comparative biochemistry of the flavonoids. VI. Flavonoid
patterns in the Bignoniaceae and Gesneriaceae. Phytochemistry 6:1646-1651.
HARBORNE, J.B. 1973. Flavonoids. In Phytochemistry VII. (L.P. Miller, ed.). Van
Nostrand Reinhold Company, New York.
HARBORNE, J.B. 1977. Flavonoids and evolution of the angiosperms. Biochem. Syst.
Ecol. 5:7-22.
HASLAM, E. 1988. Plant polyphenols (syn. vegetable tannins) and chemical defense a reappraisal. J. Chem. Ecol. 10:1789-1793.
HILLIS, W.E. & SWAIN, T. 1959. The phenolic constituents of Prunus domestica. II.
The analysis of tissues of the Victoria plum tree. J. Sci. Food Agric. 10:135-144.
HOLST, R.W. 1977. Anthocyanins of Azolla. Amer. Fern J. 67:99-100.
HOROVITZ, A. 1976. Edaphic factors and flower color distribution in Anemoneae
(Ranunculaceae). Plant Syst. Evol. 126:239-242.
JANZEN, D.H. 1974. Tropical blackwater rivers, animals, and mast fruiting by the
Dipterocarpaceae. Biotropica 6:69-103.
JORDAN, D.N., GREEN, T.H., CHAPPELKA, A.H., LOCKABY, B.G., MELDAHL,
R.S. & GJIRSTAD, D.H. 1991. Response of total tannins and phenolics in loblolly pine
foliage exposed to ozone and acid rains. J. Chem. Ecol. 17:505-513.
JULKUNEN-TIITO, R. 1985. Phenolic constituents in the leaves of Northern willows:
methods for the analysis of certain phenolics. J. Agric. Food Chem. 33:213-217.
LORENZI, H. 1991. Plantas daninhas do Brasil: terrestres, aquáticas, parasitas, tóxicas
e medicinais. Editora Plantarum, Nova Odessa.
MARKHAM, K.R. 1982. Techniques of flavonoid identification. Academic Press,
London.
MENADUE, Y. & CROWDEN, R.K. 1983. Morphological and chemical variations in
populations of Richea scoparia and R. angustifolia (Epacridaceae). Austral. J. Bot.
31:73-84.
MOLE, S. 1993. The systematic distribution of tannins in the leaves of angiosperms: a
tool for ecological studies. Biochem. Syst. Ecol. 21:833-846.
MOLE, S. & WATERMAN, P.G. 1988. Light-induced variation in phenolic levels in
foliage of Rain-Forests plants. II. Potential significance to herbivores. J. Chem. Ecol.
14:23-34.
NASCIMENTO, C.J. & LANGENHEIM, J.H. 1986. Leaf sesquiterpenes and phenolics
in Copaifera multijuga on contrasting soil types in an Central Amazonian Rain Forest.
Biochem. Syst. Ecol. 4:615-624.
OSSIPOV, V., NURMI, K., LOPONEN, J., PROKOPIEV, N., HAUKIOJA, E. &
PILTLAJA, K. 1995. HPLC isolation and identification of flavonoids from white birch
Betula pubescens leaves. Biochem. Syst. Ecol. 23:213-222.
PIETTA, P.G., MAURI, P.L., MANERA, E., CEVA, P.L. & RAVA, A. 1989. An
improved HPLC determination of flavonoids in medicinal plant extracts.
Chromatographia 27:509-512.
POLLOCK, H.G., VICKERY, R.K.Jr & WILSON, K.G. 1967. Flavonoid pigments in
Mimulus cardinallis and its related species. I. Anthocyanins. Amer. J. Bot. 54:695-701.
RAIJ, B. van. 1983. Avaliação da fertilidade do solo. Ed. Ave Maria Ltda, São Paulo.
RIO, R.G.W. 1996. Métodos de controle químico de amostras de própolis. Dissertação
de mestrado, Universidade de São Paulo, São Paulo.
SILVA, A.F. & LEITÃO FILHO, H.F. 1982. Composição florística e estrutura de um
trecho da Mata Atlântica de encosta no município de Ubatuba (São Paulo, Brasil). Revta
brasil. Bot. 5:43-52.
SMITH, P.M. 1976. The chemotaxonomy of plants. Edward Arnold, Bristol.
SWAIN, T. & HILLIS, W.E. 1959. The phenolic constituents of Prunus domestica I.
The quantitative analysis of phenolic constituents. J. Sci. Food Agric. 10:63-68.
TAKEMURA, O.S. 1993. Flavonóides em folhas de Arrabidaea chica (H & B) Verlot.
- Carajurú, Bignoniaceae. Dissertação de mestrado, Universidade Federal do Paraná,
Curitiba.
TAKEMURA, O.S., IINUMA, M., TOSA, H., MIGUEL, O.G., MOREIRA, E.A. &
NOZAWA, Y. 1995. A flavone from leaves of Arrabidaea chica f. cuprea.
Phytochemistry 38:1299-1300.
TAKHTAJAN, A. 1969. Flowering plants, origin and dispersal. Oliver & Boyd,
Edinburgh.
VAN RAIJ, B., QUAGGIO, J.A. & CANTARELLA, H. 1987. Análise química do solo
para fins de fertilidade. Fundação Cargill-IAC, Campinas.
VICKERY, M.L. & VICKERY, B. 1981. Secondary plant metabolism. The McMillan
Press Ltd, London.
WATERMAN, P.G. & MOLE, S. 1994. Analysis of phenolic plant metabolites.
Blackwell Scientific Publications, London.
1. Monografia apresentada por M.D. dos Santos à UNISA (Universidade Santo Amaro) para obtenção do
título de Bacharel em Ciências Biológicas.
2. Estagiária de Iniciação Científica, Seção de Fisiologia e Bioquímica de Plantas, IBt, bolsista FAPESP.
3. Seção de Fisiologia e Bioquímica de Plantas, Instituto de Botânica, Caixa Postal 4005, 01061-970 São
Paulo, SP, Brasil. Bolsista CNPq.