1. introdução

CENTRO UNIVERSITÁRIO FUNDAÇÃO SANTO ANDRÉ
PAOLA GIOVANNA FALASCA GALUTTI
HENRIQUE TAKAAKI TAMOTO
PROLIFERAÇÃO BACTERIANA E CONTROLE
MICROBIOLÓGICO EM PLÁSTICOS UTILIZADOS EM
LABORATÓRIO
Santo André
2011
PAOLA GIOVANNA FALASCA GALUTTI
HENRIQUE TAKAAKI TAMOTO
PROLIFERAÇÃO BACTERIANA E CONTROLE
MICROBIOLÓGICO EM PLÁSTICOS UTILIZADOS EM
LABORATÓRIO
Relatório Final apresentado ao
Programa de Incentivo à Iniciação
Científica do Centro Universitário
Fundação Santo André.
Orientadora:
Profa. Dra. Priscila Reina Siliano da
Silva
SANTO ANDRÉ
2011
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ........................................................................................................ 4
2. JUSTIFICATIVA ...................................................................................................... 6
3. OBJETIVO............................................................................................................... 7
4. METODOLOGIA...................................................................................................... 8
4.1. CEPAS .............................................................................................................. 8
4.2. POLÍMEROS TESTADOS ................................................................................ 8
4.3. TESTE DE ADESÃO EM PLÁSTICO................................................................ 8
4.4. TESTE DE ESTERELIDADE ............................................................................ 9
4.5. CONTROLE MICROBIOLÓGICO ..................................................................... 9
5. RESULTADOS ...................................................................................................... 10
6. CONCLUSÃO........................................................................................................ 11
REFERÊNCIAS ......................................................................................................... 12
APÊNDICE ................................................................................................................ 13
1. INTRODUÇÃO
Polímeros são compostos tanto orgânicos quanto inorgânicos, naturais ou
sintéticos de alta massa molar (da ordem de 104 a 106 g/mol (AKCELRUD, L),
compostas por unidades menores, os monômeros, e se formam a partir da
polimerização. Caracterizam-se por seu tamanho, estrutura química e interações
intra- e intermoleculares. Possuem unidades químicas ligadas por covalência,
repetidas regularmente ao longo da cadeia denominadas meros. As unidades
repetitivas dos polímeros unem-se, de modo a formar uma estrutura linear, ou
ramificada. As ramificações podem, ainda, interligar-se e formar uma rede
tridimensional reticulada. (VISSER, HERGENROTHER, COOPER). Os plásticos,
borrachas e fibras formam os três grandes grupos de polímeros sintéticos,
diferenciando-se pelo modo como respondem quando submetidos à força ou tensão,
entre outras características, conferindo-lhes suas propriedades mecânicas (LOPES,
2007).
Por serem leves e resistentes, práticos e versáteis, duráveis e relativamente
baratos, os polímeros se tornaram parte do nosso dia-a-dia, sendo utilizados desde
recipientes para alimentos, CDs, garrafas, remédios, canos de PVC e panelas
antiaderentes, até estofamento de veículos e autopeças. Cada polímero é mais ou
menos indicado para certas aplicações dependendo de propriedades físicas,
mecânicas, óticas e/ou elétricas (MANO, 1999).
Em determinados setores, como na indústria alimentícia ou farmacêutica, por
exemplo, falhas nos procedimentos de higienização podem fazer com que resíduos
aderidos aos equipamentos e superfícies transformem-se em potencial fonte de
contaminação. Sob determinadas condições, os microrganismos se aderem,
interagem com as superfícies e iniciam crescimento celular. Essa multiplicação dá
origem a colônias e quando a massa celular é suficiente para agregar nutrientes,
resíduos e outros microrganismos, está formado o que se denomina biofilme
(COSTERTON, MARRIE, 1985; ZOTTOLA, 1994).
Os biofilmes contêm partículas de proteínas, lipídeos, fosfolipídeos,
carboidratos, sais minerais e vitaminas, entre outros, que formam uma espécie de
crosta, debaixo da qual, os microrganismos continuam a crescer. No biofilme, as
bactérias estão fortemente aderidas a uma superfície por meio de filamentos de
natureza proteica ou polissacarídica, denominada glicocálix (MOSTELLER e
BISHOP, 1993). Os microrganismos estão mais resistentes à ação de agentes
químicos e físicos, como aqueles utilizados no procedimento de higienização,
quando estão no biofilme. (PARIZI, 1998; MOSTELER e BISHOP, 1993).
O trabalho vai procurar analisar se diferentes materiais poliméricos utilizados
no laboratório apresentam comportamento diferente em relação a adesão
microbiana e a formação de biofilme.
2. JUSTIFICATIVA
Pesquisas em laboratório, por vezes, são realizadas em tubos e placas de
plástico. Já foi demonstrado que polietileno e o polivinil favorecem a adesão de
microrganismos a superfície do material (DONLAN & COSTERTON, 2002). É
importante que a pesquisa seja realizada com os instrumentos corretos para que
não haja interferência nos resultados devido ao material utilizado. É possível que o
polipropileno e/ou o poliestireno, polímeros dos tubos e placas utilizadas em
laboratório, favoreçam a adesão de bactérias à sua superfície.
3. OBJETIVO
Verificar se diferentes polímeros favorecem a adesão de Pseudomonas
aeruginosa, Staphylococcus aureus, Klebsiella pneumoniae e Escherichia coli a
superfície de materiais poliméricos utilizados em laboratório.
4. METODOLOGIA
4.1. CEPAS
Foram utilizadas culturas bacterianas, encontradas na bacterioteca do
Laboratório de Biologia do Centro Universitário Fundação Santo André:
- Escherichia coli
- Staphylococcus aureus
- Klebsiella pneumonia
- Pseudomonas aeruginosa
4.2. POLÍMEROS TESTADOS
Serão utilizadas amostras plásticos de diferentes origens usados em
laboratório:
- Pipeta Sorológica
- Pipeta Pasteur
- Poliestireno de alta e baixa densidade (Placa de Petri)
- Polipropileno (Tubo Falcon, Ponteira de Micropipeta)
- Polietileno (Tampa de Tubo Falcon, Pipeta Pasteur)
4.3. TESTE DE ADESÃO EM PLÁSTICO
Amostras de aproximadamente 1ml3 de plásticos previamente testados
quanto à esterilidade antes de se iniciar qualquer teste de contaminação e
desinfecção (item 4.4). As amostras de plásticos foram introduzidas em meio de
cultura de caldo nutriente (Merck) já crescido com a cepa bacteriana por 24h a 37°C.
O plástico ficará em inoculação no caldo bacteriano por mais 24h à 37º. Após este
período, o plástico foi retirado e seco ao ar livre. Posteriormente, o mesmo foi
novamente inoculado em caldo nutriente estéril a 37°C por 24h. A turvação do meio
de cultura apresentada após este período indicará a contaminação bacteriana do
plástico.
4.4. TESTE DE ESTERELIDADE
Antes da inoculação bacteriana, o plástico foi testado quanto à sua
esterilidade, agitando-o em um tubo de ensaio estéril com soro fisiológico e
mergulhando-o em caldo nutriente estéril por 24h a 37ºC. Estimando que após este
período não houvesse turvação do meio, indicando a ausência de contaminação.
4.5. CONTROLE MICROBIOLÓGICO
Os plásticos contaminados foram introduzidos em soluções de desinfetantes
para testes de controle microbiológico. Foi utilizado apenas o Hipoclorito de Sódio
(1%), dos 5 desinfetantes estimados, com sua total concentração e com um terço,
meio e um quarto de sua concentração inicial.:
- Álcool Absoluto
- Álcool 70%
- H2O2 10 volumes
- Quaternário de amônio (1%)
- Hipoclorito de Sódio (1%)
A amostra de plástico contaminada foi mergulhada em desinfetante por 1
hora. Após este período o plástico foi novamente inoculado em caldo nutriente por
24h a 37°C para verificar o crescimento. O esperado foi que para o agente químico
pudesse considerado eficaz, não indicando turvação que deveria aparecer no meio
de cultura após o período, assim como nenhum dano na estrutura do plástico
deveria ser notado.
5. RESULTADOS
Apenas as bactérias Escherichia coli e Staphylococcus aureus cresceram no
caldo. A semeação das bactérias Klebsiella pneumonia e Pseudomonas aeruginosa,
falhou. Não houve crescimento das mesmas no caldo nutriente.
A tabela abaixo mostra a formação de biofilme de bactérias em relação às
amostras de polímeros, que é o primeiro passo para iniciar os testes com
desinfetantes.
Turvou
Staphylococcus
aureus
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Turvou
Escherichia coli
Polipropileno
Poliestireno
Polietileno AD
Polietileno BD
Tabela que indica o crescimento bacteriano nas amostras.
De acordo com a tabela abaixo, não houve turvação nas concentrações
utilizadas. O que comprova a inexistência dos microrganismos semeados. O tempo
em que as amostras foram mantidas na estufa, foi de 24h. Após mais 24h não houve
nenhuma alteração nos dados obtidos.
100%
Polipropileno
Poliestireno
Polietileno AD
Polietileno BD
75%
50%
25%
Escherichia coli
NT
NT
NT
NT
Staphylococcus aureus
NT
NT
NT
NT
Escherichia coli
NT
NT
NT
NT
Staphylococcus aureus
NT
NT
NT
NT
Escherichia coli
NT
NT
NT
NT
Staphylococcus aureus
NT
NT
NT
NT
Escherichia coli
NT
NT
NT
NT
Staphylococcus aureus
NT
NT
NT
NT
Tabela de turvação da relação entre os polímeros, bactérias e uso de Água Sanitária (solução de
hipoclorito de sódio) diluída.
*NT = não turvou
6. CONCLUSÃO
Os resultados mostram que não há diferença visível entre o crescimento das
bactérias, Escherichia coli e Staphylococcus aureus, nos tipos de polímeros
utilizados. Durante o trabalho percebeu-se que o ideal para trabalhar com a
proliferação bacteriana é utilizar de materiais planos para que sejam ou pouco
côncavos junto de um equipamento que possa medir o crescimento espacial dos
micróbios. Quanto ao controle, todas as concentrações se fizeram eficientes, porém,
sabemos que a água sanitária é um desinfetante muito forte, e para descobrir o
ponto em que ela não se torna mais eficiente em função de suas diluições é preciso
fazer diluições maiores do que as feitas nos procedimentos.
REFERÊNCIAS
AKCELRUD, L. Fundamentos da ciência dos polímeros, Barueri, S.P. Manole, 2007.
ALTERTHUM, Flávio; TRABULSI, Luiz Rachid. Microbiologia.
COSTERTON, J.W., MARRIE, T.J., CHENG, K. J., Phenomena of bacterial
adhesion. In: Bacterial Adhesion. (Ed.) London: Plenum Press, p.3-43, 1985.
DONLAN, R.M. & COSTERTON, J.W. Biofilms: survival mechanisms of clinically
relevant microorganisms. Clinical Microbiology Reviews, v. 15, n.2, p. 167-193, 2002.
MANO, E.; Introdução a polímero, Ed. Edgard Blucher, 2a Ed. (1999).
MOSTELLER, T. M., BISHOP, J.R., Sanitizer efficacy against attached bacteria in a
milk biofilm. Journal of Food Protection, v.56, n.1, p.34-41, 1993;
TORTORA, G,J. FUNKE, B.R. CASE, C, L. Microbiologia - 8. Ed.
VISSER, S. A.; HERGENROTHER, W.; COOPER, S. Polymers. In: Biomaterials
Science: An introduction to materials in medicine, Academic Press (1996) 50-60.
Na
Internet:
LOPES, Léa: Texto elaborado para a 1ª Semana de Polímeros do IMA, 2007.
Acesso
em
20
de
Outubro
de
2011.
Disponível
em:
<http://www.ima.ufrj.br/uploads/2010/01/30/o-que-sao-polimeros-sinteticos.pdf>.
APÊNDICE
QUANTIDADE DE MOLÉCULAS DE HIPOCLORITO DE SÓDIO UTILIZADAS.
100%
1,68x10-3 mol de NaClO
75%
1,68x10-3 x 0,75 = 1,26x10-3
50%
1,68x10-3 x 0,5 = 6,3x10-4
25%
1,68x10-3 x 0,25 = 1,575x10-4