universidade estadual do oeste do paraná - Início

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UNIVERSIDADE ESTADUAL DO OESTE DO PARANÁ
CENTRO DE ENGENHARIAS E CIÊNCIAS EXATAS
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM RECURSOS PESQUEIROS E
ENGENHARIA DE PESCA
EDNA APARECIDA DE OLIVEIRA
Efeito de diferentes temperaturas da água e desenvolvimento inicial do jundiá
(Rhamdia quelen; Siluriformes, Heptapteridae)
Toledo
2012
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EDNA APARECIDA DE OLIVEIRA
Efeito de diferentes temperaturas da água e desenvolvimento inicial do jundiá
(Rhamdia quelen; Siluriformes, Heptapteridae)
Dissertação apresentada ao Programa de PósGraduação Stricto Sensu em Recursos Pesqueiros e
Engenharia de Pesca – Nível de Mestrado, do Centro
de Engenharias e Ciências Exatas, da Universidade
Estadual do Oeste do Paraná, como requisito parcial
para a obtenção do título de Mestre em Recursos
Pesqueiros e Engenharia de Pesca.
Área de concentração: Manejo e Conservação de
Recursos Pesqueiros de Águas Interiores.
Orientador: Prof. Dr. Gilmar Baumgartner
Co-orientador: Prof. Dr. Robie Allan Bombardelli
Toledo
2012
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FOLHA DE APROVAÇÃO
EDNA APARECIDA DE OLIVEIRA
Efeito de diferentes temperaturas da água e desenvolvimento inicial do jundiá
(Rhamdia quelen; Siluriformes, Heptapteridae)
Dissertação apresentada ao Programa de Pós-graduação Stricto Sensu em Recursos Pesqueiros
e Engenharia de Pesca – Nível de Mestrado, do Centro de Engenharias e Ciências Exatas, da
Universidade Estadual do Oeste do Paraná, como requisito parcial para a obtenção do título
de Mestre em Recursos Pesqueiros e Engenharia de Pesca, pela Comissão Julgadora composta
pelos membros:
COMISSÃO JULGADORA
____________________________________________
Prof. Dr. Gilmar Baumgartner
Universidade Estadual do Oeste do Paraná (Presidente)
____________________________________________
Prof. Dr. Paulo Vanderlei Sanches
Universidade Estadual do Oeste do Paraná
____________________________________________
Prof. Dr. Andréia Bialetski
Universidade Estadual de Maringá
Aprovada em: 31 de agosto de 2012.
Local de defesa: Auditório do Gerpel na Unioeste/Campus de Toledo.
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DEDICATÓRIA
Dedico este trabalho a minha Mãe
Laudisa Mendes Gobbi e meu Filho
Edson Alexandre de Oliveira
Mandotti, que, pela imensidão de
vosso amor tens um pouco de Deus e
pela constância de vossa dedicação,
tens muito de anjo, amigos, que
conseguiram sorrir na dor, e ver
esperança
na
falta.
Carlos
Drummond de Andrade cita, Fosse
eu Rei do Mundo, baixava uma lei:
Mãe não morre nunca, mãe ficará
sempre junto de seu filho e ele, velho
embora, será pequenino feito grão de
milho.
Amo vocês!
v
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Deus, que me concedeu o sopro de vida e me proporcionou muitos momentos felizes, e
que nunca me desamparou nos momentos difíceis da minha vida, dando-me força e coragem para enfrentar
os muitos desafios ao longo desta caminhada.
A minha Mãe Laudiza, meu filho Edson Alexandre, meu namorado Dilceu Pedro, meus irmãos
Edson e Evandro e familiares, pelo amor, carinho e dedicação, e por estarem comigo nos momentos difíceis,
me apoiando e me aconselhando.
Ao meu Orientador, Prof. Dr. Gilmar Baumgartner, por todos os ensinamentos, orientação,
atenção, compreensão, paciência, carinho, confiança e suporte ao longo desse caminho.
A todos os meus professores que demonstraram apoio, compreensão e amizade durante o período
dedicado a esta pesquisa. Principalmente o Prof. Dr. Paulo Vanderlei Sanches pelos ensinamentos e parceria
e o Prof. Dr. Nyamien Yahaut Sebastien pela amizade e o ingresso à vida acadêmica.
Ao meu inesquecível amigo e “Mestre” Eléxio Vidal, pelos ensinamentos, paciência, confiança,
honestidade, humildade, perseverança, exemplo de dedicação e de responsabilidade perante os parceiros de
trabalho e a sociedade.
A todos os meus amigos, que demonstraram apoio e compreensão durante o período que estive
ausente do convívio social para me dedicar a esta pesquisa. Principalmente, Denise Nascimento de Bastos e
Marcio Douglas Goes pela parceria.
Ao Programa de Pós Graduação Sticto Sensu em Recursos Pesqueiros e Engenharia de Pesca –
Nivel de Mestrado.
Ao GERPEL – Grupo de Pesquisas em Recursos Pesqueiros e Limnologia da Universidade
Estadual do Oeste do Paraná, Campus Toledo.
A CAPES – Coordenação de aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior, pelo auxilio da Bolsa.
Ao LATRAAC – Laboratório de Tecnologia da Reprodução de Animais Aquáticos Cultiváveis.
Ao InPAA – Instituto de Pesquisa em Aqüicultura Ambiental.
vi
MINHA HOMENAGEM
“Mestre é aquele que caminha com o tempo, propondo paz, fazendo comunhão, despertando
sabedoria. Mestre é aquele que estende a mão, inicia o diálogo e encaminha para a aventura da vida. Não é
só aquele que ensina fórmulas, regras, raciocínios, mas aquele que também questiona e desperta para a
realidade. Não é aquele que dá de seu saber, mas aquele que faz germinar o saber do discípulo. Feliz é aquele
que transfere o que sabe e aprende o que ensina!”
(Cora Coralina)
vii
Efeito de diferentes temperaturas da água e desenvolvimento inicial do jundiá
(Rhamdia quelen; Siluriformes, Heptapteridae)
RESUMO
Este estudo é composto de dois artigos, com os seguintes objetivos: 1) avaliar os
efeitos de diferentes níveis de temperatura da água sobre as fases iniciais, e 2) caracterizar as
diferentes fases de desenvolvimento do jundiá cinza (Rhamdia quelen; Siluriformes,
Heptapteridae). Especificamente pretende-se avaliar os efeitos de diferentes níveis de
temperatura da água sobre a porcentagem de fertilização, sobrevivência, tempo necessário
para início e término da eclosão e ocorrência de deformidades. Além disso, serão
caracterizadas as fases de desenvolvimento embrionário e larval. O experimento foi
inteiramente casualizado com cinco tratamentos (A=18, B=22, C=26, D=30 e E=34ºC) e
quatro repetições. Em cada um dos tratamentos foram efetuadas amostragens de ovos e larvas
a diferentes intervalos de tempo a partir da fecundação, sendo que a descrição das fases
embrionárias e larvais foram efetuadas considerando a temperatura ambiente (22oC). O início
e o término da eclosão, em função das diferentes temperaturas, foram testados através de
análise de correlação de Pearson, enquanto que as diferenças entre os tratamentos para os
outros parâmetros foram testadas através de ANOVA e teste de Tukey a posteriori. O
tratamento E (34 oC) foi letal para os ovos. A porcentagem de fertilização foi mais elevada
para os tratamentos A (91,90%) e B (90,42%), diferindo significativamente do tratamento D.
A porcentagem de sobrevivência foi mais elevada nos tratamentos C (58,61%) e B (57,25%),
que diferiram significativamente dos demais. O início da eclosão mostrou uma relação
exponencial inversa com a temperatura (r2 = 0,921), sendo o mesmo verificado para o final da
eclosão (r2 = 0,515). A maior porcentagem de deformidades foi registrada no tratamento D.
Os ovos são esféricos, demersais e não aderente, possuem espaço perivitelino definido e
córion resistente, o diâmetro médio do ovo varia entre 1,9 (±0,09) mm e 3,6 (±0,36) mm, o
diâmetro médio do vitelo vai de 0,9 (±0,10) mm a 1,7 (±0,07) mm e o espaço perivitelino de
0,3 (±0,00)mm a 0,0 (inexistente). As larvas eclodem aproximadamente 22 horas após a
fertilização (22ºC), apresentam cromatóforos na região frontal e ventral do corpo. Diante dos
resultados pode-se concluir que temperaturas acima de 30 graus, causam redução na
porcentagem fertilização e de sobrevivência das larvas, e elevadas deformidades, podendo
ocorrer a morte das larvas, entretanto, induzem ao processo de eclosão mais rapidamente.
Palavras-chave: Temperatura. Fertilização. Sobrevivência. Aquicultura. Desenvolvimento
inicial de peixes.
viii
Effect of different water temperature levels and initial development of jundiá
(Rhamdia quelen; Siluriformes, Heptapteridae)
ABSTRACT
This study is composed by two papers with the following objective: 1) to evaluate the
effects of different water temperature levels on the initial development, and 2) to characterize
the different stage of the initial development of the jundiá cinza (Rhamdia quelen;
Siluriformes, Heptapteridae). Specifically we intend to evaluate the effects of different water
temperature level on the fertilization and survival percentages, time required for beginning
and end the eclosion and the occurrence of deformities. Also the embrionary and larval
development stages are described. The experiment were entirely randomized with five
treatments (A=18, B=22, C=26, D=30 e E=34ºC) and four repetitions. At each treatment eggs
and larvae were collected at different time interval from fecundation, being the description of
the different fases was done considering the ambiental temperature (22oC). The beginning and
the end of eclosion, under influence of different temperatures, were tested by Pearson’s
correlation, and the differences between the treatments for the others parameters were tested
through ANOVA and a posterior Turkey’s test. The treatment E (34 oC) was lethal to the
eggs. The fertilization percentage was higher at treatments A (91,90%) e B (90,42%),
differing significantly from treatment D. The survival percentage was higher in treatments C
(58,61%) and B (57,25%), which ones differed greatly from the others. The beginning of the
eclosion showed a reversal exponential relationship with the temperature (r2 = 0,921), being
the same observed for the end of eclosion (r2 = 0,515). The greatest number of deformities
was registered in the treatment D. Eggs are spherical, demersal, and non-adhesive, have a
defined perivitelline space and resistant chorion, eggs mean diameter ranging from 1.9 (±
0.09) mm and 3.6 (± 0.36) mm, mean yolk diameter from 0,9 (±0,10) mm and 1,7 (±0,07) mm
and the perivitelline space varies from 0,1 (±0,00)mm to 0,0 (inexistent). Incubation time was
approximately 22 hours at 22ºC, The larvae showed pigments in frontal and ventral regions of
the body. Considering the results we can conclude that temperatures over 30°C cause
reduction in the percentage of fertilization and survival of larvae and high deformities, which
can make the larvae die, however, induce the eclosion process quickly.
Keywords: Temperature. Fertilization. Survival. Aquiculture. Initial development of fishes.
ix
SUMÁRIO
Resumo ...................................................................................................................................... 5
Abstract ..................................................................................................................................... 6
Introdução ................................................................................................................................. 7
Metodologia ............................................................................................................................... 9
Resultados e Discussão ........................................................................................................... 14
Conclusão ................................................................................................................................ 18
Referências .............................................................................................................................. 19
Resumo .................................................................................................................................... 22
Abstract ................................................................................................................................... 23
Introdução ............................................................................................................................... 24
Metodologia ............................................................................................................................. 24
Resultados ............................................................................................................................... 26
Período embrionário ....................................................................................................... 26
Período larval ................................................................................................................... 28
Proporções corporais....................................................................................................... 29
Discussão ................................................................................................................................. 31
Referências .............................................................................................................................. 32
5
Efeito de diferentes níveis de temperatura da água sobre o desenvolvimento
inicial do jundiá (Rhamdia quelen; Siluriformes, Heptapteridae)
Resumo
O objetivo deste trabalho foi avaliar os efeitos de diferentes níveis de temperatura da água
sobre o desenvolvimento inicial do jundiá cinza (Rhamdia quelen; Siluriformes,
Heptapteridae). Especificamente pretendeu-se avaliar os efeitos de diferentes níveis de
temperatura sobre a porcentagem de fertilização, sobrevivência, tempo necessário para início
e término de eclosão e ocorrência de deformidades. O experimento foi inteiramente
casualizado com cinco tratamentos (A=18, B=22, C=26, D=30 e E=34ºC) e quatro repetições,
realizado entre 12 e 15 de novembro de 2010. Em cada um dos tratamentos foram efetuadas
amostragens de ovos e larvas a diferentes intervalos de tempo a partir da fecundação, para
avaliação dos parâmetros mencionados acima. O início e o término da eclosão, em função das
diferentes temperaturas, foram testados através de análise de correlação de Pearson, enquanto
que as diferenças entre os tratamentos para os outros parâmetros foram testadas através de
ANOVA e teste de Tukey a posteriori. O tratamento E (34 oC) foi letal para os ovos. A
porcentagem de fertilização foi mais elevada para os tratamentos A (91,90%) e B (90,42%),
diferindo significativamente do tratamento D. A porcentagem de sobrevivência foi mais
elevada nos tratamentos C (58,61%) e B (57,25%), que diferiram significativamente dos
demais. O início da eclosão mostrou uma relação exponencial inversa com a temperatura (r2 =
0,921), sendo o mesmo verificado para o final da eclosão (r2 = 0,515). A maior porcentagem
de deformidades foi registrada no tratamento D. Diante dos resultados pode-se concluir que
temperaturas acima de 30 graus, causam redução na porcentagem de fertilização e na
sobrevivência das larvas e elevadas deformidades, podendo ocorrer a morte das larvas,
entretanto, induzem ao processo de eclosão mais rapidamente.
Palavras-chave: Temperatura. Fertilização. Sobrevivência. Aquicultura. Desenvolvimento
inicial de peixes.
6
The effect of different temperature levels on the initial development of
jundiá (Rhamdia quelen; Siluriformes, Heptapteridae)
Abstract
This study aimed to evaluate the effects of different and water temperature levels on the initial
development of jundiá cinza (Rhamdia quelen; Siluriformes, Heptapteridae). Specifically we
intend to evaluate the effects of different water temperature on the fertilization and survival
percentages, time required for beginning and end of the eclosion and occurrence of
deformities. The experiment was entirely randomized with five treatments (A=18, B=22,
C=26, D=30 e E=34ºC) and four repetitions, carried out between November 12 and 15 2010.
At each treatment eggs and larvae were collected at different time interval from fecundation
for evaluating the parameters mentioned above. The beginning and the end time of eclosion,
under influence of different temperatures, were tested by Pearson’s correlation, and the
differences between the treatments for the others parameters were tested through ANOVA
and a posterior Turkey’s test. The treatment E (34 oC) was lethal to the eggs. The fertilization
percentage was highest at treatments A (91,90%) e B (90,42%), differing significantly from
treatment D. The survival percentage was highest at treatments C (58,61%) and B (57,25%),
which ones differed greatly from the others. The beginning time of eclosion showed a inversal
exponential relationship with the temperature (r2 = 0,921), being the same observed for the
end of eclosion (r2 = 0,515). The greatest number of deformities was registered in the
treatment D. Considering the results, we can conclude that temperatures over 30°C cause
reduction in the percentage of fertilization and survival of larvae and high deformities, which
can make the larvae die, however, induce the processes of eclosion quickly.
Keywords: Temperature. Fertilization. Survival. Aquiculture. Initial development of fishes.
7
Introdução
A produção de organismos aquáticos está crescendo mais rapidamente do que
qualquer outra atividade de produção de alimentos de origem animal, e tende a ultrapassar o
volume de pescado capturado, que se estagnou devido à diminuição dos estoques naturais
(FAO, 2010). Com a queda do setor pesqueiro extrativo nas últimas décadas, o rápido
crescimento da aquicultura tem sido a única forma de acompanhar a elevada demanda do
consumo de pescado mundial (SEBRAE, 2008). Neste contexto, é crescente a demanda por
estudos relacionados às diferentes espécies com potencial zootécnico, que atendam as
exigências do mercado consumidor em qualidade de carne e características relacionadas à
pesca esportiva (SALARO et al., 2003).
Apesar de contar com inúmeras espécies nativas, a aquicultura brasileira apresenta
grande foco nas espécies exóticas, representadas pela tilápia (Oreochromis niloticus), pois
esta tem maior viabilidade econômica graças aos avançados conhecimentos de manejo e
biologia. Alguns fatores reforçam o destaque da tilápia como espécie interessante do ponto de
vista produtivo (OLIVEIRA, 2009), tais como: alimenta-se dos itens básicos da cadeia trófica,
tem rápido crescimento, é resistente à doenças, superpovoamento e baixas concentrações de
oxigênio dissolvido, adapta-se aos mais diversos sistemas de criação e é aceita nos mercados
de lazer (pesque-pague) e alimentício (frigoríficos) (MEURER, et al., 2003).
Por outro lado, observa-se um avanço no desenvolvimento de técnicas para o cultivo
de espécies nativas de peixes (ZANIBONI-FILHO, 2000), sendo que muitas já são cultivadas
em cativeiro, em escala industrial, dentre elas, alguns Characiformes como o curimba
(Prochilodus lineatus), piau (Leporinus friderici), piapara (Leporinus elongatus) e pacu
(Piaractus mesopotamicus) e também grandes bagres pimelodídeos como o pintado
(Pseudoplatystoma corruscans) e o cachara (Pseudoplatystoma fasciatum) (LUDWIG et al.,
2005).
Existe uma grande tendência de crescimento da piscicultura de espécies nativas de
água doce no Brasil, entretanto, diversos problemas de manejo devem ser superados. Segundo
Gomes et al. (2000), o entendimento da relação dos parâmetros físicos e químicos da água,
com o crescimento de peixes em cultivo, são essenciais para melhorar o desempenho e uso
das espécies nativas na piscicultura.
Em um sistema de cultivo, os momentos mais críticos são aqueles relacionados às
fases iniciais, de modo que conhecer a fase inicial do ciclo de vida dos peixes é de suma
8
importância, uma vez que os resultados se refletem em aplicações no desenvolvimento da
piscicultura. As larvas, segundo Nakatani et al., (2001), além de representarem uma fase
crítica do sucesso de recrutamento, se apresentam como organismos distintos dos adultos em
requerimentos ecológicos, tornando estes estudos imprescindíveis ao entendimento da
dinâmica populacional.
Deste modo, a produção inicial de peixes pode ser otimizada através do entendimento
das melhores condições para incubação (ALVES e MOURA, 1992), tendo em vista que
elevadas taxas de crescimento são típicas do desenvolvimento inicial dos peixes. Entretanto,
as condições ótimas para o desenvolvimento inicial, variam entre as espécies de peixes, de
maneira que a temperatura da água é um fator crítico na determinação da taxa de crescimento,
afetando o desenvolvimento inicial, o tempo necessário para a eclosão, e também a eficiência
na utilização do vitelo (KAMLER, 1992; SAKA et al., 2004; GABILLARD et al., 2005).
Os peixes possuem limites de tolerância às variações de temperatura, que se não forem
respeitados, pode comprometer seu metabolismo (PAVANELLI, 1999), inviabilizando o
desenvolvimento embrionário, larval e posterior cultivo. De acordo com Chippari-Gomes
(2000), a temperatura é um importante fator ecológico que afeta diretamente a sobrevivência
dos peixes. Embora limites térmicos tenham sido estabelecidos para várias espécies de peixes
teleósteos (TSUCHIDA, 1995), poucas informações estão disponíveis para espécies tropicais
e subtropicais.
Entre as espécies nativas de peixes, utilizadas na piscicultura, o jundiá (Rhamdia
quelen) pertencente à classe Osteichthyes, ordem Siluriformes e família Heptapteridae
(NAKATANI et al., 2001), é adaptado à diferentes ambientes e vem apresentando bons
resultados em cultivo, principalmente em regiões mais frias. É um peixe de fácil reprodução,
com boa resistência ao manejo e hábito alimentar onívoro, o que contribui para a aceitação de
alimentos artificiais (GOMES et al., 2000; BARCELLOS et al., 2004; CARNEIRO e
MIKOS, 2005), difere de muitas espécies de peixes nativos, em função da boa aceitação pelo
mercado consumidor, carne saborosa e ausência de espinhos intramusculares (LOPES et al.,
2006). De acordo com Baldisserotto et al. (2005), esta espécie pode sobreviver a temperaturas
entre 3 e 32ºC, entretanto, a faixa de temperatura recomendada para seu cultivo é de 16 a
26°C (RADÜNZ-NETO, 1981).
O cultivo de Rhamdia quelen (jundiá) está aumentando no sul do Brasil, mas ainda
está muito abaixo de suas possibilidades, pois vários parâmetros biológicos sobre a espécie
ainda não são conhecidos, principalmente sobre as fases iniciais do ciclo de vida (GOMES et
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al., 2000).
Partindo da hipótese de que temperaturas mais elevadas causam danos ao
desenvolvimento inicial desta espécie, o presente trabalho tem como objetivo avaliar os
efeitos de diferentes níveis de temperatura da água (18, 22, 26, 30 e 34ºC), sobre o
desenvolvimento do jundiá cinza (Rhamdia quelen;
Siluriformes,
Heptapteridae).
Especificamente pretende-se avaliar os efeitos da temperatura sobre a fertilização dos ovos,
tempo necessário para o início e término de eclosão, sobrevivência larval e ocorrência de
deformidades nas larvas.
Metodologia
O trabalho foi conduzido entre 12 e 15 de novembro de 2010, no Laboratório de
Tecnologia da Reprodução de Animais Aquáticos Cultiváveis (LATRAAC), instalado no
Instituto de Pesquisa em Aquicultura Ambiental (InPAA), e no Laboratório de Ictiologia do
Grupo de Pesquisas em Recursos Pesqueiros e Limnologia (GERPEL), da Universidade
Estadual do Oeste do Paraná, Campus Toledo.
Para a consecução dos objetivos foram utilizados dois machos e três fêmeas de jundiá
cinza (R. quelen) (Figura 1), provenientes da própria estação. Os reprodutores foram
induzidos artificialmente, com extrato pituitário de carpa (EHC), segundo a metodologia
descrita por Woynarovich e Horváth (1983), sendo que para isso, os mesmos foram
previamente sedados com benzocaína (1%). As fêmeas foram induzidas com 5,5 mg de
EHC/kg de peso, divididos em duas doses, sendo a primeira de 0,5 mg\kg às 10hs da manhã e
a segunda de 5,0 mg de EHC\kg às 22hs, enquanto que os machos receberam uma dose única
de 2,5 mg de EHC\kg às 22hs.
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Figura 1 - Reprodutor de jundiá cinza (Rhamdia
quelen).
Após um período de 240 horas-grau ou unidade térmica acumulada (UTA), os
reprodutores foram retirados do tanque com auxílio de puça e rapidamente colocados sobre
uma bancada para coleta dos gametas. Para isso, os indivíduos foram contidos e secos com
panos e papel-toalha (BOMBARDELLI et al., 2006). Os gametas (ovócito e espermatozóides)
foram coletados a seco, sob leve pressão abdominal no sentido céfalo-caudal, formando um
pool de ovócitos (Figura 2A) e outro de sêmen (Figura 2B). Os primeiros ovócitos foram
desprezados para evitar possível contaminação por urina ou fezes (BROOKS et al., 1997),
sendo o restante e colocado em placa de Petri. A primeira gota de sêmen também foi
desprezada para evitar possível contaminação (POUPARD et al., 1998) e o restante foi
coletado em um becker.
A
B
Figura 2 - Pool de ovócitos (A) e recipiente com sêmen (B).
Os ovócitos (3,0 mL) e o sêmen (0,5 mL) foram acondicionados em copos plásticos de
180 mL (Figura 3A), para a homogeneização dos mesmos, sendo acrescentados 15 mL de
11
água dos próprios tratamentos (diferentes temperaturas) para a fertilização e hidratação. Após
a hidratação, os ovos foram incubados sincronizadamente (em média 3.828 ovos por
incubadora de 2,5 litros) (Figura 3B), em um delineamento experimental inteiramente
casualizado, com cinco tratamentos (temperaturas de: A=18, B=22, C=26, D=30 e E=34ºC) e
quatro repetições.
A
B
Figura 3 - ovócitos e sêmen (A) e processo de incubação (B).
As incubadoras foram instaladas em um sistema de recirculação, com as diferentes
temperaturas controladas automaticamente por aquecedores elétricos munidos de termostato,
cabos com sensores e um protótipo (Figura 4). As verificações de temperatura foram
realizadas de hora em hora a partir da incubação.
12
Figura 4: Sistema de incubação dos ovos de jundiá, (A) termostato, (B) termômetro analógico, (C)
protótipo e (D) Sistemas de recirculação utilizados. Fonte: Marcio D. Goes
A determinação da taxa de fertilização foi efetuada nove horas após o início da
incubação, segundo Zaniboni-Filho e Barbosa (1992) (Figura 5), através da contagem de 400
ovos hidratados de cada repetição, com o auxílio de estereomicroscópio (10x), sendo que:
Taxa de fertilização = número de ovos em divisão x 100 / número total de ovos.
Figura 5: Coleta dos ovos de jundiá
13
Foi mensurado ainda o período de tempo em termos de unidades térmicas acumuladas
(horas-grau), após a fertilização artificial, necessário para o início (IE) e término (TE) da
eclosão. Para estimativa do tempo de eclosão, as amostras de ovos foram observadas em
microscópio óptico, sendo o início da eclosão registrada quando 10% das larvas de cada
repetição haviam nascido e para término da eclosão quando 90% das larvas haviam nascido.
A relação entre os diferentes tratamentos e os tempos de início e término de eclosão foi
efetuada através de uma correlação de Pearson (MENDES, 1999).
Para análise da sobrevivência, após a completa absorção do saco vitelino todas as
larvas das incubadoras foram fixadas em formol 4%, tamponado com carbonato de cálcio e
armazenadas em frasco de acrílico imediatamente etiquetado, observando-se a data e horário
(NAKATANI et al,. 2001), e posteriormente contadas, sendo que a taxa de sobrevivência foi
expressa pela equação: Taxa de Sobrevivência = número de larvas x 100 / número total de
ovos.
Para verificação das deformidades larvais foram analisadas 400 larvas de cada
tratamento, através de microscópio estereoscópico, sendo que as seguintes deformidades
foram consideradas: edema cardíaco (EC), atrofia em tamanho (AT) e nos barbilhões (AB),
escoliose e lordose (EL), larva siamesa (LS), e larva normal (NO) (Figura 6).
Para verificação de diferenças entre os tratamentos, os resultados foram submetidos à
análise de variância unifatorial (ANOVA), e teste de Tukey a posteriori, sendo que todos os
testes estatísticos foram avaliados ao nível de significância de 5% (Mendes, 1999). Para esta
análise utilizou-se o software Statictic 8.0 (STATISOFT, 2009).
EC
AT
14
AB
EL
LS
NO
Figura 6 – Deformidades larvais registradas em larvas de jundiá cinza (R. quelen),
incubadas em diferentes temperaturas da água.
Resultados e Discussão
O tratamento de 34 oC foi letal para os ovos, sendo portanto, excluído das análises.
Este resultado mostra que após ultrapassar o limite de tolerância da espécie à temperatura,
ocorre a morte dos ovos, pois os tecidos dos peixes podem ser afetados diretamente pela
elevação da temperatura. Segundo Baldisserotto (2002), todo o processo biológico ocorre
dentro de uma faixa normal de temperatura e valores extremos podem causar distúrbios letais.
Segundo este mesmo autor, as mudanças de temperatura provocam modificações em várias
atividades fisiológicas nos peixes, sendo que o aumento da temperatura eleva a frequência
cardíaca e o aumento da ventilação, em função do aumento do metabolismo. Além disso,
conforme a temperatura, os organismos podem utilizar vias metabólicas diferentes, ocorrendo
mudanças na síntese de enzimas, e com esta mudança no metabolismo celular as substâncias
de reserva podem se alterar, mudando também a composição do vitelo. Deste modo, a falta de
mecanismo de adaptação dos ovos às mudanças na temperatura, e possivelmente a mudança
do metabolismo celular, possam explicar a letalidade destes na temperatura de 34 oC
15
observada no presente estudo.
O tempo necessário para o início da eclosão apresentou relação exponencial inversa
com a temperatura (r2 = 0,921) (Figura 7), mostrando que temperaturas mais elevadas
aceleram o processo de incubação, induzindo ao nascimento mais rapidamente, sendo o
mesmo verificado para o final da eclosão (r2 = 0,515) (Figura 7). A relação inversa entre a
temperatura e o início da eclosão parece ser um padrão para a maioria das espécies de peixes
neotropicais, segundo Sato et al., (2000), a duração da embriogênese é influenciada pela
temperatura, isto é, em temperaturas mais altas a duração é menor. Neste sentido, RodriguesGaldino et al. (2009) registraram uma relação negativa entre o tempo de desenvolvimento dos
embriões e temperatura de incubação para esta mesma espécie (R. quelen), e enfatizam que
temperaturas mais elevadas geralmente aceleram, enquanto temperaturas mais baixas reduzem
a duração do período de desenvolvimento. Neste mesmo sentido, Van Maaren e Daniels
(2001) afirmam que as larvas de Paralichthys lethostigma eclodem 58 horas após a
fertilização a temperatura de 17oC e 30 horas após a fecundação a 25oC de temperatura.
Além disso, a duração da embriogênese pode estar associada à estratégia reprodutiva
das espécies, Sato et al., (2003) relatam que a embriogênese dos peixes de piracema é mais
curta e a eclosão ocorre com menos de 500 horas-grau, enquanto que a de espécies sedentárias
(como é o caso de R. quelen) ocorre acima de 1000 horas-grau, o que foi constatado no
presente estudo.
16
Figura 7 – Correlação entre a temperatura dos diferentes tratamentos e o tempo necessário para o
início (I.E.) e término de eclosão (T.E.) para R. quelen.
A porcentagem de fertilização foi mais elevada para os tratamentos A (91,90%) e B
(90,42%), diferindo significativamente (p<0,05) do tratamento D (Figura 8A). De acordo com
Baldisserotto (2002), para R. quelen as temperaturas entre 18 e 22ºC foram ideais para a
fertilização de ovos, coincidindo com os resultados registrados no presente estudo. Este autor
sugere que em baixas temperaturas deve haver um ajuste fisiológico, decorrente do
desenvolvimento embrionário mais lento, consistindo na reorganização do metabolismo
celular.
A porcentagem de sobrevivência foi mais elevada nos tratamentos C (58,61%) e B
(57,25%), que diferiram significativamente dos demais (p>0.05) (Figura 8B). Embora a maior
fertilização tenha ocorrido nas temperaturas mais baixas, a sobrevivência foi maior entre 22 e
26oC. De acordo com Baldisserotto (2002), dependendo da temperatura pode ocorrer
mudanças no metabolismo celular e a sobrevivência das larvas pode variar, o que
provavelmente esteja associado à melhor síntese de enzimas nesta faixa de temperatura.
Segundo Baldisserotto et al. (2005), o jundiá pode sobreviver a temperaturas entre 3 e 32ºC,
entretanto, a faixa de temperatura recomendada para o cultivo desta espécie é de 16 a 26°C
(RADÜNZ-NETO, 1981), coincidindo com as melhores temperaturas registradas no presente
estudo para fertilização (18 a 22 oC) e sobrevivência (22 a 26 oC).
17
A
B
94
65
92
60
90
55
88
50
86
45
84
40
35
82
30
80
20
76
74
Sobrevivência %
Fertilização (%)
25
78
15
A
B
C
Tratamentos
D
Média
Média±ep
10
A
B
C
Tratamentos
D
Média
Média±ep
Figura 8 - Porcentagem de Fertilização dos ovos (A) e Sobrevivência larval (B) de jundiá cinza
(Rhamdia quelen) submetidos a diferentes níveis de temperatura (A=18, B=22, C=26, D=30oC).
No tratamento A (18oC), 80% das larvas analisadas não apresentavam deformidades,
entretanto, foi registrado 2,0% de larvas com escoliose e lordose (Fig. 9A). No tratamento B
(22oC) a porcentagem de deformidades foi maior (5,0%), sendo registradas escoliose e
lordose (2,25%), atrofia em tamanho (2%), edema cardíaco (0,5%) e larva siamesa (0,25%)
(Fig. 9B). Já no tratamento C (26oC), foram registrados 9% de deformidades, sendo atrofia no
tamanho (3,25%), atrofia nos barbilhões (2,75%), edema cardíaco (2,5%) e escoliose e
lordose (0,5%) (Fig. 9C). O maior número de deformidades foi registrado no tratamento D
(90,7%), que diferiu significativamente dos demais (p>0.05) (Figs. 9D e 10). Neste
tratamento foram registrados: edema cardíaco (29.5%), atrofia em tamanho (30,5%), escoliose
e lordose (9,5%) e atrofia de barbilhões (21,2%). Fica evidente que temperaturas acima de 30
graus causaram elevada porcentagem de deformidades, ocorrendo a morte dos ovos acima de
34 graus. De acordo com Brown e Nuñez (2003), tais deformações podem estar associadas a
fatores físicos, químicos, genéticos, à nutrição e/ou ao ambiente. Entretanto, possivelmente o
fator que mais influenciou no aparecimento de deformidades foi a alteração no metabolismo,
como discutido acima.
Relatos da ocorrência de deformidades larvais em R. quelen são encontrados no
trabalho de Rodrigues-Galdino (2009), que registraram a presença de larvas mal formadas
(edema cardíaco) em larvas mantidas em temperaturas acima de 30 oC, e Carrillo e Romagosa
(2004) relataram a ocorrência de peixes siameses em tilápia-do-Nilo, Oreochromis niloticus,
submetida a tratamento com choque térmico.
18
Figura 9 – Deformidades larvais encontradas nos tratamentos: (A) A=18ºC, (B) B=22ºC, (C) C=26ºC,
(D) D=30ºC.
140
120
Deficiências
100
80
60
40
20
0
-20
-40
A
B
C
D
Tratamento
Figura – 10 - Deformidades larvais em relação aos diferentes tratamentos.
Conclusão
Diante dos resultados podemos concluir que temperaturas acima de 30 graus, causam
redução na fertilização, na porcentagem de sobrevivência e consequentemente causam
elevadas deformidades nas larvas desta espécie, podendo inclusive ocorrer a morte das
19
mesmas, entretanto, induzem ao processo de eclosão mais rapidamente.
Considerando a porcentagem de fertilização e sobrevivência mais elevada em
temperatura de 22 oC (temperatura ambiente), esta parece ser a temperatura mais indicada para
o cultivo desta espécie.
Referências
Alves, M.S.D.; Moura, A. 1992. Estádios de desenvolvimento embrionário e curimatã-pioa
Prochilodus affinis (Reinhardt, 1874) (Pisces, Prochilodontidae). In: Encontro Anual de
Aquicultura de Minas Gerais, 10, Belo Horizonte. Anais. Três Marias: CODEVASF. p. 61-71.
Baldisserotto, B.; Gomes, L. C. 2005. Espécies nativas para piscicultura no Brasil. Santa
Maria-RS: UFSM, p. 470.
Barcellos, L.J.G.; Kreutz, C.; Quevedo, R.M.; Fioreze, I.; Cericato, L.; Soso, A.B.; Fagundes,
M.; Conrad, J.; Baldissera, R.K.; Bruschi, A.; Ritter, F. 2004. Nursery rearing of jundiá,
Rhamdia quelen (Quoy & Gaimard) in cages: cage type, stocking density and stress response
to confinement. Aquaculture, v. 232, p. 383-394.
Bombardelli, R.A.; Mörschbächer, E.F.; Campagnolo, R.; Sanches, E.A.; Mirna Adriane
Syperreck, M.A. 2006. Dose inseminante para fertilização artificial de ovócitos de jundiá
cinza, Rhamdia Quelen (Quoy & Gaimardm, 1824). Rev. Brasileira Zootecnia, v. 35, n. 4, p.
1251-1257.
Brooks, S.; Tyler, C.R.; J.P.; Sumpter, J.P. 1997. Egg quality in fish: what makes a good egg?
Rev. Fish Biology and Fisheries , London, v. 7, p. 387-416.
Carneiro, P.C.F.; Mikos, J.D. 2005. Frequência alimentar e crescimento de alevinos de jundiá,
Rhamdia quelen. Ciência Rural, v. 35, p. 187-191.
Carrillo M.A.; Romagosa, E. 2004. Efeito do choque térmico quente em ovos de tilápia
nilótica (oreochromis niloticus): tempo pós-fertilização e duração do processo na
sobrevivência das larvas. Inst. Pesca, São Paulo, v. 31, n. 1, p. 55-64.
Chippari-Gomes, A.R.; Gomes, L.C.; Baldisserotto B. 2000. Lethal temperatures for Rhamdia
quelen larvae (pimelodidae): Rev. Ciência Rural, Santa Maria, v. 30, n. 6, p. 1069-1071.
FAO – Pesca e Departamento da Aquicultura, O Estado Mundial da Pesca e da Aquicultura 2008 SOFIA. Disponível em:<http: www.fao.org> Acesso em: 09 jul. 2011.
FAO – Fisheries and aquaculture department, Japan. 2009. Disponível
<http://www.fao.org/fishery/countrysector/naso_japan/en>. Acesso em: 09 jul. 2011.
em:
FAO. 2010. The State of World Fisheries and Aquaculture. Food and Agriculture
Organization of United Nations.
Ferreira, A.A.; Nuñer, A.P.O.; Luz, R.K.; Tataje, D.A.R.; Esquivel, J.R.; Restrepo J.B. 2001.
20
Avaliação qualitativa e quantitativa do sêmen de jundiá, Rhamdia quelen. Boletim do Instituto
de Pesca, v. 27, n. 1, p. 57-60.
Gabillard, J.C.; Weil, C.; Rescan, P.Y.; Navarro, I.; Gutierrez, J.; Le Bail, P.Y. 2005. Does
the GH/IGF system mediate the effect of water temperature on fish growth? Rev.Cybium, v.
29, p. 107–17.
Gomes, L.C.; Golombieski, J.I.; Chippari Gomes, A.R.; Baldisserotto, B. 2000. Biology of
Rhamdia quelen (teleostei, pimelodidae). Rev. Ciência Rural, Santa Maria, v. 30, n. 1, p. 179185.
Hart, P.R.; Purser, G.J. 1995. Effects of saliniy and Temperature On eggs and Yolk Sac Larae
of the Greenback Flounder (Rombosolea tapirina Gunter, 1862). Aquaculture, 136: 221-230.
Kamler, E. 1992. Early Life History of Fish: An Energetics Approach. London: Chapman &
Hall.
Lopes, P.R.S.; Pouey, J.L.O.F.; Enke, D.B.S. et al. 2006. Desempenho de alevinos de jundiá
Rhamdia quelen alimentados com diferentes níveis de energia na dieta . Rev. Biodiversidade
Pampeana, v. 4, n. 13, p. 32–37.
Ludwig, W.; Klenk, H.P. 2005. Overview: A Phylogenetic Backbone and Taxonomic
Framework for Procaryotic Systematics. In: Brenner, Krieg, Staley and Garrity (ed.), Bergey's
Manual of Systematic Bacteriology, 2nd edn, vol. 2, The Proteobacteria, Part A,
Introductory Essays. Springer, New York. p. 49–65.
Mendes; P.P. 1999.Estatística Aplicada à aquicultura. Recife, p. 265.
Fábio Meurer F.; Hayashi C.; Boscolo W.R. 2003. Fibra bruta para alevinos de Tilápia do
Nilo (Oreochromis niloticus, L.). Revista da Sociedade Brasileira de Zootecnia, v. 32, n. 2, p.
256- 261.
Nakatani, K.; Agostinho, A.A.; Baumgartner, G.; Bialetzki, A.; Sanches, P.V.; Makrakis,
M.C.; Pavanelli, C.S. 2001.Ovos e larvas de peixes de água doce: desenvolvimento e manual
de identificação. Maringá: Eduem, p. 378.
Oliveira, R.C. 2009. O panorama da aquicultura no Brasil: a prática com foco na
sustentabilidade. Rev. Intertox de Toxicologia, Risco Ambiental e Sociedade, v. 2, n. 1, p. 7189.
Vanelli, G.C.; Eiras, J.C.; Takemoto, R. M. 1999. Doenças de peixes: profilaxia, diagnóstico e
tratamento. Maringá, Ed. EDUEM, p. 264.
Poupard, G.P.; Paxion, C.; Cosson, J.; Jeulin, C.; Fierville, F.; Billard, B. 1998.Initiation of
carp spermatozoa motility and early ATP reduction after milt contamination by urine. Rev.
Aquaculture, Amsterdam, v. 160, p. 317-328.
Radünz Neto, J. 1981. Desenvolvimento de técnicas de reprodução e manejo de larvas e
alevinos de jundiá (Rhamdia quelen). Santa Maria, RS, p. 77.
21
Saka, S.; Firat, K.C,; Oban, D. 2004. Development of the common dentex (Dentex dentex)
eggs in relation to temperature. Rev. Aquaculture Research, v. 35, p. 224–231.
Salaro, A.L.; Luz, R.K.; Nogueira, G.C.C.B.; Reis, A.; Sakabe, R.; Lambertucci, D.M. 2003.
Diferentes densidades de estocagem na produção de alevinos de trairão (Hoplias cf. lacerdae).
Rev. Brasileira de Zootecnia, Viçosa, v. 32, n.5, p.1033-1036.
SEBRAE – Serviço Brasileiro de Apoio às Pequenas Empresas. 2008. Estudo de mercado
SEBRAE. Disponível em <http://www.biblioteca.sebrae.com.br>. Acesso em: 09 jul. 2011.
STATISOFT, INC. 2009. Statistica (data analysis software system) version 7.1.
Tsuchida, S. 1995. The relationship between upper temperature tolerance and final
preferendum of Japanese marine fish. Journal of Thermal Biology, v.20, p.35-41.
Van Maaren, C.C. E Daniels, H.V. 2001. Effects of Temperature on Egg HATCH, Larval
Growth and Metamorphosis for Hatchery-Cultured Southern Flounder, Paralichthys
lethostigma. Journal of Applied Aquaculture, v. 11, p. 21-33.
Weingartner, M.; Zaniboni Filho, E. 2004.Efeitos abióticos na larvicultura de pintado amarelo
Pimelodus maculatus (Lacépède, 1803): salinidade e cor de tanque. Acta Scientiarum, Animal
Sciences, Maringá, v. 26, n. 2, p. 151-157.
Woynarovich E, Horváth L. 1983. A propagação artificial de peixes de águas tropicais:
Manual de Extensão. Brasília: FAO/CODEVASF/CNPq.
Zaniboni-Filho, E. 1992. Incubação, larvicultura e alevinagem do tambaqui (Colossoma
macropomum CUVIER 1818). São Carlos, Tese de doutorado, p. 201.
Zaniboni Filho, E. 1992. Número amostral para determinação da taxa de fertilização durante a
incubação dos ovos de peixes reofílicos. In: Resumos da I Reunião Anual do Instituto de
Pesca. São Paulo, p. 65.
Zaniboni Filho, E.; Barbosa, N.D.C. 1992. Larvicultura na CEMIG. In: Encontro anual de
aquicultura de MG, 10. Belo Horizonte. Belo Horizonte: 1992. v. 10, p. 36-42.
22
Desenvolvimento inicial do jundiá cinza (Rhamdia quelen; Siluriformes,
Heptapteridae)
Resumo
O objetivo desse trabalho é caracterizar o desenvolvimento inicial do jundiá Rhamdia
quelen. Especificamente pretende-se descrever o desenvolvimento embrionário e larval do
jundiá cinza (R. quelen) cultivado em temperatura ambiente (22oC). Os ovos e larvas
analisados foram obtidos através de desovas induzidas realizadas junto ao Instituto de
Pesquisa em Aqüicultura Ambiental (InPAA), entre os meses de novembro e dezembro de
2010. Foram analisados 80 ovos e 40 larvas, através de variáveis morfométricas. Os ovos são
esféricos, demersais e não aderente, apresentam espaço perivitelino definido e córion
resistente, o diâmetro médio do ovo varia entre 1,9 (±0,09) mm e 3,6 (±0,36) mm, o diâmetro
médio do vitelo de 0,9 (±0,10) mm e 1,7 (±0,07) mm e o espaço perivitelino de 0,3
(±0,00)mm a 0,0 (inexistente). As larvas eclodem aproximadamente 22 horas após a
fertilização (22ºC), e apresentam cromatóforos na região frontal e ventral do corpo.
Palavras-chave: Rhamdia quelen, desenvolvimento inicial, peixe.
23
Initial Development of jundiá (Rhamdia quelen; Siluriformes,
Heptapteridae)
Abstract
The objective of this study was to characterize the initial development of jundiá cinza
Rhamdia quelen. Specifically we intend to describe the embrionary and larval development os
jundiá cinza (R. quelen) reared at ambient temperature (22oC). Eggs and larvae analyzed were
obtained from artificial spawning performed in Research Institute of Environmental
Aquaculture (InPAA), from November to December 2010. Eighty eggs and forty larvae were
analyzed through morphometric analyses. Eggs are spherical, demersal, and non-adhesive,
have defined perivitelline space and resistant chorion, the eggs mean diameter ranged from
1.9 (± 0.09) mm to 3.6 (± 0.36) mm, the mean yolk diameter were from 0,9 (±0,10) mm to 1,7
(±0,07) mm and the perivitelline space varies from 0,1 (±0,00)mm to 0,0 (inexistent).
Incubation time was approximately 22 hours at 22ºC, and larvae showed pigments in frontal
and ventral region of the body.
Keywords: Rhamdia quelen, early development, fish.
24
Introdução
A compreensão do ciclo de vida dos peixes não pode ser considerada adequada sem o
conhecimento sobre o desenvolvimento inicial das espécies, uma vez que a maioria dos
estudos com peixes refere-se principalmente a jovens e adultos (SANCHES et al., 2001;
SANTIN, 2007).
Um dos maiores obstáculos é a identificação do material coletado em ambiente natural
(BIALETZKI et al., 1998), o que torna indispensável o conhecimento prévio do
desenvolvimento inicial das espécies a qual realmente pertencem (BIALETZKI et al., 2001).
Deste modo, a análise dos dados morfométricos de ovos, larvas e juvenis permitem,
diferenciar os estágios de desenvolvimento e auxiliar na correta identificação das espécies
(SANCHES et al., 1999).
As larvas de peixes são morfologicamente diferentes dos adultos e apresentam
exigências ecológicas distintas, quanto ao habitat e à alimentação, e comportamento
diferenciado (SANCHES et al., 2001). No entanto, ainda é reduzido o número de espécies
cujas larvas foram descritas até o momento, a carência de informações não está limitada
apenas aos aspectos bioecológicos, embora inclua, para grande parte dos rios, até uma lista
básica de espécies presentes (AGOSTINHO et al., 2007).
Para a bacia do rio Paraná, entre os trabalhos efetuados com fases iniciais de peixes
nativos, podem ser citar os trabalhos de Galuch (2003) que descreveu o desenvolvimento
inicial e distribuição temporal de larvas e juvenis de Bryconamericus stramineus, Bialetzki et
al (2008) que descreveu o desenvolvimento inicial de Hoplias aff. Malabaricus, Taguti et al
(2009) com a caracterização do desenvolvimento inicial de Pyrrhulina australis.
Deste modo, o presente trabalho tem como objetivo, descrever os estágios iniciais de
desenvolvimento do jundiá cinza (Rhamdia quelen; Siluriformes, Heptapteridae), através de
variáveis morfometrias e merística, visando fornecer subsídios para a identificação dos ovos e
larvas desta espécie, coletadas em ambiente natural. Especificamente pretende-se descrever o
desenvolvimento embrionário e larval desta espécie, cultivada em temperatura de água
ambiente.
Metodologia
O trabalho foi conduzido entre 06 de novembro a 07 dezembro de 2010, no
Laboratório de Tecnologia da Reprodução de Animais Aquáticos Cultiváveis (LATRAAC),
25
no Instituto de Pesquisa em Aqüicultura Ambiental (InPAA), e no Laboratório de Ictiologia
do Grupo de Pesquisas em Recursos Pesqueiros e Limnologia (GERPEL), da Universidade
Estadual do Oeste do Paraná, Campus Toledo.
Para a consecução dos objetivos foram utilizados dois machos e três fêmeas de jundiá
cinza (R. quelen) (Figura 1), provenientes da própria estação. Os reprodutores foram
induzidos artificialmente, com extrato pituitário de carpa (EHC), segundo Woynarovich e
Horváth (1983), sendo que para isso, os mesmos foram previamente sedados com benzocaína
(1%). Após a fecundação os ovos foram incubados em temperatura de 22 oC (temperatura
ambiente), em incubadora cilíndrico cônica, com capacidade para 2,5 litros.
As amostragens das formas iniciais foram realizadas em diferentes intervalos de
tempo, de acordo com a fase de desenvolvimento, sendo que as primeiras amostras foram
obtidas logo após a hidratação e início da incubação dos ovos e seguiram em intervalos de 10
minutos durante a primeira hora, da segunda até a terceira hora as coletas foram efetuadas a
cada 15 minutos, e a partir daí, a cada 30 minutos foram efetuadas amostragens até a completa
eclosão dos ovos. Após a eclosão até a completa absorção do saco vitelino as larvas foram
coletadas a cada duas horas, e a partir do início da alimentação exógena as coletas ocorreram
em intervalos de 12 horas.
O material coletado foi fixado em formol 4%, tamponado com carbonato de cálcio e
armazenado em frasco de acrílico imediatamente etiquetado, observando-se a data e horário
(Nakatani et al,. 2001).
Para a descrição das características morfométricas dos estágios de desenvolvimento
embrionário e larvais, foram analisados 80 ovos e 40 larvas, sendo adotados os critérios de
Nakatani et al. (2001), como segue: Ovo: compreende a fase a partir da fertilização, com
todas as etapas de formação do embrião até a eclosão: clivagem inicial, mórula, blástula,
gástrula, embrião inicial, formação da cauda, cauda livre e embrião final. Período larval:
inicia-se a partir da eclosão até o aparecimento dos primeiros raios das nadadeiras e
desaparecimento da nadadeira embrionária. Neste período as larvas foram classificadas em
quatro estágios: Larval vitelino: compreende desde a eclosão até o início da alimentação
exógena. Pré-flexão: do início da alimentação exógena até a flexão da notocorda, com
aparecimento dos primeiros elementos de suporte da nadadeira caudal. Flexão: do início da
flexão da notocorda e aparecimento dos elementos de suporte da nadadeira caudal até a
completa flexão da mesma, surgindo o botão da nadadeira pélvica e início da segmentação
dos raios das nadadeiras dorsal e anal.
26
As análises morfométricas para a descrição dos períodos de desenvolvimento de ovos
e larvas foram realizadas com o auxílio de ocular micrométrica acoplada ao
estereomicroscópio, sendo que a descrição de cada período baseou-se no grau de
desenvolvimento e nos principais eventos morfológicos ocorridos.
A caracterização morfométrica dos ovos foi obtida através da análise do diâmetro do
ovo (DO), espaço perivitelino (EP) e diâmetro do vitelo (DV), conforme Nakatani et al.
(2001).
Para a caracterização morfométrica das larvas foram utilizadas as seguintes variáveis
expressas em milímetros (AHLSTROM & MOSER 1976 e NAKATANI et al. 2001):
comprimento padrão (CP), comprimento da cabeça (CC), comprimento do focinho (CF),
altura da cabeça (AC) e altura do corpo (ACO).
As relações corporais para a altura do corpo e comprimento da cabeça foram
estabelecidas utilizando-se os critérios sugeridos por Leis e Trnski (1989) e Nakatani et al.
(2001):
a) Altura do corpo (ACO) em função do comprimento padrão (CP);
b) Comprimento da cabeça (CC) em função do comprimento padrão (CP);
Os valores obtidos nas relações corporais foram expressos em percentual, seguindo as
comparações: altura da corpo (ACO) em função do comprimento padrão (CP), comprimento
da cabeça (CC) em função do comprimento padrão (CP).
Resultados
Período embrionário
Após 50 minutos da fertilização, ocorreu a clivagem inicial, com a segmentação do
pólo animal, que resultou em dois blastômeros. Neste estágio o diâmetro médio do ovo foi de
1,9 (±0,09) mm, o diâmetro médio do vitelo foi de 0,9 (±0,10) mm e o espaço perivitelino de
0,1 (±0,00)mm (Figura 2a). Após sucessivas divisões houve a formação da mórula após 02:20
h, sendo que o diâmetro médio do ovo foi de 2,1 (±0,09) mm, o diâmetro médio do vitelo de
1,6 (±0,13) mm e o espaço perivitelino de 0,3 (±0,07) mm (Figura 2b).
Com 5:20 h de incubação o blastodisco torna-se multicelular, formando a Blástula,
uma meia esfera elevada sobre o vitelo, sendo que neste momento o diâmetro médio do ovo
foi de 1,85 (±0,05) mm, o diâmetro médio do vitelo de 1,5 (±0,06) mm e o espaço perivitelino
de 0,1 (±0,05) mm (Figura 2c). Com 08:20 h. ocorre a fase de gástrula, com a formação dos
tecidos embrionários e o anel germinativo em torno do vitelo, nesta fase o diâmetro médio do
27
ovo foi de 2,0 (±0,03) mm, o diâmetro médio do vitelo foi 1,6 (±0,08) mm e o espaço
perivitelino de 0,2 (±0,05) mm (Figura 2d).
A fase de embrião inicial ocorreu com 14:20 h, quando observa-se uma segmentação
somática com a formação do sulco neural e a diferenciação da cabeça e da cauda, nesta fase o
diâmetro médio do ovo foi de 2,2 (±0,08) mm, diâmetro médio do vitelo de 1,7 (±0,05) mm e
o espaço perivitelino desaparece (Figura 2e). Decorridas 19:55 h da fecundação, a
extremidade caudal se desprende, ocorrendo os primeiros espasmos musculares, nesta etapa o
diâmetro médio do ovo é de 2,1(±0,07) mm, o diâmetro médio do vitelo é de 1,6 (±0,09) mm
e espaço perivitelino inexiste (Figura 2f). Com 21:50 h a cauda está completamente livre do
vitelo, os espasmos musculares são mais intensos, e a notocorda está visível, com diâmetro
médio do ovo de 2,4 (±0,05) mm e diâmetro médio do vitelo de 1,6 (±0,07) mm e espaço
perivitelino 0,0mm (Figura 2g). Na fase de embrião final, os embriões não apresentam
pigmentação, o diâmetro médio do ovo é de 3,6 (±0,36) mm e o diâmetro médio do vitelo de
1,7 (±0,07) mm (Figura 2h).
a
b
c
a
d
a
e
a
f
a
28
h
a
Figura 2 – Desenvolvimento embrionário de R. quelen. Clivagem inicial (a), Mórula (b), Blástula (c),
Gástrula (d), Embrião inicial (e), Formação da cauda (f), Cauda livre (g) e embrião final (h).
g
Período larval
As larvas eclodem aproximadamente 22:00 h após a fertilização em temperatura de
22ºC. No estágio larval vitelino as larvas apresentam comprimento padrão variando de 6,8 a
7,30 mm (média=7,2±0,31), a pigmentação é constituída por cromatóforos dendríticos na
região ventral (saco vitelino), o olho é pequeno e pouco pigmentado, o vitelo está reduzido, o
intestino não se encontra aberto, e os botões dos barbilhões começam a surgir (Figura 3a).
No estágio de pré-flexão o comprimento padrão varia entre 7,00mm e 8,40mm
(média=7,9±0,37), sendo que a pigmentação se apresenta na forma de cromatóforos
dendríticos bem definidos na região ventral e frontal da cabeça, vestígios de vitelo ainda estão
presentes nesta fase (Figura 3b).
No estágio de início de flexão da notocorda o comprimento padrão varia entre
8,00mm e 9,50mm (média=8,3±0,23). A pigmentação apresenta o mesmo padrão do estágio
anterior, porém existe um incremento destes no final da cabeça e na região ventral e dorsal, a
boca e o intestino encontram-se abertos (Figura 3c). Estágio de flexão os indivíduos
apresentam comprimento padrão variando de 10,00mm a 12,00 mm (média=10,7±0,63), a
notocorda encontra-se flexionada, a pigmentação segue o mesmo padrão do estágio anterior, é
possível observar o delineamento das nadadeiras dorsal e anal, opérculo encontra-se formado
(Figura 3c).
a
29
b
c
d
Figura 3 – Desenvolvimento embrionário de R. quelen. Larval vitelino (a), Pré-flexão (b), Início de
flexão (c), Flexão (d).
Proporções corporais
a
30
b
a
Figura 4 – Porcentagem do diâmetro do vitelo (a) e do espaço perivitelino (b), em relação ao tamanho
do ovo de R. quelen.
Figura 5 – Porcentagem do comprimento padrão (a), comprimento do focinho (b), comprimento da
31
cabeça (c), altura da cabeça (d) e altura do corpo (e), em relação ao comprimento total das larvas de R.
quelen.
A figura 4 mostra que o diâmetro do vitelo ocupou de 40 a 90 % do diâmetro total do
ovo e espaço perivitelino reduziu de 16 a 0% do total do ovo.
Na figura 5 observou-se que o comprimento padrão corresponde de 86 a 96% do total
do corpo. O comprimento do focinho varia de 5 a 7%. Já o comprimento da cabeça variou de
16 a 23%. O comprimento da cabeça entre 14 e 20% e a altura do corpo variou de 14 a 24 %
do comprimento total.
Discussão
Embora não tenha sido observado nesse estudo, Rizzo, Sato, Barreto & Godinho
(2002) observaram um revestimento gelatinoso nos ovos de R. quelen, o que é comum para
ovos de Siluriformes, independente do grau de aderência, e raramente é encontrado em ovos
de Characiformes. No entanto, este revestimento gelatinoso também foi relatado em ovos de
Perciformes, Cypriniformes e Cyprinodontiformes (Riehl e Patzner, 1998).
Nesse trabalho foi constatado que os ovos de R. quelen, em desenvolvimento, são
esféricos, demersais e não-aderente com um espaço perivitelino definido e córion resistente,
resultados semelhantes foram descritos por (GODINHO et al. 1978; PEREIRA, et al. 2006).
De acordo com Gomes et al. (2000), após a fertilização dos ovos de R. quelen ocorre
uma intensa proliferação das células, observando-se no pólo animal a formação do blastodisco
sobre o periblasto e sob estes o vitelo, sendo todo esse conjunto envolvido por um pequeno
espaço perivitelínico e por um córion nítido, como também mostra a figura 2.
Em relação ao tempo de corrido desde a fertilização até eclosão, os resultados estão de
acordo ao relatados por Rodriges-Galdino et al. (2010), para esta espécie, em que a uma
temperatura de 21oC após a fertilização a clivagem inicial ocorreu com 0:40min, a blástula
com 03:00min, gástrula com 06:00min, embrião inicial 11:00min, formação da cauda
16:30min, cauda livre 26:00min, embrião final 43:00min, a eclosão ocorreu 43h após a
fertilização.
Já em estudos realizados por Luz et al. (2001), com a espécie Pimelodus maculatus,
nota-se uma diferença, pois com 00:40min deu-se início à segmentação do pólo animal com
sucessivas divisões resultando 2 blastômeros, decorridas 2 horas deu-se o início da etapa de
gastrulação, com 05:50 min foi observado o fechamento do blastóporo, seguidas 08:20 min
32
notou-se a fase de morfogênese e organogênese do embrião, com 10:50min evidenciou-se a
diferenciação do embrião, após 14:50min, a cauda do embrião se apresentou totalmente livre
do saco vitelino e foi possível a visualização da notocorda, transcorridas 18:35min deu-se a
eclosão das larvas, com comprimento total de 2,56 ± 0,13 mm.
Em relação as larvas, Woynarovich e Horváth (1989) verificaram que as larvas recémeclodidas são diferentes dos peixes adultos, por não apresentarem boca, intestino, ânus,
brânquias e bexiga gasosa, e a maioria inclusive a pigmentação ou com ela muito esparsa e
diferindo, em padrão, entre as espécies, como mostra a figura 3a.
Em relação as proporções corporais, o espaço perivitelino pode ser classificado de
restrito a moderado. Em relação a altura do corpo pode ser considerado como corpo longo ou
moderado, já para o comprimento da cabeça é pequena, isso de acordo com a classificação de
Nakatani et al. (2001).
Referências
Agostinho, A. A.; Gomes L. C.; Pelicice, F. M. 2007. Ecologia e Manejo de recursos
Pesqueiros em reservatórios do Brasil. Maringá, EDUEM, p. 501.
Baumgartner, G.; Nakatani K.; Cavicchioli, M.; Baumgartner, M. S. T. 1997.Some aspects of
the ecology of fishes larvae in the floodplain of the high Paraná river, Brazil. Revista
Brasileira de Zoologia, v. 14, n. 3, p. 551 - 563.
Baumgartner, M. S. T.; Nakatani, K.; Baumgartner, G.; Makrakis, M. C. Spatial and temporal
distribution of “Curvina” larvae Plagioscion squamosissimus Heckel, 1840) and its
relationship to some environmental variables in the Upper Paraná River Floodplain, Brazil.
2003. Brazilian Journal of Biology, v. 63, n. 4, p. 381-391.
Bialetzki, A., Sanches, P. V., Baumgartner, G., Nakatani, K. 1998.Caracterização morfológica
e distribuição temporal de larvas e juvenis de Apareiodon affinis (Steindachner)
(Osteichthyes, Parodontidae) no alto rio Paraná, Paraná. Revista Brasileira de Zoologia, v. 15
n. 4, p. 1037-1047.
Bialetzki, A., Sanches, P. V., Cavicchioli, M., Baumgartner, G., Ribeiro, R. P., Nakatani, K.
1999. Drift of ichthyoplankton in two channels of the Paraná River, between Paraná and Mato
Grosso do Sul States, Brazil. Brazilian Archives of Biology and Technology, v. 42, n. 1, p.
53-60.
Bialetzki A, Baumgartner G, Sanches Pv, Galuch Av, Luvisuto Ma, Nakatani K, CavicchioliMakrakis M, Borges M.E.E. 2001. Caracterização do desenvolvimento inicial de
Auchenipterus osteomystax (Osteichthyes, Auchenipteridae) da bacia do rio Paraná, Brasil.
Acta Scientiarum Biological Science, v. 23, p. 377-382.
Bialetzki, A., Nakatani, K., Sanches, P. V., Baumgartner, G. 2002. Spatial and temporal
33
distribution of larvae and juveniles of Hoplias aff. malabaricus (Characiformes,
Erythrinidae) in the upper Paraná River floodplain, Brazil. Brazilian Journal of Biology, v. 62,
n. 2, p. 211 -222.
Bialetzki A., Nakatani K, Sanches P.V., Baumgartner G., Cavicchioli M. M., Taguti T.L.
2008. Desenvolvimento inicial de Hoplias aff. malabaricus (Bloch, 1794)
(Osteichthyes,Erythrinidae) da planície alagável do alto rio Paraná, Brasil. Acta Scientiarum
Biological Sciences, v. 30, n. 2, p. 141-149.
Cavicchioli M., Nakatani K., Shibatta O.K. 1997.Morphometric variation of larvae and
juveniles of the piranhas Serrasalmus spilopleura and S. marginatus (Characidae:
Serrasalminae) of the Paraná basin, Brazil. Ichthyol Explor Freshwaters, v. 8, p. 97-106.
Galuch, A.V.; Suiberto, M.R.; Nakatani, K.; Bialetzki, A.; Baumgartner, G. 2003.
Desenvolvimento inicial e distribuição temporal de larvas e juvenis de Bryconamericus
stramineus Eigenmann, 1908 (Osteichthyes, Characidae) na planície alagável do alto rio
Paraná, Brasil. Acta Scientiarum Biological Sciences, v. 25, n. 2, p. 335-343.
Gomes, L.C.; Golombieski, J.I.; Chippari Gomes, A.R.; Baldisserotto, B. 2000. Biology of
Rhamdia quelen (Teleostei, Pimelodidae). Ciência Rural, v.30, n. 1, p. 179-185.
Leis, J.M.; Trnski, T. 1989. The larvae of Indo-Pacific shorefishes. University of Hawaii
Press, Honolulu, p. 371.
Makrakis, M.C.; Nakatani, K.; Bialetzki, A.; Sanches, P.V.; Baumgartner, G.; Gomes, L.C.
2005. Ontogenetic shifts in digestive tract morphology and diet of fish larvae of the Itaipu
Reservoir, Brazil. Environmental Biology Fishes, v. 72, p. 99-107.
Makrakis, M.C.; Nakatani, K.; Bialetzki, A.; Gomes, L.C.; Sanches, P.V. Baumgartner, G.
2008. Relationship between gape size and feeding selectivity of fish larvae from a Neotropical
Reservoir. Journal Fish of Biology, v. 72, n. 7, p. 1690-1707.
Nakatani, K.; Baumgartner, G.; Baumgartner, M.S.T. 1997. Larval development of
Plagioscion squamosissimus (Heckel) (Perciformes Sciaenidae) of Itaipu reservoir (Paraná
River, Brazil). Revista Brasileira de Zoologia. v. 14, p. 35-44.
Nakatani, K.; Agostinho, A.A.; Baumgartner, G.; Bialetzki, A.; Sanches, P.V.; Makrakis,
M.C.; Pavanelli, C.S. 2001. Ovos e larvas de peixes de água doce: desenvolvimento e manual
de identificação. Maringá, Eduem, p. 378.
Pereira, C. R.; Barcellos, L. J. G.; Kreutz, L. C.; Quevedo, R. M.; Ritter, F.; Silva, L. B. 2006.
Embryonic and Larval Development of Jundiá (Rhamdia quelen, Quoy & Gaimard, 1824,
Pisces, Teleostei), a South American Catfish. Brazilian Journal of Biology, v. 66, n. 4, p.
1057-1063.
Sanches, P.V.; Nakatani, K.; Bialetzki, A. 1999. Morphological description of development
stages in Parauchenipterus galeatus (Linnaeus, 1766) (Siluriformes, Auchenipteridae) in the
upper Paraná River floodplain, Paraná, Brazil. Revista Brasileira de Biologia. v. 59, p. 1-10.
Sanches, P.V. Baumgartner, G.; Bialetzki, A.; Suiberto; M. R.; Gomes, F. D. C.; Nakatani,
34
K.; Barbosa, N. D. C. 2001. Caracterização do desenvolvimento inicial de Leporinus friderici
(Osteichthyes, Anostomidae) da Bacia do rio Paraná. Acta Scientiarum Biological Science, v.
23, n.2, p. 383-389.
Taguti T.L, Kipper D., Bialetzki A., Sanches P.V, Makrakis M.C, Baumgartner G., Fernandes
R. 2009. Desenvolvimento inicial de Pyrrhulina australis Eigenmann & Kennedy, 1903
(Characiformes, Lebiasinidae). Revista Biota Neotropica, v.9, n. 4, p. 59-65.
Woynarovich &, Horváth L. 1983. A propagação artificial de peixes de águas tropicais:
manual de extensão. Brasília: FAO/CODEVASF/CNPq. p. 225.