Centro de Pesquisas em Florestas, Santa Maria – RS

UNIVERSIDADE FEDERAL DO PAMPA
CAMPUS SÃO GABRIEL
ENGENHARIA FLORESTAL
Acompanhamento das Atividades e Pesquisas realizadas na FEPAGRO –
Centro de Pesquisas em Florestas, Santa Maria – RS
RELATÓRIO DE ESTÁGIO CURRICULAR
Táscilla Magalhães Loiola
São Gabriel, RS, Brasil
Outubro 2013
TÁSCILLA MAGALHÃES LOIOLA
Acompanhamento das Atividades e Pesquisas realizadas na Fepagro – Centro
de Pesquisas em Florestas, Santa Maria – RS
Relatório de estágio curricular apresentado
ao Curso de Graduação em Engenharia
Florestal, da Universidade Federal do
Pampa (UNIPAMPA, SG), como requisito
parcial para
obtenção
do
grau
de
Engenheira Florestal.
Orientadora: Prof.ª Dr. Alexandra Augusti Boligon
São Gabriel
2013
TÁSCILLA MAGALÃES LOIOLA
Acompanhamento das Atividades e Pesquisas realizadas na Fepagro – Centro
de Pesquisas em Florestas, Santa Maria – RS
Relatório de estágio curricular apresentado
ao Curso de Graduação em Engenharia
Florestal, da Universidade Federal do
Pampa (UNIPAMPA, SG), como requisito
parcial para
obtenção
do
grau
de
Engenheira Florestal.
Orientadora: Prof.ª Dr. Alexandra Augusti Boligon
Relatório defendido e aprovado em: 04 de outubro de 2013.
Banca examinadora:
______________________________
Profª. Drª. Alexandra Augusti Boligon
Orientadora
(UNIPAMPA)
______________________________
Prof. Dr. Leandro Homrich Lorentz
(UNIPAMPA)
______________________________
Profª. Drª. Silvane Vestena
(UNIPAMPA)
São Gabriel
2013
AGRADECIMENTOS
Agradeço a Fundação Estadual de Pesquisa Agropecuária pela oportunidade de
realizar o estágio curricular em uma de suas unidades.
Aos pesquisadores e funcionários do Centro de Pesquisa em Florestas, pela
receptividade e disponibilidade durante o estágio, e a todos os ensinamentos
repassados.
À minha orientadora Alexandra Augusti Boligon, por sua orientação e dedicação a
mim destinada.
À minha família, pelo apoio incondicional e incentivo em todos os momentos.
Meu muito Obrigada!
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 – Sementes armazenadas em câmara fria. ........................................ 12
Figura 2 – Preparo das sementes para a análise de pureza. ........................... 13
Figura 3 – Amostras para o peso das mil sementes. ....................................... 13
Figura 4 – Práticas realizadas no teste de germinação. ................................... 20
Figura 5 – Indivíduo adulto da Traça da Farinha. ............................................. 20
Figura 6- (a) Larva da Traça da Farinha; (b) Pupa e Larva da Traça da Farinha.21
Figura 7 – Parasitoide (Braconidae) . ............................................................... 21
Figura 8 - Gaiola utilizada para comportar os insetos da criação de Traças da
farinha. ............................................................................................................. 22
Figura 9 – (a) Retirada dos ovos da gaiola e retirada de impurezas; (b) Pesagem dos
ovos. ................................................................................................................. 22
Figura 10 – Caixas de incubação. .................................................................... 23
Figura 11 - (a) Retirada dos insetos das caixas; (b) Insetos sendo colocados na
gaiola. ............................................................................................................... 24
Figura 12 – Isolado de Trichoderma em placa de petri; ................................... 24
Figura 13 – BOD utilizada para armazenar os isolados de Trichoderma sp. ...... 6
Figura 14 – Banco de Fungos da FEPAGRO Florestas. ................................... .6
Figura 15 – Mudas das espécies utilizadas. ...... Error! Bookmark not defined.7
Figura 16 – Desinfestação dos explantes. ........ Error! Bookmark not defined.7
Figura 17 – Material na Sala de Incubação. ...................................................... .8
Figura 18 – (a) Substâncias utilizadas para a desinfecção das sementes; (b)
Semeadura em meio de cultura. ...................................................................... 28
Figura 19 – Material do experimento acondicionado na sala de incubação de culturas
da FEPAGRO. .................................................................................................. 28
Figura 20 – Procedimentos realizados em câmara de fluxo laminar (a) Desinfecção;
(b) Semeadura . ............................................................................................... 29
Figura 21 – Scleroderma citrinum utilizado como inoculante. .......................... 30
Figura 22 – Imagem do experimento e seus tratamentos, ............................... 31
Figura 23 – Controle positivo da micorrização. ................................................ 32
Figura 24 – Sacos de tecido contendo os galhos de A. mearnsii. .................... 33
Figura 25 – Insetos emergidos. ........................................................................ 34
Figura 26 – Insetos montados para serem enviados aos especialistas. .......... 34
Figura 27 – Fungos micorrízicos coletados em fragmentos florestais: Amanita
muscaria (A), Amanita sp. (B),
Suillus sp. (C), Scleroderma citrinum (D), Ramaria
toxica (E), Pisolithus sp. (F), Gymnopilus spectabilis (G), Lactarius deliciosus (H),
Calvatia sp. (I), Rhizopogon sp. (J), Russula sp. (K) e Descomyces sp (L). Fotos:
Gerusa P. K. Steffen. ........................................ Error! Bookmark not defined.6
Figura 28 – Fungos lignocelulíticos encontrados. (a) Ganoderma sessile; (b)
Ganoderma tornatum; (c) Lepista; (d) Stropharia rugosoannulata. ................... .6
Figura 29 – Fungos saprofíticos encontrados, (a) Lepiota sp.; (b) Leucoagaricus sp.;
(c) Macrolepiota sp.; (d) Macrolepiota sp. ......... Error! Bookmark not defined.7
SUMÁRIO
1 ORGANIZAÇÃO ................................................................................................................... 8
2 INTRODUÇÃO ...................................................................................................................... 9
3 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS ................................................................................. 10
3.1 Atividades de rotina ....................................................................................................... 10
3.1.1 Laboratório de cultura de tecidos .......................................................................... 10
3.1.2 Laboratório de sementes .......................................................................................... 11
3.1.3 Coleta de sementes e produção de mudas ........................................................ 14
3.1.4 Casa de vegetação .................................................................................................... 18
3.2 Acompanhamento das pesquisas em andamento na FEPAGRO Centro de
Pesquisas em Florestas ...................................................................................................... 18
3.2.1 Manutenção de hospedeiro alternativo para a criação de parasitoide em
laboratório ................................................................................................................................ 18
3.2.2 Isolamento e avaliação de isolados de Trichoderma sp. com potencial
antagonista a fungos fitopatogênicos. ............................................................................. 23
3.2.3 Criação de banco de fungos micorrízicos ........................................................... 24
3.2.4 Estabelecimento de uma coleção, in vitro, de espécies nativas do Bioma
Pampa com potencial forrageiro ....................................................................................... 26
3.2.6 Efeito de Nitrato de Potássio na quebra de dormência de sementes de Schinus
molle. ......................................................................................................................................... 29
3.3 Experimentos e trabalhos desenvolvidos ............................................................... 30
3.3.1 Micorrização de Anadenanthera macrocarpa com esporos de Scleroderma
citrinum ..................................................................................................................................... 30
3.3.2 Entomofauna associada a galhos de Acacia mearnsii cortados por serradores
..................................................................................................................................................... 33
3.3.3 Diversidade de fungos em fragmentos florestais .............................................. 36
4 CONCLUSÕES................................................................................................................... 39
5 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................. 39
8
1 ORGANIZAÇÃO
O estágio curricular relatado neste trabalho foi realizado no período de 26 de
junho de 2013 a 26 de outubro de 2013 na Fundação Estadual de Pesquisa
Agropecuária – Centro de pesquisa em florestas (FEPAGRO Florestas), localizado
no município de Santa Maria, RS.
A FEPAGRO florestas é uma instituição estadual e está atualmente conveniada à
Universidade Federal do Pampa (UNIPAMPA) com a finalidade de proporcionar aos
acadêmicos a realização de estágios curriculares, entre outras atividades.
A unidade de Santa Maria atua na silvicultura, através da coleta, beneficiamento,
análise e armazenamento de sementes florestais, para conservação de um banco de
germoplasma ativo de sementes. A produção de mudas é outra atividade importante
da instituição e visa às necessidades da FEPAGRO e a comercialização das mudas.
Além das atividades silviculturais a FEPAGRO florestas contribui com pesquisas nas
áreas de cultura de tecidos, controle biológico de pragas e isolamento de fungos
para micorrização e controle biológico aplicado.
9
2 INTRODUÇÃO
As instituições de pesquisa do Brasil desempenham importante papel no
desenvolvimento do país, tanto no sentido econômico quanto no sentido ambiental.
A unidade da FEPAGRO de Santa Maria – RS é o Centro de pesquisa em
Florestas, e atua na silvicultura produzindo mudas e sementes, principalmente de
espécies nativas, para consumo próprio e também para comercialização. A
produção de mudas florestais envolve diversas etapas, iniciando pela escolha de
árvores matrizes para a coleta de sementes, beneficiamento e armazenamento, até
a semeadura em recipiente e substrato adequado para cada situação. Durante o
processo de produção da muda é necessário que a mesma seja acompanhada
regularmente até estar pronta para a comercialização.
A FEPAGRO Florestas conta ainda, com um laboratório de cultura de tecidos,
onde são realizadas pesquisas voltadas ao controle biológico de pragas e doenças,
micropropagação de espécies vegetais, utilização de microorganismos como
promotores de crescimento de plantas e diversidade de fungos.
As práticas de controle biológico adotadas para combater pragas e doenças em
plantas busca diminuir os impactos ambientais causados pela utilização dos
métodos de controle mais tradicionais, que normalmente utilizam substâncias
químicas nocivas ao meio ambiente.
No solo encontra-se uma grande variedade de microorganismos que exercem
funções importantes, como a associação mutualística com plantas e a participação
na ciclagem de nutrientes. Os fungos possuem potencial como promotores de
crescimento de plantas e também no controle de doenças causadas por outros
fungos.
A cultura de tecidos é utilizada para a multiplicação de material vegetal e
possibilita a avaliação de germoplasma, conservação de material genético, aplicação
ao melhoramento genético entre outras práticas.
As pesquisas realizadas na FEPAGRO são multidisciplinar, e têm como objetivos
contribuir para que os produtores rurais e agricultores possam cada vez mais aderir
à metodologias menos nocivas ao meio ambiente, bem como contribuir com novas
informações referentes aos recursos naturais e florestais.
10
3 ATIVIDADES DESENVOLVIDAS
3.1 Atividades de rotina
No andamento do estágio, algumas atividades foram realizadas diariamente, nos
diferentes setores da FEPAGRO, abrangendo o laboratório de cultura de tecidos, o
laboratório de sementes, a casa de vegetação, como também as saídas de campo
realizadas pelos funcionários.
3.1.1 Laboratório de cultura de tecidos
A cultura de tecidos baseia-se na teoria da totipotência que consiste na
capacidade dos seres vivos de regenerar organismos inteiros, iguais à matriz, a
partir de células únicas. É utilizada para a multiplicação de material vegetal,
avaliação de germoplasma, esta ferramenta possui alto potencial de aplicação ao
melhoramento genético. Para a cultura de tecidos pequenos fragmentos de tecido
vivo, chamados explantes, são isolados de uma estrutura vegetal, devidamente
desinfetados e cultivados assepticamente por períodos indefinidos em um meio de
cultura apropriado (ALVES, et al., 2008).
A micropropagação é o processo de propagação vegetativa na cultura de tecidos
vegetais através de técnicas do cultivo in vitro, tornando-se bastante utilizada no
setor agrícola. O cultivo in vitro de plantas segue geralmente o mesmo processo
composto pela preparação da planta mãe, iniciação asséptica, multiplicação,
alongamento, indução radicular, pré-aclimatação e aclimatação (ZAVATTIERI, 2002;
GUERRA e NODARI, 2006; ULISSES et al., 2010).
Na multiplicação in vitro, de acordo com Alves et al. (2008), diferentes fontes de
explantes podem ser utilizadas, entre as principais estão: meristemas, ápices
caulinares, segmentos nodais e embriões.
Esta técnica de propagação de plantas apresenta como resultado plantas mais
uniformes e com crescimento mais rápido, além disso, atingem a maturidade mais
rápido em comparação a mudas propagadas por sementes. Existe a viabilidade de
se aplicar a micropropagação vegetativa para a propagação de espécies que
apresentam dificuldades de propagação por outras vias, para introdução de novos
11
cultivares, propagação de plantas mães ou parentais, eliminação de patogenias
como
também
na
conservação
e
armazenamento
de
germoplasma.
A
micropropagação é de grande importância e serve como base para o melhoramento
genético vegetal (ZAVATTIERI, 2002).
No laboratório de cultura de tecidos da FEPAGRO foram realizadas atividades
referentes às pesquisas de controle biológico de pragas, cultura de tecidos, entre
outras. As quais fazem uso de equipamentos presentes no laboratório como,
autoclave, câmara de fluxo laminar, balanças, estufas e demais equipamentos do
laboratório. O preparo de material para utilização nas práticas das pesquisas, assim
como a organização do laboratório, também são atividades que fazem parte da
rotina do laboratório e que fizeram parte das atividades de rotina realizadas no
estágio.
3.1.2 Laboratório de sementes
Para determinar a qualidade dos lotes de sementes faz-se uso de metodologias
padronizadas, baseadas nas regras para análise de sementes que estabelecem
especificações padronizadas para os testes de germinação e de vigor a serem
realizados (BRASIL, 2009).
As análises referentes às sementes florestais, como análise de pureza, peso de
mil sementes e teste de germinação, são realizadas no laboratório de sementes da
FEPAGRO. Inicialmente, uma amostra de sementes é retirada do banco de
sementes armazenadas em câmara fria (Figura 1), onde se encontram
armazenadas.
12
Figura 1 – Sementes armazenadas em câmara fria na FEPAGRO Florestas. Santa
Maria, RS, 2013.
Para a análise de pureza é feita uma primeira pesagem das sementes contidas na
amostra, em seguida separa-se as sementes do material inerte para então realizar a
segunda pesagem. Com a diferença entre as duas pesagens realiza-se a
porcentagem de material inerte existente no lote de sementes observado (Figura 2).
Figura 2 – Preparo das sementes para a análise de pureza de sementes. Santa
Maria, RS, 2013.
O peso de mil sementes é realizado para determinar a densidade de semeadura,
que está relacionado com a maturidade e qualidade das sementes. Para isso,
utilizam-se oito amostras compostas por 100 sementes cada uma, provenientes da
fração de sementes puras (Figura 3). Em seguida as amostras são pesadas e o
peso de mil sementes é dado pela multiplicação da média das amostras pesadas por
10.
13
Figura 3 – Amostras utilizadas para determinação do peso de mil sementes. Santa
Maria, RS, 2013.
Anteriormente à realização do teste de germinação as sementes são desinfetadas
através da imersão em hipoclorito de sódio por cinco minutos. Para a condução do
teste, as sementes são semeadas em papel germiteste, com quatro repetições
contendo 50 sementes cada uma, variando de acordo com a espécie e dimensão
das sementes, sendo armazenadas em caixa gerbox. As amostras permanecem em
estufa para serem realizadas as análises da germinação a cada sete dias (Figura 4).
Figura 4 – Etapas do teste de germinação conduzido em caixas Gerbox. Santa
Maria, RS, 2013.
As análises das sementes florestais ocorrem com frequência para que tenha
conhecimento e controle da qualidade dos lotes de sementes presentes no banco de
sementes da FEPAGRO. Assim, lotes com qualidade muito baixa podem ser
descartados do armazenamento e lotes de qualidade satisfatória, mantidos.
14
3.1.3 Coleta de sementes e produção de mudas
A produção de mudas para plantios comerciais, conservação de recursos
genéticos e restauração de áreas degradadas é dependente da alta qualidade das
sementes utilizadas na produção (NOGUEIRA e MEDEIROS, 2007).
A produção de mudas florestais é composta por diversas etapas importantes,
começando pela marcação de árvores matrizes, com o objetivo de selecionar
árvores com características superiores aos demais indivíduos pertencentes a mesma
espécie, para que se mantenha a variabilidade genética nas gerações futuras, isso
se torna possível através de um teste de progênies. Os testes de progênies avaliam
alguns parâmetros, principalmente ritmo de crescimento, porte, forma da copa, forma
do fuste, vigor, ramificação, boa condição fitossanitária e produção de sementes, as
características a serem observadas dependem do objetivo final das mudas que
serão produzidas (ARALDI et al., 2009; NOGUEIRA e MEDEIROS, 2007).
Normalmente realiza-se o georreferenciamento das árvores matrizes para a
confecção de um mapa das áreas de coleta de sementes (ACS), com auxílio de um
equipamento de GPS (Global Position System), permitindo que qualquer pessoa
possa encontrar, conhecer e coletar mais sementes (WETZEL e ANDRIGUETO,
2011). É importante ressaltar que a seleção de árvores matrizes em florestas nativas
ocorre de maneira mais complicada em relação a florestas plantadas (ARALDI et al.,
2009; NOGUEIRA e MEDEIROS, 2007).
No Brasil o setor de produção de mudas e sementes está regulamentado pelo
Decreto n° 5.153, de 23 de julho de 2004, que aprovou o Regulamento da Lei nº
10.711, este Decreto dispõem sobre o Sistema Nacional de Sementes e Mudas –
SNSM, estabelecendo que todas as ações decorrentes das atividades previstas no
Regulamento deverão ser exercidas pelo Ministério da Agricultura, Pecuária e
Abastecimento – MAPA (DANTAS, 2011).
Normalmente a extração das sementes ocorre através da retirada das mesmas
dos frutos, sendo que o método a ser utilizado depende do tipo de fruto em questão.
Além disso, é necessário ter o cuidado de escolher frutos de boa qualidade para que
se obtenham sementes de alta qualidade, preservando-se sua integridade física,
fisiológica e sanitária (NOGUEIRA e MEDEIROS, 2007).
15
Na extração de sementes dos frutos secos deiscentes os mesmos são
submetidos à secagem, podendo ser à sombra ou ao sol, dependendo da espécie,
preferindo-se a secagem à sombra. Com a secagem ocorre a desidratação do fruto,
ocasionando a sua abertura e liberação das sementes. Quando necessário realizase a agitação para liberação das sementes que ficaram aderidas ao fruto, podendo
ser realizada em tambor rotativo ou manualmente. O período necessário para a
secagem dos frutos depende da espécie, da temperatura, da umidade do ar e da
umidade final desejável (NOGUEIRA e MEDEIROS, 2007).
De acordo com os mesmos autores citados no parágrafo acima, para extrair as
sementes dos frutos secos indeiscentes faz-se uso de ferramentas, como faca,
tesoura, escarificador, liquidificador, machadinha e martelo, com o devido cuidado
para não danificar fisicamente as sementes. Em certas espécies, as sementes são
de fácil extração, sem a necessidade do uso de ferramentas. Já nos frutos carnosos
a retirada das sementes ocorre por via úmida, através da imersão em água durante
aproximadamente 24 horas, para que ocorra o amolecimento da polpa, o que facilita
a retirada das sementes. Em seguida as sementes são separadas por flutuação em
um tanque preenchido com água.
No beneficiamento das sementes é realizada a retirada de materiais como
sementes vazias, imaturas e quebradas, pedaços de frutos, alas, folhas, entre outros
materiais inertes através de um conjunto de técnicas. O beneficiamento de sementes
florestais é realizado de acordo com as características morfológicas, podendo
ocorrer de forma mecanizada através de equipamentos de beneficiamento que
realizam a separação das sementes e materiais indesejáveis em função de sua
forma,
peso,
textura
de
tegumento,
condutividade
elétrica,
entre
outras
características. Em espécies nativas o beneficiamento das sementes é normalmente
realizado de maneira manual, com peneiras, sopradores de sementes e mesa de
gravidade (NOGUEIRA E MEDEIROS, 2007).
Para
manter
a
viabilidade
das
sementes,
é
necessário
realizar
um
armazenamento correto após o beneficiamento, sendo que as mesmas são divididas
em dois grupos quanto à capacidade de armazenamento: sementes ortodoxas e
recalcitrantes. As sementes ortodoxas podem ser secas e armazenadas por um
longo período de tempo sob baixas temperaturas e ar seco, mantendo sua
capacidade de germinação. Já as sementes recalcitrantes perdem rapidamente sua
16
viabilidade e não suportam secagem e armazenamento, sendo necessária sua
semeadura logo após a coleta (SENA e GARIGLIO, 2008).
Para armazenar sementes florestais, segundo Sena e Gariglio (2008),
normalmente utilizam-se sacos plásticos, de papel, lona, aniagem ou pano, assim
como recipientes de alumínio, plástico e vidro. Estes recipientes são alocados em
câmaras onde é possível controlar a temperatura e a umidade do ar, tornando
possível a conservação das sementes ortodoxas por um longo período.
Sementes de diversas espécies podem apresentar dormência, de acordo com
Scremin-Dias et al. (2006), este termo refere-se a um mecanismo natural que
impede a germinação da semente, mesmo quando esta se encontra em condições
favoráveis a germinação. Algumas sementes dormentes possuem dificuldade na
absorção da umidade necessária para a germinação, devido à impermeabilidade do
tegumento.
Outros fatores como embrião imaturo e presença de inibidores de germinação,
podem ser a causa da semente se encontrar em processo de dormência. Para
superar a dormência das sementes existem alguns métodos que podem ser
adotados, como a escarificação mecânica, o choque térmico, imersão em água,
estratificação, além de métodos químicos (tratamento com ácidos). A escolha do
método a ser utilizado depende do tipo de dormência que a semente apresenta,
podendo ser dormência física, dormência interna ou ainda apresentar o embrião
dormente (SCREMIN-DIAS et al., 2006).
De acordo com Wetzel e Andrigueto (2011), a produção de mudas florestais
abastece os setores de plantio comercial de espécies exóticas, a demanda por
mudas de espécies nativas para plantio em projetos de recuperação de áreas
degradadas, manutenção das áreas de preservação, além do mercado de mudas
para arborização urbana.
As mudas são produzidas, usualmente, em sementeiras e em recipientes como
tubetes e sacos plásticos. A semeadura em sementeiras ocorre nos casos em que a
semente é dormente e não se conhece o método para superar este impedimento da
germinação, sendo as sementes germinadas a lanço em grande quantidade ou em
sulcos. Após a emergência da plântula a mesma deve ser transferida para um
recipiente adequado, processo denominado repicagem (WETZEL e ANDRIGUETO,
2011).
17
Outro tipo de semeadura é realizada direto no recipiente (tubete, saco plástico).
Neste caso utiliza-se de uma a sete sementes em cada recipiente, dependendo do
tamanho e da qualidade da semente. Normalmente, além do substrato utilizado na
semeadura, uma fina camada de cobertura morta (casca de arroz, capim picado,
etc.) é colocada sobre as sementes (WETZEL e ANDRIGUETO, 2011).
Outro aspecto importante para uma produção de mudas com alta qualidade é a
utilização do substrato ideal, unindo boas condições dos atributos físicos e químicos
que devem estar presentes no substrato. Na escolha do substrato deve ser levado
em conta algumas características como: boa aeração, drenagem e retenção
moderada de água. O substrato deve apresentar um índice de fertilidade entre baixo
e médio com boa retenção de nutrientes, deve ser de fácil manuseio e aquisição, e
isento de patógenos e substâncias que podem ser tóxicas as plantas (SCREMINDIAS et al., 2006).
Os autores ressaltam que a combinação destes fatores irá
proporcionar um bom desenvolvimento radicular da plântula, tornando a escolha do
substrato, assim como os recipientes a serem utilizados, umas das decisões mais
importantes na produção de mudas florestais.
Após a semeadura se fazem necessários alguns cuidados, iniciando pela
primeira irrigação que deve ser feita logo após a semeadura, podendo ser através de
sistemas de microaspersão ou com mangueiras e regadores. As irrigações de rotina
devem ser realizadas de acordo com o clima do local, esta atividade acompanha
todo o processo de produção das mudas, sendo muito importante para o
estabelecimento das mesmas (SIQUEIRA, et al., 2009).
Na semeadura utiliza-se mais de uma semente para assegurar o estabelecimento
de pelo menos uma muda, fazendo-se necessário o releio de plântulas após a
emergência, mantendo-se somente a mais vigorosa (SCHORN, 2003).
A ocorrência de doenças em viveiros florestais é uma das principais
preocupações quanto à sanidade das mudas produzidas, recomendando-se o uso
de substrato livre de infestação. O uso de sementes tratadas com fungicidas é uma
alternativa para prevenção de doenças, sendo que os fungicidas também podem ser
pulverizados no inicio da ocorrência da doença. Estes cuidados visam a propagação
principalmente do fungo causador do dumping-off, doença que causa o tombamento
da mudas (MACEDO, 1993).
Para testar a resistência das mudas após o plantio no campo, segundo Schorn
(2003), as mesmas são submetidas à etapa de rustificação, através de métodos
18
como a poda da parte aérea, diminuição da irrigação, retirada de algumas folhas,
entre outras práticas.
As atividades referentes à coleta de sementes e produção de mudas ainda não
foram contempladas devido ao curto período de estágio aliado à época do ano, já
que a maioria das coletas ocorre a partir da primavera.
3.1.4 Casa de vegetação
A casa de vegetação da FEPAGRO contém os exemplares das plantas utilizadas
nas pesquisas, diariamente verifica-se a situação da umidade e sanidade das mudas
ali existentes. A instalação de experimentos e plantio de mudas, como também o
acompanhamento das avaliações realizadas em casa de vegetação foram atividades
frequentes no período de estágio.
3.2 Acompanhamento das pesquisas em andamento na FEPAGRO Centro de
Pesquisas em Florestas
Durante o período de estágio realizou-se o acompanhamento de diversas
atividades realizadas no Centro de Pesquisas em Florestas da FEPAGRO, entre
elas, práticas rotineiras dos laboratórios e atividades de pesquisa que estão em
andamento na unidade. Algumas das atividades são mantidas diariamente servindo
de base para os trabalhos em andamento.
3.2.1 Manutenção de hospedeiro alternativo para a criação de parasitoide em
laboratório
O controle biológico acontece naturalmente, sendo necessário para regular as
populações de animais e plantas, para isso deve ocorrer uma densidade recíproca
entre as populações para que se mantenha um equilíbrio na natureza (BUENO et al.,
2010).
A definição de controle biológico, de acordo com Bueno et al.(2010) apud
DeBach (1968), pode ser entendida como a atividade de parasitoides, predadores e
patógenos no controle da densidade de outro organismo a um menor nível do que
19
aquele que ocorreria nas suas ausências. Para Picanço (2010) o controle biológico
consiste no controle de pragas através de seu inimigo natural, sendo estes divididos
nas seguintes classes: predadores, parasitoides, parasitas, entomopatógenos e
competidores.
O controle biológico possui três formas: controle biológico natural, clássico e
artificial. No método natural ocorre a introdução das populações inimigas que já
existem no agroecossistema, já no controle clássico é realizada a introdução de
inimigos naturais provenientes da região nativa da praga visando o controle de
pragas exóticas; o controle biológico artificial consiste na introdução do inimigo
natural, após criação em laboratório, para liberação no campo com o objetivo de
controlar a praga (BUENO et al., 2011).
Com a utilização do controle biológico é possível obter um menor custo da
manutenção das pragas ocorrentes em culturas agrícolas e ao mesmo tempo
diminuir a utilização de inseticidas prejudiciais ao ambiente e aos agricultores que
manuseiam estes produtos. Este método é considerado como uma alternativa
sustentável ao uso de agrotóxicos em lavouras minimizando os danos causados e
mostrando-se eficiente ao controle das pragas (DELAI et al., 2009). Os autores
relatam ainda que no Brasil há um favorecimento ao uso do controle biológico devido
ao clima favorável e pela grande biodiversidade existente o País.
Os pequenos agricultores compõe em maioria a relação dos adeptos ao uso do
controle biológico, notando-se que existe uma carência em relação a divulgação
deste método, assim como há falta de informações e assistência técnica ao
produtor, o que dificulta que o controle biológico ganhe espaço no combate a pragas
(DELAI et al., 2009).
A produção de soja, tomate, cana-de-açúcar e trigo são as principais culturas
agrícolas que possuem alternativas de controle biológico para as pragas ocorrentes,
tanto insetos como doenças, sendo que as espécies frutíferas e florestais também
podem utilizar esse tipo de tratamento (BUENO et al., 2011).
A espécie Anagasta kuehniella, conhecida como traça-das-farinhas, é uma
espécie de inseto pertencete a família dos Lepidópteros (Figura 5), que costuma
atacar plantações de diversas espécies agrícolas, como o milho e tomate, sendo os
danos causados pelas larvas que consomem o produto.
20
Figura 5 – Indivíduo adulto da traça-das-farinhas.
Fonte: BIOMAX Manejo Ecológico de Pragas, 2012.
As larvas da espécie atingem cerca de 13 mm de comprimento, apresentando
cinco instares, podendo levar de seis a oito semanas para se transformarem em
pupas, (Figura 6). Após sua emergência os adultos levam cerca 24 horas para iniciar
o acasalamento, e possuem longevidade de uma a duas semanas, período em que
a fêmea deposita em torno de 100 a 500 ovos.
Figura 6- Larva da traças-das-farinhas (a); Pupa e larva da traça-das-farinhas (b).
(a)
(b)
Fonte: BIOMAX Manejo Ecológico de Pragas, 2012.
Como opção de controle biológico utiliza-se parasitoides e patógenos, porém
ainda existe a necessidade de maiores esclarecimentos e pesquisas, para
proporcionar maior viabilidade a este método.
Os micro-himenópteros da família Braconidae, são insetos parasitoides de grande
potencial para o controle biológico de Lepidópteros (Figura 7).
21
Figura 7 – Parasitoide (Braconidae).
Fonte: BIOMAX Manejo Ecológico de Pragas, 2012.
Desta forma, a presente pesquisa está sendo realizada com o objetivo de
desenvolver uma criação de parasitoides em laboratório, através da multiplicação
dos hospedeiros (Anagasta kuehniella).
A criação das mariposas iniciou-se com a introdução de insetos provenientes da
Universidade Federal de Pelotas, em uma gaiola confeccionada na FEPAGRO
(Figura 8). Este modelo foi utilizado para a confecção das outras quatro gaiolas
adicionadas posteriormente à criação, as quais são abastecidas regularmente à
medida que os insetos emergem.
Figura 8 - Gaiola utilizada para manter a criação de insetos da traça-das-farinhas.
Santa Maria, RS, 2013.
As fêmeas depositam seus ovos na tela de nylon que cobre a gaiola, sendo os
mesmos retirados diariamente, pesados e registrados em tabela para controle da
produção (Figura 9).
22
Figura 9 – Detalhe da retirada dos ovos da traça-das-farinhas (a) e impurezas da
gaiola (b); pesagem dos ovos da traça-das-farinhas (c).
(a)
(b)
(c)
Após a retirada, os ovos são depositados em caixas de madeira cobertas por
saco plástico, contendo uma dieta composta de 1 kg de farinha de trigo e 30g de
levedo de cevada, sendo esta composição utilizada para cada 0,40g de ovos (Figura
10). Em seguida as caixas são alocadas na sala de incubação da FEPAGRO
Florestas, local onde se encontra a criação.
Figura 10 – Caixas de incubação utilizadas na FEPAGRO Florestas para a traçadas-farinhas. Santa Maria, RS, 2013.
A emergência das mariposas ocorre após cerca de quatro semanas e se estende
por aproximadamente o mesmo período. Diariamente os insetos são retirados dentro
de uma capela de exaustão, através de aspirador e colocados nas gaiolas para dar
continuidade à produção (Figura 11).
23
Figura 11 – Detalhe da retirada dos insetos da traça-das-farinhas das caixas de
incubação (a); Insetos da traça-das-farinhas sendo colocados na gaiola (b). Santa
Maria, RS, 2013.
(a)
(b)
Os indivíduos adultos são mantidos nas gaiolas por sete dias, pois após este
período a produção de ovos é mínima, ao final desta temporada os insetos são
liberados na natureza.
3.2.2 Isolamento e avaliação de isolados de Trichoderma sp. com potencial
antagonista a fungos fitopatogênicos.
Esta pesquisa tem como objetivo isolar e selecionar isolados de Trichoderma sp.
com potencial antagônico a fitopatógenos fúngicos que atacam culturas agrícolas,
assim como avaliar o potencial de biocontrole in vitro dos isolados de Trichoderma
spp. sobre fungos fitopatogênicos (Ceratocystis fimbriata, Sclerotinia sclerotiorum e
dois isolados de Fusarium sp.) através do método de confronto direto.
Durante o período de estágio acompanhou-se algumas atividades da pesquisa,
como o estabelecimento de isolados do fungo em placas de Petri, isto foi possível
através da repicagem e multiplicação dos isolados em placas de Petri, conforme o
crescimento micelial (Figura 12).
24
Figura 12 – Isolado de Trichoderma em placa de petri. Santa Maria, RS, 2013.
Os isolados são rotineiramente cultivados em meio de cultura BDA (batata –
dextrose- ágar) e armazenados em câmara incubadora (BOD) sob luz contínua e
temperatura de 25 C° (Figura 13).
Figura 13 – BOD utilizada para armazenar os isolados de Trichoderma sp. Santa
Maria, RS, 2013.
Diariamente é realizado o acompanhamento das placas contaminadas, sendo
estas submetidas à uma hora em autoclave (120°C e 1,5 atm) em seguida o material
é descartado. A cada 15 dias o crescimento dos isolados em placa é avaliado
através da mensuração do crescimento micelial. Esta metodologia também é
aplicada para os demais isolados que compõe o banco de fungos da FEPAGRO.
3.2.3 Criação de banco de fungos micorrízicos
25
O solo é um habitat que apresenta um sistema muito dinâmico e organizado,
representando um meio de proliferação para vários organismos macro e
microscópicos. Os microrganismos presentes nos solos possuem algumas funções,
entre elas está principalmente a decomposição, a ciclagem de nutrientes, o controle
biológico e as interações entre as plantas e os fungos micorrízicos, sobretudo nos
ecossistemas florestais (JÚNIOR e MENDES, 2007).
Os fungos são microorganismos que desempenham a importante função de
associação mutualística com as raízes das plantas, formando as micorrizas. Dentre
a diversidade de fungos existentes, estão os fungos ectomicorrízicos, os quais as
células fúngicas não penetram na parede celular da planta, estes organismos se
distribuem nos espaços intracelulares (SULZBACHER, 2009 apud WANG; QIU,
2006).
Desde muitos anos os fungos vêm sendo utilizados na indústria alimentícia e
farmacêutica. Outra utilização bastante importante destes microorganismos é na
agricultura, no controle biológico de insetos-praga e de doenças causadas por outros
fungos, há também uma grande perspectiva quanto à utilização dos fungos
micorrízicos como promotores de crescimento das plantas (MAIA, et al., 2010).
Os fungos pertencentes ao gênero Trichoderma, possuem grande potencial para
o controle de patógenos, assim como para a promoção do crescimento das plantas.
Existem pesquisas com diferentes culturas que comprovam essa capacidade desses
bioagentes, porém ainda há necessidade de se realizar mais pesquisas nesse
sentido, principalmente sobre a ação na promoção do crescimento em ausência de
patógenos (MACHADO et al., 2012).
No Estado do RS até então existia apenas um banco de fungos deste tipo, que é
o banco de fungos da Universidade Federal de Santa Maria. Hoje, a FEPAGRO
Florestas possui uma coleção de 48 isolados, 17 destes foram doados pelo banco
de fungos micorrízicos da UFSM e os outros 31 foram coletados e isolados pela
pesquisadora Gerusa Stefenn, no período de março a agosto deste ano.
O estabelecimento deste banco de fungos representa a possibilidade de
realização de pesquisas dentro da Fepagro, buscando contribuir para o
conhecimento dos usos e aplicações destes fungos em atividades agroflorestais.
Além disso, amplia o hall de espécies das quais a Fepagro é detentora e
preservadora de germoplasma.
26
Além dos 48 isolados micorrízicos, estão presentes no banco da Fepagro
Florestas, quatro isolados saprofíticos e dois isolados lignocelulolíticos, os quais
apresentam grande potencial de uso industrial (Figura 14).
Figura 14 – Banco de Fungos armazenados na FEPAGRO Florestas. Santa Maria,
RS, 2013.
3.2.4 Estabelecimento de uma coleção, in vitro, de espécies nativas do
Bioma Pampa com potencial forrageiro
Com o objetivo de realizar a conservação in vitro de espécies de forrageiras
nativas do Bioma Pampa, a pesquisa está em fase de testes para o estabelecimento
dos explantes.
Este trabalho abrange as seguintes espécies: Axonopus affinis, Brisa suberistata,
Paspalum notatum, Desmodium incanum, Mnesithea selloana, Stipa setigea.
Os exemplares das espécies foram coletados na região do Pampa Gaúcho e
estão atualmente preservadas na casa de vegetação da FEPAGRO (Figura 15).
27
Figura 15 – Mudas das espécies nativas do Bioma Pampa utilizadas para o projeto.
Santa Maria, RS, 2013.
Inicialmente os explantes foram extraídos das amostras de plantas, utilizando
partes da planta com crescimento ativo, após serem desinfetados através da
lavagem em água+detergente comercial (2 gotas/100ml) por dois minutos, seguida
da imersão em solução de hipoclorito de sódio a 2,5% por aproximadamente 15
minutos, em seguida realizar cinco lavagens em água destilada (Figura 16).
Figura 16 – Desinfestação dos explantes de espécies forrageiras nativas do Bioma
Pampa. Santa Maria, RS, 2013.
Testes foram realizados para a propagação in vitro através de sementes de
Desmodium incanum, os resultados para o estabelecimento mostrou-se favorável
em comparação à repicagem de explantes.
O material se encontra na Sala de Incubação da FEPAGRO, sob condições de
temperatura e luz controlada (Figura 17).
28
Figura 17 – Explantes de espécies forrageiras nativas do Bioma Pampa na Sala de
Incubação da FEPAGRO Florestas. Santa Maria, RS, 2013.
3.2.5 Semeadura in vitro de Bauhinia forficata para uso como fonte de
explantes
O experimento possui o objetivo de multiplicar in vitro, exemplares de Bauhinia
forficata para utilização como fonte de explantes.
As sementes utilizadas foram provenientes do banco de sementes da FEPAGRO
Florestas. O primeiro procedimento realizado para a semeadura foi a desinfecção
das sementes através da aplicação de bactericida e três tipos de fungicidas em
combinação com hipoclorito (5%) e alcool 70% (Figura 18).
Figura 18 – Substâncias utilizadas para a desinfecção das sementes de pata-devaca (Bauhinia forficata) (a) e semeadura das sementes em meio de cultura (b).
Santa Maria, RS, 2013.
(a)
(b)
O meio de cultura utilizado é composto por água, sacarose (30g/L) e Agar (7g/L).
Todos os procedimentos foram realizados em câmara de fluxo laminar, para controle
da contaminação.
29
O material se encontra em desenvolvimento na sala de incubação do Centro de
Pesquisas em Florestas da FEPAGRO, sob condições controladas de temperatura e
luminosidade, com 25 C° de temperatura e fotoperíodo de 16 horas (Figura 19).
Figura 19 – Plântulas de pata-de-vaca acondicionadas na sala de incubação de
culturas da FEPAGRO. Santa Maria, RS, 2013.
Futuramente, após o estabelecimento do cultivo in vitro, ocorrerá a transferência
dos explantes para o meio de multiplicação constituído por macro e micronutrientes
como também o regulador de crescimento BAP (6 – benzilaminopurina) para
proporcionar o crescimento de novas gemas, procedimento que será realizado com
o corte do sistema radicular e alguns seguimentos foliares, dando sequência a
primeira fase da clonagem. A próxima fase do cultivo será o enraizamento in vitro,
após o estabelecimento da cultura enraizada os explantes serão transplantados para
substrato específico e passarão para a fase de aclimatação em viveiro.
3.2.6 Efeito de Nitrato de Potássio na quebra de dormência de sementes de
Schinus molle.
Esta pesquisa busca verificar o efeito de KNO3 (Nitrato de Potássio) na quebra de
dormência de sementes de Schinus molle.
As sementes utilizadas são provenientes do banco de sementes da FEPAGRO
Florestas, antecedendo o procedimento de semeadura as mesmas tiveram as
cascas dos frutos removidas e foram submetidas à água corrente.
Em câmara de fluxo laminar, as sementes foram desinfetadas com detergente
neutro comercial, água destilada e hipoclorito para evitar a contaminação. Em
seguida deu-se inicio ao processo de semeadura em papel germiteste, onde aplicou-
30
se cerca de 5ml de KNO3 em cada repetição, que foram armazenados em caixa
gerbox (Figura 20).
Figura 20 – Desinfecção (a) e semeadura (b) de sementes de pata-de-vaca
realizadas em câmara de fluxo laminar na FEPAGRO Florestas. realizados em
câmara de fluxo laminar
(a)
(b)
3.3 Experimentos e trabalhos desenvolvidos
3.3.1
Micorrização de
Anadenanthera
macrocarpa
com
esporos
de
Scleroderma citrinum
O experimento teve como objetivo avaliar a capacidade de micorrização do fungo
ectomicorrízico
Scleroderma
citrinum
em
plântulas
de
angico
vermelho
(Anadenanthera macrocarpa).
Inicialmente realizou-se a preparação do substrato, o solo utilizado para a
composição do substrato foi coletado em área de campo nativo, para evitar a
presença de esporos ectomicorrízicos. O solo foi seco ao ar e peneirado em malha
de 2 mm. Para proporcionar maior porosidade ao substrato, foi adicionado casca de
arroz carbonizada (25%) ao solo.
As sementes das espécies florestais utilizadas no experimento foram obtidas do
banco de sementes do Centro de Pesquisa em Florestas da Fepagro. Foi realizada a
quebra de dormências das sementes de pinus através da imersão em água a
temperatura ambiente durante 24 horas.
31
Para o preparo do inoculante de fungo ectomicorrízico utilizou-se esporocarpos
maduros de Scleroderma citrinum coletados em campo natural localizado sob a copa
de um exemplar de Pinus echinata no Centro de Pesquisa em Florestas da Fepagro
(Figura 21). Os fungos foram levados ao laboratório, para a retirada dos esporos e
posterior pesagem dos mesmos.
Figura 21 – Fungo Scleroderma citrinum utilizado como inoculante em plântulas de
angico vermelho (Anadenanthera macrocarpa). Santa Maria, RS, 2013.
Foram utilizados sete esporocarpos maduros, totalizando 38 gramas de esporos.
Em seguida ocorreu o preparo do substrato que recebeu a inoculação de esporos
do fungo S. citrinum com auxílio de betoneira. Para isso, 38 gramas de esporos
foram cuidadosamente adicionados a 25 litros de substrato, totalizando 1,5 gramas
de esporos de fungo por litro de substrato. O processo de homogeneização do
material ocorreu durante cinco minutos, aproximadamente, em betoneira fechada
com plástico para evitar a dispersão dos esporos.
A obtenção do óleo essencial de Eucalyptus citriodora e Pinus echinata foi
realizada através da técnica de hidrodestilação das folhas frescas (VITTI e BRITO,
2003). As folhas coletadas foram cortadas em pedaços de 2 cm e colocadas em
balão de fundo redondo no aparelho de Clevenger modificado (SERAFINI e
CASSEL, 2001), mantendo-se água destilada em ebulição dentro do recipiente, por
meio de aquecedor externo. Os componentes vegetais extraídos, após a passagem
do destilado por um condensador, foram coletados e mantidos sob refrigeração a 4 o
C, até sua utilização para induzir a micorrização das futuras mudas.
O experimento foi instalado no dia 7 de julho de 2013. Foram utilizados os
seguintes tratamentos: 1) Angico vermelho; 2) Angico vermelho + esporos do fungo;
3) Angico vermelho + esporos do fungo + óleo essencial de pinus; 4) Angico
32
vermelho + esporos do fungo + óleo essencial de eucalipto; 5) Pinus elliottii e 6) P.
elliottii + esporos do fungo (Figura 22).
Figura 22 – Detalhe dos tratamentos com inoculação de Scleroderma citrinum em
plântulas de angico vermelho (Anadenanthera macrocarpa) e de P. elliottii. Santa
Maria, RS, 2013.
O tratamento P. elliottii que recebeu esporos de S. citrinum foi utilizado como
controle positivo da micorrização, visto que espécies do gênero Pinus são
hospedeiros desta espécie de ectomicorriza (Figura 23).
Figura 23 – Controle positivo da micorrização com Scleroderma citrinum em P.
elliottii. Santa Maria, RS, 2013.
Foram utilizados tubetes plásticos com capacidade de 100 cm 3, os quais foram
preenchidos com o respectivo substrato, de acordo com o tratamento. Em seguida,
ocorreu a semeadura das duas espécies florestais, adicionando-se duas sementes
por tubete. Após esta etapa, os tubetes foram irrigados e dispostos em casa de
vegetação.
O delineamento experimental utilizado foi o de blocos ao acaso, com seis
tratamentos e cinco repetições, sendo cada repetição composta por seis plantas.
33
A reposição da umidade foi realizada diariamente, adicionando-se água destilada.
Em intervalos de 25 dias, foi realizada aplicação de solução nutritiva de Hoagland e
Arnon (1951).
Para aplicação dos óleos essenciais de E. citriodora e P. echinata foram
solubilizados em etanol 96,5% na proporção de 1:1 (v/v), conforme metodologia
proposta por Fabrowski et al. (2003). Sobre o substrato dos tratamentos
correspondentes, foram aplicados 4 mL da solução contendo óleo essencial
solubilizado por tubete, na concentração de 40 µL L -1 para o óleo de eucalipto e 30
µL L-1 para o óleo de pinus. As aplicações ocorrem aos 15 dias após a semeadura.
A primeira avaliação será realizada 90 dias após a instalação do experimento,
tempo necessário para verificar se ocorreu a micorrização das mudas.
3.3.2 Entomofauna associada a galhos de Acacia mearnsii cortados por
serradores
O cultivo de Acacia mearnsii (Fabaceae) é vinculado principalmente à geração de
energia, produção de celulose e extração de tanino. Coleópteros de hábito serrador
são os principais insetos depredadores da acácia-negra, em função do corte de
galhos e fustes realizado pelas fêmeas para a oviposição. Apesar da problemática
do serrador, pouco se sabe a respeito do complexo de organismos ligados a este
sistema. A identificação dos insetos associados é indispensável para o manejo
ecológico destas espécies.
Neste sentido, o presente trabalho teve como objetivo registrar os grupos que
compõe a entomofauna associada aos galhos de A. mearnsii afetados pela ação de
insetos serradores.
Foram realizadas coletas sazonais de galhos de acácia-negra cortados por
serradores, em plantio homogêneo no município de Encruzilhada do Sul, RS.
Até o momento, as amostragens foram efetuadas em novembro de 2012,
fevereiro e abril de 2013, perfazendo 216 galhos coletados.
Em laboratório os galhos foram mensurados (diâmetro e comprimento) e isolados
em sacos de tecido voile, que serão mantidos por um ano após a coleta sob
condições controladas (25◦C ± 1; UR. 60% ±10; 16h de fotofase), regularmente os
galhos são umedecidos e observados (Figura 24).
34
Figura 24 – Sacos de tecido contendo os galhos de A. mearnsii atacados pelo
serrador-da-acácia-negra. Santa Maria, RS, 2013.
Os insetos emergidos foram contabilizados, sacrificados e acondicionados em
microtubo (1,5 ml), contendo álcool 70% (Figura 25).
Figura 25 – Insetos de serrador-de-acácia-negra obtidos dos galhos coletados.
Santa Maria, RS, 2013.
Posteriormente os insetos foram identificados com auxílio de chaves para
famílias, e enviados para especialistas (Figura 26).
35
Figura 26 – Insetos de serrador-da-acácia-negra montados para serem enviados aos
especialistas. Santa Maria, RS, 2013.
Até
o
momento
foram
registrados
75
indivíduos
distribuídos
em
13
morfoespécies. A maioria deles (50 indivíduos e nove morfoespécies) é pertencente
à ordem Coleoptera e família Cerambycidae. Os cerambicídeos estão representados
pelas subfamílias Cerambycinae e Lamiinae, contendo 25 indivíduos cada, e
respectivamente cinco e quatro morfoespécies.
A espécie de cerambicídeo mais abundante foi Compsocerus violaceus (White,
1853) (n=17), no entanto esta não é considerada uma espécie de serrador e pode
ter ocupado os galhos após a sua queda. Neste estudo, duas morfoespécies
pertencentes à subfamília Lamiinae, possivelmente podem ser consideradas
serradoras, porém é necessária a confirmação com especialista. Hymenoptera foi a
segunda ordem ocorrente, apresentando 25 indivíduos e quatro morfoespécies, e
está representada pelas famílias Braconidae, Eupelmidae e Pteromalidae. Estas
famílias
abrigam
espécies
de
parasitoides
que
atuam
como
reguladores
populacionais, por causarem a morte de seus hospedeiros.
Tais resultados, apesar de ainda preliminares, demonstram uma diversidade
composta por insetos de hábitos diferenciados, incluindo inimigos naturais que
podem contribuir para o equilíbrio entre as espécies de organismos vinculados ao
cultivo de A. mearnsii, e em especial para a supressão dos serradores.
Os resultados deste trabalho serão apresentados em forma de resumo simples no
2º Salão de Iniciação Científica e Inovação Tecnológica da Fepagro, nos dias 9 e 10
de outubro de 2013, na cidade de Porto Alegre.
No entanto a mesma segue em atividade no Centro de Pesquisas em Florestas
da FEPAGRO, para implementação de técnicas de controle biológico para
supressão de espécies de serradores ocorrentes em plantio de acácia-negra.
36
3.3.3 Diversidade de fungos em fragmentos florestais
Estudos de diversidade e ecologia de fungos em povoamentos florestais são
importantes
para
a
compreensão
das
interações
existentes
entre
estes
microrganismos e as plantas.
O objetivo do trabalho foi coletar, identificar e classificar fungos encontrados em
fragmentos florestais.
Este levantamento ocorreu no período de abril a julho de 2013, no município de
Santa Maria (RS), em fragmentos de pinus, acácia negra, eucalipto, espécies
nativas, bem como em campos naturais próximos a fragmentos florestais.
Foram encontradas 31 espécies de fungos, sendo 22 espécimes considerados
ectomicorrízicos, quatro saprofíticos e cinco lignocelulolíticos. Dentre os fungos
ectomicorrízicos, foram encontradas 22 espécies pertencentes a dez gêneros
distintos: Amanita (3 espécies), Calvatia, Descomyces, Gymnopilus, Lactarius,
Pisolithus, Ramaria, Russula (4 espécies), Scleroderma (5 espécies), Suillus (4
espécies) (Figura 27).
Figura 27 – Fungos micorrízicos coletados em fragmentos florestais: Amanita
muscaria (A), Amanita sp. (B),
Suillus sp. (C), Scleroderma citrinum (D), Ramaria
toxica (E), Pisolithus sp. (F), Gymnopilus spectabilis (G), Lactarius deliciosus (H),
Calvatia sp. (I), Rhizopogon sp. (J), Russula sp. (K) e Descomyces sp (L). Fotos:
Gerusa P. K. Steffen. Santa Maria, RS, 2013.
Foram encontrados fungos saprofíticos pertencentes aos gêneros Macrolepiota (2
espécies), Lepiota e Leucoagaricus (Figura 28).
37
Figura 28 – Fungos saprofíticos encontrados em fragmentos florestais na região
central do estado do RS: Lepiota SP (a); Leucoagaricus sp. (b); Macrolepiota sp. (c);
Macrolepiota sp. (d). Santa Maria, RS, 2013.
(a)
(b)
(c)
(d)
Dentre os lignocelulolíticos, foram encontrados espécimes dos gêneros
Ganoderma (3 espécies), Lepista e Stropharia (Figura 29).
Figura 29 – Fungos lignocelulíticos encontrados em fragmentos florestais na região
central do estado do RS: Ganoderma sessile (a); Ganoderma tornatum (b); Lepista
sp. (c); Stropharia rugosoannulata(d). Santa Maria, RS, 2013.
(a)
(b)
(c)
(d)
Amostras dos exemplares de fungos coletados neste estudo foram armazenadas
para possibilitar a realização de estudos moleculares. A maioria das espécies foi
isolada e preservada para a criação de banco de fungos e de herbário,
respectivamente, na FEPAGRO.
Este trabalho demonstrou a existência de grande diversidade de fungos em
fragmentos florestais de Santa Maria, demonstrado o potencial destes locais como
fonte de inóculo micorrízico e a importância destes ambientes para a preservação do
patrimônio genético.
38
O presente estudo foi enviado para apresentação como resumo expandido no
XXVII Congresso Nacional de Estudantes de Engenharia Agrícola e Engenharia
Agrícola e Ambiental (CONEEAGRI 2013), que acontecerá entre os dias 22 e 27 de
setembro de 2013, em Alegrete – RS.
39
4 CONCLUSÕES
Acompanhar as atividades realizadas no centro de pesquisas em florestas
permitiu conhecer a rotina de uma instituição que dedica-se basicamente a pesquisa
científica, evidenciando a importância deste órgão para o desenvolvimento do setor
florestal e agrícola. O período de estágio na FEPAGRO proporcionou um
aprendizado em metodologias não vivenciadas durante a graduação, assim como foi
de grande valia a convivência e a troca de experiências com os profissionais da
FEPAGRO.
40
5 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
ALVES, C. et al. A cultura de tecidos na agricultura. I Jornada Científica e VI FIPA
do CEFET Bambuí, outubro de 2008; Bambuí, MG; 2008.
ARALDI, B. D. et al. Fenologia, seleção de árvores matrizes e coleta de sementes
de Podocarpus lambertii Klotzsch ex Eichler no Rio Grande do Sul, Brasil, 2009.
Disponível em: <http://www.ambiente-augm.ufscar.br/uploads/A1-056 18/8. Acesso
em: 13 de agosto de 2013>.
BIOMAX-MEP.
Controle
biológico
da
traça
da
farinha.
Disponível
em:
http://www.biomax-mep.com.br/controle-ecologico-da-traca-da-farinhaephestia-sp/.
Acesso em: 14 de setembro de 2013.
BUENO, P. H. V., et al. Controle biológico e manejo de pragas na agricultura
sustentável. Lavras, MG: Departamento de entomologia/ UFLA, 2011.
BRASIL. Ministério da Agricultura, Pecuária e Abastecimento. Regras para
Análise de Sementes. Secretaria de Defesa Agropecuária. Brasília: Mapa/ACS,
2009. 399p.
DANTAS, F. B. Legislação para coleta de sementes e produção de mudas
nativas. Petrolina, PE: Embrapa Semiárido, 2011.
DELAI, S. L., et al. Controle biológico na teoria e na prática: a realidade dos
pequenos agricultores da região de Cascavel-PR. Seminário Internacional
“Experiências de Agendas 21”: os desafios do nosso tempo; 27 a 29 de novembro
de 2009; Ponta Grossa, PR.
FABROWSKI, F. J. et al. Investigação da presença de óleo essencial em
Eucalyptus smithii r.t. Baker por meio da anatomia de seu lenho e casca. Ciência
Florestal, Santa Maria, v. 13, n. 1, p. 95-106, 2003.
41
GUERRA, M. P.;NODARI, R. O. Apostila de biotecnologia. Florianópolis, SC:
Universidade Federal de Santa Catarina, 2006.
HOAGLAND, D. R.; ARNON, D. I. The waterculture method for growing plants
without soil. Berkeley: California Agriculture Experiment Station, 1951. 347 p
JÚNIOR, R. B. F.; MENDES, C. I. Biomassa Microbiana do Solo. Planaltina, DF:
Embrapa Cerrados, 2007.
MACEDO, C. A. Produção de mudas em viveiros florestais de espécies
nativas. São Paulo, SP: Fundação Florestal, 1993.
MACHADO, M. F. D., et al. Trichoderma no Brasil: o fungo e o bioagente. Revista
de Ciências Agrárias, vol. 35, n.2, p. 274-288, 2012.
MAIA,
C.
L.,
et
al.
Fungos.
Disponível
em:
http://www.mma.gov.br/estruturas/chm/_arquivos/14_Biodiv_14_Cap04a.pdf. Acesso
em: 15 de setembro de 2013.
NOGUEIRA, C. A.; MEDEIROS, S. C. A. Extração e beneficiamento de
sementes florestais nativas. Colombo, PR: Embrapa Florestas, 2007.
NOGUEIRA, C. A.; MEDEIROS, S. C. A. Coleta de sementes florestais nativas.
Colombo, PR: Embrapa Florestas, 2007.
PICANÇO, C. M. Manejo integrado de pragas. Viçosa, MG: Universidade
Federal de Viçosa, Departamento de biologia animal, 2010.
SCHORN, A. L. Silvicultura II: produção de mudas florestais. Blumenau, SC:
Departamento de Engenharia Florestal, 2003.
SCREMIN-DIAS, E. et al. Produção de mudas de espécies florestais nativas :
manual. Campo Grande, MS : Ed. UFMS, 2006.
42
SENA, C. M.; GARIGLIO, A. M. Sementes Florestais: Colheita, beneficiamento
e armazenamento. Natal: MMA. Secretaria de Biodiversidade e Florestas.
Departamento de Florestas. Programa Nacional de Florestas.Unidade de Apoio do
PNF no Nordeste, 2008.
SERAFINI, L. A.; CASSEL, E. Produção de óleos essenciais: uma alternativa
para a agroindústria nacional. In: SERAFINI, L.A., 2001.
SIQUEIRA, J. et al. Programa de desenvolvimento florestal do Vale do
Parnaíba: Apostila do Curso Técnicas de Produção de Mudas Florestais.
Curitiba, PR: Plano de ação para o desenvolvimento integrado do Vale do Parnaíba,
2009.
SULZBACHER, A. M. Fungos Ectomicorrízicos do sul do Brasil, com ênfase no
hábito hipógeo. 2010. 129 p. Dissertação de Mestrado (Mestrado em Ciência do
Solo) – Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria, 2010.
ULISSES, C. et al. Clonagem vegetal. Academia Pernambucana de Ciência
Agronômica, Recife, v. 7, p.86-91, 2010.
VITTI, A.M.S.; BRITO, J.O. Óleo essencial de eucalipto. Documentos florestais,
Piracicaba, n.17, p. 1-26, agosto de 2003. Disponível em: <www.ipef.br/publicacoes/
docflorestais/df17.pdf>. Acesso em: 12 agosto. 2013.
ZAVATTIERI, A. Biotecnologia Vegetal I. Évora, Portugal: Universidade de
Évora, 2002.
WETZEL, S. V. M. M.; ADRIGUETO, R. J. Seleção e marcação de árvores
matrizes. Brasília: Ct. Comunicação, 2011.