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MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO
UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DA AMAZÔNIA
CAMPUS DE PARAGOMINAS
BRUNA MAYARA SOUSA DE ARAÚJO
Mosca-branca Bemisia tabaci (Genn., 1889) biótipo B (Hemiptera: Aleyrodidae) como
agente transmissor de Begomovírus em soja (Glycine max): aspectos gerais e principais
métodos de controle
Paragominas-PA
2016
MINISTÉRIO DA EDUCAÇÃO
UNIVERSIDADE FEDERAL RURAL DA AMAZÔNIA
CAMPUS DE PARAGOMINAS
BRUNA MAYARA SOUSA DE ARAÚJO
Mosca-branca Bemisia tabaci (Genn., 1889) biótipo B (Hemiptera: Aleyrodidae) como
agente transmissor de Begomovírus em soja (Glycinemax): aspectos gerais e principais
métodos de controle
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao curso
de Agronomia da Universidade Federal Rural da
Amazônia, Campus de Paragominas-PA, como requisito
para obtenção do grau de Bacharel em Agronomia.
Orientador: D.Sc. Gustavo Antonio Ruffeil Alves
Co-orientador: D.Sc. Anderson Gonçalves da Silva
Paragominas-PA
2016
Dados Internacionais de Catalogação na Publicação
Universidade Federal Rural da Amazônia
---------------------------------------------------------------------------------------------------------Araújo, Bruna Mayara Sousa de
Mosca-branca Bemisia tabaci (Genn., 1889) biótipo B (Hemiptera: Aleyrodidae) como
agente transmissor de Begomovírus em soja (Glycine max): aspectos gerais e principais
métodos de controle/ Bruna Mayara Sousa de Araújo. - Paragominas, 2016.
41 f.
Orientador: Profº D.Sc. Gustavo Antonio Ruffeil Alves
Co-orientador: Profº D.Sc. Anderson Gonçalves da Silva
Trabalho de Conclusão de Curso (Bacharel em Agronomia) – Universidade Federal Rural da
Amazônia - UFRA, Paragominas - PA, 2016.
1. Geminivírus. 2. Manejo integrado de pragas. 3. Controle de vetor.
CDD 632.9
------------------------------------------------------------------------------------------------------------
BRUNA MAYARA SOUSA DE ARAÚJO
Mosca-branca Bemisia tabaci (Genn., 1889) biótipo B (Hemiptera: Aleyrodidae) como
agente transmissor de Begomovírus em soja (Glycine max): aspectos gerais e principais
métodos de controle
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao curso de Agronomia da Universidade Federal
Rural da Amazônia como requisito para obtenção do grau de Bacharel em Agronomia. Área
de Concentração: Fitopatologia.
Data da Aprovação:
Banca Examinadora:
_____________________________________
Professor D.Sc. Gustavo Antonio Ruffeil Alves (Orientador)
Universidade Federal Rural da Amazônia - UFRA
______________________________________
Professor D. Sc. Anderson Gonçalves da Silva
Universidade Federal Rural da Amazônia - UFRA
_______________________________________
Professor D. Sc. Allan Klynger da Silva Lobato
Universidade Federal Rural da Amazônia - UFRA
Aos meus pais, em especial a minha mãe
Selma Milene que sempre me apoiou e
acreditou em mim.
A meu irmão Bruno Leonardo, que
mesmo com a distância esteve sempre ao
meu lado.
DEDICO.
AGRADECIMENTOS
À Deus, pela sua presença viva em minha vida me dando força e iluminando meu caminho
pra conclusão deste trabalho.
A meus pais, em especial a minha mãe Selma Milene pela compreensão, preocupação,
atenção e amor mesmo em inúmeros momentos em que estive ausente.
Ao meu irmão Bruno Leonardo, que sempre me recebe de braços abertos com seu amor e
carinho.
Aos meus tios Paulo Sérgio, Pedro Paulo, Raimundo Nonato, Luís Carlos, que mesmo com
dificuldades nunca se negaram a me ajudar financeiramente durante todos esses anos de
universidade.
A minha avó Zulmira, que mesmo com dificuldades para lembrar-se de mim sempre está
presente em minha memória.
A toda a minha família Mata Velha, tias, tios, primos e primas.
A minha amiga Karla Luyze, pelos anos de amizade e companheirismo, que mesmo com a
distância sempre foi minha confidente e meu ombro amigo.
A minha amiga Letícia Cuzzuol, que sempre esteve de portas abertas para me receber em sua
casa, muito obrigada pelo carinho e amizade durante todos esses anos, e por contribuir
grandemente para a conclusão deste trabalho.
À Fernanda Miruê e a Rayssa Cunha que se tornaram minha família durante esses anos de
convívio e dificuldades, sou grata.
A todos os amigos e amigas que fiz durante esses anos de moradia em Paragominas-Pa, em
especial à José Ribamar Costa Netto, Paulo Otávio e Vinícius Masala, que me
proporcionaram uma amizade repleta de amor e sinceridade.
A minha equipe de trabalhos acadêmicos Rayssa Cunha e Priscila Sacramento, um trio que
superou diversas dificuldades e momentos de angústia (risos).
A todos da minha turma Agronomia 2011, em especial ao Eduardo Aquino, Débora Leão,
Glória Carolina, Rayssa Cunha e Agnes Bobbio pela confiança e amizade. E Por todos
aqueles que não estão mais presentes na turma mas que ainda fazem parte dela. Obrigada
pelos anos de convivência, pelas alegrias, pelas palavras nos momentos de fraquezas e pelo
companheirismo diário.
Ao meu orientador D.Sc. Gustavo Antonio Ruffeil Alves e meu Co-orientador D.Sc.
Anderson Gonçalves da Silva pela confiança depositada e ensinamentos.
À Universidade Federal Rural da Amazônia, campus Paragominas-PA.
A todos que, direta ou indiretamente, contribuíram para a realização deste trabalho.
Que
os
vossos
esforços
desafiem
as
impossibilidades, lembrai-vos de que as grandes
coisas do homem foram conquistadas do que
parecia impossível.
(Charles Chaplin)
RESUMO
A soja é a principal planta produtora de grãos cultivadas no Brasil, é responsável por
aproximadamente 56,8% da produção de grãos nacional. Entre os problemas emergentes de
insetos praga na cultura da soja se encontra a mosca-branca que vem causando prejuízos
econômicos nas últimas safras. A mosca-branca Bemisia tabaci (Genn., 1889) biótipo B
(Hemiptera: Aleyrodidae), merece destaque por ser cosmopolita e polífaga, tornando-se um
sério problema para várias culturas de importância econômica, pelos danos causados através
da sucção de seiva, e pela transmissão de geminivírus. Entre os geminivírus, o gênero no qual
se tem o maior número de espécies e que apresenta a maior gama de hopedeiros são os do
gênero Begomovírus. Neste gênero, encontram-se os vírus que são transmitidos através da
mosca-branca para dicotiledôneas. O genoma dos Begomovírus pode apresentar um ou dois
componentes genômicos (DNA-A e DNA-B). No DNA A encontram-se os genes necessários
para a replicação e encapsidação da progênie viral, enquanto o DNA B contém os genes para
o movimento célula-a-célula e a longa distância. A transmissão desses vírus ocorre de
maneira circulativa. Diante disto, tem-se buscado alternativas para o controle desta praga e
vetor de doenças, assim como novos controles químicos e o controle biológico, juntamente
com o Manejo Integrado de Pragas (MIP). O presente trabalho teve como objetivo informar
sobre a mosca-branca B. tabaci como agente transmissor de Begomovírus em soja (Glycine
max), assim como seus aspectos gerais e os principais métodos de controle.
Palavras Chaves: Geminivírus, Manejo Integrado de pragas, controle de vetor.
ABSTRACT
Soybean is the main grain-producing plant grown in Brazil, responsible for approximately
58,6% of the national grain production. Among the emerging problems of insect pests in
soybean the whitefly is the one that is causing economic losses in recent harvests. The
whitefly Bemisia tabaci (Genn., 1889.) biotype B (Hemiptera: Aleyrodidae), deserves
attention because it's cosmopolitan and polyphagous, becoming a serious problem for many
economically important crops for damage caused by sap suction, and the transmission of
geminiviruses. Among the geminivirus, the genre which has the largest number of species and
the largest range of hosts are the Begomovirus. In this genre, the viruses are being transmitted
by the whitefly for dicots. The Begomovirus genome may have one or two genomic
components (DNA-A and DNA-B). In DNA-A are the genes necessary for replication and
encapsidation of viral progeny, while the DNA -B contains genes for cell-to-cell movement
and long distance. The transmission of these viruses occurs in a circulative manner). In view
of this, alternatives have been search to control this pest and vector diseases, as well as new
chemical control and biological control, with the Integrated Pest Management (IPM) this
study aimed to report on the whitefly B. tabaci as the transmitting agent of Begomovirus in
soybean (Glycine max) as well as its general aspects and the main control methods.
Key words: Geminiviruses, Integrated pest management, vector control.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1 - Fumagina na folha da soja.......................................................................................15
Figura 2 - Fases da metamorfose da mosca - branca (B. tabaci) (A). Ovos de B. tabaci
(B).............................................................................................................................................15
Figura 3 - As ninfas de B. tabaci, apresenta coloração amarela ou translúcida, com os olhos
pretos (A). Enquanto a pré - pupa ou pupa, também apresenta coloração amarela ou
translúcida,
entretanto
a
coloração
dos
olhos
é
de
cor
vermelha....................................................................................................................................16
Figura 4 - Inseto após a emersão..............................................................................................16
Figura 5 - Espécie de B. tabaci biótipo B, encontrada no Brasil.............................................17
Figura 6 - Composição genômica, modo de transmissão, espécies vetoras e mapa genômico
de um Begomovírus monopartido e um bipartido. Adaptado de Hanley-Bowdoinet al.,
2013...........................................................................................................................................19
Figura 7 - Encarquilhamento (A) e bolhosidades (B) em soja infectada com o vírus
Euphorbia mosaic vírus ...........................................................................................................21
Figura 8 - Plantas de Euphorbia heterophylla infectada com o Euphorbia mosaic virus, vírus
causador do nanismo da soja.....................................................................................................22
Figura 9 - Sintoma de rugosidade causado por Sidra micantha mosaic vírus em soja............22
Figura 10 – Sintomas de mosqueado, no feijão (A) e (B) causado pelo Bean golden mosaic
vírus...........................................................................................................................................23
Figura 11– Sintomas causados na soja infectada pelo mosaico dourado do feijoeiro.............23
Figura 12 – Soja com sintomas iniciais de mosaico ocasionados pelo vírus do mosaico
amarelo (A), e evolução dos sintomas de clorose causados pelo vírus Mung bean
(B).............................................................................................................................................24
Figura 13 - Sintoma de enrolamento das folhas (A) com o crescimento da nervura na
superfície inferior das folhas da soja (B)..................................................................................24
Figura 14 - Sintoma de escurecimento das folhas, causado pelo Begomovírus Soybean crinkle
leaf vírus....................................................................................................................................25
Figura 15 - Representação esquemática de programas de manejo integrado de pragas, com as
ações básicas e as técnicas de manejo empregadas...................................................................26
Figura 16 - Fêmeas do gênero Encarsia, parasitando ninfas de B. tabaci...............................29
Figura 17 - Gênero Eretmocerus, parasitando ninfas de mosca branca...................................30
Figura 18 - Ninfa de B. tabaci parasitada pero gênero Amitus (A) e adulto do parasitóide
(B).............................................................................................................................................30
Figura 19 - Parasitóide de Metaphycus, parasitando ninfa de B. tabaci................................. 30
Figura 20 - Esquema relacionado ao parasitismo realizado pelo gênero Encarsia.................31
Figura 21 - Ninfas e adultos de B. tabaci infectada pelo fungo Verticillium lecanii...............32
Figura 22 - B. tabaci infectada pelo inseticida microbiológico a base de Beauveria
bassiana....................................................................................................................................33
Figura 23 - Infecção em ninfas de B. tabaci causadas pelo fungo Aschersonia aleyrodis......33
SUMÁRIO
1
INTRODUÇÃO ............................................................................................................. 13
2
A SOJA........................................................................................................................... 14
3
A MOSCA - BRANCA ................................................................................................. 14
4
GEMINIVIRUS ............................................................................................................. 18
4.1 Doenças causadas por Begomovírus na soja ................................................................... 21
4.1.1 Nanismo da soja (Euphorbia mosaic virus – EuMV) ..................................................... 21
4.1.2 Mosaico crespo (Sída mícrantha mosaíc vírus – SímMV e Abutílon mosaíc vírus AbMV)....................................................................................................................................... 22
4.1.3 Mosaico dourado do feijoeiro (Bean golden mosaíc vírus - BGMV). ............................. 23
4.1.4 Vírus do mosaico amarelo (Mung bean). ........................................................................ 23
4.1.5 Vírus da dobra da folha de soja (Soybean crinkle leaf vírus). ......................................... 24
5
MIP (MANEJO INTEGRADO DE PRAGAS). ......................................................... 25
5.1 Controle Químico da mosca - branca (Bemisia tabaci) ................................................. 25
5.2 Controle Biológico ............................................................................................................ 29
5.3 Resistência da planta ao inseto vetor .............................................................................. 34
6
MEDIDAS DE CONTROLE ....................................................................................... 34
7
CONSIDERAÇÕES FINAIS ....................................................................................... 37
REFERÊNCIAS ..................................................................................................................... 38
1
INTRODUÇÃO
A soja é a principal planta produtora de grãos cultivadas no Brasil, é responsável por
aproximadamente 58,6% da produção de grãos nacional. Dentre as pragas que atacam a soja
durante o seu ciclo de produção, podemos destacar a mosca-branca Bemisia tabaci
(Gennadius) biótipo B (Hemiptera: Aleyrodidae) que vem tornando-se um grave problema,
pois o seu ataque pode reduzir consideravelmente a produtividade da cultura (CONAB, 2016).
O uso recorrente de inseticidas para o seu controle tem resultado em uma seleção de
indivíduos resistentes. A resistência de B. tabaci aos inseticidas sintéticos já foi comprovada
para diversos grupos químicos, tais como os organofosforados, carbamatos, piretróides,
ciclodienos, reguladores decrescimento e neocotinóides (SILVA et al., 2009).
A mosca-branca pertence à família Aleyrodidae, com mais de 1200 espécies das
quais, 37 pertencem ao gênero Bemisia, sendo que a B. tabaci biótipo B, merece destaque
dentre as demais por ser cosmopolita e polífaga, tornando-se um sério problema para várias
culturas de importância econômica, pelos danos causados através da sucção de seiva, e pela
transmissão de geminivírus (VIEIRA, 2009). Sendo seu biótipo B considerado mais agressivo
e eficiente na transmissão de doenças quando comparado ao seu Biótipo A (LIMA et al.,
2001).
Os geminivírus estão classificados na família Geminiviridae, sendo composta por 7
gêneros: Begomovirus, Becurtovirus, Curtovirus, Eragrovirus, Mastrevirus, Topocuvirus e
Turncurtovirus. Sendo subdivididos com base no número de componentes do genoma, tipos
de inseto vetor, gama de hospedeiros e relacionamento filogenético. Entre os geminivírus o
gênero no qual se tem o maior número de espécies e que apresenta a maior gama de
hopedeiros são os Begomovírus. Neste gênero, encontram-se os vírus que são transmitidos
através da mosca-branca para dicotiledôneas (MARCHI, 2014). Diante disto, tem-se buscado
alternativas para o controle desta praga e vetor de doenças, assim como novos controles
químicos e o controle biológico, juntamente com o Manejo Integrado de Pragas (MIP).
O presente trabalho teve como objetivo informar sobre a mosca-branca B. tabaci
como agente transmissor de Begomovírus em soja (Glycine max), assim como seus aspectos
gerais e os principais métodos de controle.
14
2
A SOJA
A soja Glycine max (Merril) é considerada a mais importante oleaginosa do mundo,
com os teores de 20% de óleo e 40% de proteína nos grãos. Essa cultura é de grande interesse
socioeconômico, devido à geração de empregos que ela proporciona. A revolução tecnológica
protagonizada pela soja no Brasil pode ser comparada ao fenômeno ocorrido com o ciclo da
cana-de-açúcar, da borracha e do café, que durante os séculos XVII a XX, comandaram o
comércio exterior do País (SIEBEN, 2006; DALL’AGNOL et al., 2014).
Essa cultura foi à grande responsável pela implementação da mecanização nas
lavouras e da agricultura comercial no Brasil. Contribuiu para a modernização no sistema de
transportes, por expandir a fronteira agrícola, por profissionalizar e incrementar o comércio
internacional, por acelerar a urbanização do país, por interiorizar a população brasileira (que
se concentra no sul, sudeste e litoral do nordeste), por tecnificar outras culturas, como por
exemplo a cultura do milho (SIEBEN, 2006). A soja, também, impulsionou e descentralizou a
agroindústria nacional, patrocinando a expansão da produção de suínos e aves, por ser um dos
ingredientes principais na dieta de ambos (DALL’AGNOL et al., 2014).
No ano de 2015 a safra chegou a 97.043.704 t, e a previsão para o ano de 2016 é de
101.816.438 t. A produção no estado do Pará atingiu no ano de 2015, um total de 1.019.076 t,
com previsão de 1.311.719 t para a safra de 2016 (IBGE, 2016). A cultura da soja está sujeita,
durante todo o seu ciclo, ao ataque de diferentes espécies de insetos-praga sendo estes muitos
diversos, são mais de 200 espécies (SANTOS et al., 2016).
3
A MOSCA - BRANCA
A B. tabaci biótipo B, é um inseto polígafo que se alimenta do floema da planta,
além de atuar como vetor de vírus. Além da sucção de seiva durante a alimentação na qual
ocasiona danos diretos à planta atuando na retirada de nutrientes, acarretando a introdução de
toxinas (presentes em sua saliva) a mosca-branca excreta substâncias açucaradas favorecendo
o desenvolvimento de uma camada escura sobre as folhas, formadas pelo micélio de fungos
do gênero Capnodium, mais conhecida como fumagina (Figura 1), que diminui a capacidade
fotossintética e outras funções fisiológicas da planta, causando danos diretos e provocando
alterações no desenvolvimento vegetativo e reprodutivo da planta (VIEIRA, 2009.; BUENO
et al., 2016)
15
Figura 1– Fumagina na folha da soja.
Fonte: www.ebah.com.br/pragas-soja.
A mosca-branca (B. tabaci), apresenta de 11 a 15 gerações durante um ano, e as
fêmeas podem depositar de 100 a 300 ovos em 3 a 6 semanas de vida (variável de acordo com
as condições climáticas). O ciclo de vida está diretamente ligado a temperatura ambiente e a
espécie de hospedeiro, sendo que em baixas temperaturas seu ciclo de vida diminui
consideravelmente (FIRMINO, 2007).
Ela apresenta metamorfose incompleta, passando pelas fases de ovo, ninfa (quatro
estádios, sendo o último denominado de pré- pupa ou pupa) e adulto; o ovo, de coloração
amarela, tem formato de pêra e mede cerca de 0,2 a 0,3mm (Figura 2). As ninfas são
translúcidas e apresentam coloração amarela a amarelo-clara e locomovem-se apenas no
primeiro estádio ninfal, o que a diferencia da pré-pupa ou pupa é a coloração dos olhos
(Figura 3). Nos demais estádios, o inseto permanece imóvel até a emergência dos adultos
(Figura 4) (EMBRAPA, 2011).
Figura 2 - Fases da metamorfose da mosca - branca (B. tabaci) (A). Ovos de B. tabaci (B).
Fonte: www.ebah.com.br
16
Figura 3 – As ninfas de B. tabaci, apresenta coloração amarela ou translúcida, com os olhos pretos (A).
Enquanto a pré- pupa ou pupa, também apresenta coloração amarela ou translúcida, entretanto a coloração dos
olhos é de cor vermelha.
Fonte: www.insectimages.orgbrowsedetail.cfmimgnum=5194032.
Figura 4 – Inseto após a emergência.
Fonte: www.trilhadomato.blogspot.com.br.
O seu aumento populacional está diretamente relacionada à expansão da monocultura
da maioria das espécies cultivadas, às condições dos sistemas agrícolas modernos, ao aumento
da utilização de agrotóxicos, selecionando populações resistentes e, principalmente, à fácil
adaptação aos diversos hospedeiros existentes. É encontrada principalmente nos trópicos e
subtrópicos, porém sua presença já foi descrita em todos continentes (BROWN; BIRD, 1992).
O complexo B. tabaci é constituído de populações morfologicamente idênticas,
entretanto exibem variabilidade biológica quanto aos seus hospedeiros, polimorfismo
genético, fecundidade, composição de procariotas endosimbiontes e capacidade de transmitir
17
diferentes espécies de vírus (BROWN; BIRD, 1992; FROHLICH et al., 1999). Através do
sistema tradicional, foram caracterizados cerca de 40 diferentes biótipos, dos quais apenas
dois destes (biótipo A e B) haviam sido relatados no Brasil (RABELLO et al., 2008).
Estudos realizados, utilizando a análise do gene da mitocôndria cytochroma oxidase I
(MTCOI) demonstraram que B. tabaci não é composta de biótipos e sim por um complexo de
diferentes espécies. Atualmente, são reconhecidas pelo menos 36 espécies distintas e
separadas em 11 grupos (DINSDALE et al., 2010; BARRO et al., 2011). No Brasil, já foram
relatadas quatro espécies diferentes do complexo B. tabaci: Middle East – Asia Minor 1
(MEAM1), Mediterranean (MED), New World (NW) e New World 2 (NW2)
(MARUBAYASHI et al., 2012).
A Middle East – Asia Minor 1 (MEAM 1) (Figura 5) ou como é geralmente referida
na literatura como biótipo B é a de maior distribuição mundial. Foi encontrada inicialmente
em Euphorbia pulcherrima (Euphorbiaceae) na Flórida, USA (BROWN; BIRD, 1992).
MEAM 1 foi detectada no Brasil no começo de 1990, é provável que tenha sido introduzida
no país através do comércio internacional de plantas ornamentais (LOURENÇÃO; NAGAI,
1994) e está relacionada diretamente com o aumento vertiginoso da incidência de
Begomovírus principalmente em solanáceas no início da década de 1990 (RIBEIRO et al.,
2003). Trata-se da espécie de B. tabaci que se tornou predominante no Estado de São Paulo
(MARUBAYASHI et al., 2012).
Figura 5 – Espécie de B. tabaci biótipo B, encontrada no Brasil.
Fonte: www.agrolink.com.bragromidiasproblemas.Bemisia_tabaci108.
18
Mediterranean (MED), é também conhecida como biótipo Q, tem uma ampla
distribuição mundial e se destaca entre as demais por apresentar resistência a alguns grupos de
inseticidas (HOROWITZ et al., 2005). MED foi relatada em países da América do Sul, como
Uruguai e Argentina em 2010 (GRILLE et al., 2011). No Brasil, foi relatada em 2014,
entretanto ainda está restrita ao Estado do Rio Grande do Sul. No país, também há a presença
das moscas nativas do grupo New World, que sofreram deslocamento após a invasão da
exótica MEAM 1, no entanto, se encontram em alguns pontos isolados do país (BARBOSA et
al., 2014).
Com relação aos hospedeiros, podemos relacionar mais de 900 espécies de plantas
diferentes, o que caracteriza esse inseto como altamente polífago. Entre as culturas de
expressão econômica, podem ser relacionadas soja, feijão, feijão-caupi (leguminosas),
melancia, melão, abóboras, chuchu, pepino (cucurbitáceas), brócolis, repolho, couve, couveflor (brássicas), tomate, batata, berinjela, jiló, fumo (solanáceas), algodão, alface, quiabo e
diversas espécies ornamentais (crisântemo, bico-de-papagaio, gérbera, entre outras) além de
plantas daninhas que são importantes para a manutenção da praga no campo (SOTTORIVA,
2010).
4
GEMINIVIRUS
Os geminivírus estão classificados na família Geminiviridae. É considerada a família
mais numerosa dentre os vírus de planta, de acordo com a classificação do Internacional
Committee on Taxonomy of Viruses (ICTV) a família Geminiviridae, é composta por 7
gêneros: Begomovirus, Becurtovirus, Curtovirus, Eragrovirus, Mastrevirus, Topocuvirus e
Turncurtovirus. Sendo estes gêneros subdivididos com base no número de componentes do
genoma, tipo de inseto vetor, gama de hospedeiros e relacionamento filogenético (MARCHI,
2014).
Esses vírus geralmente são encontrados no floema das plantas infectadas, entretanto
alguns vírus podem atingir outros tipos de tecidos mais externos, como as células do mesófilo.
Esta capacidade de colonizar o tecido epidérmico pode ser derivada de características
genéticas adquiridas por algumas espécies, como por exemplo, o Tomato golden mosaic vírus
(TGMV) e também o Bean golden mosaic vírus (BGMV). Assim que acontece a inoculação, a
infecção se torna sistêmica, ou seja, é distribuída por toda a planta (MORRA; PETTY, 2000).
Dentre os geminivírus, o gênero no qual se tem o maior número de espécies e que
apresenta a maior gama de hopedeiros é o Begomovírus (espécie-tipo Bean golden yellow
mosaic vírus – BGYMV). Este gênero está entre os mais importantes vírus de regiões
19
tropicais e subtropicais, assim como o Bean golden mosaic vírus (BGMV), o African cassava
mosaic vírus (ACMV) e o Tomato yellow leaf Curl vírus (TYLCV), são transmitidos através
da mosca-branca para dicotiledôneas (NARANJO, 2010). A transmissão desses vírus ocorre
de maneira circulativa. A maioria dos Begomovírus apresenta dois componentes genômicos
(DNA-A e DNA-B) possuindo aproximadamente 2600 nucleotídeos e ambos os componentes
são essenciais para a infecção sistêmica eficiente do vírus na planta ) (ROJAS et al., 2005).
O DNA-A codifica todas as proteínas necessárias para a transcrição, replicação e
encapsidação de ambos os DNAs, enquanto o DNA-B é responsável pelas funções de
movimento do vírus na planta e o desenvolvimento de sintomas (Figura 6) (ROJAS et al.,
2005). Dessa forma, o componente DNA-A codifica a CP (capa protéica ou AV1) no sentido
viral e quatro proteínas no sentido complementar: Rep (replication associated protein ou
AC1), responsável pela replicação de ambos os componentes (DNA A e DNA B); TrAP
(transcription alactivator protein ou AC2), REn (replication enhancer protein ou AC3) e
AC4, uma proteína a qual sua função ainda não foi identificada. O DNA-B codifica duas
proteínas responsáveis pelo movimento do vírus e pela expressão de sintomas, sendo elas: a
proteína NSP (nuclear shuttle protein ou BV1), no sentido viral, e outra no sentido
complementar, a MP (proteína de movimento ou BC1) (MARCHI, 2014).
Figura 6 - Composição genômica, modo de transmissão, espécies vetoras e mapa genômico de um Begomovírus
monopartido e um bipartido. Adaptado de Hanley-Bowdoin et al., 2013.
Fonte: MARCHI, 2014.
Os dois componentes genômicos são parecidos, tem o mesmo tamanho e não
compartilham identidade nas sequências, exceto por uma região altamente conservada (>90%
de identidade nucleotídica) com aproximadamente 200 nucleotídeos, denominada de região
comum (RC) (FONTES et al., 1994; GUTIERREZ, 2000). A transcrição dos genes virais em
ambos os DNAs pode ocorrer tanto no sentido viral (5’ > 3’) quanto no sentido complementar
(3’>5’). A replicação ocorre através de uma forma replicativa de DNA fita dupla (dsDNA)
utilizando o mecanismo ciclo rolante. A síntese de ssDNA viral é iniciada quando a proteína
Rep cliva o DNA (A e B) na sequência TAATATT↓AC (nonanucleotídeo conservado entre os
20
membros da família) localizada em uma estrutura em forma de “hairpin” dentro da região
intergênica e auxilia na etapa de síntese de sequência. Os geminivírus não codificam uma
DNA polimerase, fazendo com que sejam dependentes de fatores da hospedeira para sua
replicação (ROJAS et al., 2005).
Eles são divididos em dois grandes grupos, os originados do Novo Mundo (Américas
- Hemisfério Ocidental) que correspondem aos Begomovírus bipartidos e os do Velho Mundo
(Europa, Ásia e África – Hemisfério Oriental), caracterizados de monopartidos (MARCHI,
2014). A transmissão dos Begomovírus geralmente não ocorre por semente ou
mecanicamente, sua dispersão ocorre via inseto vetor, mais especificamente pelo aleirodídeo
B. tabaci (LIMA et al., 2001).
Atualmente a mosca-branca (B. tabaci), possui mais de 40 biótipos, sendo que no
Brasil desde os anos 90, somente o biótipo B vem sendo predominante infectando apenas as
dicotiledôneas. Essa predominância pode ser explicada devido ao fato de que este biótipo
quando comparado ao biótipo A, possui uma maior taxa de oviposição, alta capacidade
reprodutiva e uma gama de hospedeira muito mais ampla (FIRMINO, 2007).
Uma espécie de Begomovírus pode ser transmitida por mais de uma espécie de
aleirodídeo. Em um estudo realizado na Indonésia, observou a relação do Tomato leaf Curl
vírus (TLCV) e as espécies de aleirodídeos B. tabaci e Trialeuro desvaporiorum (Westwood),
ambas transmitiram o vírus para o tomateiro e pimentão, embora B. tabaci mostrou-se mais
eficiente. Um único inseto de B. tabaci foi capaz de transmitir o vírus com períodos mínimos
de acessos à aquisição e transmissão de 10 h. para a transmissão do TLCV por T.
vaporariorum necessitou-se de pelo menos 10 insetos por planta e períodos de acessos a
aquisição e inoculação de 24h (FIRMINO, 2007).
Ao se alimentar em uma planta infectada as partículas virais ingeridas juntamente
com a saliva são encaminhadas para o esôfago e intestino. Os nutrientes e partículas virais
concentram-se na câmara filtro (parte do aparelho digestivo do inseto). As partículas podem
ser adsorvidas na membrana alimentar ou na região anterior do intestino médio, de onde
passam para a hemolinfa do inseto e eventualmente invadem a glândula salivar de onde
podem ser transmitidas para outras plantas durante o processo de alimentação do inseto. Tanto
as ninfas como os adultos podem adquirir o vírus das plantas infectadas, sendo que as fêmeas
desse aleirodídeo são mais eficientes que os machos na transmissão (HUNTER et al., 1998).
21
4.1
Doenças causadas por Begomovírus na soja
4.1.1
Nanismo da soja (Euphorbia mosaic vírus - EuMV)
O vírus do mosaico da Euphorbia está presente em todas as regiões, nas quais
ocorrem a presença de Euphorbia heterophyla. No entanto, a doença em soja é de ocorrência
esporádica e restrita a poucas plantas. O nanismo é um sintoma que pode ser causado por
diversos tipos de vírus. Entretanto o mais comumente isolado é o vírus do mosaico da
Euphorbia (OLIVEIRA, 2009; KIMATI et al., 1997).
Plantas de soja infectadas por este vírus apresentam superbrotamento com redução e
deformação do folíolo, mosaico dourado e distorção foliar. A infecção em plantas mais velhas
causam leve encarquilhamento e mosaico nas folhas, podendo ocorrer o aparecimento de
bolhas (Figura 7) (OLIVEIRA, 2009).
Figura 7 - Encarquilhamento (A) e bolhosidades (B) em soja infectada com o vírus Euphorbia mosaic vírus.
Fonte: www.cnpso.embrapa.bralerta.
A transmissão mecânica deste vírus para a soja não é comum, entretanto o mesmo é
transmitido através da mosca-branca (B. tabaci). Normalmente, durante o período de cultivo
da soja, encontram-se, no campo ou ao redor dele, plantas de Euphorbia sp. infectadas com o
vírus nas quais também encontram-se a mosca branca (Figura 8). Plantas novas, quando
infectadas, sofrem redução de porte e redução na produção de vagens. Geralmente, o é
realizado o controle da planta hospedeira (E. heterophyla), o que tem reduzido a ocorrência de
plantas de soja infectadas (KIMATI et al., 1997).
22
Figura 8 - Plantas de Euphorbia heterophylla infectada com o Euphorbia mosaic vírus, vírus causador do
nanismo da soja.
Fonte: Google imagens.
4.1.2
Mosaico crespo (Sída mícrantha mosaíc vírus – SímMV e Abutílon mosaíc vírus AbMV)
As plantas de soja ao serem infectadas por este vírus, apresentam folhas com
mosqueado, formação de alguma rugosidade e bolhas (Figura 9). Normalmente os sintomas
não aparecem em plantas jovens (20-30 dias). Esse vírus causa forte clorose e mosqueado em
folhas de guanxuma (Sida sp) (ALMEIDA, 2000).
Sua ocorrência depende da existência de plantas hospedeiras infectadas e da
população de mosca-branca próximos aos campos de soja. No Brasil, os hospedeiros mais
comuns são Sida micrantha, Sida rhombifolia, Sida acuta, Abutilon striatum, Nicandra
physaloides, algodão, batata, quiabo e feijão. Estudos conduzidos experimentalmente
demonstraram que plantas de soja infectadas por esse vírus tiveram sua produção reduzida
entre 13 a 87%, dependendo da cultivar utilizada, no entanto não há genótipos resistentes
identificados (ALMEIDA, 2008).
Figura 9 – Sintoma de rugosidade causado por Sidra micantha mosaic vírus em soja.
Fonte: www.clubephytus.com.
23
4.1.3
Mosaico dourado do feijoeiro (Bean golden mosaíc vírus - BGMV).
O Bean golden mosaíc vírus (BGMV) foi encontrado em soja, pela primeira vez, em
plantas coletadas no município de Londrina-PR, no ano de 1979, nas quais exibiam sintomas
de mosaico dourado, similares àqueles observados em feijão (Figura 10). No entanto,
sintomas de clareamento de nervuras e mosqueados têm sido mais comumente vistos (Figura
11). Geralmente os sintomas aparecem nos quatro últimos trifólios (mais novos),
especialmente após a floração e tendem a desaparecer na maturação (ALMEIDA, 2008).
Figura 10 – Sintomas de mosqueado, no feijão (A) e (B) causado pelo Bean golden mosaic vírus.
Fonte: www.clubephytus.com/content/details.
Figura 11 – Sintomas causados na soja infectada pelo mosaico dourado do feijoeiro.
Fonte: ALMEIDA, 2008.
A identificação do vírus no campo não é segura, visto que os sintomas podem ser
confundidos com sintomas do mosaico cálico da soja. No Brasil, os hospedeiros mais comuns
são Sida micrantha, Sida rhombifolia, Sida acuta, Abutilon striatum, Nicandra physaloides e
Leonurussi biricus (ALMEIDA, 2008).
4.1.4
Vírus do mosaico amarelo (Mung bean).
Esse vírus pertencente ao gênero Begomovirus, tem ocorrência na Tailândia e na
Índia, nas quais o vírus causou reduções graves no rendimento da soja cv. Bragg, sua
transmissão é realizada especificamente pela mosca-branca biótipo B (MUNGBEAN, 2012).
A infecção desse vírus em soja provoca pequenas manchas amarelas que se desenvolvem
inicialmente ao longo das nervuras, e depois evoluem para um mosaico amarelo (Figura 12);
as vagens tornam-se finas e enrolam para cima. Ainda não há relatos da existência e
transmissão desse vírus no Brasil (MUNGBEAN, 2012).
24
Figura 12 – Soja com sintomas iniciais de mosaico ocasionados pelo vírus do mosaico amarelo (A), e evolução
dos sintomas de clorose causados pelo vírus Mung bean (B).
Fonte: www.plantwise.org/KnowledgeBank.
4.1.5
Vírus da dobra da folha de soja (Soybean crinkle leaf vírus).
As plantas de soja infectadas por esse Begomovírus apresentam torção ou
enrolamento das folhas com o crescimento da nervura na superfície inferior das folhas e
produzem um número reduzido de vagens (Figura 13). Além disso, as folhas das plantas
infectadas apresentam coloração verde escuro, permitindo que as plantas infectadas possam
ser comparadas as plantas não-infectadas (Figura 14) (SOYBEAN, 2012).
Não existem relatos de cultivares resistente a este vírus, é comumente encontrado na
Tailândia, entretanto existem relatos e outros países, sua transmissão é realizada
especificamente pela mosca-branca B.tabaci. Ainda não há relatos da existência e transmissão
deste Begomovirus no Brasil (SOYBEAN, 2012).
Figura 13 – Sintoma de enrolamento das folhas (A) com o crescimento da nervura na superfície inferior das
folhas da soja (B).
Fonte: www.plantwise.org/KnowledgeBank/Datasheet/48744.
25
Figura 14 – Sintoma de escurecimento das folhas, causado por Soybean crinkle leaf vírus.
Fonte: www.plantwise.org/KnowledgeBank/Datasheet/48744.
5
MIP (MANEJO INTEGRADO DE PRAGAS)
O Manejo Integrado de Pragas (MIP) é caracterizado pela utilização de diversas
técnicas que são empregadas visando solucionar um problema específico. Um dos principais
objetivos dos programas de manejo é chegar a soluções mais duradouras, com relação ao
problema (ataque). O desenvolvimento de um programa simples e eficiente de manejo
envolve o uso de plantas resistentes, o manejo do solo, a rotação/sucessão de culturas,
medidas sanitárias, o controle biológico, o controle microbiano e a utilização de inseticidas
que tenham qualidades para o MIP (DEGRANDE; VIANN, 2012).
Apesar dos benefícios proporcionados pelo MIP, esse programa sofreu um grande
retrocesso na última década, tendo seus princípios esquecidos, seu uso foi praticamente
abandonado pelos produtores de soja e, consequentemente, as aplicações voltaram a atingir
uma média de quatro a seis aplicações por safra ou até mais em alguns casos extremos
(FERREIRA, 2010).
O MIP é composto por diversas tecnologias disponíveis que, ao serem adotadas em
conjunto na condução da lavoura visam manter o agroecossistema da soja o mais próximo
possível de um equilíbrio ecológico. Esse programa integrado apresenta diferentes táticas
(Figura 15), nas quais estão presentes o reconhecimento das pragas e seus inimigos naturais, o
monitoramento desses insetos e os níveis de ação, essas táticas são fundamentais para as
decisões a serem tomadas na condução da lavoura e dos quais dependem o sucesso desse
programa de manejo integrado (CAMPO, 2012).
26
Figura 15 – Representação esquemática de programas de manejo integrado de pragas, com as ações básicas e as
técnicas de manejo empregadas.
Fonte: CAMPO, 2012.
Entretanto ainda são escassos os estudos para o MIP dessa praga na cultura da soja,
sendo necessário o desenvolvimento de estudos para o refinamento do sistema de
amostragem, nível de dano econômico, cultivares resistentes, entre outros (CAMPO, 2012).
5.1
Controle químico da mosca - branca (Bemisia tabaci)
Os inseticidas que tem em sua composição os piretroides e/ou organofosforados, têm
sido muito usados no controle desta praga. Esses princípios ativos são prejudiciais aos
principais inimigos naturais dessa praga, o que pode desequilibrar ainda mais o
agroecossistema da soja, favorecendo a reinfestação. O uso de produtos não seletivos para
mosca-branca pode eliminar também os inimigos naturais de outras pragas propiciando o
aumento populacional de outros insetos indesejáveis (VIEIRA, 2012).
A intervenção química só deve ser realizada após uma amostragem para avaliar o
nível de infestação. O nível de infestação da B. tabaci, que pode vir a ocasionar danos na
cultura da soja, ainda não é conhecido, dessa forma deve-se fazer uma amostragem deve ser
feita a cada cinco dias com reavaliação após três dias (VILLAS BOAS, 2009). Alguns estudos
relatam que esse nível de infestação para a cultura da soja, deve ser controlado quimicamente
quando for superior a 40 ninfas/folíolo. Além disso, deve-se fazer a rotação de produtos com
diferentes componentes e não se deve aplicar o mesmo ingrediente ativo mais de duas vezes
ou não repetir o mesmo tratamento após 7 dias da aplicação (CAMPO, 2012).
Os defensivos liberados e recomendados pelo Ministério da agricultura, pecuária e
abastecimento (MAPA) para o controle da mosca-branca estão relacionados na Tabela 1.
27
Tabela 1 – Inseticidas* indicados para o controle da mosca-branca na cultura da soja, segundo o MAPA.
Produto
Ingrediente Ativo
Titular do Registro
Formulação
(Grupo Químico)
Adage 350 FS
tiametoxam
(neonicotinóide)
Syngenta Proteção
De Cultivos Ltda –
São Paulo
FS – Suspensão
Concentrada p/ Trat.
Sementes
Adage 700 WS
tiametoxam
(neonicotinóide)
Azamax
Azadiractina
(Tetranortriterpenóide)
DS - Pó para
Tratamento a Seco de
Sementes
EC-Concentrado
Emulsionável
Ballvéria
Beauveria bassiana
(biológico)
Syngenta Proteção
De Cultivos Ltda – São
Paulo
Upl Do Brasil Indústria
E Comércio De Insumos
gropecuários S.A. Matriz Ituverava
Ballagro Agro
Tecnologia Ltda.
Beauveria JCO
Beauveria bassiana
(biológico)
Benevia
Cintraniliprole
(antranilamida)
Bouveriz WP
Biocontrol
Beauveria bassiana
(biológico)
Bovebio
Connect
Cordial 100
Jco Indústria E
Comércio De
Fertilizantes Ltda.
Du Pont Do Brasil
S.A. - Barueri
(Alphaville)
WP - Pó Molhável
WG – Granulado
Dispersível
Dispersão de óleo ou
Suspensão Concentrada
em óleo
Biocontrol Sistema
De Controle
Biológico Ltda
(Matriz)
WG - Granulado
Dispersível
Beauveria bassiana
(biológico)
Biofungi Ind. E Com.
De Def. Biológicos
Einoculantes Ltda.
WP - Pó Molhável
beta-ciflutrina
(piretróide) +
imidacloprido
(neonicotinóide)
piriproxifem (éter
piridiloxipropílico)
Bayer S.A. São
Paulo/ Sp
SC - Suspensão
Concentrada
Sumitomo Chemical
Do Brasil
Representações
Ltda.
EC – Concentrado
Emulsionável
Cruiser 350 FS
tiametoxam
(neonicotinóide)
Syngenta Proteção
De Cultivos Ltda. –
São Paulo
FS – Suspensão
Concentrada p/ Trat.
Sementes
Cruiser 700 WS
tiametoxam
(neonicotinóide)
Syngenta Proteção
De Cultivos Ltda. –
São Paulo
WS - Pó Dispersível p/
Tratamento de
Sementes
DalNeem EC
Azadiractina
(Tetranortriterpenóide)
Dalquim Indústria E
Comércio Ltda
EC – Concentrado
Emulsionável
Epingle 100
piriproxifem (éter
piridiloxipropílico)
Sumitomo Chemical
Do Brasil
Representações
Ltda.
EC – Concentrado
Emulsionável
Galil SC
bifentrina (piretróide) +
Adama Brasil S/A -
SC – Suspensão
28
imidacloprido
(neonicotinóide)
Beauveria bassiana
(biológico)
Granada
Londrina
Concentrada
Laboratorio De
Biocontrole
Farroupilha Ltda.
WP - Pó Molhável
Imidacloprid Nortox
Imidacloprido
(neonicotinóide)
Nortox S.A.
SC – Suspensão
Concentrada
Oberon
espiromesifeno
(cetoenol)
Bayer S.A. São
Paulo/ Sp
SC – Suspensão
Concentrada
Polo 500 SC
diafentiurom
(feniltiouréia)
Syngenta Proteção
De Cultivos Ltda. –
São Paulo
SC – Suspensão
Concentrada
Tiger 100 EC
piriproxifem (éter
piridiloxipropílico)
Sumitomo Chemical
Do Brasil
Representações
Ltda.
EC – Concentrado
Emulsionável
Fonte: Agrofit, 2016.
*Antes de emitir indicação e/ou receituário agronômico, consultar a relação de defensivos registrados no
Ministério da Agricultura e cadastrados na Secretaria da Agricultura de seu Estado.
A aplicação dos inseticidas deve ser realizada nos horários em que a temperatura
esteja mais amena e a umidade relativa do ar mais elevada. Isso se dá devido à preferência
dessa praga por condições de seca, e temperaturas elevadas. Em locais onde houver grave
estiagem e temperaturas muito elevadas, recomenda-se pulverizações noturnas (DEGRANDE;
VIANN, 2012). No município de Paragominas- Pa, os defensivos mais vendidos para o
controle da mosca estão relacionados na Tabela 2.
Tabela 2 - Inseticidas* mais vendidos, para o controle da mosca-branca no município de Paragominas-Pa.
Dose do produto
Intervalo de
Revendas
Nome técnico e princípio ativo
Nome comercial
comercial (kg ou
segurança
l.ha-1 ou por 100 kg
(dias) entre
de sementes)
aplicação e
colheita
Revenda 1
Tiametoxan+Lambda-cialotrina
Engeo pleno
0,25
30
Revenda 2
Betaciflutrina+ Imidacloprido
Connect
0,75 a 1
21
Piriproxifem
Tiger 100 EC
1
30
Revenda 3
Tiametoxan+Lambda-cialotrina
Engeo pleno
0,25
30
Revenda 4
Espiromesifeno
Oberon
0,4 a 0,6
21
Betaciflutrina + Imidacloprido
Connect
0,75 a 1
21
29
Revenda 5
Betaciflutrina + Imidacloprido
Connect
0,75 a 1
21
Fonte: Elaboração própria, 2016.
*Antes de emitir indicação e/ou receituário agronômico, consultar a relação de defensivos registrados no
Ministério da Agricultura e cadastrados na Secretaria da Agricultura de seu Estado.
Os inseticidas mais vendidos no município de Paragominas-PA, são os que tem como
princípio ativo, a Betaciflutrina+Imidacloprido e o Tiametoxan+Lambda-cialotrina.
Entretanto, de acordo com o MAPA o inseticida Engeo pleno (Tiametoxan + lambdacialotrina) não se encontra na lista dos defensivos permitidos para o controle da moscabranca. É importante ressaltar que o uso incorreto desses defensivos pode acarretar uma maior
resistência desse inseto, nas lavouras da região.
5.2
Controle Biológico
Estão catalogados 114 artrópodes predadores de B. tabaci pertencentes a 9 ordens e
31 famílias. Muitos destes predadores são generalistas, o que dificulta as avaliações reais
depredação em condições de campo, enquanto que para parasitóides que atacam B. tabaci,
esta avaliação é bem mais simples. Estima-se que dentre os parasitóides da mosca-branca
exista 34 espécies pertencentes ao gênero Encarsia (Hymenoptera: Aphelinidae) (Figura 16),
14 espécies do gênero Eretmocerus (Hymenoptera: Aphelinidae) (Figura 17), muitas espécies
pertencentes aos gêneros Amitus (Hymenoptera: Platygasteridae) (Figura 18) e Metaphycus
(Hymenoptera: Encyrtidae) (Figura 19) (NARANJO, 2010).
Figura 16 - Fêmeas do gênero Encarsia, parasitando ninfas de B. tabaci.
Fonte: Google imagens.
30
Figura 17 - Gênero Eretmocerus, parasitando ninfas de mosca branca.
Fonte: Google imagens.
Figura 18 - Ninfa de B. tabaci parasitada pero gênero Amitus (A) e adulto do parasitóide (B).
Fonte: www.nbair.res.in/Type_Specimens/Amitus.
Figura 19 – Parasitóide de Metaphycus, parasitando ninfa de B. tabaci.
Fonte: www.mushi-akashi.cocolog-nifty.
As fêmeas do gênero Encarsia desenvolvem-se em mosca-branca e em cochonilhas
de carapaça, enquanto os machos, além de se desenvolver, nos mesmos hospedeiros das
fêmeas, podem também completar se ciclo em afelinídeos, como parasitóides secundários, ou
ainda em ovos de lepidópteros ou outros hospedeiros (VILLAS BOAS et al., 2002).
31
As espécies dos gêneros Encarsia, Eretmocerus e Amitus são solitárias e com
exceção do primeiro ínstar das espécies de Eretmocerus, desenvolvem-se internamente no
hospedeiro. Todos parasitam ninfas de mosca-branca e emergem do quarto ínstar morto do
aleirodídeo. As espécies de Encarsia e Eretmocerus parasitam, principalmente, do segundo ao
quarto instar do hospedeiro (Figura 20), enquanto as espécies de Amitus preferem ovipositar
em ninfas de primeiro ínstar (VILLAS BOAS et al., 2002). O controle da mosca-branca pode
se realizado através da introdução de misturas de Encarsia formosa e Eretmocerus eremicus
ou Eretmocerus mundus (VIEIRA, 2009).
Figura 20 – Esquema relacionado ao parasitismo realizado pelo gênero Encarsia.
Fonte: Google imagens.
Estudos realizados em Brasília, identificaram cerca de 14 predadores, 12 parasitóides
e 2 hiperparasitóides atacando B. tabaci e Trialeuro desvaporariorum em diferentes culturas.
A espécie Encarsia hispida ocorreu em 71 % das amostras seguida por E. formosa que foi
encontrada em 40,2 % das amostras parasitando ambas as espécies de mosca branca. As
espécies Encarsia inaron ainda não havia sido registrada na América do Sul, e Encarsia
basicincta foi um novo registro para o Brasil (OLIVEIRA, 1997).
Nos municípios goianos de Palmeiras de Goiás, Palminópolis, Morrinhos e
Cristianópolis, foi realizado um estudo no qual teve o intuito de avaliar o controle biológico
natural com a utilização de parasitóides presentes nos cultivos. As avaliações foram realizadas
quinzenalmente, coletando-se três folíolos de soja por ponto de amostragem, totalizando 20
pontos amostrais por lavoura. As coletas iniciaram aproximadamente 30 dias após o plantio e
terminaram quando as plantas de soja não possuíam mais folhas (Fase R8- R9) (SOUZA,
2014).
32
Os parasitóides das ninfas coletadas no campo foram microhimenópteros
pertencentes a família Aphelinidae. Foi observada baixa taxa de parasitismo das ninfas, média
de 0,1 a 0,7%, nos meses iniciais de cultivo da soja (novembro-janeiro), quando a população
de ninfas ainda era baixa. Com o aumento na população de ninfas, no período final do cultivo
da soja (fevereiro-abril), o nível de parasitismo aumentou, atingindo 19,8% em abril de 2014.
Foi observada amplitude máxima de 46,4% de parasitismo de ninfas, indicando que o
parasitismo natural pode contribuir significativamente para redução da população da praga
(SOUZA, 2014).
Estudos realizados no município de Balsas no Maranhão avaliaram a ocorrência
epizoótica de Verticillium lecanii em B. tabaci biótipo B em plantios comerciais no ano de
1999. Com o objetivo de baixar as populações da praga, foram feitas aplicações intercaladas
de imidaclopride e piridabem a cada dez dias, interrompendo-se as aplicações no período em
que se iniciaram as chuvas, que duraram aproximadamente dez dias. Nesse período as plantas
encontravam-se nos estádios de formação de vagem e início de enchimento de grãos (R4 e
R5) (LOURENÇÃO et al., 2001).
Ao final das chuvas, observou-se incidência generalizada de um fungo de coloração
cinza infectando ninfas da mosca-branca. Reduzindo as populações de mosca branca a níveis
extremamente baixos. As ninfas foram infectadas pelo entomopatógeno identificado como V.
lecanii (Figura 21), essa espécie é conhecida como um entomopatógeno de amplo espectro,
capaz de infectar insetos pertencentes a diferentes ordens e também ácaros, tendo sido
encontrado até em adultos de Encarsia formosa Gahan, parasitóide de moscas brancas
(LOURENÇÃO et al., 2001).
Figura 21 - Ninfas e adultos de B. tabaci infectada pelo fungo Verticillium lecanii.
Fonte: www.ipmsupportethiopia.org.
33
Este fungo é considerado promissor para o controle de mosca-branca em casas de
vegetação, podendo colonizar elevado número de ninfas e adultos quando as condições
climáticas são favoráveis, ou seja, umidade relativa acima de 85% e temperatura entre 20 e
25ºC (LOURENÇÃO et al.,2001).
Outro fungo promissor é o Beauveria bassiana (Figura 22). Entre os métodos de
controle biológico com este fungo, podemos citar o Inseticida microbiológico composto a
base de B. bassiana para controle da mosca-branca. Sendo este, o único inseticida
microbiológico registrado para o controle da dessa praga no Brasil. Estudos realizados, em
Piracicaba - SP avaliaram a eficácia desse inseticida, associado a outros defensivos. A
aplicação de B. bassiana em associação com o inseticida Calypso 480 SC (Neonicotinóide)
proporcionou redução de 90,7 e 83,6% no número de ninfas. Com a redução do uso dos
inseticidas, além de representar uma maior economia e menos poluição, resulta em menor
pressão de seleção para o desenvolvimento de resistência na população da praga (ALVES,
2001).
Figura 22 - B. tabaci infectada pelo inseticida microbiológico a base de Beauveria bassiana.
Fonte: www.blogdocontrolebiologico.com/2012_10_01_archive.html.
Outro fungo eficiente que causa severa epizootia em mosca-branca é do gênero
Aschersonia aleyrodis. As infecções por esse fungo ocorrem principalmente nos estágios
ninfais, já foram encontrados cerca de 23 espécies desse gênero no atacando a B. tabaci
(Figura 23) (OLIVEIRA, 2008).
Figura 23 – Infecção em ninfas de B. tabaci causadas pelo fungo Aschersonia aleyrodis.
Fonte: www.flickriver.com/photos/koppert/sets.
34
5.3
Resistência da planta ao inseto vetor
O que determina a resistência de plantas a insetos são os fatores químicos, físicos e
morfológicos que podem atuar de forma isolada ou conjunta, gerando resistência a uma
determinada praga, pode-se considerar como destaque as toxinas, redutores de digestibilidade,
tricomas, dureza da epiderme foliar e propriedades nutricionais presentes em genótipos das
plantas, proporcionando uma gama de diferentes graus de resistência (LARA, 1991).
A resistência de plantas é dividida em três tipos: antixenose (não preferência),
antibiose e tolerância. A antixenose é caracterizada pela presença de fatores químicos ou
morfológicos na planta, que afetam o comportamento do inseto durante o processo de
colonização de forma negativa. Na antibiose, a planta embora normalmente utilizada para
alimentação afeta negativamente a biologia do inseto, interferindo no seu ciclo de
desenvolvimento, reprodução e sobrevivência. Tanto a antibiose quanto a antixenose podem
realizar pressão de seleção sobre o inseto-praga, podendo levar ao desenvolvimento de
biótipos, já que ambas induzem uma resposta do inseto. Já a tolerância é a habilidade da
planta em resistir ou recuperar-se de uma injúria causada pelo inseto, sem afetar sua biologia
e o seu comportamento (CRUZ, 2015).
A tolerância é uma resposta da planta e não do inseto, motivo pelo qual ela não
impõe pressão de seleção sobre as populações do inseto, sendo considerada a mais sustentável
entre as categorias de resistência (CRUZ, 2015). Alguns genótipos têm sido indicados como
resistentes à mosca-branca, tais como:IAC-17, IAC-18, IAC-19, IAC-24, IAC-100, PI229358, BR-82 12547, D 75-10169, Coodetec 201 e BRS Barreiras, expressando antixenose
como mecanismo de resistência (VALLE et al., 2012). Os genótipos, IAC-100, IAC-19, IAC24, IAC-17 foram citados como portadores de resistência por antibiose, porém em níveis
muito baixos, sugerindo uma possível ocorrência simultânea de antixenose e antibiose nesses
materiais (CRUZ, 2015).
6
MEDIDAS DE CONTROLE DA B. TABACI
As medidas de controle para a mosca-branca (B. tabaci) e aos vírus os quais ela
transmite devem ser baseadas no manejo da cultura. Entretanto é necessário o conhecimento
de vários aspectos da biologia, ciclo de vida, migração e dispersão desse inseto, além de
características da transmissão dos vírus. Com base nesses conhecimentos podem-se
recomendar alguns manejos para o controle nos quais consistem (YUKI, 2001):
35
a) Destruir todo resto de cultura após a colheita - o ciclo da mosca-branca ocorre
somente em plantas hospedeiras; a retirada dos restos de culturas, logo após a colheita,
fará com que a população desse vetor se reduza. Deve ser sempre lembrado que os
ovos e formas jovens estão alojados nas plantas e só poderão migrar quando adultas;
b) Evitar o escalonamento da cultura – o monocultivo fará com que culturas velhas
sirvam de fonte tanto da mosca-branca como de vírus para culturas mais jovens;
c) Realizar o preparo antecipado do solo - a mosca-branca depende de plantas para
sobreviver, no entanto se o solo for preparado com antecedência e não deixar que as
plantas daninhas cresçam, haverá uma redução natural do inseto, iniciando a cultura
com uma população bem menor;
d) Evitar a proximidade de hortas caseiras às culturas - hortas caseiras são
comumente um dos principais focos, tanto da mosca-branca quanto dos vírus por ela
transmitidos. Pode-se afirmar que nelas estão as fontes permanentes do vírus e do
vetor;
e) Plantar cultivares resistentes ou tolerantes – a utilização de cultivares resistentes ou
tolerantes é uma das formas mais baratas de método de controle. Entretanto, vai
depender da preferência de cada produtor, pois nem sempre existe uma boa
combinação entre a cultivar preferida e a resistente. No entanto em épocas ou regiões
de alto risco de surtos da mosca-branca ou epidemias de vírus pode-se até pensar no
plantio de outras culturas;
f) Reduzir o período de plantio – esta é o principal método de evitar o efeito do
escalonamento. Plantando-se toda a cultura em num curto espaço de tempo, evita-se
que haja sequências de hospedeiras. Essa medida pode ser aplicada apenas em uma
propriedade ou em uma região como um todo, o que seria preferível;
g) Fazer o monitoramento constante da mosca-branca - inspecionar frequentemente,
pelo menos uma vez por semana, a cultura e pulverizar os locais onde está iniciando o
ataque, é também uma das formas de combate. A colonização da mosca-branca, em
geral, inicia-se por focos (reboleiras) dentro da cultura;
h) Aplicar corretamente os agrotóxicos - existe uma grande quantidade de inseticidas
registrados para o controle da mosca-branca e de ação bem específica (AGROFIT,
2016), que atuam diferentemente sobre ovos, ninfas ou adultos. Por esse motivo, é
necessária uma boa orientação técnica para saber o que aplicar e de acordo com o
estágio da mosca. Deve ser realizado um correto controle da praga no início da
cultura, para evitar que haja alta proliferação do meio para o final da cultura;
36
i) Controlar plantas daninhas dentro e em volta da cultura - as fontes primárias,
tanto da mosca-branca, quanto dos vírus, são as plantas daninhas e culturas vizinhas;
portanto, deve-se manter a cultura e os locais em volta sempre limpos livres de plantas
daninhas, fazendo o controle principalmente de espécies de folhas largas;
j) Evitar o trânsito de material vegetal na propriedade - muitas pragas e doenças são
introduzidas na propriedade por material vegetal trazido de fora. Deve-se evitar que
esse tipo de material vegetal entre ou transite em sua propriedade, ele pode ser vetor
de algum vírus ou praga;
l)
Nunca abandonar a cultura – quando a população dessa praga atinge níveis
elevados, quase nunca existe medida que controle e não há alternativa se não esperar
que a população venha a baixar naturalmente, influenciada por fatores climáticos, ação
de inimigos naturais, alteração da qualidade e quantidade de plantas hospedeiras.
Desse modo, o manejo adequado da cultura constitui a forma mais racional para evitar
altas populações da mosca-branca e das viroses, tanto no campo como em condições
de cultivo protegido. É claro que, quanto maior o número de medidas de controle
forem tomadas, maiores serão as possibilidades de sucesso da cultura;
m) Vazio sanitário - O vazio sanitário tem como principal função a redução da oferta de
alimentos a B. tabaci e, consecutivamente, a multiplicação e manutenção da praga.
Não é permitido o plantio durante o vazio sanitário, com excessão de alguns
produtores de sementes, que plantam mediante autorização requerida junto aos órgãos
oficiais de cada estado (EMBRAPA, 2015). O período de vazio sanitário no município
de Paragominas-PA se inicia no dia 1º de setembro e finaliza dia 30 de outubro, e o
não cumprimento da lei, acarretará a punição do produtor
(TOOGE, 2015).
por meio de multa
37
7
CONSIDERAÇÕES FINAIS
Devido ao aumento na produção de soja, e o uso indevido de defensivos agrícolas
para o controle da mosca-branca, tem-se gerado uma seleção de indivíduos cada vez mais
resistentes. Analisando a situação atual do controle dessa praga na soja, pode-se perceber que
muitos dos princípios do MIP foram abandonados e que, em geral, os agrotóxicos são usados
ao primeiro sinal do aparecimento dos insetos, e vários fatores contribuem para essa situação,
principalmente a falta de uma política governamental para o setor. Em Paragominas-Pa, é
notório a venda de alguns princípios ativos, nos quais a B. tabaci já apresenta alguma
resistência, dificultando o controle desse vetor na região. Mesmo com surgimento de novos
inseticidas, a busca por novas alternativas para um controle efetivo e sustentável dessa praga,
tem mobilizado vários cientistas na busca de cultivares resistentes, controle biológico
eficiente, dentre outros.
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