Dissertação de Fabio Silber Schmidt

INSTITUTO BIOLÓGICO
PÓS-GRADUAÇÃO
Eurhizococcus brasiliensis (HEMPEL) (HEMIPTERA: MARGARODIDAE) EM
VIDEIRA NO ESTADO DE SÃO PAULO: FLUTUAÇÃO POPULACIONAL,
DISTRIBUIÇÃO NO SISTEMA RADICULAR E AVALIAÇÃO DO NEMATOIDE
Heterorhabditis indica (RHABDITIDA: HETERORHABDITIDAE) E DE
INSETICIDAS PARA SEU CONTROLE.
FABIO SILBER SCHMIDT
Dissertação apresentada ao Instituto Biológico, da Agência
Paulista de Tecnologia dos Agronegócios, para obtenção do
título de Mestre em Sanidade, Segurança Alimentar e
Ambiental no Agronegócio.
Área de Concentração: Sanidade Vegetal, Segurança
Alimentar e o Ambiente.
Orientador: Prof. Dr. Luís Garrigós Leite
São Paulo
2012
SECRETARIA DE AGRICULTURA E ABASTECIMENTO
AGÊNCIA PAULISTA DE TECNOLOGIA DOS AGRONEGÓCIOS
INSTITUTO BIOLÓGICO
Pós-Graduação
Av. Cons. Rodrigues Alves 1252
CEP 04014-002 - São Paulo – SP
[email protected]
FOLHA DE APROVAÇÃO
FABIO SILBER SCHMIDT
Título:
Eurhizococcus brasiliensis (HEMPEL) (HEMIPTERA: MARGARODIDAE) EM
VIDEIRA NO ESTADO DE SÃO PAULO: FLUTUAÇÃO POPULACIONAL, DISTRIBUIÇÃO
NO SISTEMA RADICULAR E AVALIAÇÃO DO NEMATOIDE Heterorhabditis indica
(RHABDITIDA: HETERORHABDITIDAE) E DE INSETICIDAS PARA SEU CONTROLE.
Orientador: Prof. Dr. Luís Garrigós Leite
Dissertação apresentada ao Instituto Biológico da
Agência Paulista de Tecnologia dos Agronegócios para
obtenção do título de Mestre em Sanidade, Segurança
Alimentar e Ambiental no Agronegócio.
Área de Concentração: Sanidade Vegetal, Segurança
Alimentar e o Ambiente.
Aprovada em:
Banca Examinadora
Assinatura:
Prof. Dr. Luís Garrigós Leite
Instituição: Instituto Biológico - IB
Assinatura:
Prof. Dr. Adalton Raga
Instituição: Instituto Biológico - IB
Assinatura:
Prof. Dr. André Luiz Lourenção
Instituição: Instituto Agronômico de Campinas - IAC
AGRADECIMENTOS
A Deus, primeiramente, por ter me sustentado até agora: sem Ele, nada haveria
acontecido!
Aos meus admiráveis pais, Sidney Silber Schmidt e Marise Yoshiko Samitsu Silber
Schmidt, que sempre me apoiaram em minha carreira.
A minha amada, Mariana Bonjiorno Martins pelo apoio, incentivo, paciência e amor.
Ao meu orientador, Professor Dr. Luís Garrigós Leite, por contribuir para ampliação
da minha visão. Sua postura frente aos problemas, sua firmeza e seu amor ao trabalho e
aos estudos.
A Dra. Angela Canesin, pela amizade, ajuda e apoio.
Ao Dr. André de Klerk e Dr. Imre Foldi, pela contribuição intelectual nesta
dissertação.
Aos amigos e colegas do Laboratório de Controle Biológico, do Instituto Biológico do
Estado de São Paulo. Agradeço pelos momentos juntos, pela paciência, ensinamentos,
diversão, carinho e amizade. E principalmente pela Renata Marraschi que esteve presente
ao longo do trabalho.
Aos Srs. Irineu Vicente Biagio, Celso Luiz Borriero e Marco Antonio Biagio pela
disponibilização de suas propriedades para os estudos referentes a essa dissertação, a qual
sem eles nada seria possível.
Ao Eng. Agricola Daniel Fernando Miqueletto (Secretário da Agricultura de Louveira),
e a todos os funcionários da Secretária de Agricultura de Louveira.
Ao Eng. Agrônomo, Luiz Carlos Mollo Alarcon (CATI Louveira) e Francisco Lozano
Leonel Junior (Bayer) pela contribuição.
A prefeitura de Louveira e empresa Bayer pelo financiamento do projeto.
SCHMIDT, F.S. Eurhizococcus brasiliensis (HEMPEL) (HEMIPTERA: MARGARODIDAE) EM
VIDEIRA NO ESTADO DE SÃO PAULO: FLUTUAÇÃO POPULACIONAL, DISTRIBUIÇÃO NO
SISTEMA RADICULAR E AVALIAÇÃO DO NEMATOIDE Heterorhabditis indica (RHABDITIDA:
HETERORHABDITIDAE) E DE INSETICIDAS PARA SEU CONTROLE. Campinas-SP. 2011.
Dissertação (Mestrado em Sanidade, Segurança Alimentar e Ambiental no Agronegócio) – Instituto
Biológico.
RESUMO
A pérola-da-terra, Eurhizococcus brasiliensis é a principal praga da viticultura brasileira, podendo
provocando severos danos à cultura. O trabalho teve como objetivos: 1) Estudar a flutuação
populacional; 2) Conhecer a distribuição espacial no sistema radicular; 3) Avaliar a patogenicidade do
nematoide Heterorhabditis indica; 4) Avaliar a eficiência de inseticidas químicos. Os experimentos
foram conduzidos no município de Louveira-SP. No experimento de flutuação populacional, foram
realizados 12 levantamentos mensais, contando o número de insetos e a fase de desenvolvimento
encontrados no sistema radicular de 6 plantas escolhidas aleatoriamente, em 30 cm de raio ao redor
do caule da planta, alcançando 30 cm de profundidade. Para avaliar a distribuição da pérola-da-terra
na raiz, foram avaliadas 25 plantas - IAC 766 e 25 plantas Ripárias do Traviú. As plantas foram
arrancadas, preservando as raízes laterais e a pivotante, contando-se o número de insetos por
planta. Foram instalados 5 ensaios de campo em diferentes períodos (Janeiro, fevereiro e abril) para
avaliar a eficiência de spirotetramat + imidaclopride para o controle da pérola-da-terra, em
aplicações no tronco das plantas na forma pastosa, líquida, líquida+plástico e na forma de “drench”
ao redor das plantas em diferentes dosagens (1L, 3L e 6L/ha). Foram realizadas cinco repetições
para cada tratamento distribuídas ao acaso contendo 8 plantas cada. A avaliação foi realizada após
75 dias da aplicação contando-se o número de insetos encontrados no sistema radicular em raio de
30 cm ao redor do caule da planta, e até 30 cm de profundidade. No estudo com H. indica, foi
realizado um experimento para cada fase do inseto, tendo sido considerado 2 tratamentos, nematoide
e testemunha, em 5 repetições. O nematoide foi aplicado sobre o solo na dose de 500 JI/inseto.
Mortalidade por H. indica foi avaliada uma semana após a inoculação. Os dados obtidos foram
submetidos à análise de variância e as médias foram comparadas pelo teste de Tukey a 5% de
probabilidade. A fase de ninfa foi encontrada em outubro a fevereiro, cisto amarelo foi encontrado ao
longo do ano, cisto branco em agosto a dezembro, e os estágios sexuais móveis, em agosto a
dezembro e a fêmea imóvel, nos meses de agosto a abril. Os insetos foram encontrados
principalmente na raiz pivotante, predominando na profundidade de 10-20 cm, para ambos portasenxerto. Spirotetramat + imidaclopride em forma de pasta proporcionou 88,5% de controle. O
inseticida na forma líquida com a dose de 1L/ha, obteve melhores resultados (67,1% de redução), e
os dois últimos ensaios demonstraram que a o tratamento na forma de “drench” proporcionou melhor
resultado com 88% de controle. O nematoide apresentou-se patogênico apenas para a fase de fêmea
móvel, matando 100% dos insetos.
PALAVRA-CHAVE: Ecologia, nematoides entomopatogênicos, dinâmica populacional e praga de
solo.
SCHMIDT, F.S. Eurhizococcus brasiliensis (Hempel) (Hemiptera: Margarodidae) IN VINE IN THE
STATE OF SÃO PAULO: POPULATION FLUCTUATION, DISTRIBUTION SYSTEM ROOT AND
EVALUATION OF NEMATODE Heterorhabditis indica (RHABDITIDA: HETERORHABDITIDAE) AND
INSECTICIDES FOR CONTROL. Campinas-SP. 2011. Dissertation (Mestrado em Sanidade,
Segurança Alimentar e Ambiental no Agronegócio) – Instituto Biológico.
ABSTRACT
The ground pearl Eurhizococcus brasiliensis is the major pest of viticulture in Brazil, which
can cause severe damage to vineyards. The study aimed to: 1) study the dynamic
population, 2) the distribution of-pearl in the land of the vine root system, 3) evaluate the
pathogenicity of Heterorhabditis indica and 4) evaluate the effectiveness of chemical
insecticides. All tests were performed in the municipality of Louveira-SP, Brazil. In the
fluctuation assay, 12 surveys were conducted, and in each assessment were counted the
number of insects found in the root system of six randomly chosen plants. The soil was
excavate at 30 cm radius around the plant stem, reaching 30 cm deep. To evaluate the
distribution of land-pearl in the root, were evaluated 25 plants of IAC 766 - and 25 plants of
Riparia do Traviu. The plants were uprooted, while preserving the lateral roots at a distance
of at least 60 cm in radius, and root pivoting in at least 60 cm deep, was made after counting
the number of insects present on lateral roots and root taproot. We installed field trials in five
different periods (January, February and April) to evaluate the efficiency of spirotetramat +
imidacloprid products for controlling land-pearl, by applications in the trunk of the plants as
sludge, liquid, liquid + plastic in the form of "drench" around the plants at different dosages
(1L, 3L and 6L/ha). There were five replicates for each treatment randomly allocated to each
containing eight plants. The evaluation was performed after 75 days of the application by
counting the number of insects found in the root radius of 30 cm around the stem of the
plant, and up to 30 cm deep. In the study of nematode, an experiment was conducted for
each stage of the insect, having been considered two treatments, nematodes, and witness,
in five repetitions. The nematode was applied to the soil at a dose of 500 JI / insect. Mortality
by the H. indica were performed one week after inoculation. The data were subjected to
analysis of variance and means were compared by Tukey test at 5% probability. The
nymphal stage was found from October to February, the cyst yellow throughout the year, the
white cyst from August to December, and bisexual mobile stage from August to December
and female property from August to April. The insects were mostly found at the root pivot,
predominantly at a depth of 10-20 cm for both rootstocks. Spirotetramat + imidacloprid in
paste form provided 88.5% control. The insecticide liquid form at a dose of 1L/ha achieved
better results (67.1% reduction), and two recent studies showed that treatment in the form of
"drench" provided better results with 88% of control. The pathogenic nematode presented
only for the female mobile phase, killing 100% of the insects.
KEY WORDS: Ecology, entomopathogenic nematode, population dynamic, underground
pest.
LISTAS DE FIGURAS
Figura 01 - Ninfa de primeiro instar da linhagem fêmea de E. brasiliensis: A, antena;
B, três pares de cerdas longas medianas sobre o tórax; C, espiráculo
torácico; D, cerda dorsal; E, dois pares de cerdas de cicatrizes ventrais
medianas sobre o tórax; F, cerda sobre a margem; G, estrutura anal; H,
segundo espiráculo abdominal; I, último espiráculo abdominal; J, perna
protorácica, fêmur com a parte distal mais larga. Fonte: (FOLDI, 2005).....
8
Figura 02 - Fêmea adulta de E. brasiliensis: A, antena de ambos os lados; B,
espiráculo torácico com detalhe do poro na base do átrio; C, seta dorsal
e ventral; D, espinho dorsal e ventral; E, tubo anal, abertura anal
associada com a placa esclerotizada; F, disco em poro multilocular sobre
a parte final do abdômen; G, perna metatorácica; H, espiráculo torácico;
I, perna protorácica; J, apófise esternal metatorácica. Fonte: (FOLDI,
2005............................................................................................................
11
Figura 03 - Estágios sucessivos de desenvolvimento do macho de E. brasiliensis e
o respectivo período de ocorrência no Estado do Rio Grande do Sul.
Adaptado de FOLDI (1990)..........................................................................
13
Figura 04 - Área de produção de uva Niágara, onde foi realizado o ensaio de
flutuação populacional.................................................................................
18
Figura 05 - Escavação do solo à procura de insetos....................................................
18
Figura 06 - Retirada da planta do solo.........................................................................
19
Figura 07 - Aplicação na forma de pincelamento.........................................................
20
Figura 08 - Aplicação na forma de “drench”................................................................
20
Figura 09 - Aplicação na forma de líquido no tronco....................................................
21
Figura 10 - Ocorrência sazonal do cisto amarelo de Eurhizococcus brasiliensis, em
vinhedo comercial do município de Louveira, SP, em 2008 e 2009............
25
Figura 11 - Ocorrência sazonal do cisto branco de Eurhizococcus brasiliensis, em
vinhedo comercial do município de Louveira, SP, em 2008 e 2009............
27
Figura 12 - Ocorrência sazonal dos estágio sexuais móveis de Eurhizococcus
brasiliensis em vinhedo comercial do município de Louveira, SP, em
2008 e 2009.................................................................................................
28
Figura 13 - Temperatura e precipitação pluviométrica para o município de Louveira,
SP, Brasil, em 2008 e 2009.........................................................................
Figura 14 - Ocorrência sazonal de fêmea imóvel de Eurhizococcus brasiliensis em
28
vinhedo comercial do município de Louveira, SP, em 2008 e 2009............
30
Figura 15 - Ocorrência sazonal de ninfa móvel de Eurhizococcus brasiliensis em
vinhedo comercial do município de Louveira, SP, em 2008 e 2009............
31
Figura 16 - Ciclo biológico de Eurhizococcus brasiliensis em videira no município de
Louveira, SP ...............................................................................................
32
Figura 17 - Redução populacional de Eurhizococcus brasiliensis e densidade
populacional (insetos/planta), em plantas tratadas com Movento plus
(spirotetramat + imidaclopride) através do “drench” (Mov D) sobre o solo,
e na forma de pasta ao redor do tronco da planta (Mov P), e com o
inseticida químico Actara 250WG (tiametoxan) aplicado na forma de
pasta ao redor do tronco da planta (Act P), Louveira, SP, Janeiro a Março
de 2010........................................................................................................
37
Figura 18 - Redução populacional de Eurhizococcus brasiliensis e densidade
populacional (insetos/planta), em plantas de videira tratadas com
Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado na forma de pasta
e líquida ao redor do tronco da planta, usando-se a dose de 1 mL
p.c./planta, Louveira, SP, Abril e Julho de 2010..........................................
38
Figura 19 - Redução populacional de Eurhizococcus brasiliensis e densidade
populacional (insetos/planta) em plantas tratadas com Movento plus
(spirotetramat + imidaclopride aplicad) na forma de pasta e líquida ao
redor do tronco da planta, usando-se as doses de 0,16 e 0,5 mL
p.c./planta. Louveira, SP, Abril a Julho de 2010..........................................
39
Figura 20 - Redução populacional de Eurhizococcus brasiliensis e densidade
populacional (insetos/planta) em plantas de videira tratadas com
Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado na forma de
“drench”, líquido no tronco e líquido no tronco+plástico ao redor do tronco
da planta, usando-se as doses 1 mL/planta (% de controle). Louveira,
SP, Janeiro a Abril de 2011.........................................................................
41
Figura 21 - Redução populacional de Eurhizococcus brasiliensis e densidade
populacional (insetos/planta) em plantas tratadas com Movento plus
(spirotetramat + imidaclopride) aplicado na forma de “drench”, líquido no
tronco e líquido no tronco+plástico ao redor do tronco da planta, usandose as doses 1 mL p.c./planta. Louveira, SP, Fevereiro a Março de 2011...
42
Figura 22 - Juvenis infectivos do nematóide Heterorhabditis indica. IBCB n05
aglomerados sobre o dorso das ninfas de primeiro instar de E.
brasiliensis...................................................................................................
43
Figura 23 - Fêmea móvel da pérola-da-terra morta pelo nematóide Heterorhabditis
indica. IBCB n05..........................................................................................
44
LISTAS DE TABELAS
Tabela 1 - Produção de uvas no Brasil, em toneladas....................................................
2
Tabela 2 - Área plantada de videiras no Brasil, em hectares..........................................
2
Tabela 3 - Principais famílias, espécies e nomes comuns das plantas hospedeiras de
E. brasiliensis.................................................................................................
5
Tabela 4 - Inseticidas recomendados para o controle da pérola-da-terra E.
brasiliensis na cultura da videira....................................................................
16
Tabela 5 - Flutuação populacional (inseto/planta ± EP) de Eurhizococcus brasiliensis
nos estágios de cisto amarelo, cistos brancos, estágios bissexuais móveis,
fêmea adulta imóvel, e ninfas móveis, em vinhedo no município de
Louveira, SP, em 2008 e 2009.......................................................................
26
Tabela 6 - Distribuição de Eurhizococcus brasiliensis em diferentes profundidades do
solo ao redor das raízes primárias de plantas de videira. Louveira, SP,
Janeiro a Março de 2010. Vinte e cinco plantas a partir de cada campo
foram examinadas..........................................................................................
33
Tabela 7- Distribuição de Eurhizococcus brasiliensis (número de insetos/planta ± SE)
nas raízes laterais de videiras. Louveira, SP, Fevereiro a Março de 2010.
Vinte e cinco plantas a partir de cada campo foram examinadas..................
34
Tabela 8 - Número insetos/planta de Eurhizococcus brasiliensis em plantas tratadas
com o inseticida químico Movento plus (spirotetramat + imidaclopride)
aplicado através do “drench” sobre o solo, e na forma de pasta ao redor do
tronco da planta, e com o inseticida químico Actara 250WG (tiametoxam)
aplicado na forma de pasta ao redor do tronco da planta. Louveira, SP,
Janeiro a Março de 2010...............................................................................
36
Tabela 9 - Número de insetos na planta de Eurhizococcus brasiliensis em plantas de
videira tratadas com Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado
na forma de pasta e líquida ao redor do tronco da planta, usando-se a
dose de 1 mL p.c./planta. Louveira, SP, Abril a Julho de 2010.................
38
Tabela 10 - Número de insetos por planta de Eurhizococcus brasiliensis em plantas
tratadas com Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado na
forma de pasta e líquida ao redor do tronco da planta, usando-se as doses
de 0,16 e 0,5 mL do p.c./planta. Louveira, SP, Abril a Julho de 2010....
Tabela 11 - Número de insetos/planta de Eurhizococcus brasiliensis em plantas
tratadas com Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado na
forma de “drench”, líquido tronco+plástico e líquido no tronco usando-se a
39
dose de 1ml p.c./planta. Louveira, SP, Janeiro a Abril de 2011....................
40
Tabela 12 - Número insetos/planta de Eurhizococcus brasiliensis em plantas tratadas
com Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado na forma de
“drench”, líquido tronco+plástico e líquido no tronco usando-se a dose de
1ml p.c./planta. Louveira, SP, Fevereiro a Março de 2011............................
41
SUMÁRIO
AGREDECIMENTOS…………………………………………………………………………..
iii
RESUMO………………………………………………………………………………………..
iv
ABSTRACT……………………………………………………………………………………..
vi
LISTAS DE FIGURAS…………………………………………………………………………
viii
LISTAS DE TABELAS………………………………………………………………………...
xi
1.
INTRODUÇÃO…………………………………………………………………………
01
2.
REVISÃO DA LITERATURA…………………………………………………………
02
2.1.
Viticultura.......................................................................................................
02
2.2.
Histórico da praga e distribuição geográfica..................................................
03
2.3.
Dispersão.......................................................................................................
06
2.4.
Biologia e ciclo vital........................................................................................
07
2.5.
Sintomas e danos..........................................................................................
14
2.6.
Monitoramento...............................................................................................
14
2.6.1. Avaliação da presença da praga...................................................................
14
2.7.
3.
Métodos de controle.......................................................................................
14
2.7.1. Controle químico...........................................................................................
14
2.7.2. Controle biológico.........................................................................................
16
2.7.3. Controle cultural e porta-enxerto resistente..................................................
17
MATERIAL E MÉTODOS…………………………………………………………….
18
3.1.
Flutuação populacional…………………………………………………………..
18
3.2.
Distribuições na raiz da videira......................................................................
19
3.3.
Eficiência de spirotetramat + imidaclopride (Movento Plus ®)......................
19
3.3.1. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado como “drench” e
pincelamento............................................................................................
20
3.3.2. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado ao redor do tronco da
planta na forma de pasta no tronco e líquido no tronco ..........................
21
3.3.3. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado na forma de “drench”,
4.
líquido no tronco e líquido no tronco + plástico........................................
22
3.4.
Patogenicidade do nematoide Hererorhabditis indica................................
23
3.5.
Análise dos resultados...................................................................................
24
RESULTADOS E DISCUSSÃO……………………………………………………...
24
4.1.
Flutuação populacional…………………………………………………………...
24
4.1.1. Cisto amarelo……………………………………………………………………..
24
4.1.2. Cisto branco……………………………………………………………………….
27
4.1.3. Estágios sexuais móveis..........................................................................
27
4.1.4.
29
Fêmea imóvel..............................................................................................
4.1.5.
Ninfa móvel..................................................................................................
30
4.2.
Distribuições na raiz da videira......................................................................
32
4.3.
Eficiência de movento plus............................................................................
36
4.3.1. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado como “drench” e
pincelamento.........................................................................................
36
4.3.2. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado ao redor do tronco da
planta na forma de pasta e líquida......................................................
37
4.3.3. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado na forma de “drench”
líquido e líquido+plástico...............................................................................
4.4.
40
Patogenicidade do nematoide Heterorhabditis indica...............................
43
5.
CONCLUSÃO………………………………………………………………………….
44
6.
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS………………………………………………...
45
1.
INTRODUÇÃO E JUSTIFICATIVA
A pérola-da-terra Eurhizococcus brasiliensis (Hempel) Wille, 1922 (Hemiptera:
Margarodidae) está associada com muitas plantas cultivadas, e pode desenvolver grandes
infestações em densas agregações nas raízes de plantas hospedeiras (FOLDI, 2005). A
espécie é considerada a mais importante praga da viticultura brasileira, podendo provocar
severos danos às vinhas, que vai desde o definhamento progressivo da planta, murcha e
queda das folhas, com redução da produção, até a morte (BOTTON et al., 2004).
O inseto somente é prejudicial na fase de ninfa (primeiro, segundo e terceiro
instares), visto que os adultos são desprovidos de aparelho bucal (BOTTON et al., 2004).
Uma vez estabelecida no parreiral, o controle da pérola-da-terra é uma espécie de difícil
controle, tendo em vista que sua habilidade de resistir a altas temperaturas, baixa umidade e
o pouco conhecimento sobre sua bioecologia (BOTTON et al., 2004). O desenvolvimento de
cistos aliado ao hábito subterrâneo do inseto tornam os métodos convencionais de controle
praticamente inócuos (SORIA; GALLOTTI, 1986).
Dessa forma, são justificáveis estudos que busquem o desenvolvimento de métodos
de controle para minimizar o impacto econômico de E. brasiliensis sobre a cultura da videira.
Dentro desse contexto, pesquisas têm sido conduzidas visando avaliar a eficácia de alguns
produtos químicos (HICKEL et al., 2001; TEIXEIRA et al., 2002), o potencial de
entomopatógenos como o fungo Paecilomyces fumosoroseus (CARNEIRO et al., 1994), o
nematóide Steinernema carpocapsae (HICKEL; SCHIMITT, 1997), e o efeito de variedades
de videira resistentes (HAJI et al., 2004) contra a pérola-da-terra, porém, sem resultados
conclusivos ou necessitando de complementações de testes de campo.
Informações sobre a dinâmica populacional da pérola-da-terra na cultura da videira e
sobre a distribuição do inseto na raiz podem contribuir para a implementação de estratégias
de controle
Objetivo geral deste trabalho foi fornecer subsídios para o manejo integrado da
pérola-da-terra no Estado de São Paulo através dos estudos de: flutuação populacional e
distribuição da pérola-da-terra no sistema radicular da videira; avaliar a eficiência dos
inseticidas spirotetramat + imidaclopride a campo e do nematoide Heterorhabditis indica em
laboratório.
2.
REVISÃO DA LITERATURA
2.1.
Viticultura
No Brasil, a viticultura tem se tornado um importante ramo da fruticultura, cuja
produção encontra-se concentrada nas regiões Sul, Sudeste e Nordeste com destaque para
os Estados do Rio Grande do Sul, São Paulo, Santa Catarina, Paraná, Pernambuco e Minas
Gerais. A uva é cultivada principalmente com duas finalidades: produção de sucos e
fermentados e consumo “in natura” (MELLO, 2010).
Tabela 1. Produção de uvas no Brasil, em toneladas.
Estado
Pernambuco
Bahia
Minas Gerais
São Paulo
Paraná
Santa Catarina
Rio Grande do Sul
Brasil
Ano
2007
170.326
120.654
11.995
193.023
99.180
54.554
705.228
1.394.960
2008
162.977
101.787
13.711
184.930
101.500
58.330
776.027
1.399.262
2009
158.515
90.508
11.773
177.934
102.080
67.546
737.363
1.345.719
2010
168.225
78.283
10.590
177.538
101.900
66.214
692.692
1.295.42
Fonte: IBGE 2011
A produção nacional da videira ficou em torno de 1.300.000 toneladas em 2010
(Tabela 1), numa área plantada de 83.718 hectares (Tabela 2). O estado do Rio Grande do
Sul representa mais da metade da produção nacional de uva, seguido do estado de São
Paulo, o maior produtor brasileiro de uva de mesa, com 9.750 hectares de área plantada e
produção de 177.538 toneladas de uva (Tabelas 1 e 2) (IBGE, 2011).
Tabela 2. Área plantada de videiras no Brasil, em hectares.
Ano
Estado
2007
2008
2009
Pernambuco
7.137
7.083
7.104
Bahia
4.096
4.376
3.724
Minas Gerais
878
911
854
São Paulo
11.039
10.717
9.750
Paraná
5.700
5.800
5.800
Santa Catarina
4.915
4.836
4.397
Rio Grande do Sul
48.428
49.819
50.415
Brasil
84.220
83.542
82.584
2010
8.801
3.273
853
9.750
5.800
5.052
50.389
83.718
Fonte: IBGE 2011
Em 2010 houve uma queda de 3,74% na produção de uvas na maioria dos Estados
brasileiros em comparação ao ano de 2009 (Tabela 1). Em 2009, a crise mundial refletiu
fortemente na produção de uvas de mesa, sendo que alguns produtores abandonaram parte
dos vinhedos. Em 2010, fatores climáticos desfavoráveis, especialmente nas áreas de
produção de uvas para vinhos, resultaram em menor produção (MELLO, 2010).
Mais recentemente, a viticultura tem se desenvolvido em regiões mais quentes,
principalmente nos estados de Minas Gerais, Bahia e Pernambuco, onde a chamada
viticultura tropical irrigada vêm ganhando cada vez mais importância no cenário da
fruticultura brasileira de mesa. Esses estados contribuíram com cerca de 15% da produção
nacional em 2010 em uma área colhida de 11.538 hectares (IBGE, 2011).
O estado de São Paulo apresenta uma expressiva produção de uvas, destinado
basicamente ao consumo in natura, concentrada na regiões leste e sudoeste, abrangendo
as cidades de Jundiaí, Vinhedo, Louveira, Indaiatuba, Sorocaba e São Miguel do Arcanjo, e
também em Jales , região norte do estado. (MELLO, 2010; ABE, 2008).
No estado de São Paulo merece destaque a cidade de Louveira apresentando uma
área cultivada de 652 ha, formada por propriedades familiares (PREFEITURA MUNICIPAL
DE LOUVEIRA, 2008).
Em videira já foram relatadas aproximadamente 160 espécies de insetos pragas,
porém, poucas delas atingem a situação de praga que exija a adoção de medidas de
controle (SILVA et al., 1967). Nos últimos anos, devido à necessidade crescente de uvas
principalmente para processamento, muitos produtores têm implantado novos parreirais e
estão encontrando limitações de ordem fitossanitária, que praticamente inviabilizam o cultivo
em determinadas áreas. Nessa situação, Eurhizococcus brasiliensis (Hempel) (Hemiptera:
Margarodidae) Wille, 1922, é considerado a mais importante praga da videira, causando
severos danos às vinhas e tem sido responsável pelo declínio e morte de videiras de
centenas de hectares (FOLDI; SORIA, 1989; BOTTON et al. , 2003), nos Estados do Rio
Grande do Sul ,Santa Catarina, Paraná, São Paulo, Pernambuco e Bahia.
2.2.
Histórico da praga e distribuição geográfica
Eurhizococcus brasiliensis tem ocorrência restrita ao Brasil, abrangendo a região sul
do país e os estados de São Paulo e Pernambuco (HAJI et al., 2004).
Sua presença foi constatada pela primeira vez no país em 1921, no Estado do Rio
Grande do Sul, município de Santa Maria (FIGUEIREDO JUNIOR, 1970). A espécie foi
identificada inicialmente como Margarodes brasiliensis Hempel, 1922, sendo posteriormente
transferida por Silvestri (1936) para o gênero Eurhizococcus.
Em 1964, foi descrita atacando raízes de videira em Caxias do Sul, RS, principal
região produtora do Rio Grande do Sul (DAL CONTE, 1979)
No Rio Grande do Sul, sua distribuição estendeu-se principalmente à região
vitivinícola da Serra Gaúcha, onde está implantada a maior área de vinhedos do país
(SORIA, 1986). Em Santa Catarina, ocorre na microrregião colonial do rio do Peixe (MATOS
& SCHUCK, 1988). No Paraná foi registrada no município de Rio Negro (FIGUEIREDO
JÚNIOR, 1970) e Curitiba (GALLOTTI, 1976).
Em 1987 foi descrita uma nova espécie de pérola-da-terra, encontrada em
Veranópolis, região serrana do Rio Grande do Sul, sendo denominada Margarodes soriae
(FOLDI, 1987). Um ano após, porém, constatou-se que a nova espécie era, na verdade, prépupa de machos de E. brasiliensis observadas pela primeira vez (SORIA et al., 1990).
Em São Paulo, E. brasiliensis foi constatada pela primeira vez em 1960, infestando
cana-de-açúcar no município de Santa Rita do Passa Quatro (MARICONI, 1963;
MARICONI; ZAMÍTH, 1973). Em 1970 e 1978 foi registrada sua ocorrência em videira, no
município de São Miguel Arcanjo (FIGUEIREDO JÚNIOR, 1970) e em raízes de figueira,
pessegueiro, pereira, macieira, ameixeira, nespereira e videira, no município de Guareí,
respectivamente (NOVO, 1978). Ao final de 1986 foi observada em vinhedo de Niagara
Rosada situado no Bairro da Abadia, município de Louveira (LOURENÇÃO et al., 1989).
No estado de Pernambuco, E. brasiliensis foi registrada em 1942 e 1968. Em 1946,
foi constatada em cana-de-açúcar, nas proximidades de Recife, porém, posteriormente, este
coccídeo recebeu o nome de Margarodes carvalhoi Costa Lima, 1950. Em junho de 2000,
no Vale do São Francisco, foi registrado pela primeira vez a ocorrência de E. brasiliensis em
área de videira em Petrolina (HAJI et al., 2004).
Para o controle da pérola-da-terra, torna-se necessário conhecer quais são os
hospedeiros alternativos. Parece não haver preferência por determinada espécie de planta
ou família (GALLOTTI, 1976), sendo que, existem plantas que sofrem mais que outras
quando a praga está presente (SORIA; GALLOTTI, 1986).
Figueiredo Junior (1970) destacou, com base na literatura, as seguintes plantas
hospedeiras: aboboreira, aipim, alface, almeirão, amendoim, ameixeira, azedinha, batatadoce, batatinha, cana-de-açúcar, capim-folha-larga, cardo, carqueja, caruru bravo, cenoura,
chicória, chuchuzeiro, crisântemo, dália, erva-lanceta, figueira cultivada, gardênia, guaxuma,
jasmineiro do cabo, língua-de-vaca, macieira, mandioca, marmeleiro, melancia, nabiça,
nogueira, pepino, pereira, pessegueiro, quiabeiro, rabanete, romãzeira, roseira, Salix sp.,
salsa, sálvia, vassourinha e videira.
Soria e Gallotti (1986) deram destaque à hospedeiros que devem ser evitados em
plantios próximos à vinhedos: abóbora, melancia, pepino, moranga, rosa, melão e
mandioca, sálvia, salsa e camomila, ameixa, goiaba, amora, cereja-européia, pinheiro,
nogueira-européia, nogueira-pecan, castanha-portuguesa e figueira.
Foram relacionadas, aproximadamente 79 espécies vegetais como hospedeiras de
E. brasiliensis (SORIA; GALLOTTI, 1986; KALVELAGE, 1987; SORIA, 1989; BOTTON et al.,
2004) (Tabela 3).
Tabela 3. Principais famílias, espécies e nomes comuns das plantas
hospedeiras de E. Brasiliensis
Nome comum
Nome cientifico
Aboboreira
Açucena
Curcubita SP
Açucena-de-jardim
Hippeastrum vittatum Herb
Alecrim
Rosmarinus officinalis
Alface
Lactuca sativa
Alfafa
Medicago sativa
Almeirão
Cichorium intybus
Amarílis
Hippeastrum hybridum
Ameixeira
Prunus salicina
Amendoim
Arachis hypogaea
Amora
Morus spp.
Amica-do-mato
Solidago microglossa
Assa-peixe
Vemonia polyanthes
Azedinha
Oxalis articulata
Batata-doce
Ipomoea batatas
Batatinha
Solanum tuberosum
Camomila
Matricaria camomilla
Cana-de-açúcar
Saccharum spp.
Capim-de-folha-larga
Digitaria sp.
Carqueja
Baccharis genistelloides
Caruru-bravo
Phytolacca decandra
Castanheira-portuguesa
Castanea vesca
Cenoura
Daucus carota
Cereja
Prunus cerasus
Chicória
Cichorium endívia
Chorão
Salix humboldtiana
Chuchuzeiro
Sechium edule
Cinamomo
Melia azedarach
Cipó-de-veado
Convolvulus ottonis
Cravo
Dianthus caryophyllus
Crisântemo
Dendranthema morifolium
Dália
Dahlia sp.
Erva-de-bicho
Polygonium acre
Erva-doce
Pimpinella anisum
Amarillys SP
Tabela 3. Continuação
Nome comum
Erva-mate
Eucalipto
Figueira-comum
Funcionária
Gardênia
Gerânio
Girassol
Goiabeira
Goiabeira-serrana
Guanxuma
Jasmim-do-cabo
Língua-de-vaca
Lírio-do-brejo
Macieira
Mamoeiro
Mandioca
Marmeleiro
Melancia
Melão
Milho
Morangueiro
Nabiça
Nabo
Nogueira-da-índia
Nogueira-pecã
Palmeira
Pepino
Pereira
Pessegueiro
Pinheiro
Poaia-branca
Quiabeiro
Quína
Quivizeiro
Rabanete
Radici
Romãzeira
Roseira
Salsa
Sálvia
Sempre-noiva
Soja
Uva-do-japão
Vassoura
Videira
Nome cientifico
Ilex paraguayensis
Eucalyptus spp.
Ficus carica L.
Gazania ringens
Gardenia jasminoides
Pelargonium zonale
Helianthus annuus
Psidium guajava
Feijoa sellowiana
Sida rhombifolia
Gardenia jasminoides
Chaptalia nutans
Hedychium coronarium
Malus spp.
Carica papaya
Manihot esculenta
Cydonia oblonga
Citrullus lanatus
Cucumis melo
Zea mays
Fragania ananassa
Raphanus raphanistrum
Brassica campestris
Juglans regia
Carya illinoensis
Syangrus romanzoffiana
Cucumis sativus
Pyrus spp;
Prunus pérsica
Araucaria angustifólia
Richardia brasiliensis
Hibiscus esculentus
Solanum pseudoquina
Actinidia deliciosa
Raphanus sativus
Punica granatum
Rosa spp.
Petroselinum crispum
Salvia splendens
Helichrysum sp.
Glycine Max
Hobenia dulcis
Baccharis sp.
Vitis sp.
Adaptação: (SORIA; GALLOTTI, 1986; KALVELAGE, 1987; SORIA; MORAES, 1989;
BOTTON et al., 2004)
2.3.
Dispersão
A fase dispersante da praga se inicia com o rompimento do cisto repleto de ninfas, as
quais têm a capacidade de percorrer curtas distâncias dentro do solo (SORIA; GALLOTTI,
1986). A dispersão da pérola-da-terra pode ocorrer através do seu transporte: sapatos,
implementos agrícolas (arados, grades, enxadas e outros), mudas enraizadas infestadas
pela praga e água de enxurrada (MARICONI; ZAMITH, 1973; HICKEL, 1994).
A formiga Linepithema humile (Mayr) se associa mutualisticamente aos cistos da
pérola-da-terra, em busca das excreções açucaradas da cochonilha. Esta associação
(protocooperação) resulta no aumento da dispersão (forese) da praga no parreiral, pois as
formigas coletam e transportam as ninfas móveis recém eclodidas, segurando-as entre as
mandíbulas, pela protuberância dorsal do corpo (HICKEL, 1994; GALLOTTI, 1976). As
ninfas da pérola-da-terra encontram nos formigueiros de L. humile condições ideais para
sobrevivência porque as formigas ao escavarem o solo nas raízes das plantas, onde se
encontra a pérola-da-terra, abrem inúmeras galerias, proporcionam vários sítios de
infestação e protegem a cochonilha do ataque de inimigos naturais (HICKEL, 1994).
Segundo Botton et al. (2003), quando as formigas não estão presentes, os cistos ficam
incrustados com fungos que se desenvolvem sobre os excrementos açucarados presentes
na superfície do corpo.
No estado do Rio Grande do Sul, além de L. humile (Mayr), as seguintes espécies de
formigas estão associadas à pérola-da-terra na cultura da videira (Soria et al., 1997):
Dorymyrmex sp., Brachymyrmex sp., Camponotus blandus (Smith), C. crassus (Mayr), C.
melanoticus (Emery), C. renggeri (Emery), C. rufipes (Fabricius), Camponotus sp.,
Paratrechina fulva (Mayr), Crematogaster sp., Pheidole aberrans (Mayr), P. megacephala
(Fabricius), P. triconstricta (forel), Solenopsis saevissima (Smith); Wasmannia autopunctata
(Roger), Hypoponera sp., Prionopelta sp., Pseudomyrmex sp. (BOTTON et al., 2003). Dada
a importância dessa relação, o controle de formigas deve fazer parte das estratégias para
manejo da pérola-da-terra (HICKEL, 1994).
2.4.
Biologia e Ciclo de vida
Durante 68 anos a partir da descrição de Hempel [in Wille (1922)], E. brasiliensis foi
considerada uma espécie com reprodução apenas partenogenética. Com a descoberta do
macho adulto em novembro de 1988, por C. A. de Klerk, E. brasiliensis passou a ser
considerada espécie de reprodução partenogenética telítoca facultativa, apresentando uma
geração por ano na cultura de videira (FOLDI, 1990).
O desenvolvimento pós-embrionário de fêmeas consiste em quatro estágios (ninfas
de primeiro, segundo e terceiro ínstares e a fêmeas). As ninfas de primeiro ínstar recém
eclodidas pressionam e rompem a parede do cisto branco e se dispersam, possuem a cor
amarelo-pálida, formato circular e caminham ativamente a procura por hospedeiros para se
estabelecer e se alimentar, após se fixarem na raiz da planta, essa fase dá início à
construção de uma carapaça protetora ao redor de seu corpo (FOLDI; SORIA, 1989). A
partir da criação de pérola-da-terra sobre beterraba, em laboratório, Monteiro e Soria (1996)
observaram que as ninfas móveis medem em média, 0,9 mm de diâmetro, assumem a
forma globosa após a sucção do suco de beterraba e desde os primeiros dias eliminam o
excesso de substâncias absorvidas, formando uma gota sobre o dorso que servir de
alimento para as formigas L. humile encontradas no campo junto às colônias do inseto. Em
laboratório, na ausência de formigas, ocorreu a formação de uma camada de resíduos sobre
a extremidade anal.
Na fase de ninfa móvel (Figura 1), o tegumento apresenta elasticidade. Não há
evidência de troca do exoesqueleto e as pernas vão se atrofiando gradualmente. Após a
primeira ecdise que ocorre aproximadamente 60 dias após a eclosão (DAE), a ninfa de
primeiro ínstar tem aproximadamente 2 mm de diâmetro, e se observa uma camada fina se
desprendendo. A ninfa no segundo estágio assume a forma quistóide (MONTEIRO; SORIA,
1996).
Figura 1. Ninfa de primeiro ínstar de E. brasiliensis: A, antena; B, três pares de
cerdas longas medianas sobre o tórax; C, espiráculo torácico; D, cerda dorsal; E, dois pares
de cerdas de cicatrizes ventrais medianas sobre o tórax; F, cerda sobre a margem; G,
estrutura anal; H, segundo espiráculo abdominal; I, último espiráculo abdominal; J, perna
protorácica, fêmur com a parte distal mais larga. Fonte: FOLDI (2005).
As ninfas de segundo ínstar tem as pernas atrofiadas, continuam a se alimentar
ativamente e permanecem no interior da cutícula que se converte numa cápsula protetora
(BOTTON et al., 2004; SORIA; DAL CONTE, 2005). A segunda ecdise ocorre entre 140 e
160 DAE, quando a ninfa apresenta aproximadamente 4 mm de diâmetro. Nessa fase, a
exúvia fica sobre o novo tegumento formando placas bem visíveis e a ninfa apresenta a
coloração amarelo-pálida. A exúvia permanece intimamente ligada à nova cutícula e,
aparentemente, os espaços vazios são complementados por cera e solução rica em
minerais originada da sucção contínua, dando origem à uma crosta resistente que forma o
cisto amarelo (MONTERIO; SORIA, 1996).
A ninfa de terceiro instar possui o formato globoso, coloração amarela brilhante,
sendo denominada pérola-da-terra (cisto amarelo). A sobreposição de exuvias ninfais ao
redor do inseto é que dá origem ao brilho perolado opaco típico da pérola-da-terra (SORIA;
DAL CONTE, 2005).
A carapaça protetora é formada por glândulas que produzem filamentos de cera que
atravessam a carapaça protetora e são liberados na superfície do corpo por discos de poros,
formando um depósito pulverulento que previne o inseto contra a perda de água, condições
adversas, funcionando como uma barreira contra ação dos inseticidas, inimigos naturais e
microrganismos entomopatogênicos (GULLAN; KOSZTARAB, 1997).
As ninfas alimentam-se dos nutrientes obtidos dos tecidos vasculares ou de células
de parênquima da raiz por meio de peças bucais modificadas para sugar. A mandíbula e as
maxilas são modificadas em estiletes que são interligados dentro de um único
compartimento para formar o canal alimentar e o canal salivar. A seiva sugada é rica em
carboidratos, pobre em aminoácidos e compostos nitrogenados. A parte anterior e posterior
do intestino se conectam por uma modificação do epitélio, direciona o excesso de açúcar e a
água do alimento para o reto. Este excedente produz o fluído excretado que serve para a
construção da sua carapaça que assegura a proteção contra condições ambientais
adversas. A ninfa de primeiro instar se instala sobre a planta com a cabeça para baixo e o
ânus para cima. Após o início do processo de alimentação, gotículas do liquido excretado
são expelidas através do ânus para a parte posterior do corpo e lentamente vai se
solidificando. O liquido excretado continua a ser regularmente exsudado e progressivamente
cobre todo o corpo. A ninfa de segundo ínstar continua a formar novas camadas que se
colocam abaixo da última camada formada e sobre o tegumento do inseto. As camadas
algumas vezes são rompidas devido ao crescimento da ninfa e as gotículas são então
fundidas sobre a superfície externa. O corpo torna-se gradativamente coberto por 5 a 30
camadas. Cada nova camada é resultante da fusão de numerosas gotículas e o produto
final corresponde à uma estrutura amorfa de espessura que varia de 5 a 100 µm. A
observação ao microscópio ótico mostra que o líquido excretado corresponde a uma
substância viscosa (FOLDI, 2005).
O cisto amarelo é uma forma resistente à perda de água, aos fatores ambientais
(altas temperaturas, baixa umidade) e nutricionais desfavoráveis, e aos inimigos naturais
(SORIA; GALLOTTI; 1986; GULLAN; KOSZTARAB, 1997).
A terceira ecdise aparentemente ocorre dentro do cisto, não sendo possível
identificar a exúvia; entretanto, o cisto aumenta consideravelmente de tamanho, alcançando
7 mm aos 270 DAE, dando origem às fêmeas móveis (MONTERIO; SORIA, 1996). Nessa
fase, o cisto tem a parede protetora delicada e, externamente, apresenta-se esbranquiçado
sendo chamado de cisto branco.
As fêmeas móveis rompem o cisto e sobem à superfície para o acasalamento
(reprodução sexuada), voltando em seguida para o interior do solo. Fêmeas móveis podem
ser encontradas ovipositando em forma de cordões, porém a viabilidade dessas posturas e
o destino desses descendentes ainda não foram estudados. Após a última muda, a maioria
das fêmeas de E. brasiliensis permanecem dentro do cisto e a postura ocorre dentro da
exúvia envolvida pela carapaça (fase assexuada). Os ovos ao redor de 270 medem
aproximadamente, 0,5 a 0,8 mm, possuem coloração que varia do branco ao creme, têm
forma oval são colocados dentro do cisto, presos na forquilha de duas raízes ou em
cavidades da casca, a uma profundidade de até 0,5 m (GALLOTTI, 1976; SORIA;
GALLOTTI, 1986; HICKEL, 1996).
Soria e Gallotti (1986) verificaram que a postura normal se processa dentro do cisto e
que os ovos permanecem viáveis apenas dentro do cisto. Além disso, verificaram que, nas
condições de Curitiba, PR, o número mínimo de ovos em videira por postura é de 278 e o
máximo é de 319, e em amoreira Rubus sp. o número médio de ovos é de 300 ovos.
Com o progressivo aumento do número de ovos produzidos, a parte posterior
terminal do abdômen das fêmeas é empurrado para o interior do corpo formando uma
cavidade invaginada terminando no tórax e lembrando uma grande bolsa marsupial, onde os
ovos ficam protegidos durante o desenvolvimento embrionário. Assim, a hipótese mais
plausível para explicar a reprodução de fêmeas encistadas é a partenogênese. Com o
aparecimento do macho pode-se dizer em reprodução partenogenética facultativa e o
número de gerações é de uma por ano (FOLDI, 2005). As fêmeas morrem dentro do próprio
cisto após realizarem a postura (BOTTON et al., 2004).
Em meses mais frios, quando as plantas de videira estão em repouso vegetativo, as
ninfas de segundo e terceiro ínstar de E. brasiliensis não interrompem seu desenvolvimento,
o que caracteriza ausência de estratégia de dormência ou diapausa (HICKEL, 1996).
Figura 2. Fêmea adulta de E. brasiliensis: A, antena de ambos os lados; B,
espiráculo torácico com detalhe do poro na base do átrio; C, seta dorsal e ventral; D,
espinho dorsal e ventral; E, tubo anal, abertura anal associada com a placa esclerotizada; F,
disco em poro multilocular sobre a parte final do abdômen; G, perna metatorácica; H,
espiráculo torácico; I, perna protorácica; J, apófise esternal metatorácica. Fonte: FOLDI
(2005).
Os machos são alados e vivem no máximo dois dias. Sua função é copular com a
fêmea e ainda não são conhecidos quais os fatores determinam seu aparecimento
(BOTTON et al., 2004).
O macho apresenta metamorfose completa, com desenvolvimento que difere em
alguns pontos do desenvolvimento da fêmea com adição dos estágios de pré-pupa e pupa
totalizando cinco estágios de desenvolvimento: ninfa de primeiro ínstar móvel, segundo
ínstar ninfal imóvel (cisto), terceiro estágio ninfal ou pré-pupal móvel que constrói uma
carapaça cerosa, na qual a pupa e o macho se desenvolvem. Após a ecdise, machos e
fêmeas reprodutivas são desprovidas de peças bucais e não se alimentam. Assim, o macho
vive somente poucos dias, enquanto que a fêmea algumas semanas ou meses (FOLDI,
2005).
O ciclo vital do macho foi descrito por Foldi (1990) a partir do exame de material
originário de raiz de Vitis vinifera de Veranópolis, RS. A ninfa de primeiro ínstar apresenta
dois estágios: estágio móvel que se move ativamente a procura de uma raiz de planta, e o
estágio imóvel ou fixo para implantação de seus estiletes no vegetal e se alimentar. (FOLDI,
2005).
O estágio de segundo instar já assume a forma cistóide (MONTERIO; SORIA, 1996)
quando perdem as pernas e permanecem no interior da cutícula que se converte numa
cápsula protetora e continua a se alimentar ativamente (BOTTON et al., 2004; SORIA; DAL
CONTE, 2005).
Segundo Monteiro e Soria (1996), a partir de observações sobre a criação de pérolada-terra sobre beterraba, em laboratório, concluíram que a segunda ecdise ocorre entre 140
e 160 dias após a eclosão da ninfa, quando o segundo estágio apresenta aproximadamente
4 mm de diâmetro. Nessa fase, a ninfa assume uma coloração amarelo-pálida e a exúvia
permanece intimamente ligada à nova cutícula, formando placas bem visíveis e os espaços
vazios são complementados por cera e solução rica em minerais originada da sucção
contínua, dando origem à uma crosta resistente que forma o cisto amarelo. A ninfa de
terceiro instar possui o formato globoso, coloração amarela brilhante.
A carapaça é produzida pelas glândulas de cera da epiderme, são formadas de
resinas, aspecto semelhante a pérola, de onde deriva o nome pérola-da-terra e são
transportados pela superfície do corpo por poros. A sobreposição de exuvias ninfais ao
redor do inseto é que dá origem ao brilho perolado opaco típico da pérola-da-terra (SORIA;
DAL CONTE, 2005).
As ninfas do segundo e terceiro instares da fêmea e a ninfa de segundo ínstar do
macho se alimentam ativamente, com exceção do penúltimo e do último ínstares finais do
desenvolvimento do macho, denominados de pré-pupa e pupa, respectivamente. Esses dois
últimos podem estar relacionados à necessidade de sincronizar a emergência do macho
com a da fêmea e podem ter favorecido a evolução dos dois últimos estágios que não se
alimentam (GULLAN; KOSZTARAB, 1997).
Figura 3. Estágios sucessivos de desenvolvimento do macho de E. brasiliensis e o
respectivo período de ocorrência no Estado do Rio Grande do Sul. Adaptado de FOLDI
(1990).
As fêmeas, após sua emergência, deixam a carapaça protetora (cisto branco) e
seguem em direção à superfície do solo, onde assumem uma postura característica: o corpo
colocado obliquamente, a cabeça e o tórax ligeiramente enterrado na terra, o abdômen
levantado acima do nível do solo. Permanecem nessa posição à espera do macho. As
fêmeas, após o acasalamento retornam ao solo, escolhem um local e começam a secretar
filamentos de cera antes da postura dos ovos. O desenvolvimento partenogenético realiza
seu ciclo integralmente no solo. Contudo, a linhagem sexual volta à superfície do solo para o
acasalamento. Essa presença na superfície do solo é de curta duração e representa o único
momento para uma eventual intervenção química ou biológica direta contra adultos machos
e fêmeas (FOLDI, 1990).
2.5.
Sintomas e danos
No início da infestação, E. brasiliensis agrega-se ao redor da raiz principal,
concentrando-se na faixa de 5 a 30 cm de profundidade em raízes com diâmetro de
aproximadamente 8 mm Porém, em videiras com dez anos de idade, a maior concentração
pode ocorrer a 80 cm de distância do tronco e a 20 cm de profundidade, podendo atingir até
um metro de profundidade. A praga, uma vez estabelecida, torna-se de difícil controle
(SORIA; GALLOTTI, 1986; HAJI et al., 2004).
As folhas passam a apresentar um amarelecimento entre as nervuras, semelhante à
deficiência de magnésio, os bordos encarquilham-se para dentro, ocorrendo, em alguns
casos, queimaduras. As plantas que apresentam esses sintomas geralmente tem baixo
vigor, entrenós curtos, com definhamento progressivo, com redução da produção e morte.
(HAJI et al., 2006). A formação de lesões radiculares também facilita a entrada de fungos
como Fusarium e Verticillium sp. (HAJI et al., 2004).
A maior sensibilidade da videira à pérola-da-terra ocorre nos primeiros anos de
desenvolvimento da cultura (HAJI et al., 2004). No primeiro ano de idade, as plantas
desenvolvem-se normalmente; no segundo ano, a brotação é fraca e desuniforme; no
terceiro ano geralmente ocorre à morte das plantas. Plantas adultas levam mais tempo para
morrer devido ao maior desenvolvimento do sistema radicular (BOTTON et al., 2004).
2.6 Monitoramento
2.6.1 Detecção da praga
O início da brotação é considerado a melhor época para avaliar a presença de E.
brasiliensis no parreiral, por meio da observação da presença do inseto nas raízes e da
remoção das plantas menos vigorosas (BOTTON et al., 2004).
2.7 Métodos de controle
2.7.1 Controle químico
Os controles químicos com o uso de inseticidas de contato não têm apresentado
eficiência no controle da pérola-da-terra devido ao hábito subterrâneo do inseto, associado
ao desenvolvimento em forma de cisto que lhe confere alta resistência aos produtos, à
adversidades climáticas e/ou nutricionais. Alguns inseticidas sistêmicos como o forate,
vamidotiom, oxamil, dissulfotom e aldicarbe indicaram um potencial de até 70% no controle
da praga, porém sem dados conclusivos. O inseticida aldrim (produto indisponível no
mercado) mostrou um controle de aproximadamente 80% para formigas dispersoras de E.
brasiliensis (GALLOTTI, 1976).
Inseticidas clorados, carbamatos e fosforados, em formulações granuladas,
aplicados ao solo, obtiveram 60% de eficiência (GRIGOLLETTI; SORIA, 1999) o que não é
considerado eficiente.
Braghini (1999) obteve resultados promissores com o inseticida fosforado sistêmico
vamidotiom por meio da pulverização foliar. No entanto, foi retirado do mercado brasileiro na
safra 1999/2000
O controle químico de E. brasiliensis mediante a veiculação de metidatiom via
irrigação por encharcamento em experimentos conduzidos casa de vegetação resultou em
taxas de mortalidade de 83,3%. Entretanto, é necessário testes de campo para avaliar a
praticabilidade da técnica, além da possível redução da quantidade de ingrediente ativo,
visando diminuir o impacto ambiental e custos de aplicação (HICKEL et al., 2001).
Teixeira et al. (2002) conduziram experimentos em casa de vegetação e a campo
para avaliar o efeito de doses e época de aplicação dos inseticidas neonicotinóides
imidaclopride e tiametoxam, tendo como padrão controle o inseticida fosforado sistêmico
vamidotiom, no controle da pérola-da-terra. Verificaram que os inseticidas são eficientes nas
doses de 0,14 g/p.c./planta, no controle da praga em plantas de videira com um ano de
idade, podendo substituir o fosforado, não mais disponível no mercado.
De acordo com Botton et al. (2003), em áreas infestadas, em regiões de clima
temperado, o controle químico da pérola-da-terra com uso de inseticidas de ingrediente ativo
imidaclopride e tiametoxam (Tabela 4): Devem ser aplicados no solo, durante o mês de
novembro, período em que inicia o ataque das ninfas primárias às raízes da videira. Em
situações de alta infestação, a dosagem recomendada pode ser dividida em duas,
aplicando-se em novembro e janeiro. Por isso, é fundamental estabelecer um programa de
controle do inseto na propriedade a partir do primeiro ano de plantio. O tiametoxam, indicado
para ser aplicado diretamente no solo, cavando-se um sulco ao redor da planta, de modo
que as raízes possam absorver o produto. O imidaclopride deve ser diluído em água e
regado no solo, na região onde se encontra o sistema radicular, aplicando-se de 2 a 4 litros
de calda por planta. Quando o inseto encontra-se atacando plantas adultas, a redução na
população do inseto não tem sido significativa. Nestas situações, a redução na população
da praga é gradual, devendo-se realizar o tratamento por mais de uma safra. Em casos de
infestação elevada, é conveniente replantar as mudas, aplicando o programa de tratamento
recomendado para plantas novas. Quando o tratamento é realizado em plantas em
produção, respeitar o período de carência dos inseticidas. Os produtos devem ser aplicados
quando as plantas estejam em plena atividade, evitando os períodos de estiagem. É
importante limpar as invasoras próximas às raízes para evitar que as mesmas absorvam o
inseticida, reduzindo o controle. Evitar empregar cama-de-aviário com presença de
serragem ou maravalha antes da aplicação dos produtos, pois a mesma adsorve os
inseticidas reduzindo o efeito do tratamento (Tabela 4).
Tabela 4. Inseticidas para o controle de E. brasiliensis na cultura da videira.
Inseticida
Idade
Dose
Classe
Ingrediente ativo
Tiametoxam
Imidaclopride
Produto
Comercial
Actara 10 GR
Premier 700
GRDA
das
plantas
(g produto
comercial/planta)
1 ano
12-20
2 anos
20-30
3 anos
30-40
1 ano
0,2-0,3
2 anos
0,3-0,5
3 anos
0,5-0,8
Toxicológic
a
Carência
(dias)
IV
45
IV
60
Fonte: Botton et al. (2003)
Entretanto, para a implementação do controle químico, devem ser tomadas algumas
precauções, considerando que as plantas podem estar no período de frutificação e
maturação.
2.7.2 Controle Biológico
Estudos realizados com o fungo entomopatogênico Paecilomyces fumosoroseus
(=Isaria fumosorosea) isolado CG 259 obtido a partir de solo e de estágios móveis da
pérola-da-terra provenientes da região de Vila Conceição, Caxias do Sul, RS, e avaliados
em laboratório, proporcionaram 99,2% de redução na dose de 108 conídios/ml (CARNEIRO
et al., 1994).
O nematoide entomopatogênico Steinernema carpocapsae, em condições de
laboratório, proporcionou 100% de mortalidade de fêmeas que emergem dos cistos.
Entretanto, como somente 25% da população de cistos aptos a reprodução resultam nestas
fêmeas ambulatórias, tal fato praticamente inviabiliza o emprego deste entomopatógeno
para o controle da praga em condições de cultivo (HICKEL; SCHMITT, 1997).
Larvas de primeiro ínstar de Prolepsis lucifer (Diptera: Asilidae) foram encontrados
no campo, atacando cistos e devorando fêmea e ovos da pérola-da-terra, revelando-se
como agente potencial de controle biológico dentro de manejo de praga (SORIA et al.,
2004). Em pequenas propriedades, o uso de galinhas d'Angola podem auxiliar na predação,
principalmente, das fêmeas ambulatórias (BOTTON et al., 2003).
2.7.3 Controle cultural e porta-enxerto resistente
Algumas práticas culturais podem ser utilizadas como não plantar em áreas
infestadas, utilizar mudas ou porta-exerto sadios, revolvimento do solo de modo a expor o
inseto aos raios solares; realizar calagem profunda no período de repouso da planta e a
adubação equilibrada com matéria orgânica e química para permitir a recuperação do
estado nutricional da planta; isolar áreas sabidamente infestadas para evitar disseminação
da praga por implementos agrícolas; plantar preferencialmente, bacelos de porta-enxerto no
local definitivo; não plantar hospedeiros alternativos intercalados no parreiral, eliminar
plantas invasoras, hospedeiras da praga (SORIA, 1986; HAJI et al., 2004).
Outra forma de prática cultural é a utilização de porta-enxerto resistentes ao ataque
da pérola-da-terra. Segundo Botton et al. (2004), a resistência de plantas se constitui num
método promissor para o controle da pérola-da-terra. Pesquisas indicam que a cultivar
Magnólia (Vitis rotundifolia) é resistente a E. brasiliensis. Embora as cultivares de V.
rotundifolia
apresentem
problemas
agronômicos
como
maturação
desuniforme
e
dificuldades na propagação, os frutos podem ser empregados na elaboração de suco, vinho
e geléia e para o consumo in natura.
Ainda de acordo com Botton et al. (2004), os híbridos VR-043-43 e VR-039-16
resultantes dos cruzamentos de V. rotundifolia x V. vinifera mostraram bons resultados em
áreas com problemas de doenças e pragas de solo da videira. O replantio de videiras com o
porta-enxerto 043-043 em áreas com pérola-da-terra mostraram que os híbridos de V.
rotundifolia apresentam maior vigor, recompondo rapidamente as áreas dos vinhedos. Além
de não apresentarem nas folhas o amarelecimento entre as nervuras, que é comum em
plantas enxertadas sobre materiais não resistentes à pérola-da-terra. Para viabilizar o cultivo
de videiras com o uso do porta-enxerto 043-43, os melhores resultados são obtidos como
emprego da técnica de enxertio verde ou herbácea, feita durante o ciclo vegetativo,
geralmente a partir de novembro a meados de janeiro, para a região sul do país.
Lourenção et al. (2002), estudaram o comportamento de três porta-enxerto (IAC 766,
IAC 572 e IAC 571-6) em solo infestado por E. brasiliensis em comparação com o portaenxerto Ripária do Traviú. Os resultados mostraram que o porta-enxerto IAC 571-6
destacou-se na avaliação de vigor e sobrevivência, diferindo significativamente do portaenxerto Ripária do Traviú que demonstrou ser muito susceptível ao ataque da pérola-daterra.
3
MATERIAL E MÉTODOS
3.1.
Flutuação populacional
O estudo de flutuação populacional do inseto foi realizado em um cultivo comercial
de videira da variedade Niágara Rosada em porta enxerto IAC 766, implantado em solo
franco-arenoso (argila: 12.2%, silte: 9.9%, areia total: 77.9%), com espaçamento de 1,0 x
1,7 m, estando às plantas com sete anos de desenvolvimento. A área está localizada no
Bairro da Abadia, no município de Louveira, SP (23°05’48.98”S / 46°55’39.55”O) (Figura 4).
Figura 4. Área de produção de uva Niágara Rosada, onde foi realizado o ensaio de
flutuação populacional.
Para esse estudo, foram realizados 12 avaliações da população do inseto no período
de agosto de 2008 a agosto de 2009. A precipitação acumulada durante o período de
avaliação foi de 1.089,3 mm, sendo a temperatura média de 20,8 °C. Em cada avaliação
foram feitas contagens do número de insetos encontrados no sistema radicular de seis
plantas de uva escolhidas aleatoriamente. Para a contagem do número de insetos, foi feita a
escavação do solo em um círculo de 30 cm de raio ao redor do caule da planta, alcançando
30 cm de profundidade (Figura 5).
Figura 5. Escavação do solo à procura de insetos.
Nas avaliações foram consideradas cinco formas do inseto: ninfa móvel (ninfa de 1º
ínstar), cisto amarelo (ninfas de 2º ínstar), cisto branco, estágio sexual móvel (fêmea e/ou
pré-pupa do macho) e fêmea adulta imóvel (partenogênica).
3.2.
Distribuição na raiz da videira
O teste foi feito no município de Louveira, SP, entre os meses de fevereiro e março
de 2010. O estudo foi realizado em dois campos diferentes de Níagara Rosada cultivadas
com sete anos de idade. O campo 1 (23°05’23.91”S / 46°56’03.05”O) tinha o porta-enxerto
IAC 766 com solo franco-arenoso (argila: 16,3%; silte: 17,1%; areia total: 66,6%) e o campo
2 (23°05’28.29”S / 46°55’28.17”O), o porta-enxerto Ripária do Traviú com solo francoargiloso (argila: 36,1%; silte: 36,8%; areia total: 27,1%). De acordo com Lourenção et al.
(2002), o porta-enxerto IAC 766 tem melhores resultados se tratando de índice de
sobrevivência e vigor ao ataque da pérola-da-terra do que o porta-enxerto Ripária do Traviú.
Foram consideradas 25 plantas por porta-enxerto. As plantas foram arrancadas com
auxilio de enxadas, buscando preservar as raízes (Figura 6). As plantas foram ensacadas
em sacos plásticos e levadas ao laboratorio.
Figura 6. Retirada da videira do solo.
No laboratório, os insetos encontrados nas raízes primárias e laterais foram contados
nos intervalos de 0-5, 5-10, 10-15, 15-20, 20-25, 25 - 30, 30-35, 35-40, 40-45, 45-50 e> 50
cm a partir do início das raízes laterais e a partir da superfície do solo, respectivamente. O
número de raízes laterais para cada intervalo de raiz primária também foi registrado.
3.3. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride (Movento Plus ®)
Foram realizados quatro testes para avaliar a eficiência do inseticida spirotetramat +
imidaclopride (Movento Plus ®) no controle da pérola da terra, mediante a sua aplicação por
diferentes métodos. Os testes foram realizados em um cultivo comercial de videira da
variedade Niágara Rosada, com espaçamento de 1,0 x 1,7 m, estando as plantas com sete
anos de cultivo. As áreas onde foram realizados os ensaios estão localizadas no Bairro da
Abadia, município de Louveira, SP.
3.3.1. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado como “drench” e
pincelamento
Nesse teste foi avaliado a eficiência dos inseticidas spirotetramat + imidaclopride e
tiametoxam (Actara 250 WG) no controle da pérola da terra. O experimento foi instalado em
15/01/2010, em campo com porta enxerto IAC 766 com solo franco-arenoso (argila: 12.2%,
silte: 9.9%, areia total: 77.9%). Foram considerados quatro tratamentos representada pelos
inseticidas Spirotetramat + imidaclopride e tiametoxam aplicados na forma de pasta ao redor
do tronco da planta (Figura 7), pelo spirotetramat + imidaclopride aplicado através do
“drench” sobre o solo (Figura 8), ao redor da planta, e pela testemunha. Para cada
tratamento foram consideradas oito repetições distribuídas em blocos ao acaso, sendo cada
repetição representada por uma planta de videira. Os blocos foram dispostos ao longo da
linha da cultura, intercalando uma linha tratada e uma linha não tratada.
Figura 7. Aplicação na forma de pincelamento
Figura 8. Aplicação na forma de “drench”
Os produtos foram aplicados na dose de 6 L ou 6 kg p.c./ha, equivalendo a 1 g ou 1
mL p.c./planta (6.000 plantas/ha). Para a aplicação de spirotetramat + imidaclopride através
do “drench”, o produto foi diluído em água na proporção de 1 g ou 1 mL do produto
comercial/ em 1 litro de água e aplicado ao redor das plantas com o auxílio de um regador,
na vazão de 1 litro de calda/planta.
Para a aplicação pelo pincelamento, foram preparadas previamente formulações em
pasta/gel dos produtos pela adição aos mesmos de um espessante Guargum HV (Kienast &
Kratschmer, ltda) que resultasse em uma consistência de pasta. Para isso, os produtos
foram diluídos em água na proporção de 1 g ou 1 mL para 5 mL de água e, em seguida,
misturados com 1% do espessante. A pasta (ou gel) obtida foi aplicada no tronco das
plantas, na altura entre 5 a 15 cm a partir da superfície do solo. Os produtos foram
distribuídos na concentração de 5 mL de pasta ao redor do tronco, tendo o auxílio de uma
pá preparada com bambu (rachado). Após a aplicação, os locais tratados foram totalmente
envolvidos com filme PVC, procurando fixar os produtos por mais tempo nas plantas e evitar
possíveis contatos de animais com esses locais.
A avaliação foi realizada 60 dias após a aplicação, contando-se o número de insetos
encontrados no sistema radicular em raio de 30 cm ao redor do caule da planta, e até 30 cm
de profundidade.
3.3.2. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado ao redor do tronco
da planta na forma de pasta e líquida
Foi avaliada a eficiência de spirotetramat + imidaclopride no controle da pérola da
terra, pela aplicação do inseticida ao redor do tronco da planta na forma de pasta (Figura 7)
e líquida (Figura 9), em campo com porta enxerto IAC 766 com solo franco-arenoso (argila:
12.2%, silte: 9.9%, areia total: 77.9%).
Figura 9. Aplicação na forma de líquido no tronco.
Para isso, foram realizados dois testes instalados em 22/04/2010, sendo que no
primeiro o inseticida foi testado na dose de 6 litros p.c./ha (1 mL/planta), e no segundo, nas
doses de 3 e 1 L p.c./ha.
Teste 1 - Foram considerados três tratamentos representados pelo inseticida
spirotetramat + imidaclopride aplicado ao redor do tronco da planta em preparação pastosa
e líquida, na dose de 1 mL/planta, e pela testemunha. Para cada tratamento foram
consideradas oito repetições distribuídas em blocos ao acaso, sendo cada repetição
representada por uma planta de videira. Os blocos foram dispostos ao longo da linha da
cultura, com uma planta não tratada entre as tratadas.
O produto foi medido com auxilio de pipeta volumétrica e diluído previamente em
água na proporção de 1 mL p.c. para 5 mL de água, sendo que na preparação em pasta, foi
misturado, em seguida, com 1% do espessante Guargum HV (Kienast & Kratschmer, ltda).
As preparações foram, então, aplicadas no volume de 5 mL ao redor do tronco das plantas,
na altura entre 5 a 15 cm a partir da superfície do solo. A forma líquida foi aplicada com o
auxílio de um pulverizador manual (com conjunto de descarga com válvula S5), enquanto
que a forma pastosa foi aplicada com o auxílio de uma pá preparada com bambu (rachado).
Após a aplicação da forma pastosa, os locais tratados foram totalmente envolvidos com
filme PVC procurando fixar os produtos por mais tempo nas plantas e evitar possíveis
contatos de animais com esses locais.
A avaliação foi realizada após 75 dias da aplicação contando-se o número de insetos
encontrados no sistema radicular em raio de 30 cm ao redor do caule da planta, e até 30 cm
de profundidade.
Teste 2 – Em um segundo teste, os produtos foram testados nas doses de 1 e 3 L do
produto comercial/ha. Foram considerados cinco tratamentos representados pelo inseticida
spirotetramat + imidaclopride aplicado por ao redor do tronco da planta em preparação
pastosa e líquida, nas doses de 0,16 e 0,5 mL p.c./planta, e pela testemunha. Para cada
tratamento foram consideradas oito repetições distribuídas em blocos ao acaso, sendo cada
repetição representada por uma planta de videira. Os blocos foram dispostos ao longo da
linha da cultura, com uma planta não tratada entre os blocos.
Para esse teste, foi utilizada a mesma metodologia usada no teste anterior.
3.3.3. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado na forma de
“drench”, líquido no tronco e líquido no tronco + plástico
Foi avaliada a eficiência de spirotetramat + imidaclopride no controle da pérola da
terra em dois campos, sendo o campo 1 com o porta enxerto Ripária do Traviú com solo
franco-argiloso (argila: 36,1%; silte: 36,8%; areia total: 27,1%) e o campo 2 com o porta
enxerto IAC 766 com solo franco-arenoso (argila: 16,3%; silte: 17,1%; areia total: 66,6%).
O experimento foi instalado 26/01/2011 e 24/02/2011, respectivamente para o
campo 1 e 2. Cada experimento teve um total de quatro tratamentos (testemunha, “drench”,
líquido no tronco e líquido no tronco + plástico), cada tratamento contendo cinco repetições
e cada repetição contendo oito plantas.
A dosagem utilizada foi de 6 L de p.c. por ha. A aplicação na forma de “drench” foi
feita com o pulverizador costal, aplicando-se 1L de calda (1 ml p.c. + 999 ml de água) no
solo em volta do tronco da planta, enquanto que, a aplicação do líquido no tronco e do
líquido no tronco + plástico, foram realizados com o pulverizador costal, aplicando-se 5 ml
de calda (1 ml de p.c. + 4 ml de água). Para o tratamento líquido no tronco + plástico, após a
aplicação a região tratada foi envolvida com filme PVC.
A avaliação foi realizada nos meses de abril e maio de 2011, respectivamente para
os campos 1 e 2, contando-se o número de insetos encontrados no sistema radicular em
raio de 30 cm ao redor do caule da planta, e até 30 cm de profundidade.
3.4.
Patogenicidade do nematoide Heterorhabditis indica
No estudo com nematoide foi avaliado a patogenicidade de Heterorhabditis indica
IBCB n05 para ninfas móveis (de primeiro ínstar), cistos amarelos (ninfas de segundo e
terceiro ínstar) e adultos de fêmeas móveis (anfimíticas) da pérola-da-terra. Os insetos
foram obtidos de coletas em campo de videira, no município de Louveira, SP, e o estudo foi
realizado em laboratório.
Para isso, foram realizados três experimentos, um para cada
fase/forma do inseto, tendo sido considerado dois tratamentos por experimento, nematóide e
testemunha, em cinco repetições. Cada repetição foi representada por um pote plástico
contendo cinco insetos e 50 g de solo umedecido a 10% (peso/peso) sobre os insetos
(Figura 10). Para a fase de ninfa, foi colocado sobre o solo uma fatia de beterraba para
alimentação dos insetos.
O nematoide foi aplicado em suspensão aquosa sobre o solo, com o auxílio de uma
pipeta, na dose de 500 juvenis infectivos por inseto. As avaliações foram realizadas uma
semana após a inoculação considerando a mortalidade do inseto pelo nematoide. Para
confirmar a mortalidade pelo nematoide, os insetos foram dissecados dentro de uma placa
de Petri contendo uma lâmina de água e o conteúdo extravasado foi observado quanto a
presença de nematoides, tendo o auxílio de um microscópio estetoscópio.
3.5.
Análise dos resultados
Os resultados obtidos foram analisados por meio da análise de variância (ANOVA) e
as médias comparadas pelo teste de Tukey (P<0,05).
4.
RESULTADOS E DISCUSSÃO
4.1.
Flutuação populacional
Cinco estágios de desenvolvimento foram observados para E. brasiliensis: ninfas
móveis (ninfas de primeiro estádio), cistos amarelo (após a muda do primeiro), cistos
brancos (pré-adulto ou adulto), fêmeas adultas imóveis (fêmeas partenogenéticas), e
estágios sexuais móveis (fêmeas adultas e/ou pré-pupa machos).
As fêmeas adultas e
pré-pupas do macho foram contados em conjunto como
estágios sexuais móveis porque a semelhança externa entre estas fases dificultava a
distinção das memas. Algumas tentativas para distinguir fêmea adulta de pré-pupa do
macho foram feitas, mas sem sucesso. Pupas do macho não foram encontrados e todas as
tentativas para encontrar macho adulto alado em torno da videira não tiveram sucesso.
Poucos estágios sexuais móveis foram encontrados na superfície do solo e nenhum macho
adulto foi encontrado acasalando com as fêmeas adultas. Macho alado já foi encontrado
uma vez por De Klerk, no Rio Grande do Sul, não tendo sido realizado mais nenhum registro
até o momento.
As densidades das diferentes fases flutuou durante o período de observação, de
agosto de 2008 a agosto de 2009 (Tabela 5) de uma maneira semelhante à descrita por
Soria e Conte Dal (2005) para sul do Brasil. Em nossos dados, no entanto, estágios sexuais
móveis, ovos (nos cistos brancos) e ninfas de primeiro estádio apareceu no início da
temporada (agosto), em contraste com Soria & Dal Conte (2005), que registrou o
aparecimento desses estágios em outubro , dezembro e fevereiro.
4.1.1. Cisto amarelo
Esta fase esteve presente em todo o período de amostragem, com a menor densidade (<4
insetos/trincheira) em outubro, seguido por aumento gradual para 20,2 insetos por trincheira
em agosto (Figura 11 e Tabela 5), mas sem diferenças significativas entre as avaliações (F
= 1,775, df = 11, 60, P = 0,79). Estes dados estão de acordo com aqueles obtidos por
Hickel, et al., 2009, em estudo de campo em vinhedos do Meio-Oeste Catarinense, no qual
se verificou-se maior população entre os meses de abril e outubro.
O cisto amarelo é formado após a primeira ecdise, 60 dias após a eclosão da ninfa
(MONTEIRO; SORIA, 1996). Pesquisas feitas por Foldi (1990) em videiras de Veranópolis,
Rio Grande do Sul, mostrou que a primeira muda ocorreu em Fevereiro a Março. Os insetos
de segundo ínstar perdem as pernas, mas continuam a se alimentar, mantendo-se dentro do
exúvia, que se torna uma cápsula de proteção esférica de cerca de 4 mm de diâmetro
(BOTTON et al., 2004, HAJI et al., 2004, SORIA; DAL CONTE 2005).
Monteiro e Soria (1996) estudaram o desenvolvimento de E. brasiliensis em
beterraba e constataram que os cistos amarelos adquiriram todas as características de
desenvolvimento em 140-160 dias após a eclosão da ninfa. O cisto amarelo torna o inseto
resistente à perda de água, aos fatores ambientais adversos (altas temperaturas, baixa
umidade), condições desfavoráveis de nutrição, e inimigos naturais (SORIA; GALLOTTI
1986, GULLAN; KOSZTARAB, 1997, FOLDI, 1997).
Figura 10. Ocorrência sazonal do cisto amarelo de Eurhizococcus brasiliensis, em vinhedo
comercial do município de Louveira, SP, em 2008 e 2009.
Tabela 5. Flutuação populacional (inseto/planta ± EP) de Eurhizococcus brasiliensis nos estágios de cisto amarelo, cistos brancos, estágios
sexuais móveis, fêmea adulta imóvel, e ninfas móveis, em vinhedo no município de Louveira, SP, em 2008 e 2009.
Estágio
Data da avaliação
do
inseto
2008
2009
Ago 27
Set 18
Out 4
Out 14
Out 24
Nov 18
Dez 17
Fev 2
Mar 13
Abr 22
Jul 6
Ago 4
Cisto amarelo
16,6 ± 6,1 a
9,5 ± 3,1 a
3,5 ± 1,1 a
3,8 ± 1,2 a
3,8 ± 0,9 a
10,0 ± 3,3 a
8,7 ± 4,9 a
9,3 ± 6,4 a
14,0 ± 2,8 a
13,7 ± 2,7 a
14,5 ± 4,9 a
20,2±7,7 a
Cisto branco
2,3 ± 1,3 a
1,5 ± 1,0 a
2,0 ± 0,6 a
2,3 ± 1,0 a
3,7 ± 1,2 a
11,3 ± 4,0 b
2,2 ± 0,9 a
0,0
a
0,0
a
0,0
a
0,0
a
0,3±0,2
a
Sexual móvel
3,1 ± 0,7 b
2,8 ± 1,2 ab
1,5 ± 0,6 ab
2,5 ± 1,4 ab
0,3 ± 0,2 ab
0,0
a
1,0 ± 0,4 ab
0,0
a
0,0
a
0,0
a
0,0
a
0,2±0,2
ab
Fêmea imóvel
1,1 ± 1,1 ab
0,3 ± 0,3 a
0,7 ± 0,2 a
4,0 ± 2,1 ab
3,0 ± 0,8 ab
5,5 ± 2,0 b
2,7 ± 1,5 ab
0,0
a
0,2 ± 0,2 a
0,5 ± 0,3 a
0,0
a
0,0
a
1,0 ± 0,8 a
2,3 ± 1,3 ab
0,7 ± 0,7 a
0,8 ± 0,4 a
4,0 ± 2,1 ab
28,7±16,1 bc
44,2 ± 9,7 c
0,3 ± 0,3 a
1,5 ± 0,6 a
0,0
a
0,0
a
Ninfa móvel
Médias seguidas pela mesma letra em linhas não diferem significativamente (Tukey, P<0,05)
20,2 ± 4,2 abc
4.1.2. Cisto Branco
A fase de cisto branco passou a ser encontrado quando as densidades de cistos
amarelos começaram a declinar de agosto a dezembro, atingindo maior densidade (11,3
insetos/trincheira) com diferença significativa em novembro (Figura 12 e Tabela 5) (F =
5,501, df = 11, 60, P <0,001). A pérola-da-terra é chamada de cisto branco após sua parede
de proteção se tornar delicada, seca e extremamente branca. Essa fase de cisto branco
marca o final da fase de ninfa e o início da fase adulta.
Durante a terceira ecdise, 270 dias após a eclosão da ninfa, o cisto de E. brasiliensis
aumenta consideravelmente de tamanho, originando as fêmeas quando atinge cerca de 7
mm de comprimento (MONTEIRO; SORIA, 1996). A população de cisto branco alcançou
maiores densidades durante a estação chuvosa (de 15 setembro – 15 maio) como indicado
na figura 10, sugerindo que a formação e a emergência dos adultos são favorecidas pela
umidade e calor. De acordo com Hoffman e Smith (1991), a emergência dos adultos de
Margarodes meridionalis é favorecida por aumento da umidade de solo.
Figura 11. Ocorrência sazonal do cisto branco de Eurhizococcus brasiliensis, em vinhedo
comercial do município de Louveira, SP, em 2008 e 2009.
4.1.3. Estágios sexuais móveis
Os estágios sexuais móveis (fêmea adulta e/ou pré-pupa do macho) originaram-se
dos cistos brancos, tendo sido encontrados de agosto a dezembro. No momento em que as
fêmeas adultas ou pré-pupa do macho estão prontas para sair, eles adquirem pernas
protórax fossoriais para a locomoção.
Os
estágios
sexuais
móveis
atingiram
maiores
densidades
populacionais
significativas (3,1 insetos por trincheira) em agosto (F = 4,006, df = 11, 60, P <0,001),
seguido por uma diminuição gradual na densidade, com pequenas oscilações, não sendo
encontrados a partir
de dezembro (Figura 13 e Tabela 5). A diminuição gradual na
densidade de agosto em diante pode ser devido, em parte, ao fato de que esses estágios
são altamente susceptíveis e predispostos a entomopatógenos, que podem aumentar em
densidades com a chegada da estação chuvosa (Figura 13). Fêmeas adultas móveis de E.
brasiliensis sâo suscetíveis ao nematoide S. carpocapsae (HICKEL; SCHIMITT, 1997) e ao
fungo P. fumosoroseus (CARNEIRO et al., 1994), sofrendo até 100% de mortalidade. Por
outro lado, cistos amarelos têm sido considerados resistentes ou com baixa susceptibilidade
a esses entomopatógenos (SORIA & GALLOTTI 1986, GULLAN & KOSZTARAB 1997,
FOLDI, 1997).
Nos vinhedos sul-africanos, pré-pupas do macho de Margarodes prieskaensis
(Jakubski) emergem dos cistos durante o mês de abril e se locomovem no solo, onde se
instalam e empupam na profundidade de 20-30 milímetros abaixo da superfície do solo (DE
KLERK 2010; DE KLERK et al., 2011).
Figura 12. Ocorrência sazonal dos estágio sexuais móveis de Eurhizococcus brasiliensis em
vinhedo comercial do município de Louveira, SP, em 2008 e 2009.
Figura 13. Temperatura e precipitação pluviométrica para o município de Louveira, SP,
Brasil, em 2008 e 2009.
As pupas geram adultos alados que aparecem acima do solo de junho a agosto.
Desde o início de junho até agosto, as fêmeas móveis emergem dos cistos maduros e
sobem diretamente para a superfície do solo. Após o acasalamento, os machos morrem e
as fêmeas penetram no solo para depositar seus ovos nas proximidades das raízes.
Pesquisas com M. prieskaensis realizados por De Klerk (2011) na África do Sul em
2008 mostram uma densidade populacional mais antecipada e mais elevada (> 108
insetos/m2) para pré-pupa do macho em comparação com fêmeas adultas móveis (Junho - >
20 insetos/m2), sugerindo que, para E. brasiliensis, os primeiros insetos encontrados no
estágio sexual móvel são pre-pupa do macho. Em nosso estudo, a emergência de estágios
sexuais móveis de E. brasiliensis começou em agosto, quatro meses após o surgimento da
pré-pupa do macho de M. prieskaensis na África do Sul.
Pesquisas realizadas por Foldi (1990) em videiras de Veranópolis, RS, Brasil,
mostraram que a pré-pupa do macho de E. brasiliensis surgiu em setembro-outubro,
enquanto a pupa foi encontrada em outubro-novembro, e o macho adulto alado em
novembro-dezembro. Futuros estudos sobre E. brasiliensis são necessários para distinguir a
ocorrência sazonal das fêmeas móveis em relação a ocorrência da pré-pupa do macho. Pelo
presente estudo estágios sexuais apresentam menor importância na reprodução do inseto,
em comparação com a fêmea imóvel (reprodução partenogenética), devido a sua menor
população e também porque nenhuma fêmea adulta móvel foi encontrada depositando seus
ovos na área do estudo, enquanto que todas as fêmeas imóveis adultas foram encontradas
com ovos.
4.1.4. Fêmea imóvel
As fêmeas imóveis foram encontrados entre agosto e abril (Figura 14 e Tabela 5),
com densidades populacionais significativamente maiores (5,5 insetos por trincheira) em
novembro (F = 3,431, df = 11, 60; P = 0,001), quando a incidência de estágios sexuais
móveis já era baixa. A partenogênese permite que E. brasiliensis se reproduza no interior do
cisto, completando todo o seu desenvolvimento no solo sem qualquer relação com o macho
adulto (FOLDI, 2005).
A predominância de fêmea imóvel comparada às fêmeas móveis torna esse estágio
partenogenético mais importante para a reprodução do inseto, com uma taxa de oviposição
variando de 278-319 ovos de acordo com Soria e Gallotti (1986) e, Haji et al. (2004). Além
disso, a proteção da fêmea imóvel no interior do cisto exclui os estágios adultos como alvo
potencial para o controle químico. Em estudo de flutuação populacional de E. brasiliensis
realizado por Hickel et al. (2009), fêmeas móveis representaram no máximo 16,13% do
número total de insetos da pérola-da-terra encontrados em diferentes estágios.
Figura 14. Ocorrência sazonal de fêmea imóvel de Eurhizococcus brasiliensis em vinhedo
comercial do município de Louveira, SP, em 2008 e 2009.
4.1.5. Ninfa móvel
A fase de ninfa móvel (primeiro ínstar ninfal) foi encontrada no período entre outubro
a fevereiro, com pico populacional significativo (44,2 insetos por trincheira) no mês de
dezembro (Figura 15 e Tabela 5) (F = 6,665, df = 11, 60, P <0,001). O aumento expressivo
na população de ninfas foi devido ao aumento populacional prévio de fêmeas
partenogenéticas, nos meses de outubro e novembro, que geraram um grande número de
ovos dentro dos cistos. Resultados semelhantes foram obtidos nas condições de Santa
Catarina (HICKEL, 1996) e Rio Grande do Sul (BOTTON et al., 2004), onde as ninfas
móveis prevalecem no período entre novembro e fevereiro, e entre novembro a março,
respectivamente.
Houve uma correlação positiva e significativa entre a eclosão de ninfas e a
precipitação pluviométrica (r=0,551, P=0,032) (Figura 13), sugerindo que as ninfas móveis
são favorecidas pela umidade que protege os indivíduos contra a dessecação e garante
maciez suficiente no solo para a migração subterrânea.
A ninfa de primeiro ínstar foi a fase que apresentou o maior pico populacional,
alcançando densidade de 44 insetos/planta quase três vezes superior à verificada no pico
de cisto amarelo de 20 insetos/planta, que é fase sequencial das ninfas. Essa menor
densidade no pico de cisto amarelo sugere ter ocorrido uma alta mortalidade natural de
ninfas de primeiro ínstar ou mesmo de cisto amarelo durante o seu desenvolvimento.
Figura 15. Ocorrência sazonal de ninfa móvel de Eurhizococcus brasiliensis em vinhedo
comercial do município de Louveira, SP, em 2008 e 2009.
As fases do inseto mais vulneráveis ao controle químico e mecânico é a de ninfa de
primeiro ínstar e do estágio sexual móvel (fêmea adulta e pré pupa do macho), por não
estarem protegidos pela carapaça. Fêmeas móveis e a pré-pupa do macho são
considerados alvos vulneráveis por inseticidas químicos, pois migram e permanecem
próximos à superfície do solo, seguindo o mesmo comportamento de margarodideos, que
inclui Eumargarodes laingi, uma praga da cana-de-açúcar na Austrália (HITCHCOCK, 1965;
DOMINIAK et al., 1989) e M. prieskaensis, uma praga de vinhedo na África do Sul (DE
KLERK et al., 2011). Considerando-se que a fêmea móvel e pré-pupa do macho ocorrem em
menor frequência e menor densidade que a fêmea imóvel e que, portanto, podem ser alvos
de menor importância, pode-se sugerir que o estágio de ninfa de primeiro ínstar é o principal
alvo a ser atingido no controle químico e mecânico.
Hickel et al. (2009) estudaram a flutuação populacional de E. brasiliensis em
condições de campo e também levantaram a possibilidade de ocorrer alta mortalidade de
formas imaturas durante as mudanças de estágios de desenvolvimento, pois as populações
dos estágios finais do cisto foram menores que as populações dos estágios iniciais.
Com base em nosso estudo, o inseto tem um ciclo de vida anual (Figura 16)
conforme já relatado por Foldi (2005), ocorrendo à reprodução predominantemente
partenogenética. A fase de cisto amarelo é a que tem maior duração, e a mais difícil de ser
controlada em virtude da carapaça protetora.
Fêmea
Macho
Pré-pupa Fêmea
Fêmea
Fêmea imóvel
Cisto branco
Ninfa móvel
Cisto amarelo
Figura 16. Ciclo biológico de Eurhizococcus brasiliensis em videira no município de
Louveira, SP.
4.2.
Distribuição na raiz da videira
Nos dois campos pesquisados, foram encontrados somente cistos amarelos nas
raízes da videira nos dois campos pesquisados. No campo 1, o levantamento vertical na raiz
(Tabela 6) mostrou duas densidades de insetos, um em 10-15 cm (16,5 insetos) de
profundidade e outro em 40-45 cm (21,7 insetos). Esses valores diferiram significativamente
dos menores densidades (F=5.894; df = 10, 264; P<0.001), mas não entre si (P=0,221).
Essas densidades ocorreram devido as duas concentrações de raízes horizontais nas
mesmas profundidades, confirmado pela correlação positiva entre o número de indivíduos
de E. brasiliensis e do número de raízes horizontais (r = 0,549, P = 0,04). Assim, a pérolada-terra coloniza a videira de acordo com a distribuição das raízes horizontais e também
com tendência para a concentração em locais com um maior número de raízes horizontais
já que estas raízes fornecem mais proteção e alimentação para a sua sobrevivência. Além
disso, grupos de cistos foram geralmente encontrados nas forquilhas entre as raízes
verticais e horizontais ou nas fendas da casca, o que proporcionou maior proteção para a
pérola do solo, como também observado por Haji et al. (2004).
Tabela 6. Distribuição de Eurhizococcus brasiliensis em diferentes profundidades do solo ao redor das raízes primárias de plantas de videira.
Louveira, SP, Janeiro a Março de 2010. Vinte e cinco plantas a partir de cada campo foram examinadas.
Profundidade
do
Campo 1 – Porta-enxerto IAC 766 *
N° de raízes laterais
Campo 2 – Porta-enxerto Riparia do Traviú *
N° de insetos ± SE
N° de raízes laterais
N° de insetos ±
SE
solo
0-5
0,91
0,23±0,16
cd
1,64
2,64±1,69
cd
5-10
1,77
5,14±1,84
abcd
2,07
10,86±2,72
ab
10-15
1,82
16,45±3,93
a
2,43
15,43±4,35
a
15-20
1,55
14,73±5,50
ab
1,07
5,43±1,99
abc
20-25
1,55
10,82±4,80
abc
0,64
4,14±1,85
bcd
25-30
1,23
5,73±1,98
abcd
1,14
4,71±2,84
cd
30-35
0,91
3,59±2,76
bcd
2,71
1,43±0,54
cd
35-40
3,73
3,05±1,20
bcd
2,79
1,36±0,63
cd
40-45
4,36
21,68±10,05 abcd
1,21
0
d
45-50
1,68
0,64±0,59
cd
0,00
0
d
> 50
0
d
0,07
0
d
Total
19,50
15,79
46,00
0
82,05
Médias seguidas pela mesma letra e coluna não diferem significativamente (Tukey, P<0,05). Dados originais. Para analise, foram transformados em Log
Para o campo 2, o levantamento vertical mostrou apenas uma concentração de
cistos na profundidade de 10-15 cm (15,4 cistos), diferindo significativamente das
concentrações mais baixas (F=6.348, df = 10, 264; P<0.001). No entanto, um número
ligeiramente maior de raízes horizontais foram encontrados abaixo da profundidade da
maior densidade de cistos, sugerindo que outros fatores, como a condição de raiz, também
influenciam no agrupamento E. brasiliensis nas raízes.
Os levantamentos horizontais no sistema radicular (Tabela 7) mostraram maiores
densidades de inseto na raiz primária das plantas nos campos 1 e 2 (44,6 e 28,0 insetos,
respectivamente), seguida do intervalo de 0-5 cm nas raízes laterais (24,9 e 12,5 insetos,
respectivamente), com diferença significativa entre estes dois pontos para o campo 2
(F=33.826; df = 9, 240; P<0.001), mas não para o campo 1 (F=32.664; df = 9, 240; P=1.0).
Estes dois locais diferem significativamente dos outros intervalos horizontais que mostraram
densidades de insetos muito baixa.
Tabela 7. Distribuição de Eurizococcus brasiliensis (número de insetos/planta ± SE) nas
raízes laterais de videiras. Louveira, SP, Fevereiro a Março de 2010. Vinte e cinco plantas a
partir de cada campo foram examinadas.
Distância da raiz
primaria (cm)
Porta-enxerto IAC 766
Porta-enxerto Riparia do Traviú
Raiz primaria
44.64±14,22
a
28.00±5,90
a
0-5
24.95±5,11
a
12.50±2,79
b
5-10
11.09±3,10
b
2.36±0,78
c
10-15
0.86±0,43
c
2.00±0,78
c
15-20
0.41±0,36
c
1.00±0,54
c
20-25
0.09±0,06
c
0
c
25-30
0
c
0
c
30-35
0
c
0
c
35-40
0
c
0.14±0,11
c
> 40
0
c
0
c
Total
82.05
46.00
Médias seguidas pela mesma letra em linhas não diferem significativamente (Tukey, P<0,05). Dados originais.
Para analise, foram transformados em Log
Haji et al. (2004) relataram que os insetos foram encontrados colonizando
principalmente as áreas próximas á raiz primária em um vinhedo com poucos anos de idade.
Por outro lado, em um vinhedo de dez anos, insetos foram encontrados principalmente nas
raízes laterais, distanciados em pelo menos 80 cm de distância da raiz primária, e a 20 cm
de profundidade. No entanto, os insetos também foram encontrados na profundidade de 1 m
no solo.
Figueiredo (1970) afirmou que o inseto coloniza a raiz em uma profundidade máxima
de 30 cm do solo, enquanto Soria e Dal Conte (2005) relataram que o inseto coloniza
principalmente no intervalo de 5-30 cm de profundidade do solo.
Uma infestação média de 82 e 46 cistos / videira foi observada para as 25 plantas
examinadas videiras nos campos 1 (IAC 766) e 2 (Riparia do Traviú), respectivamente. O
porta enxerto IAC 766, apesar de apresentar uma maior infestação do inseto pode
proporcionar uma melhor sobrevivência e vigor da videira em comparação com o Riparia do
Traviú quando cultivados em solo infestado com a pérola-da-terra, como mostrado por
Lourenção et al. (2002). No entanto, antes de concluir que IAC 766 é mais tolerante à
pérola-da-terra, outros estudos devem ser realizados para avaliar a suscetibilidade desses
dois porta-enxertos a outros fatores ou agentes, tais como doenças do sistema radicular,
que também podem estar no campo afetando as plantas, isoladamente ou em conjunto com
a pérola-da-terra.
Além disso, maiores percentuais de plantas com insetos foram observadas nas
profundidades entre 10-20 cm (60%-56% das 25 plantas examinadas) e entre 5-20 cm
(86%-71%) de profundidade para o campo 1 e 2, respectivamente. Estes resultados
sugerem que, para levantamentos futuros da pérola-da-terra, devem ser considerados pelo
menos os 20 cm superiores do solo, sendo suficiente os 20 cm laterais ao redor da planta.
Estes dados estão de acordo com aqueles obtidos por Hickel, et al. (2009), em estudo de
campo em vinhedos do Meio-Oeste Catarinense, no qual se verificou-se maiores
concentrações de E. brasiliensis (65 a 80% da população) na faixa zero a 20 cm de
profundidade, estando os insetos distribuídos por todo campo.
Nenhum inseto foi encontrado na profundidade abaixo de 50 cm do solo no campo 1
e abaixo de 40 cm no campo 2. O comprimento médio da raiz principal foi de 42 cm no
campo 1 (variando 28-49 cm) e 40 cm no campo 2 (variando de 25 a 71 cm). Na Austrália,
cistos de E. laingi foram encontrados colonizando cana-de-açúcar, na profundidade de 20
cm do solo, mas alguns indivíduos ocorreram a uma profundidade de até 50 cm (SAMSON;
HARRIS, 1998).
4.3.
EFICIÊNCIA DE MOVENTO PLUS
4.3.1. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado na forma “drench” e
pincelamento
No primeiro ensaio de campo (Tabela 8 e Figura 17), instalado em 15/01/2010, o
tratamento spirotetramat + imidaclopride em pasta resultou em 88,5% de controle, tendo
esse tratamento diferido significativamente da testemunha (F=8,985 df= 3, 28; P<0,001),
mas não do spirotetramat + imidaclopride “drench” (60,6%) e do Tiametoxam pasta (56,9%)
no que se refere à população do inseto.
Tabela 8. Número insetos/planta de Eurhizococcus brasiliensis em plantas tratadas com o
inseticida químico Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado através do “drench”
sobre o solo, e na forma de pasta ao redor do tronco da planta, e com o inseticida químico
Actara 250WG (tiametoxam) aplicado na forma de pasta ao redor do tronco da planta.
Louveira, SP, Janeiro a Março de 2010.
Tratamento
Insetos/planta
Spirotetramat + imidaclopride Pasta
3,1±0,83 a
Spirotetramat + imidaclopride “drench”
10,7±3,49 a
Tiametoxam Pasta
11,7±3,42 a
Testemunha
27,2±4,8 b
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P  0,05). (F=8,985 df= 3, 28;
P<0,001)
Os resultados obtidos utilizando o inseticida tiametoxam na forma de pasta diferiram
daqueles obtidos por Teixeira et al. (2002) com 80% de controle da pérola-da-terra em
campo utilizando os inseticidas neonicotinóides imidaclopride e tiametoxam na dose de
0,07g p.c./planta e 0,14g p.c./planta, respectivamente, aplicados no solo na forma de
“drench”, em dose única no mês de novembro e parceladas nos meses de novembro e
janeiro.
Botton et al. (2010) avaliaram a eficácia da tiametoxam 10 GR e tiametoxam 250 WG
contra a pérola-da-terra e também obtiveram melhor controle com duas aplicações: uma em
novembro e outra em janeiro. No entanto, para reduzir custos, uma aplicação de inseticida,
entre novembro e janeiro, deve ser suficiente. A acumulação indesejável de produtos
químicos nas plantas pode ser minimizado através da aplicação alguns dias antes da
colheita (de acordo com as recomendações do fabricante), ou em qualquer momento após a
colheita.
100
25
Redução (%)
80
70
60,5%
20
56,8%
60
50
15
10,7
40
11,7
10
30
20
30
Insetos/planta
90
27,2
88,5%
5
3,1
10
0
0
Mov P
Mov D
Act P
Test
Tratamentos
Figura 17. Redução populacional de Eurhizococcus brasiliensis e densidade populacional
(insetos/planta), em plantas tratadas com Movento plus (spirotetramat + imidaclopride)
através do “drench” (Mov D) sobre o solo, e na forma de pasta ao redor do tronco da planta
(Mov P), e com o inseticida químico Actara 250WG (tiametoxam) aplicado na forma de pasta
ao redor do tronco da planta (Act P), Louveira, SP, Janeiro a Março de 2010.
4.3.2. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado ao redor do tronco
da planta na forma de pasta e líquida
No primeiro teste (Tabela 9 e Figura 18), o tratamento Spirotetramat + imidaclopride
em pasta apresentou-se como eficiência (87,5% de controle), embora não tenha ocorrido
diferença significativa desse tratamento comparado aos demais quanto à população do
inseto (F= 2,086; df= 2, 21; P=0,149).
No segundo teste (Tabela 10 e Figura 19), o tratamento Spirotetramat +
imidaclopride líquido a 0,16 mL p.c./planta apresentou-se como o mais eficiente, com 67,1%
de redução, tendo esse tratamento diferido significativamente da testemunha (F= 2,547;
df=4, 35; P= 0,057), mas não dos demais tratamentos químicos.
Tabela 9. Número de insetos na planta de Eurhizococcus brasiliensis em plantas de videira
tratadas com Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado na forma de pasta e
líquida ao redor do tronco da planta, usando-se a dose de 1 mL p.c./planta. Louveira, SP,
Abril a Julho de 2010.
Tratamento
Insetos/planta
Spirotetramat + imidaclopride Liquido 1,0
21,4±4,59 a
Spirotetramat + imidaclopride Pasta 1,0
4,1±2,35 a
Testemunha
32,9±16,5 a
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P  0,05). (F= 2,086; df= 2, 21;
P=0,149)
100
32,8
35
87,4%
90
30
25
70
21,3
60
20
50
40
15
34,9%
30
10
20
4,1
Insetos/planta
Redução (%)
80
5
10
0
0
Líquido
Pasta
Test
Tratamentos
Figura 18. Redução populacional de Eurhizococcus brasiliensis e densidade populacional
(insetos/planta), em plantas de videira tratadas com Movento plus (spirotetramat +
imidaclopride) aplicado na forma de pasta e líquida ao redor do tronco da planta, usando-se
a dose de 1 mL p.c./planta, Louveira, SP, Abril e Julho de 2010.
Nos dois testes instalados em abril, todos os tratamentos com Spirotetramat +
imidaclopride promoveram reduções nas populações do inseto, entretanto não houve
coerência nos resultados quando se compara as doses testadas e as formas de aplicação.
Para as aplicações na forma de pasta, a dose de 1 mL p.c./planta de Spirotetramat +
imidaclopride apresentou-se mais adequada para o controle do inseto. Já para as aplicações
na forma líquida, não foi possível estabelecer qualquer comparação devido ao menor nível
de controle obtido com a maior dose.
Tabela 10. Número de insetos por planta de Eurhizococcus brasiliensis em plantas tratadas
com Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado na forma de pasta e líquida ao
redor do tronco da planta, usando-se as doses de 0,16 e 0,5 mL do p.c./planta. Louveira,
SP, Abril a Julho de 2010.
Tratamento
Insetos/planta
Spirotetramat + imidaclopride Liquido 0,16
5,9 ±2,05 a
Spirotetramat + imidaclopride Liquido 0,5
8,6 ±2,20 ab
Spirotetramat + imidaclopride Pasta 0,16
7,9 ±2,74 ab
Spirotetramat + imidaclopride Pasta 0,5
9,4 ±2,07 ab
Testemunha
17,9 ±4,59 b
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P  0,05). (F= 2,547; df=4, 35; P=
0,057)
100
90
80
67,1%
70
60
55,9%
70
51,7%
47,5%
60
50
50
40
40
30
30
17,8
20
10
5,8
7,8
8,6
9,3
Liquido 0,5
Pasta 0,5
20
Insetos/planta
Redução (%)
80
10
0
0
Liquido 0,16 Pasta 0,16
Test
Tratamentos
Figura 19. Redução populacional de Eurhizococcus brasiliensis e densidade populacional
(insetos/planta) em plantas tratadas com Movento plus (spirotetramat + imidaclopride
aplicad) na forma de pasta e líquida ao redor do tronco da planta, usando-se as doses de
0,16 e 0,5 mL p.c./planta. Louveira, SP, Abril a Julho de 2010.
De Klerk e Carstens (2010) avaliaram os inseticidas químicos imidaclopride
(Confidor) e tiametoxam (Actara) em diferentes doses para o controle de pré-pupa e fêmeas
M. prieskaensis, em campo na região de Pofadder, Africa do Sul.
O inseticida Confidor (imidaclopride) proporcionou controle de 98,3% para pré-pupa,
e 92,5% para fêmea, quando testado nas doses de 1,5 ml/m² e 15 ml/m², respectivamente.
Já o inseticida Actara (tiametoxam) proporcionou controle de 83,2% para pré-pupa e 85%
para fêmea quando testados nas doses de 2,4 ml/m² e 2,4 ml/m², respectivamente.
4.3.3. Eficiência de spirotetramat + imidaclopride aplicado na forma de
“drench” líquido no tronco e líquido no tronco + plástico
O teste 1 (Tabela 11), instalado em janeiro de 2011, utilizando as formas de “drench”,
líquido no tronco e líquido no tronco+plástico, não demonstrou resultados conclusivos. O
melhor resultado foi obtido para o tratamento líquido+plástico (35% de controle) (Figura 20)
não diferindo significativamente da testemunha e dos demais tratamentos (F=1,787; df= 3,
76; P<0.001).
Tabela 11. Número de insetos/planta de Eurhizococcus brasiliensis em plantas tratadas com
Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado na forma de “drench”, líquido
tronco+plástico e líquido no tronco usando-se a dose de 1ml p.c./planta. Louveira, SP,
Janeiro a Abril de 2011.
Tratamento
Insetos/planta
Spirotetramat + imidaclopride “drench”
22,4± 8,63 a
Spirotetramat + imidaclopride Tronco+Plástico
17,4± 4,6 a
Spirotetramat + imidaclopride Tronco
22,9± 8,57 a
Testemunha
26,9± 2,4 a
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P  0,05). Não houve diferença
significativa (F=1,787; df= 3, 76; P<0.001) (P= 0,157)
26,9
35%
Redução (%)
35
22,9
20
17,4
25
20
15
25
22,4
30
15
17%
15%
30
10
10
5
5
0
Insetos/planta
40
0
Tronco
Tronco+plas
Drench
Test
Tratamentos
Figura 20. Redução populacional de Eurhizococcus brasiliensis e densidade populacional
(insetos/planta) em plantas de videira tratadas com Movento plus (spirotetramat +
imidaclopride) aplicado na forma de “drench”, líquido no tronco e líquido no tronco+plástico
ao redor do tronco da planta, usando-se as doses 1 mL/planta (% de controle). Louveira, SP,
Janeiro a Abril de 2011.
No teste 2 (Tabela 12 e Figura 21), instalado em fevereiro de 2011, a aplicação
na forma de “drench” permitiu maior eficiência do produto, com 88% de controle de E.
brasiliensis, tendo esse tratamento diferido significativamente da testemunha (F=5,100; df=
3, 76; p<0,001), e do Spirotetramat + imidaclopride líquido no tronco.
Tabela 12. Número insetos/planta de Eurhizococcus brasiliensis em plantas tratadas com
Movento plus (spirotetramat + imidaclopride) aplicado na forma de “drench”, líquido
tronco+plástico e líquido no tronco usando-se a dose de 1ml p.c./planta. Louveira, SP,
Fevereiro a Março de 2011.
Tratamento
Insetos/planta
Spirotetramat + imidaclopride “drench”
1,8± 1,54 a
Spirotetramat + imidaclopride Tronco+Plástico
10,8± 5,9 ab
Spirotetramat + imidaclopride Tronco
16,8± 6,06 b
Testemunha
14,5± 5,25 b
Médias seguidas de mesma letra não diferem entre si pelo teste de Tukey (P  0,05). Houve diferença
significativa entre os tratamentos (F=5,100; df= 3, 76; p<0,001) (P= 0,003)
90
18
88
16
Redução (%)
80
14
70
12
60
10
50
8
40
6
25
30
4
20
10
2
0
0
Insetos/planta
100
0
Drench
Tronco+plastico
Tronco
Test
Tratamentos
Figura 21. Redução populacional de Eurhizococcus brasiliensis e densidade populacional
(insetos/planta) em plantas tratadas com Movento plus (spirotetramat + imidaclopride)
aplicado na forma de “drench”, líquido no tronco e líquido no tronco+plástico ao redor do
tronco da planta, usando-se as doses 1 mL p.c./planta. Louveira, SP, Fevereiro a Março de
2011.
No primeiro ensaio realizado em 2011, verificou-se alta densidade de insetos/planta
em todos os tratamentos avaliados, diferindo do segundo ensaio de campo, onde a
quantidade foi menor (Figura 20 e 21). O tipo de solo pode ter influenciado na percolação do
inseticida, já que o campo 1, o solo foi analisado como franco-argiloso (argila: 36,1%; silte:
36,8%; areia total: 27,1%) desfavorecendo a movimentação vertical e o campo 2, solo como
franco-arenoso (argila: 16,3%; silte: 17,1%; areia total: 66,6%) que são bem drenados,
favorecendo a movimentação vertical do inseticida aplicado.
Hickel et al. (2001), avaliaram o controle químico mediante a veiculação de
metidatiom via irrigação por encharcamento em experimentos conduzidos em casa de
vegetação obtendo taxas de mortalidade de 83,3%.
No primeiro teste houve maior incidência de plantas debilitadas com características
de podridão radicular ou pé-preto. Foram observados manchas no interior da parte do tronco
em mais de 50% das plantas avaliadas no experimento de eficiência de Spirotetramat +
imidaclopride . A podridão radicular pode ter afetado a eficiência do produto químico no
campo 1, tanto na absorção do químico por parte da planta e o seu transporte no interior da
mesma.
De acordo com Sônego et al. (2005), o pé preto ou podridão radicular, é uma
doença causada pelo fungo Cylindrocarpon destructans, que tem sido relatado desde 1999
em alguns vinhedos da região sul do país, principalmente em cultivares com idade inferior a
cinco anos e mudas provenientes de estaca (pé-franco). Essa doença causa definhamento
do sistema radicular, afetando a absorção e transporte de nutrientes pela planta, podendo
levar à morte. O principal sintoma do pé preto é o escurecimento e apodrecimento do colo
da planta, que posteriormente avança para o sistema radicular.
No segundo teste, também foram observados sintomas do pé-preto nas plantas, mas
estas se mostravam mais saudáveis, com maior vigor do tronco e do sistema radicular.
4.4
PATOGENICIDADE DO NEMATOIDE Heterorhabditis indica
As ninfas móveis (de primeiro instar) e cistos (ninfas de segundo e terceiro instares)
foram expostos à alta concentração de H. indica IBCB N05 (2.000 JI/inseto). Não ocorreu
mortalidade dos insetos, o que demonstra a elevada resistência da pérola-da-terra, desses
estágios, a esse nematoide. Para o estágio de ninfa móvel, juvenis infectivos do H. indica se
aglomeraram sobre o corpo do inseto (Figura 22), mas não conseguiram penetrar.
Por outro lado, a fase de fêmea móvel apresentou-se altamente suscetível ao H.
indica, ocorrendo 100% de mortalidade do inseto (Figura 23). Esses resultados confirmam
aqueles obtidos por Hickel & Schimitt (1997), que também obtiveram 100% de mortalidade
com o nematoide Steinernema carpocapsae. Apesar dessa alta suscetibilidade das fêmeas
móveis, não se pode concluir ainda quanto à eficiência em campo desses agentes para o
controle do inseto dado ao fato das fêmeas móveis ocorrem em menor proporção que as
fêmeas imóveis (hermafroditas), as quais apresentam elevado potencial reprodutivo e estão
envolvidas pela capa protetora, tornando-se mais protegidas dos efeitos do controle
químico. Testes de campo devem ser realizados para avaliar o controle do inseto em longo
prazo, através da aplicação sucessiva do nematoide, por vários anos, visando a eliminação
de fêmeas móveis.
Figura 22. Juvenis infectivos do nematoide Heterorhabditis indica. IBCB n05 aglomerados
sobre o dorso das ninfas de primeiro instar de E. brasiliensis.
Figura 23. Fêmea móvel da pérola-da-terra morta pelo nematoide Heterorhabditis indica.
IBCB n05
5.
CONCLUSÃO

O cisto amarelo esteve presente em todo período de amostragem, os
estágios sexuais móveis com uma maior densidade em agosto, seguindo de
cisto branco e fêmea imóvel com maiores densidades em novembro e ninfa
móvel em dezembro;

A Pérola-da-terra se encontra em maior número no intervalo de 0 a 20 cm de
profundidade e próximos a raiz principal;

Para levantamentos futuros da pérola-da-terra, devem ser considerados pelo
menos os 20 cm superiores do solo, sendo suficientes os 20 cm laterais ao
redor da planta;

Spirotetramat + imidaclopride em aplicação na forma de “drench” controla
cerca de 88% da população do inseto;

O nematoide H. indica causa 100% de mortalidade em fêmeas em
laboratório.
6.
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DADOS DE CATALOGAÇÃO NA PUBLICAÇÃO (CIP)
Núcleo de Informação e Documentação - Biblioteca
Instituto Biológico
Secretaria da Agricultura e Abastecimento do Estado de São Paulo
Schmidt, Fabio Silber
Eurhizococcus brasiliensis (Hempel) (Hemiptera: Margarodidae) em videira no Estado de São Paulo : flutuação
populacional, distribuição no sistema radicular e avaliação do nematóide Heterorhabditis indica (Rhabdita:
Heterorhabditidae) e de inseticidas para seu controle / Fabio Silber Schmidt.-- São Paulo, 2012.
Dissertação (Mestrado). Instituto Biológico (São Paulo). Programa de Pós-Graduação.
Área de concentração: Sanidade Vegetal, Segurança Alimentar e o Ambiente
Linha de pesquisa: Controle Biológico e entomologia
Orientador: Luís Garrigós Leite
Versão do título para o inglês: Eurhizococcus brasiliensis (Hempel) (Hemiptera: Margarodidae) in vine in the State of São
Paulo: population flutuation, distribution system root and evaluation of nematode Heterorhabditis indica (Rhabdita:
Heterorhabditidae) and insecticides for control.
1. Nematóides entomopatogênicos 2. Eurhizococcus brasiliensis 3. Pragas de videira 4. Pragas de solo 5. Controle
químico 6. Dinâmica populacional I. Leite, Luís Garrigós II. Instituto Biológico (São Paulo). Programa de PósGraduação III. Título
IB/Bibl./2012/018