propagação in vitro de espécies ornamentais

PROPAGAÇÃO IN VITRO DE ESPÉCIES
ORNAMENTAIS
Chrystiane Borges Fráguas1
Alba Regina Pereira2
Vantuil Antônio Rodrigues3
Ester Alice Ferreira4
Moacir Pasqual5
1 INTRODUÇÃO
A floricultura brasileira representa um setor altamente competitivo e
exigente na utilização de tecnologias avançadas, principalmente quando se
trata de exportação. Abrange desde o cultivo de plantas ornamentais, flores
de corte, plantas envasadas, floríferas ou não, até a produção de sementes,
bulbos e mudas de várias espécies, inclusive arbóreas.
O Estado de São Paulo responde por 70% da produção nacional,
destacando-se Holambra e Atibaia com o maior número de produtores.
Minas Gerais é outro grande Estado produtor, prevalecendo a floricultura de
corte. A maior produção concentra-se em Belo Horizonte, Juiz de fora, São
João Del Rei, Barbacena e Diamantina.
A necessidade de obtenção de plantas matrizes sadias torna a cultura
de tecidos um método de propagação importante, além de possibilitar a
obtenção de grande número de plantas em curto espaço de tempo, com alta
qualidade genética, propagação de clones em qualquer época do ano e de
espécies que dificilmente seriam propagadas por métodos convencionais,
suprindo, assim, a necessidade dos produtores de flores ou plantas
ornamentais na aquisição de mudas com qualidade comprovada.
____________________________
1
Engª. Agroª., Mestranda – Fitotecnia - UFLA
Estudante Agronomia 9º período- UFLA
3
Biólogo – DAG - UFLA
4
Engª. Agroª., Doutoranda – Fitotecnia -UFLA
5
Engo. Agroo., Dr., Prof. Dep. de Agricultura - UFLA.
2
6
A micropropagação de plantas ornamentais e sua utilização em
âmbito comercial já são realidade em diversos países do mundo,
destacando-se Holanda, França, Espanha, Japão e, mais recentemente, o
Brasil.
O processo de cultura de tecidos vegetais compreende um conjunto
de técnicas nas quais um explante (célula, tecido ou um órgão) é isolado sob
condições assépticas, em meio nutritivo artificial. Esse processo baseia-se
na totipotencialidade das células, ou seja, qualque r célula do organismo
vegetal apresenta todas as informações genéticas necessárias à regeneração
de uma planta completa.
2 ORQUÍDEAS
O cultivo comercial de orquídeas vem apresentando significativo
aumento nos últimos anos. Alguns gêneros com elevado valor econômico,
como Cattleya e Laelia, são apreciados nos mercados brasileiro e
internacional, evidenciando a potencialidade do País no cultivo de
orquídeas.
As
orquídeas
são
plantas
herbáceas
perenes,
bastante
diversificadas quanto ao tamanho, forma e cor das flores, sendo
comercialmente cultivadas tanto para produção de plantas de corte como de
vaso.
A propagação de orquídeas pode ser tanto vegetativa quanto por
meio de sementes. Essas, embora produzidas em grande quantidade, apenas
germinam na natureza se houver associação simbiótica com fungos
micorrízicos, pois não possuem endosperma funcional.
A cultura de tecidos proporciona taxa de germinação de
aproximadamente 100% das sementes, ao passo que a cultura de meristemas
7
é utilizada para propagar plantas idênticas à planta-mãe e isentas de viroses,
especialmente plantas de alto valor econômico.
2.1 Metodologia 1:
Material Vegetal: Sementes de cápsulas maduras e fechadas.
Esterilização: Mergulhar a cápsula fechada por 1 minuto em álcool 70% e,
em seguida, por 20 minutos em hipoclorito de sódio (água sanitária a 2 2,5%). Lavar 3 vezes em água destilada e esterilizada.
Inoculação: Utilizar a câmara de fluxo laminar para abrir as cápsulas.
•
Semeadura: inocular as sementes em meio de cultura Knudson + 50
ml/L de água de coco verde + 40 g de polpa de banana ‘Nanica’ + 2
g/L de carvão ativado. Utilizar 6 g/L de ágar e ajustar pH para 5,8.
•
Após 3 meses (pode variar de acordo com a espécie), repicar para
meio de desenvolvimento da parte aérea e do sistema radicular:
Knudson + 50 ml/L de água de coco verde + 40 g de polpa de
banana ‘Nanica’ + 2 g/L de carvão ativado + 1,0 mg/L de tiamina +
0,25 mg/L de ácido nicotínico + 0,25 mg/L de piridoxina + 100
mg/L de mio-inositol + 2 mg/L de glicina.
•
Após 2 ou 3 meses, repica-se novamente para o mesmo meio até a
planta atingir 3 a 4 cm, quando serão aclimatizadas.
Tempo de maturação das cápsulas:
Cattleya leopoldi = 5 a 6 meses
Cattleya loddigesii = 8 a 9 meses
Cattleya warneri = 5 a 6 meses
8
Cattleya walkeriana = 8 a 9 meses
Cattleya nobilior = 8 a 9 meses
Laelia purpurata = 6 a 7 meses
Laelia harpophylla = 5 meses
Laelia crispa = 8 a 9 meses
Laelia flava = 8 a 9 meses
2.2 Metodologia 2:
Material vegetal: Meristema
Esterilização: Retirar da planta adulta o broto com aproximadamente 2 cm
de comprimento e deixar por 1 minuto em álcool 70% e, posteriormente, por
20 minutos em hipoclorito de sódio. Lavar 3 vezes em água destilada e
esterilizada.
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
•
Com auxílio de lupa, pinça e bisturi, retirar todas as folhas até atingir
o meristema (0,1 – 0,2 mm), que será inoculado em meio Knudson +
2 mg/L de GA3 + 0,5 mg/L de BAP + 0,01 mg/L de ANA + 100ml
de água de coco verde + 2 g/L de carvão ativado, deixando no escuro
por uma semana. Utilizar 6 g/L de ágar e ajustar pH para 5,8.
•
Após, aproximadamente, 30 dias, transferir para meio Knudson + 0,5
mg/L de BAP + 2 g/L de carvão ativado + 1,0 mg/L de tiamina +
0,25 mg/L de ácido nicotínico + 0,25 mg/L de piridoxina + 100
mg/L de mio- inositol + 2 mg/L de glicina. A cada 30 dias, repicar
para esse meio novamente, até obter o número de plântulas desejado.
9
•
Individualizar as plântulas e transferi- las para meio Knudson sem
reguladores de crescimento + 2 g/L de carvão ativado + 1,0 mg/L de
tiamina + 0,25 mg/L de ácido nicotínico + 0,25 mg/L de piridoxina +
100 mg/L de mio- inositol + 2 mg/L de glicina. As plântulas
permanecerão nesse meio até enraizarem e atingirem 3 a 4 cm,
quando serão aclimatizadas.
Aclimatização:
•
Lavar as plântulas em água corrente para retirar o excesso de meio
de cultura.
•
Utilizar como recipientes bandejas ou copos plásticos e como
substrato pó de xaxim ou esfagno. Adubar com a formulação NPK
10-5-5, de acordo com recomendação do fabricante. A casa-devegetação deve estar coberta com sombrite 70% durante os
primeiros 6 meses e, após esse período, passar para sombrite 50%.
3 BROMÉLIAS
As bromélias têm recebido atenção de um número cada vez maior de
pesquisadores e colecionadores. A importância econômica das bromélias
está na sua crescente utilização em projetos paisagísticos, por causa da
beleza de suas flores, resistência e praticidade no manuseio, além de formar
um micro habitat para diversos grupos de organismos.
Durante o ciclo vital, de acordo com a espécie e/ou condições
ambientais, a planta floresce e frutifica somente uma vez. Porém, uma vez
coletadas as sementes, consegue-se em curto espaço de tempo, com a
10
germinação in vitro, grande quantidade de mudas, sendo a taxa de
multiplicação muito superior à obtida in vivo.
3.1 Metodologia 1:
Material Vegetal: Sementes maduras
Esterilização: Embrulhar as sementes em um pedaço de tecido fino e deixar
por um minuto em álcool 70% e, em seguida, por 20 minutos em hipoclorito
de sódio (1,0 a 1,25%). Após esse procedimento, dentro da câmara de fluxo
laminar, realizar a tríplice lavagem em água destilada e esterilizada e, em
seguida, inocular no meio de cultura.
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
•
Semeadura: inocular as sementes em meio de cultura MS, acrescido
de 2g/L de carvão ativado. Utilizar 6 g/L de ágar e ajustar pH para
5,8. O tempo gasto para a germinação pode variar de 1 semana a 1
mês, dependendo da espécie, como por exemplo:
Aechmea bromelifolia – 7 dias
Aechmea fasciata – 7 a 10 dias
Alcantarea imperialis – 7 a 10 dias
Neoregelia carolinae – 7 a 10 dias
Nidularium fulgens – 7 a 10 dias
•
Após 1 mês, transferir as plântulas para meio de multiplicação.
Dependendo da espécie, o meio de cultura pode variar. Existem três
meios alternativos que podem ser utilizados: (1) MS + 2 mg/L de
AIA + 2 mg/L de cinetina + 40 mg/L de adenina, (2) MS + 0,5 mg/L
11
de ANA + 1 mg/L de BAP + 40 mg/L de adenina e (3) MS + 1 mg/L
de ANA + 1 mg/L de BAP + 40 mg/L de adenina.
•
Após 1 mês, repicar os brotos para meio de cultura de enraizamento:
MS + 0,1 mg/L de ANA, onde permanecem por 30 dias e,
posteriormente, as plântulas serão aclimatizadas.
3.2 Metodologia 2:
Material Vegetal: Plantas (caule) após a frutificação.
Esterilização: Lavar a planta em água corrente para a retirada do solo.
Retirar as folhas de forma que reste somente o caule. Deixar o caule
mergulhado em solução de álcool 70% por 1 minuto, transferindo-o para
solução de hipoclorito de sódio 1,5% por 20 minutos, sob agitação. Realizar
a tríplice lavagem na câmara de fluxo laminar em água destilada e
esterilizada.
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
•
Utilizando uma lupa, retirar o meristema e inocular em meio de
cultura MS. Utilizar 6 g/L de ágar e ajustar o pH para 5,8.
•
Após 40 a 60 dias, transferir o explante para meio de cultura MS
acrescido de 2,0 mg/L de ANA e 2,0 mg/L de BAP.
•
Após o desenvolvimento das plântulas, transferi- las para meio de
enraizamento: MS + 0,1 mg/L de ANA, onde permanecerão por 30
dias, sendo, posteriormente, aclimatizadas.
12
Aclimatização:
•
Lavar as plântulas em água corrente para retirar o excesso de meio
de cultura.
•
Utilizar bandejas de isopor ou plásticas com o substrato comercial
Plantmax® e adubar com a formulação NPK 10-5-5, de acordo com
recomendação do fabricante.
4 VIOLETA AFRICANA
A violeta-africana (Saintpaulia ionantha H. Wendl.) é uma espécie
originária das montanhas de Usambra, no leste da África. É uma espécie
florífera perene e é uma das mais populares plantas de interior. É uma planta
herbácea, com folhas ovais, de textura aveludada e cor verde-escura, com
flores simples ou dobradas de variadas cores.
A violeta é propagada comercialmente por meio de estacas de folhas
com ou sem pecíolo, ou também por divisão de touceiras. Para a propagação
in vitro, diversas estruturas da planta podem ser utilizadas como explante,
como limbo foliar, pecíolo, pétalas e anteras.
4.1 Metodologia:
Material Vegetal: Folhas
Esterilização: Retirar as folhas sadias da planta e lavar com detergente em
água corrente. Deixar em álcool 70% por 1 minuto, transferindo-as para
hipoclorito de sódio (1 a 1,25%) por 20 minutos. Lavar 3 vezes em água
destilada e esterilizada, em câmara de fluxo laminar.
13
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
•
Cortar as bordas das folhas queimadas pela esterilização e as regiões
necrosadas. Cortar as folhas em pedaços de 1 x 1cm e inocular em
meio de cultura MS acrescido de 10 mg/L de GA3 , 1,0 mg/L de BAP
e 0,1 mg/L de ANA. Utilizar 6 g/L de ágar e ajustar o pH para 5,8.
Ocorrerá regeneração direta após 1 mês de cultivo.
•
Quando os brotos atingirem 1 a 1,5 cm de comprimento, deve-se
individualizá- los e transferi- los para meio MS acrescido de 0,5 mg/L
de BAP. Repicar para esse meio até obter o número de plântulas
desejado.
•
Após 1 mês, transferi- los para meio de cultura MS 50% sem
reguladores de crescimento, para que ocorra o enraizamento. Após
30 dias, as plântulas podem ser aclimatizadas.
Aclimatização:
•
Lavar as plântulas em água corrente para retirar o excesso de meio
de cultura.
•
Utilizar bandejas de isopor ou plásticas com o substrato comercial
Plantmax® e adubar com a formulação NPK 10-5-5, de acordo com
recomendação do fabricante.
5 GLOXÍNIA
A gloxínia (Sinningia speciosa) é uma planta ornamental, de vaso,
cultivada pela beleza e exoticidade de suas flores. A maioria das espécies é
de origem brasileira, desenvolvendo-se naturalmente nos picos rochosos da
serra do Mar, nos Estados do Paraná, São Paulo e Rio de Janeiro. É uma
14
planta herbácea, tuberosa, perene, acaule, de folhas carnosas e aveludadas,
flores eretas, simples ou dobradas, em diversas cores ou pontilhadas.
A propagação comercial é feita pelas sementes e, por esse método, as
plantas produzem flores após 6 a 7 meses. Além dessa forma de propagação,
o cultivo in vitro de segmentos nodais é utilizado quando se quer clonar uma
planta- matriz ou quando surge um mutante de valor comercial.
5.1 Metodologia 1:
Material Vegetal: Sementes
Esterilização: Coletar as sementes já maduras da planta e embrulhá- las em
um pedaço de tecido fino e deixar por um minuto em álcool 70% e, em
seguida, por 20 minutos em hipoclorito de sódio (1,0 a 1,25%).
Prosseguindo, dentro da câmara de fluxo laminar, realizar a tríplice lavagem
em água destilada e esterilizada e, em seguida, inocular no meio de cultura.
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
•
Inocular as sementes em meio de cultura MS, utilizar 6 g/L de ágar e
ajustar pH para 5,8.
•
Após atingir 1 a 1,5 cm de comprimento, repicar para meio MS
contendo 1,0 mg/L de BAP + 2,0 mg/L de GA3 , permanecendo nesse
meio por 60 dias.
•
Transferir as plântulas para meio MS 50% sem reguladores de
crescimento, para que ocorra o enraizamento. Após 30 dias, segue-se
a etapa de aclimatização.
15
5.2 Metodologia 2:
Material Vegetal: Folhas
Esterilização: Retirar as folhas sadias da planta e lavar com detergente em
água corrente. Deixar em álcool 70% por 1 minuto e transferir para
hipoclorito de sódio (1 a 1,25%) por 20 minutos. Lavar 3 vezes em água
destilada e esterilizada, em câmara de fluxo laminar.
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
•
Cortar as bordas das folhas queimadas pela esterilização e as regiões
necrosadas.
•
Cortar as folhas em pedaços de 1 x 1 cm e inocular em meio de
cultura MS acrescido de 0,5 mg/L de BAP + 2,0 mg/L de GA3 ,
permanecendo nesse meio por 60 dias. Utilizar 6 g/L de ágar e
ajustar pH para 5,8.
•
Quando os brotos atingirem aproximadamente 1,5 cm de
comprimento, individualizá-los e colocá- los novamente no meio de
multiplicação utilizado anteriormente. Os brotos permanecerão nesse
meio por 60 dias. Repicar para esse meio até obter o número de
plântulas desejado.
•
Transferir as plântulas para meio MS 50% sem reguladores de
crescimento para que ocorra o enraizamento. Após 30 dias, segue-se
a etapa de aclimatização.
Aclimatização:
•
Lavar as plântulas em água corrente para retirar o excesso de meio
de cultura.
16
•
Utilizar bandejas de isopor ou plásticas com o substrato comercial
Plantmax® e adubar com a formulação NPK 10-5-5, de acordo com
recomendação do fabricante.
6 CRISÂNTEMO
O crisântemo (Dendranthema grandiflorum) é uma das principais
flores no mercado em virtude de suas belas inflorescências, com infinidade
de formas e cores, o que faz com que seja uma das mais comercializadas.
Caracteriza-se como planta herbácea ereta. A produção de mudas é
uma etapa muito importante no cultivo do crisântemo. Essa atividade
representa um dos fatores básicos para o sucesso de uma cultura, uma vez
que a formação inicial da planta influencia toda a sua vida produtiva. A
propagação in vitro comercial do crisântemo é realizada pelo cultivo de
meristemas, gemas ou segmentos nodais.
6.1 Metodologia 1:
Material Vegetal: Meristema ou gema
Esterilização: Retirar da planta os brotos apicais ou os segmentos nodais
que possuem as gemas e deixar por 1 minuto em álcool 70%, transferindoos para hipoclorito de sódio 1 a 1,25% por 20 minutos. Lavar 3 vezes em
água destilada e esterilizada, em câmara de fluxo laminar.
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
17
•
Utilizando uma lupa, retirar o meristema ou gema e inocular em
meio de cultura MS + 2 mg/L de GA3 + 0,5 mg/L de BAP + 5 mg/L
de tiamina + 0,5 mg/L de piridoxina + 0,5 mg/L de ácido nicotínico.
Utilizar 6 g/L de ágar e ajustar pH para 5,8. Permanecer no escuro
por 3 dias.
•
Após 30 dias, transferir para meio WPM 150% + 4 mg/L de BAP.
•
Quando os brotos atingirem 1 cm de comprimento, transferi- los para
meio
de
cultura
sem
reguladores
de
crescimento,
para
desenvolvimento e enraizamento das plântulas. Após essa etapa, as
planta serão aclimatizadas.
6.2 Metodologia 2:
Material Vegetal: segmentos nodais
Esterilização: Retirar da planta segmentos nodais que possue m as gemas e
deixar por 1 minuto em álcool 70% e, em seguida, transferir para hipoclorito
de sódio 1 a 1,25% por 20 minutos. Lavar 3 vezes em água destilada e
esterilizada, em câmara de fluxo laminar.
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
•
Inocular em me io de cultura MS 50% acrescido de 1,0 mg/L de
BAP.
•
Após 30 dias, repicar as brotações para meio de cultura WPM 150%
e 4 mg/L de BAP.
•
Quando os brotos atingirem 1cm de comprimento transferí- los para
meio de cultura sem reguladores de crescimento para o
18
desenvolvimento e enraizamento das plântulas. Após essa etapa, as
plantas serão aclimatizadas.
Aclimatização:
•
Lavar as plântulas em água corrente para retirar o excesso de meio
de cultura.
•
Utilizar bandejas de isopor ou plásticas com o substrato comercial
Plantmax® e adubar com a formulação NPK 10-5-5, de acordo com
recomendação do fabricante.
7 ESTRELÍCIA/AVE-DO-PARAÍSO
A estrelícia ( Strelitzia reginae Ait.) ou ave-do-paraíso é uma planta
ornamental de expressivo valor comercial e sua produção desperta especial
interesse no mercado externo.
Essa planta, no entanto, é de lento desenvolvimento, demandando de
5 a 7 anos para iniciar a produção de flores.
É uma planta herbácea rizomatosa, ereta, entouceirada, acaule, da
África do Sul, com folhas firmes e coreáceas.
A propagação é feita pela divisão de touceiras, resultando em
pequeno número de mudas, ou por sementes, as quais apresentam
dormência. Por meio da cultura de tecidos, consegue-se germinar os
embriões retirados das sementes maduras em reduzido tempo; porém, para a
multiplicação in vitro, ainda não houve sucesso.
19
7.1 Metodologia:
Material Vegetal: Embriões de sementes maduras
Esterilização: Após 6 a 7 meses da fecundação, as sementes já estão
maduras e o embrião pronto para germinar. Retirar as sementes e deixar por
1 minuto em álcool 70% e, posteriormente, em hipoclorito de sódio (2 a
2,5%) por 20 minutos. Lavar 3 vezes em água destilada e esterilizada, em
câmara de fluxo laminar.
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
•
Retirar os embriões com auxílio de lupa e bisturi e inoculá- los em
meio de cultura MS acrescido de 100 mL de água de coco verde por
litro de solução. A germinação ocorre de 15 a 30 dias após a
inoculação.
•
Após 60 dias, aclimatizar as plântulas.
Aclimatização:
•
Lavar as plântulas em água corrente para retirar o excesso de meio
de cultura.
•
Utilizar bandejas de isopor ou plásticas com o substrato comercial
Plantmax® e adubar com a formulação NPK 10-5-5, de acordo com
recomendação do fabricante.
8 JATROFA
A jatrofa (Jatropha podagrica) ou batata-do-inferno é uma planta
rústica, resistente a solos áridos; porém, não é resistente a baixas
temperaturas, sendo originária da América Central e Antilhas.
20
É um arbusto suculento, leitoso, de tronco dilatado na base, de folhas
recortadas, espessas, coreáceas, de cor verde-escura em cima e prateada em
baixo. As flores são pequenas e numerosas, dispostas em inflorescências
com haste longa e suculenta, de coloração vermelha.
A propagação é realizada facilmente pelo processo de semeadura,
com sementes produzidas a partir de frutos suculentos. O cultivo in vitro
proporciona rápida germinação dos embriões, possibilitando a organização
de lotes pela seleção de plantas de mesmo tamanho.
8.1 Metodologia:
Material Vegetal: Embriões de sementes maduras
Esterilização: Retirar as sementes e deixar por 1 minuto em álcool 70% e,
posteriormente, em hipoclorito de sódio (2 a 2,5%) por 20 minutos. Lavar 3
vezes em água destilada e esterilizada, em câmara de fluxo laminar.
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
•
Retirar os embriões com auxílio de lupa e bisturi e inoculá- los em
meio de cultura MS. A germinação ocorre 5 dias após inoculação.
•
Após atingirem 3 cm de comprimento, aclimatizar as plântulas.
Aclimatização:
•
Lavar as plântulas em água corrente para retirar o excesso de meio
de cultura.
•
Utilizar bandejas de isopor ou plásticas com o substrato comercial
Plantmax® e adubar com a formulação NPK 10-5-5, de acordo com
recomendação do fabricante.
21
9 CACTOS
A família Cactaceae apresenta-se de forma diversa e contém muitas
espécies ornamentais. Os cactos são nativos do norte e sul da América, do
Canadá ao Chile, e o México têm a mais rica diversidade entre as regiões
áridas desses continentes.
É propagado por sementes ou por individualização das brotações
laterais. Porém, os métodos convencionais de propagação são, geralmente,
inadequados, a fim de atingir a demanda comercial, uma vez que alguns
cactos exibem baixa taxa de germinação e de crescimento ou baixa taxa de
desenvolvimento de brotações laterais. A cultura de tecidos proporciona, em
curto espaço de tempo, grande número de novas plantas sadias e, além
disso, é uma forma de propagar as espécies que estão em extinção e já
atingem 25% de todos os cactos existentes.
9.1 Metodologia:
Material Vegetal: Sementes maduras
Esterilização: Embrulhar as sementes em um pedaço de tecido fino e deixar
por um minuto em álcool 70% e, posteriormente, por 20 minutos em
hipoclorito de sódio (1,0 a 1,25%). Prosseguindo, dentro da câmara de fluxo
laminar, realizar a tríplice lavagem em água destilada e esterilizada e, em
seguida, inocular no meio de cultura.
Inoculação: Em câmara de fluxo laminar.
•
Semeadura: inocular as sementes em meio de cultura MS.
22
•
Após germinadas, transferir para meio de multiplicação, que varia
conforme a espécie.
Epithelantha micromeris var. bokei: MS + 5mg/L de 2iP
Escobaria minima: MS + 1mg/L de BAP + 0,05mg/L de ANA
Mammillaria pectinifera: MS + 5mg/L de 2iP
Pediocactus paradinei: MS + 10mg/l de 2iP + 1mg/L de AIB
Opuntia arenaria Engelm.: MS + 4mg/L de cinetina + 2mg/L de
AIA
•
Após a multiplicação, transferir para meio de cultura sem
reguladores de crescimento, para que ocorra o enraizamento.
Aclimatização:
•
Lavar as plântulas em água corrente para retirar o excesso de meio
de cultura.
•
Utilizar bandejas de isopor ou plásticas contendo areia + solo +
Plantmax® na proporção 2:1:1. Adubar com a formulação NPK 105-5, de acordo com recomendação do fabricante.
23
Tabela 1: Composição básica dos meios de cultura MS, WPM e Knudson.
Componentes
Macronutrientes:
CaCl2 . 2H2 O
Ca(NO3 )2 . 4H2 O
KH2 PO4
KNO3
K2 SO4
MgSO4 . 7H2 O
NH4 NO3
(NH4 )2 SO4
Micronutrientes:
CoCl2 . 6H2 O
CuSO4 . 5H2 O
H3 BO3
KI
MnSO4 . 4H2 O
Na2 MoO4 . 2H2 O
ZnSO4 . 7H2 O
FeEDTA:
FeSO4 . 7H2O
Na2 EDTA. 2H2 O
Orgânicos:
Ácido nicotínico
Glicina
Mio-inositol
Piridoxina - HCl
Tiamina - HCl
Sacarose (g/L)
MS
(mg/L)
WPM
(mg/L)
KNUDSON*
(mg/L)
440
170
1900
370
1650
-
96
556
170
990
370
400
-
1000
250
250
500
0,025
0,025
6,2
0,83
22,3
0,25
8,6
0,25
6,2
22,3
0,25
8,6
0,040
0,056
7,5
0,016
0,331
27,8
37,2
27,8
37,2
25
-
0,5
2,0
100
0,5
0,5
30
0,5
100
0,5
1,0
20
20
Fonte: Murashige e Skoog (1962), Lloyd e McCown (1980), Arditti e Ernst (1993).
* Modificado por Arditti e Ernst, 1993.
24
10 BIBLIOGRAFIA CONSULTADA
ARDITTI, J.; ERNST, R. Micropropagation of orchids . New York: John
Wiley, 1993. Cap. 3, p. 87-607.
GRATTAPAGLIA, D.; MACHADO, M. A. Micropropagação. In:
TORRES, A.; CALDAS, L. S.; BUSO, J. A. (Ed.). Cultura de tecidos e
transformação genética de plantas. Brasília-DF: EMBRAPA, 1998. v. 1,
p. 183-260.
HUBSTENBERGER, J. F.; CLAYTON, P. W.; PHILLIPS, G. C.
Micropropagation of cacti (Cactaceae). In: BAJAJ, Y. P. S. (Ed.). Hightech and micropropagation IV. Berlin: Spring Verlag, 1992. p. 49-68.
(Biotechnology in agriculture and forestry, 20)
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