TCC MARIANA E ANDRESSA 2011 GRAVAR - CCET

UNIVERSIDADE ESTADUAL DE GOIÁS
UNIDADE UNIVERSITÁRIA DE CIÊNCIAS EXATAS E TECNOLÓGICAS
CURSO DE FARMÁCIA
ANDRESSA MACIEL DIAS
MARIANA CRISTINA DE MORAIS
ESTUDO MORFOANATÔMICO E PROSPECÇÃO FITOQUÍMICA DAS
FOLHAS DE CARYOCAR BRASILIENSE CAMBESS
(CARYOCARACEAE) OCORRENTES NA BASE AÉREA DE
ANÁPOLIS-GO.
Anápolis
2011
ANDRESSA MACIEL DIAS
MARIANA CRISTINA DE MORAIS
ESTUDO MORFOANATÔMICO E PROSPECÇÃO FITOQUÍMICA DAS
FOLHAS DE CARYOCAR BRASILIENSE CAMBESS
(CARYOCARACEAE) OCORRENTES NA BASE AÉREA DE
ANÁPOLIS-GO.
Trabalho de Conclusão de Curso apresentado ao
Curso de Farmácia da Universidade Estadual de
Goiás como exigência parcial à obtenção do título
de Bacharel em Farmácia.
Orientador (a): Profa. Dra . Josana de Castro Peixoto
Co-Orientador (a): Profa. Dra. Andreia Juliana Rodrigues Leite
Anápolis
2011
“Dedicamos primeiramente a Deus
o mantenedor de nossas vidas! E não menos
importante dedicamos esse trabalho às
nossas mães Domingas Soares Maciel Dias
e Lúcia Maria da Cruz Morais, as maiores
incentivadoras de nossos sonhos e que com
certeza desejaram que nós superássemos
tudo aquilo que foi almejado por elas um
dia. Nós conseguimos...”
AGRADECIMENTOS
ANDRESSA MACIEL DIAS
A Deus e todas as pessoas, que por meio de orações intercederam para que as
dificuldades encontradas nesta caminhada fossem superadas.
À Pra. Dra. Josana de Castro Peixoto por ter nos orientado de forma amigável e
dedicada desde o projeto de iniciação científica ao trabalho de conclusão de curso e por
nossas conversas descontraídas pelos corredores sobre a vida como ela é.
Á co-orientadora Pra. Dra. Andréia Juliana Rodrigues Leite por sua paciência ao
me explicar meus erros e acertos (hahaha).
Em agradecimento especial aos meus pais que me apoiaram no decorrer do curso
com palavras de motivação, com cuidados tão singelos e preocupações tão singulares que só
deles mesmo eu poderia receber.
Á Prof. Dra. Joelma Abadia Marciano de Paula por sua tolerância e paciência aos
meus questionamentos, ás vezes desnecessárias mais importantes para mim naquele momento.
Aos meus familiares (irmãos, tias, tios, avós, avô, cunhadas) por se orgulharem
do meu trabalho e me ouvirem tantas vezes, apreciando minha empolgação.
Ao laboratório de Biodiversidade do Cerrado (UEG), laboratório de Anatomia
Vegetal da Universidade Federal de Goiás e ao PIBIC/UEG pela bolsa concedida de iniciação
científica.
Ás técnicas do laboratório de Química que muitas vezes resolveram meus
problemas senti em todo tempo que fizeram o possível e com muita boa vontade.
Aos colegas de sala tenho uma rica gratidão! Primeiro à Mariana que além de ser
uma “parceira de guerra” nos corredores da UEG também é uma amiga que me motivava
quando eu me desanimava e vice-versa. Vi em todo o tempo o cuidado de Deus nessa
amizade. À Leandra por sua amizade, companheirismo e preocupação com nosso trabalho e
com todos os outros no qual a envolvi (Cezarina de nossas vidas... rsrs), no fundo eu sei que
ela gostaria de estar trabalhando nesse projeto também, me sinto feliz por isso. Por minha
amiguinha Elba pelos momentos descontraídos que me fez levar a vida de forma mais leve,
com nossas conversas, nossas noites, nossos chocolates, nossos amores... À Daniela pelas
muitas caronas, conversas, aprendizados, crescemos juntas durante esse tempo, nos tormamos
mulheres lindas, melhores, poderosas, capazes, independentes, farmacêuticas. A amizade da
Thagi foi meu alento, sua serenidade, atenção e palavras amigas, sua quitinete, e tudo que
passamos na Universidade e fora dela foram momentos ímpares.
Por fim, agradeço a todos que de uma forma ou outra participaram de minha vida
acadêmica, os técnicos de todos os laboratórios, os motoristas dos ônibus foram pessoas
tolerantes, aos colegas dos outros cursos, á funcionária Vera da Coordenação do Curso de
Farmácia por me socorrer em meus desesperos e por todas as instituições que me aceitaram
em meus estágios obrigatórios do curso de Farmácia. Fiz grandes amizades...
MARIANA CRISTINA DE MORAIS
Agradeço primeiramente a Deus por ter me dado o dom da vida, essa dádiva
preciosa, e também por ter estado ao meu lado ao longo dessa jornada, muitas vezes me
carregando no colo e me dando forças para seguir em frente e superar os desafios encontrados
ao longo do caminho.
Agradeço em especial aos meus pais Luciano e Lúcia, sem eles esse grande
sonho não teria condições e razões para ser realizado. Obrigado por terem acreditado em mim,
por terem me apoiado e principalmente por terem me ensinado a nunca desistir, mesmo que
tudo parecesse impossível vocês me ensinaram a seguir em frente até o final. Agradeço
também pela paciência, que dispensaram a mim e o amor incondicional mesmo de longe por
aguns anos. A vocês os grandes amores da minha vida, os meus exemplos e, sobretudo o meu
orgulho: um engasgado MUITO OBRIGADO.
Agradeço a nossa orientadora Prof. Dra. Josana de Castro Peixoto pela
paciência, dedicação e principalmente apoio ao longo desse trabalho. Meus sinceros
agradecimentos também a nossa co-orientadora Prof. Dra. Andreia Juliana Rodrigues Leite
pelos grandes ensinamentos deixados. Não poderia deixar de agradecer e lembrar-me da Prof.
Dra. Joelma Abadia Marciano de Paula primeiramente por ter aceitado ser um membro da
banca examinadora e também por ter nos auxiliado muito na reta final, obrigado pela
gentileza.
Quero deixar meus sinceros agradecimentos também a minha avó Tereza, vovó
obrigada por cada lição e por sempre me ensinar a passar pelos obstáculos da vida levando
algum aprendizado. Agradeço incessantemente ao meu irmão Rafael que mesmo com a sua
discrição esteve presente e torcendo por essa vitória e a minha cunhada Kiryann Araújo por
ter me apoiado em tantas vezes de sufoco e por ser pra mim não uma cunhada e sim uma
irmã, nunca esquecerei tudo que vivemos juntas.
Agradeço com grande emoção a minha amiga Andressa, pela paciência,
serenidade, dedicação, por me acolher tantas vezes em sua casa, pelas conversas animadoras e
encorajadoras.
Agradeço aos nossos colegas de sala que mesmo indiretamente estiveram ao
nosso lado ao longo de quatro anos, agradeço principalmente ao meu amigo Bruno, pela
amizade sincera, por me fazer sorrir e muitas vezes me abstrair do stress do dia-dia, jamais
esquecerei as caronas tão necessárias e as rizadas que sempre demos juntos. As amigas
Thagiane e Leandra que nos apoiaram em momentos difícieis, nos encorajaram e sempre
estiveram ao nosso lado os meus sinceros e especiais agradecimentos.
E finalmente agradeço ao meu namorado Gledyson Carlos, apesar do pouco
tempo de namoro, pela compreesão, amor e carinho e principalmente por me proporcionar
momentos especiais que me faziam esquecer um pouco a pressão desse último semestre de
faculdade.
“Porque melhor é a sabedoria do que as
jóias, e de tudo o que se deseja nada
se pode comparar a ela.”
Provébios
8:11
RESUMO
A espécie Caryocar brasiliense Cambess (CARYOCARACEAE) é uma espécie
nativa do Cerrado, essa espécie tem grande valor econômico uma vez que em geral todas as
partes da planta são utilizadas. O pequizeiro possui madeira de boa qualidade e por isso é
explorado de forma extrativista, para subsistência e indústrias, é, portanto uma das espécies
arbóreas de grande interesse socioeconômico do bioma Cerrado. O presente trabalho teve
como objetivo a avaliação morfoanatômica e identificação dos metabólitos secundários
presentes em folhas adultas da espécie Caryocar brasiliense Cambess (Caryocaraceae).
Alguns caracteres da anatomia foliar são potencialmente promissores para a taxonomia do
grupo quando usados isolados ou em combinação, tais como: poliformismo foliar, células
epidérmicas de tamanhos difereniados comparando a face adaxial com abaxial, folha
hipoestomática com estômatos predominantes diacíticos, a conformação do sistema vascular
tipo colateral em forma de arco aberto, contorno da nervura principal com convexidade em
ambas faces maior preeminência na face abaxial, presença de idioblastos cristalíferos na
epiderme, presença de cistólitos e listocistos, , tricomas tectores e glandulares nas duas
superfícies, ornamentação e presença de cera epicuticular em algumas espécies.Observou-se
os seguintes metabólitos secundários nas folhas de C. brasiliense: Heterosídeos
antraquinônicos,esteróides e triterpenóides, heterosídeos cardioativos, flavonóides,cumarinas,
taninos. O presente trabalho é apenas o início de um processo de análise sobre um gênero que
é encontrado em ampla diversidade nos Cerrados de Goiás. São ainda necessários ensaios
biológicos para avaliar se os componentes encontrados apresentam atividades farmacológica,
genotóxica e citotóxica.
Palavras-chave: Cerrado. Morfo-anatomia. Fitoquímica .Caryocar brasiliense Cambess.
ABSTRACT
The species Caryocar brasiliense Cambess (CARYOCARACERAE) is a native
species from Cerrado. This species has great economic value, since all the parts of the plant
can be used. The pequi tree has good-quality wood and, because of this, it is exploited in an
extractive way for industry subsistence. Therefore, it is one of the great socioeconomic
interests arboreal species of the Cerrado biome. This article had as its objective the
morphological and anatomical evaluation and the identification of the secondary metabolites
present in Caryocar brasiliense Cambess (CARYOCARACERAE) species adult leaves.
Some characteristics of the leaf anatomy are potentially promising for this group taxonomy
when used singly or in combination, such as leaf polymorphism, different size epidermal cells
when comparing the adaxial and abaxial faces, hypostomatic leaf with predominant diacytic
stomata, the open arc form of the collateral vascular system, outline of the main vein with
convexity in both faces, abaxial face greater prominence, presence of crystal idioblasts on the
epidermis, presence of cystoliths and litocistos, tector and glandular trichomes on the two
surfaces, ornamentation and presence of epicuticular wax. On C. brasiliense leaves, it was
possible to observe the following secondary metabolits: anthraquinone heterosides, steroids
and triterpenoids, cardioactive heterosides, flavonoids, coumarins and tannins. The present
article is only he beginning of an analysis process about a gender, which is largely found in
Goiás‟ Cerrado. Still, it is necessary to make biological assays in order to evaluate if the
found components present pharmacological, genotoxic and cytotoxic activity.
Key-words: Cerrado, morpho-anatomy, phytochemical, Caryocar brasiliense Cambess.
LISTA DE ILUSTRAÇÕES
Figura 1- Estruturação de ocorrência dos tipos fitofisionômicos do Bioma Cerrado..............19
Figura 2- A: Mapa resultante da classificação das imagens de satélite do sensor MODIS
(Moderate Resolution Imaging Spectroradiometer) que indica as áreas originais e desmatadas
na parte central do Cerrado e os principais blocos remanescentes de vegetação nativa. B:
Distribuição espacial das classes de uso da terra no Bioma Cerrado no ano de
2002...........................................................................................................................................21
Figura 3- Locais identificados de ocorrência natural de distribuição de pequizeiros no
Brasil.........................................................................................................................................25
Figura 4- Fruto de pequi..........................................................................................................27
Figura 5- Mapa da localização da cidade de Anápolis no Estado de Goiás.............................31
Figura 6 - Vista aérea da Base Aérea de Anápolis, Goiás.......................................................32
Figura 7- A: A vista panorâmica do cerrado sensu stricto da Base Aérea de Anápolis – GO.
B: População de C. brasilienses na Base Aérea de Anápolis – GO. C: Detalhe do local de
coleta na Base Aérea de Anápolis – GO...................................................................................33
Figura 8 - Pequizeiro adulto ocorrente na Base Aérea de Anápolis-GO................................ 44
Figura 9 - Hábito e detalhe do fruto da espécie Caryocar brasiliense Cambess ocorrente na
Base Aérea na cidade de Anápolis, estado de Goiás.................................................................45
Figura 10- Detalhe da inflorescência terminal do tipo paniculada de Caryocar brasiliense
Cambess ocorrente na Base Aérea na cidade de Anápolis, estado de Goiás............................46
Figura 11
- Detalhe do fruto
do pequizeiro
(C.brasiliense) conhecido
como
“pequi”.....................................47
Figura 12- Ramo caulinar com folhas compostas trifoliadas da espécie C. brasiliense
Cambess ocorrente na Base Aérea de Anápolis, estado de Goiás............................................48
Figura 13- Detalhe do folíolo da espécie C. brasiliense Cambess ocorrente na Base Aérea de
Anápolis, estado de Goiás.........................................................................................................49
Figura 14: Trifolíolo adaxial de C. brasiliense .......................................................................49
Figura 15: Trifolíolo abaxial de C. brasiliense .......................................................................50
Figura 16 - Secções transversais da Lâmina foliar de C. brasiliense Cambess ocorrente na
Base Aérea de Anápolis, estado de Goiás. A- Caryocar brasiliense Cambess evidenciando
epiderme adaxial com cutícula lisa, células retangulares com paredes anticlinais maiores que
as periclinais (espessa). B- Caryocar brasiliense Cambess evidenciando epiderme abaxial
com cutícula lisa, células retangulares com paredes anticlinais menores que as periclinais
(espessa). C- Caryocar brasiliense Cambess evidenciando a presença de cistólito na epiderme
adaxial.
D-
Caryocar
brasiliense
Cambess
evidenciando
tricoma
glandular
em
depressão...................................................................................................................................52
Figura 15 – Secções transversais da lâmina foliar de C. brasiliense. ocorrente na Base Aérea
de Anápolis, estado de Goiás. A. Caryocar brasiliense Cambess epiderme adaxial. A.
Caryocar brasiliense Cambess epiderme adaxial evidenciando cutícula lisa e delgada,
presença de gotas lipídicas no mesofilo. B- C. brasiliense evidenciando tricoma glandular na
epiderme adaxial em depressão. C- C. brasiliense evidenciando estômatos salientes e ampla
câmara
estomática.
D-
C.
brasiliense
evidenciando
cistólito
na
região
do
bordo.........................................................................................................................................53
Figura 16 - Secções transversais do mesofilo, bordo e nervura central de C. brasiliense
ocorrente na Base Aérea de Anápolis, estado de Goiás............................................................54
LISTA DE TABELAS
Tabela 1: Resultados da prospecção fitoquímica realizada em folhas de C. brasiliense
coletadas na Base Aérea de Anápolis, estado de Goiás............................................................58
SUMÁRIO
1. INTRODUÇÃO ............................................................................................................... 15
2. OBJETIVOS .................................................................................................... 17
2.1 OBJETIVO GERAL ....................................................................................................... 17
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS........................................................................... 17
3. REFERÊNCIAL TEÓRICO .......................................................................... 18
3.1 BIOMA CERRADO ....................................................................................... 18
3.2 PLANTAS MEDICINAIS DO CERRADO ................................................... 22
3.3 Caryocar brasiliense CAMBESS ................................................................... 23
3.4 ESTUDOS FARMACOGNÓSTICOS ........................................................... 29
4. METODOLOGIA ........................................................................................... 31
4.1 COLETA DO MATERIAL BOTÂNICO ....................................................... 31
4.2 CARACTERIZAÇÃO MORFO-ANATÔMICA ........................................... 34
4.3 PROSPECÇÃO FITOQUÍMICA.................................................................... 34
4.3.1 Heterosídeos Antraquinônicos........................................................................................ 35
4.3.2 Esteróides , Triperpenóides e Heterosídeos Cardioativos ........................................... 35
4.3.3 Heterosídeos Flavonóides ................................................................................................ 37
4.3.4 Heterosídeos Saponínicos ................................................................................................ 38
4.3.5 Taninos ............................................................................................................................. 39
4.3.6 Alcalóides.......................................................................................................................... 40
4.3.7 Cumarinas ........................................................................................................................ 41
4.3.8 Resina................................................................................................................................ 41
4.4 DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE ............................................ 41
4.5 DETERMINAÇÃO DE CINZAS TOTAIS .................................................... 42
4.6 DETERMINAÇÃO DE CINZAS INSOLÚVEIS EM ÁCIDO ..................... 42
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO .................................................................... 43
5.1 DESCRIÇÃO MORFOLÓGICA DA ESPÉCIE C. brasiliense ..................... 43
5.2 DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA DAS FOLHAS ........................................ 48
5.3 CARACTERIZAÇÃO ANATÔMICA DA ESPÉCIE C. brasiliense ............ 50
5.4 PROSPECÇÃO FITOQUÍMICA DAS FOLHAS DE C. brasiliense ............ 58
5.5 TEOR DE UMIDADE .................................................................................... 61
5.6 TEOR DE CINZAS TOTAIS ......................................................................... 62
5.7 TEOR DE CINZAS INSOLÚVEIS EM ÁCIDO ........................................... 62
6. CONCLUSÃO ................................................................................................. 63
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ......................................................... 64
1. INTRODUÇÃO
A região do Cerrado possui uma das biodiversidades mais ricas dentro da
vegetação savânica do mundo (PINTO, 1993; SANO; ALMEIDA, 1998). O Cerrado pode ser
caracterizado em diversas fitofisionomias, dentre elas formações florestais (Mata ciliar, Mata
de galeria, Mata seca e Cerradão), formações savânicas (Cerrado sensu stricto, Parque de
Cerrado, Palmeral e Vereda), formações campestres (Campo limpo, Campo sujo e Campo
rupestre) (RIBEIRO; WALTER, 1998). Dentro do bioma Cerrado, o stricto sensu consiste em
cerca de 70% da sua totalidade (EITEN, 1994).
Plantas medicinais é um tema recorrente na pauta da ciência brasileira. Muitos
exemplos de plantas medicinais da biota brasileira poderiam ser citados, entretanto, a maioria
das plantas medicinais comercializadas no Brasil não é introduzida cientificamente. Assim, as
plantas medicinais endêmicas ainda são pouco conhecidas e se constituem num fascinante
assunto de pesquisa acadêmica e de desenvolvimento (PINTO et al., 2002). Dessa forma, as
plantas medicinais apresentam papel importante em questões socioeconômicas, tanto para as
populações que vivem no meio rural, como para as que vivem no meio urbano (CALIXTO;
RIBEIRO, 2004). Estima-se que o Cerrado abriga por volta de sete mil espécies vegetais com
interesse medicinal (VILA VERDE et al., 2003).
A Caryocar brasiliense Cambess (Caryocaraceae) é uma espécie nativa do
Cerrado e apresenta grande valor econômico, uma vez que em geral todas as partes da planta
são utilizadas pela população local (ARAÚJO, 1995). O pequizeiro possui madeira de boa
qualidade e por isso é explorado de forma extrativista, para subsistência e indústrias, é,
portanto uma das espécies arbóreas de grande interesse socioeconômico do cerrado
(CHÉVEZ; POZO, 1997). A casca e as folhas também contêm altos teores de taninos,
utilizados como matéria-prima para fabricação de tinturas (BARRADAS, 1973). Seus frutos
são popularmente conhecidos como pequi e são considerados por muitos como o rei do
Cerrado, devido ao seu valor alimentício, medicinal, melífero, ornamental, oleaginoso e
tanífero (MARQUES et al., 2002).
Além do grande uso na culinária regional esta planta é muito empregada na medicina popular
(SEPTÍMIO, 1994; SIQUEIRA, 1982). Um uso é o do óleo da polpa e das amêndoas no
combate do catarro pulmonar, bronquite, coqueluche e asma (CORREIA, 1962). Relatos da
medicina popular afirmam que as folhas da C. brasiliense podem curar ou melhorar vários
16
problemas de saúde dentre eles os relacionados ao fígado (SEPTÍMIO, 1994; SIQUEIRA,
1982).
O estudo morfoanatômico detalhado de uma espécie busca conhecer sua estrutura
para obter resultados amplos no conhecimento da mesma. Observa-se sua plasticidade
fenotípica que a inclui na taxonomia do grupo a que pertence. Desta forma pode ser feito
estudos ecológicos de populações e comunidades e verificar na análise anatômica estruturas
que possam conter princípios bioativos (MATOS, 1997). A análise macro e microscópica dos
farmacógenos constituídos pela folhas são partes importantes dos estudos farmacognósticos
(ZUANAZZI et al., 1986), com o objetivo de identificar corretamente o material vegetal em
questão (CALDAS et al., 1986; GUTIERREZ; OLIVEIRA, 1989).
A pesquisa fitoquímica tem por finalidade conhecer os constituintes químicos da
espécie vegetal ou avaliar a sua presença, ela indica os grupos de metabólitos secundários
relevantes no material de estudo, e se constitui de características que podem ajudar na
identificação da droga vegetal (MIYAKE;AKISUE G;AKISUE N, 1986). O estudo
fitoquímico também pode ser realizado com o objetivo de conservação da espécie arquivandoos, para o risco de uma possível extinção da mesma (PASSOS et al., 2002).
O pequizeiro representa, portanto, uma planta de grande interesse comercial,
dentre as suas propriedades, as de caráter medicinal estão em evidência. Adquirir
conhecimentos pioneiros acerca dos metabólitos secundários bem como realizar a
caracterização morfoanatômica das folhas adultas da espécie C. brasiliense torna-se
necessário uma vez que estudos deste gênero com as folhas desta espécie são escassos, e ela
encontra-se em grande incidência no Cerrado brasileiro.
17
2. OBJETIVOS
2.3
OBJETIVO GERAL
Avaliação morfoanatômica e identificação dos metabólitos secundários presentes
em folhas adultas da espécie Caryocar brasiliense Cambess (Caryocaraceae).
2.4
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
i.
Realizar cortes anatômicos de folhas adultas da espécie C.
brasiliense para caracterização morfoanatômica;
ii.
Analisar morfologicamente os aspectos microscópicos e
macroscópicos de folhas adultas da espécie supracitada;
iii.
Realizar a prospecção fitoquímica das folhas adultas de C.
brasiliense para análise de sua composição química;
iv.
Relacionar os metabólitos secundários encontrados às suas
possíveis propriedades medicinais;
v.
Determinar o teor de umidade na amostra do material vegetal de
C. brasiliense.
vi.
Determinar o teor de cinzas totais e de cinzas insolúveis em
ácido da amostra vegetal.
18
3. REFERENCIAL TEÓRICO
3.1 BIOMA CERRADO
O Brasil é considerado um dos países de maior diversidade biológica por abrigar
cerca de 10% das formas viventes no planeta (MYERS et al., 2000). Para uma estimativa total
de aproximadamente 15 milhões de espécies existentes, a diversidade biológica brasileira
pode representar algo como 1,5 milhões de espécies, entre vertebrados, invertebrados, plantas
e microrganismos (AGUIAR; MACHADO; MARINHO-FILHO, 2004).
Toda essa riqueza está distribuída em diversos ecossistemas florestais, não
florestais, aquáticos, montícolas, costeiros e marinhos que existem no País (RIBEIRO &
WALTER, 1998). Um desses biomas é o Cerrado, que apresenta uma grande variedade de
sistemas ecológicos decorrentes de uma combinação peculiar de condições edáficas e
climáticas que, somados ao relevo e à altitude, originaram uma vegetação diversificada
(EITEN, 1994).
O bioma Cerrado está situado entre 5° e 20° de latitude sul e de 45° a 60° de
longitude oeste. Ocupa uma área de 2 milhões de Km ² , as variações deste dado dependem
das áreas de transição situadas nas bordas da região central do Cerrado (SILVA; ASSAD;
EVANGELISTA, 2008).
Está localizado nos estados de Goiás, Tocantins e Distrito Federal, parte do estado
da Bahia, Ceará, Maranhão, Mato Grosso do Sul, Minas Gerais, Piauí, Rondônia e São Paulo.
Também ocorre em áreas disjuntas ao norte dos estados do Amapá, Amazônia, Pará e
Roraima e ao sul, em pequenas áreas do Pará (DEUS, 2008).
De acordo com Ribeiro & Walter (1998) (Fig.1), o Cerrado pode ser caracterizado
em diversas fitofisionomias: Formações florestais (Mata ciliar, Mata de galeria, Mata seca e
Cerradão); Formações savânicas (cerrado sensu stricto, Parque de cerrado, Palmeiral e
Vereda); Formações campestres (Campo limpo, Campo sujo e Campo rupestre).
19
Fig.1: Estruturação de ocorrência dos tipos fitofisionômicos do Bioma Cerrado
Fonte: Ribeiro e Walter (1998).
O clima do Cerrado é estacional, onde um período é chuvoso de outubro a março,
seguido por um período seco, de abril a setembro. A precipitação média anual é de 1.500 mm
e as temperaturas são geralmente amenas, entre 22°C e 27°C em média (KLINK;
MACHADO, 2005).
Os solos da região dos Cerrados são classificados em sua maioria como Latossolo
vermelho, que cobre 46% da área. Os solos do tipo Latossolo vermelho apresentam uma
coloração que variam do vermelho para o amarelo, são profundos, bem drenados na maior
parte do ano, apresentam acidez, toxidez de alumínio e são pobres em nutrientes essenciais
(cálcio, magnésio, potássio e alguns micronutrientes) para a maioria das plantas. Existem
também os solos pedregosos e rasos (Neossolos Litólicos), geralmente de encostas, os solos
arenosos (Neossolos Quartzarênicos), os solos orgânicos (Organossolos) e outros de menor
expressão (ADÁMOLI et al, 1987). As plantas existentes no Cerrado desenvolvem-se em
solos muito antigos, intemperizados, ácidos, depauperado de nutrientes, mas que possuem
concentrações elevadas de alumínio (muitos arbustos e árvores nativos do Cerrado acumulam
alumínio em suas folhas) (KLINK; MACHADO, 2005).
A região do Cerrado possui uma das biodiversidades mais ricas dentro da
vegetação savânica do mundo, na qual há uma vegetação rasteira, formada por gramíneas,
árvores esparsas, baixas, tortuosas, com cascas grossas, folhas largas e sistemas radiculares
profundos. Essa vegetação apresenta estratégias de adaptação à seca, com raízes que alcançam
profundidades superiores a 10 m, a germinação de sementes ocorre na época das chuvas e
crescimento radicular pronunciado nos primeiros estádios de desenvolvimento (PINTO, 1993;
SANO; ALMEIDA, 1998).
Klink e Machado (2005) estimam que nada menos do que 320 mil espécies
vegetais ocorram no Cerrado. Esse valor representa cerca de 30% de tudo o que existe no
20
Brasil. Acredita-se que existam aproximadamente 7000 espécies de Angiospermas no Cerrado
(SHEPHERD, 2000), mas esse número pode chegar a 10 mil (MYERS et al. , 2000), o que
confirma a grande diversidade de sua flora.
De acordo com Ratter;Bridgewater;Ribeiro (2003), 44% da flora é endêmica e,
nesse sentido, o Cerrado é a mais diversificada savana tropical do mundo, muito utilizada para
fins econômicos. Destacam-se as espécies de interesse medicinal, alimentício, ornamental,
forrageiro, apícola, produtoras de madeira, cortiça, fibras, óleo, tanino, e outros bens
(ALMEIDA et al., 1998; VIEIRA; MARTINS, 2000; AMOROZO, 2002; GUARIM NETO;
MORAIS, 2003).
As espécies nativas do Cerrado possuem grandes variedades de frutos. Estes
frutos ocupam lugar de destaque já que oferecem elevado valor nutricional, além de atrativos
sensoriais como cor, sabor e aromas peculiares e intensos, no entanto eles ainda são pouco
explorados comercialmente (DEUS, 2008).
Por ser considerado um recurso natural renovável o bioma Cerrado, se manejado
adequadamente, pode gerar ocupação permanente para um grande número de pessoas,
fornecer matéria-prima para a indústria, além de preservar a biodiversidade com conservação
das espécies nativas, bem como a manutenção da qualidade da água. Por representar a
principal área de expansão agrícola do país, alguns recursos naturais, que são de interesse
sócio-econômico para a população dessa região, são eliminados para dar lugar ao
estabelecimento de extensas áreas agropecuárias, impossibilitando a exploração destes
recursos (POZO, 1997).
De acordo com Paiva (2000), nas últimas três décadas, a região do Cerrado
incorporou-se rapidamente ao processo produtivo, na pecuária e na agricultura moderna.
Como resultado deste modo de produção, tem-se uma série de prejuízos ecológicos, tais como
a erosão do solo, o desmatamento, o aumento da utilização dos agrotóxicos, o assoreamento
dos rios e a destruição dos recursos genéticos (Fig.2).
Apesar de toda a sua biodiversidade, o Cerrado sofre contínua devastação. Nas
últimas décadas essa questão acentuou-seprincipalmente para a instalação de agricultura e
pecuária extensivas, com consequências gravíssimas para a manutenção do bioma (MARONI;
DI STASI; MACHADO, 2006). Somente 4,1% deste bioma encontram-se em Unidades de
Conservação, sendo 2,2% de proteção integral (KLINK; MACHADO, 2005).
A degradação do solo e dos ecossistemas nativos e a dispersão de espécies
exóticas são as maiores e mais amplas ameaças à biodiversidade. Também as queimadas
utilizadas para estimular a rebrota das pastagens e para abrir novas áreas agrícolas causam
21
perda de nutrientes, compactação e erosão dos solos, um problema grave que atinge grandes
áreas, especialmente nas regiões montanhosas do leste goiano e oeste mineiro (KLINK ;
MACHADO, 2005).
Figura 2: A: Mapa resultante da classificação das imagens de satélite do sensor MODIS (Moderate Resolution
Imaging Spectroradiometer) que indica as áreas originais e desmatadas na parte central do Cerrado
e os principais blocos remanescentes de vegetação nativa. B: Distribuição espacial das classes de
uso da terra no Bioma Cerrado no ano de 2002. Fonte: Machado et al. (2004); Sano et al. (2008).
Entre as espécies vegetais do Cerrado que são utilizadas pela população, aquelas
com propriedades medicinais estão entre as mais procuradas. Dessa forma, as plantas
22
medicinais apresentam papel importante na questão socioeconômica, tanto para as populações
que vivem no meio rural, como para as que vivem no meio urbano (CALIXTO; RIBEIRO,
2004).
3.2 PLANTAS MEDICINAIS DO CERRADO
As plantas medicinais são utilizadas na terapêutica desde os primórdios da
civilização. Conforme o vegetal medicinal era administrado oferecia recuperação da saúde do
indivíduo (MATOS, 1999). Os primeiros médicos portugueses que vieram para o Brasil,
diante da escassez de medicamentos europeus na colônia perceberam a importância dos
remédios indígenas. Os viajantes sempre se abasteciam destes remédios antes de
excursionarem por regiões pouco conhecidas (PINTO et al., 2002).
Plantas medicinais hoje são bases de estudos na produção de novos fármacos
(MACEDO; CARVALHO; NOGUEIRA, 2002). Avalia-se que por volta de 80% da
população no Terceiro Mundo faz uso de fitoterápicos, em que 85% destes possuem extratos
de plantas medicinais (EMBRAPA 1994). Dessa forma a abordagem etnobotânica isto é o
estudo de plantas medicinais a partir de seu emprego por uma dada população, também é uma
ferramenta útil na elaboração de estudos farmacológicos e fitoquímicos, por já estarem
consagradas pelo uso contínuo (AMOROZO, 1996).
O uso de plantas medicinais cresce hoje devido ao baixo custo, facilidade de
obtenção, aliado a crença popular de que tudo natural é inofensivo. Entretanto, pouco se sabe
sobre os constituintes de plantas e o risco que podem acarretar à saúde. O uso indiscriminado
sem o respaldo científico pode levar à intoxicação ou uso da espécie errada. A documentação
de pesquisas com plantas medicinais tem a sua importância devido à perda rápida de hábitats
naturais, que possuem muitas espécies de plantas endêmicas que podem ser extintas antes de
serem investigadas (OLIVEIRA; FIGUEIREDO, 2007).
A utilização cada vez maior de plantas medicinais exige que se tenha um controle mais
adequado, já que na maioria é insuficiente. A atual legislação brasileira sobre fitoterápicos
visa atender a esta demanda. Em 2005 houve o decreto presidencial de 17/02/05 que criou o
Grupo de Trabalho para elaboração da Política Nacional de Plantas Medicinais e Fitoterápicos
e através da Portaria de número 971 de 3 de maio de 2006 considerando a Organização
Mundial da Saúde (OMS) veio para estimular o uso da Medicina Tradicional/Medicina
Complementar/Alternativa nos sistemas de saúde de forma integrada às técnicas da medicina
23
ocidental modernas. Em seu documento "Estratégia da OMS sobre Medicina Tradicional
2002-2005" preconiza o desenvolvimento de políticas observando os requisitos de segurança,
eficácia, qualidade, uso racional e acesso. Esta legislação evidencia a necessidade de melhoria
da qualidade técnica dos fitoterápicos, os quais passam a ser objeto de testes de farmacologia
pré-clínica, toxicologia pré-clínica e ensaios clínicos, além de rigoroso controle de qualidade
(BRAGA , 2003; SAMPAIO, 2006).
O uso medicinal das plantas do Cerrado é feita na maioria das vezes com raízes,
caules e folhas. As espécies vegetais nativas do Cerrado mais utilizadas são ás pertencentes
dos gêneros Eugenia, Hyptis, Solanum, Annona, Stryphnodendron, Caryocar e Ingá são muito
valorizadas na medicina popular e são de grande interesse econômico regional (ALMEIDA et
al., 1998 apud PASSOS, 2002; VIEIRA & MARTINS, 1998).
O uso medicinal das plantas do Cerrado é feita na maioria das vezes com raízes,
caules e folhas. As principais formas de utilização das plantas do cerrado são os chás, em
decocto ou infuso (ALMEIDA et al., 1998 apud PASSOS, 2002. VIERA & MARTINS, 1998;
BEZERRA et al., 2002; PASSOS et al., 2002; MARQUES, 2002; HERZOG-SOARES et al.,
2002). Além disso muitas plantas do cerrado são utilizadas em terapias antimicrobianas.
Trabalhos de bioatividade in vitro de algumas dessas plantas revelaram a atividade
antifúngica (BEZERRA et al., 2002; PASSOS et al., 2002; MARQUES, 2002; HERZOGSOARES et al., 2002).
3.3 Caryocar brasiliense CAMBESS.
Caryocar brasiliense é uma espécie conhecida de acordo com a região de
ocorrência, por: pequi, piqui, piquiá- bravo, amêndoa-de-espinho, grão-de-cavalo, pequiá,
pequiá-pedra, pequerim, suari e piquiá (SANTOS et al, 2004). O gênero Caryocar vem do
grego caryon (núcleo ou noz) + kara (cabeça), referente ao fruto globoso; o epíteto específico
brasiliense se dá porque essa espécie é originária do Brasil (CARVALHO, 2009). The
Angiosperm Phylogeny Group (APG) II (2003) informa a seguinte divisão taxonômica de
Caryocar brasiliense Cambess. Divisão Angiospermae; clado: Clado Eurosídeas I; Ordem da
Malpighiales (Cronquit classifica como Theales); Família Caryocaraceae e gênero Caryocar.
Dentre as várias espécies predominantes no Centro-oeste a espécie Caryocar brasiliense
Cambess é a de maior incidência. Primeira descrição feita desta espécie: Caryocar brasiliense
Cambess, Fl. Bras. Merid. (A. St.-Hil.). 1(9): 322, t. 67 bis. 1828 [29 Sep 1828].
24
A família Caryocaraceae é da ordem Theales (CRONQUIST, 1988), contém
somente 25 espécies em dois gêneros: o Anthodiscus G. F. W. Meyer (nove espécies) e o
Caryocar L. (16 espécies) (PRANCE, 1990). Esta família predomina entre os trópicos e vai
da região de Costa Rica até o sul do Brasil e Paraguai, a exceção é a região do Caribe. Porém
sua maior e melhor diversidade encontram-se na Amazônia baixa e nas Guianas
(DICKINSON, 1990). Silva Júnior et al. (2005) informa que no Brasil a ocorrência das
plantas da familia Caryocaraceae estão no campo cerrado, campo sujo, cerrado sentido
restrito e cerradão distrófico, no Distrito Federal e nos estados da Bahia, Ceará, Goiás,
Maranhão, Minas Gerais, Mato Grosso, Mato Grosso do Sul, Pará, Piauí, Paraná, São Paulo e
Tocantins.
As plantas da família Caryocaraceae são plantas dicotiledôneas, de porte médio a
grande, com folhas estipuladas, trifoliadas, opostas ou alternadas (DICKISON, 1990). Suas
flores são hermafroditas, cíclicas, de simetria radial com 5 a 6 sépalas soldadas na base ou
livres (JOLY,2002). O tamanho destas flores pode ser de médio a grande porte, são
actinomórficas, com clara diferenciação, em geral cálice e corola com cinco sépalas e pétalas.
Também possuem androceu com muitos estames longos e unidos na base e gineceu com 3 a
20 lóculos (DICKISON, 1990). O ovário pode ser formado por 4 até 20 carpelos com mesma
quantidade de lóculos , cada qual com um só óvulo.
O fruto pode ser drupáceo ou
esquizocárpico (JOLY, 2002).
Giacometti (1993), sem determinar o número, localizou as espécies de Caryocar
em sete dos dez centros de origem das frutíferas brasileiras, que são: Centro Alto
Noroeste/Rio
Negro,
com
algumas espécies
do pequi
(Caryocar
spp,); Centro
Roraima/Manaus (quatro espécies de Caryocar); Centro Sudoeste Acre/Rondônia, com o C.
villosum; Centro Nordeste/Caatinga com C. coriaceum; Centro Brasil Central/Cerrado com
pequi Caryocar spp; Centro Mata Atlântica, setor B; com piqui-vinagreiro (C. edulis); e
Centro Brasil/Paraguai, com C. brasiliense. A espécie de maior presença no Cerrado do
Planalto Central é C. brasiliense Camb., dividida em duas subespécies: C. brasiliense subsp.
Brasiliense, de porte arbóreo e com ampla distribuição, e C. brasiliense subsp. Intermedium,
de porte arbustivo, com ocorrência restrita a algumas partes desse ecossistema (SILVA et al.,
2001).
Das espécies pertencentes à família Caryocaraceae pode-se observar que o
Caryocar brasiliense é uma espécie de ampla distribuição no Cerrado brasileiro (RATTER;
BRIDGEWATER; RIBEIRO, 2003). É uma planta pioneira (CARVALHO, 2009), que vai de
menor porte até 15 m de altura (ALMEIDA; SILVA, 1994). O pequi tem ampla utilização
25
pela população (Figura 3) e é considerado por muitos como o rei do Cerrado, devido ao seu
valor alimentício, medicinal, melífero, ornamental, oleaginoso e tanífero (MARQUES et al.,
2002).
Fig.3: Locais identificados de ocorrência natural de pequizeiros no Brasil.
Fonte: Carvalho (2009)
O pequizeiro (Caryocar brasiliense) é de grande uso na culinária regional esta
planta é muito empregada na medicina popular. O decocto das folhas e flores é considerado
energético, fortificante e afrodisíaco. O chá das folhas é usado nas doenças do fígado
(SEPTÍMIO, 1994; SIQUEIRA, 1982). As cascas dos frutos e da árvore são utilizadas em
infusões como antifebris e diuréticas. O óleo da polpa e das amêndoas é usado no combate do
catarro pulmonar bronquite, coqueluche e asma (CORREIA, 1962). A casca e as folhas
também contêm altos teores de taninos usados como matéria-prima para fabricação de tinturas
(BARRADAS, 1973).
26
O pequizeiro é uma planta semidecídua, heliófita, seletiva xerófita (LORENZI,
2000). Possui raízes profundas e pivotantes e com marcante capacidade para desenvolver-se
horizontalmente em solos rasos. Desta forma este se desenvolve sobre ambientes pobres em
nutrientes minerais e com elevado teor de alumínio, como o Latossolo Vermelho Amarelo,
Latossolo Vermelho, Cambissolo, Neossolo Quartzarênico e Neossolo Litólico (DEUS,
2008).
As espécies do gênero Caryocar não são acumuladoras de alumínio, pois mantêm
níveis entre 0,01 a 0,06% e nunca acima de 0,08% - contra teores de 1,0 a 1,8% e nunca
abaixo de 0,9%, característico de plantas que acumulam este metal. Já outros nutrientes como
N, P, K, Ca ou Mg, há variação sazonal de concentração nas folhas. O alumínio, por exemplo,
é visto em níveis baixos independente dessa variação, mesmo que na área de localização do
pequizeiro tenham ocorrido queimadas ou não na estação anterior (MEDEIROS;
HARIDASAN, 1985). Pelo fato de ser pouco exigente quanto à fertilidade do solo, os
elevados teores minerais de seus frutos chegam a surpreender pela sua alta concentração
nutricional, conduzindo à hipótese de que se trata de uma planta bastante eficiente na extração
de nutrientes (VOIGT et al., 2010).
Carvalho (2009) descreve a forma biológica e estacionalidade da C. brasiliense
como planta arbustiva (arbusto) até arbórea (arvoreta a árvore), com comportamento
semidecíduo de mudança foliar. As árvores maiores podem chegar a dimensões próximas a
11m de altura e 83 cm de diâmetro à altura do peito, medido a 1,30 m do solo na idade adulta.
Possui tronco tortuoso com o fuste curto, atingir no máximo 5 m de comprimento. Suas
ramificações são cimosas com a copa espalhada e arredondada. Já seus ramos são jovens e
sulcados, com os entrenós com medidas de 3,5 cm a 17 cm de comprimento e com as
lenticelas obscurecidas pela pilosidade. As cascas de Caryocar brasiliense medem até 10 mm
de espessura com a casca externa ou ritidoma de cor cinza, com fissuras e cristas sinuosas e
descontínuas.
Carvalho (2009) designa as inflorescências de Caryocar brasiliense como
indefinidas com os pendúnculos de comprimentos desiguais, entretanto todas as flores estão
mais ou menos no mesmo plano, como uma umbela. Possui de uma a 30 flores, agrupadas no
ápice da raque; o pedúnculo mede de 8 cm a 18 cm de comprimento, velutino, raramente
esparso-velutino; pequenas brácteas que vão de 2 mm a 5 mm de comprimento por 2 mm de
largura; a face abaxial é glabra e a adaxial, curto-serícea. As flores por sua vez são protandras,
actinomorfas, com cor de esverdeadas a brancas, vistosas, medindo de 50 mm a 75 mm de
diâmetro, com numerosos estames brancos.
27
Silva Junior (2005) descreve que o pequizeiro (C. brasiliense) floresce de junho
(final da estação seca) a janeiro, com até 30 flores por inflorescência, cada flor contem cinco
pétalas livres e mede cerca de 8 cm de diâmetro. Barradas (1972) considera a espécie como
auto - compatível, porém exibe uma fertilização bem maior quando ocorre polinização
cruzada. A C. brasiliense é polinizada em geral por morcegos (GRIBEL ; HAY, 1993),
algumas espécies de aves (MELLO, 2001) e formigas (OLIVEIRA, 1997), um marsupial
(Didelphis albiventris) e um corvídeo, a gralha-do-cerrado (Cyanocorax cristatellus)
(CARVALHO, 2009). Essa espécie apresenta dificuldades no processo de propagação, pois
suas sementes possuem dormência (MIRANDA, 1986; MELO; GONÇALVES, 1991). A sua
produção não é estável, devido às diferenças climáticas, sobretudo no período pós-floração.
Em anos de muita chuva há pouca produção porque a chuva derruba as flores antes da
fecundação, o que reduz a produção, por isso nos tempos de seca a produção é maior
(DAMIANI, 2006).
Figura 4: Fruto de pequi.
Fonte: Carvalho (2009)
O fruto do pequi (C. brasiliense) (Fig.4) é drupóide verde com dimensões de 4,2 a
6,4 x 6,5 a 7,8 cm. Seu epicarpo é coriáceo e carnoso, envolvido pelo mesocarpo amarelo
claro. Quando o fruto encontra-se maduro sua casca, que permanece sempre da mesma cor
verde-amarelada amolece (DEUS, 2008). Oliveira et al. (2006) afirma que o putâmem como é
referido o epicarpo quando maduro pesa em geral 25 g, possui formato reniforme e constitui a
porção aproveitada para consumo humano, esta por sua vez contém elevados teores de óleos,
proteínas e carotenóides. A polpa ou putâmem possui alto valor energético (358 kcal/100g,
em média). A maioria dessas calorias é proveniente dos altos teores de lipídios: 45% de ácido
28
oléico, 38% de ácido palmítico, 11% de ácido esteárico e 4% de ácido linoléico (SEGALL et
al., 2002). Ramos et al., (2001) identificaram na polpa cozida além do β-caroteno (12,17 µg/g)
outros carotenóides como : ζ-caroteno (8,17 µg/g), criptoflavina (12,65 µg/g), criptoxantina
(7,99 µg/g), anteraxantina (31,28 µg/g), zeaxantina (79,73 µg/g) e mutaxantina (2,07 µg/g). O
endocarpo é espinhoso e faz a proteção de semente ou amêndoa que também é comestível
(VERA et al.,2007).
Os espinhos são considerados uma limitação no momento da comercialização do
pequi, pois dificulta a extração eficiente da polpa o que pode levar a riscos de acidentes para
pessoas que não tem o hábito de consumir o fruto. Estudos realizados pelo Instituto de
Genética e Bioquímica da Universidade de Uberlândia em 2004 descobriram uma mutação do
pequizeiro que produz frutos sem espinhos o que traz maiores expectativas para a ampliação
de vendas do produto. Foi observada então a possibilidade de enxertos e de germinação das
sementes o que trará um rendimento superior de polpa (KERR et al., 2007).
Segundo Almeida e Silva (1994) o fruto da Caryocar brasiliense é rico em altos
teores de caroteno (pró-vitamina A), (7,25 mg/100 g), vitamina C (78, 3 mg/100g), 33 % de
lipídios, em maior quantidade o ácido oléico, um ácido graxo insaturado importante para o
organismo vegetal. Essas especificações do fruto supõem que este possa obter compostos
químicos que protegem a fração lipídica da oxidação já que a vegetação nativa de regiões de
alta incidência de radiação solar estão sujeitas à uma maior promoção de radicais livres
(LIMA, 2008).
As sementes do fruto do pequizeiro são castanhas, reniformes, com os espinhos
medindo cerca de 4 mm de comprimento (CARVALHO, 2009). São reniformes do tipo
hipocotilar e com cotilédones poucos desenvolvidos (MONTORO, 2008). Essas amêndoas
são uma fonte considerável de Mn, Zn, Cu, Na, Fe e Ca, sendo que a concentração de fósforo
é de 1,21% que atinge a ingestão diária de um adulto (ALMEIDA ; SILVA, 1994).
O óleo retirado das amêndoas e da polpa é utilizado na manufatura de sabão
doméstico e na indústria de cosméticos (ARAÚJO, 1995; SILVA et al., 2001). Alguns
estudos realizados na Universidade São Paulo (USP) de Ribeirão preto mostram o potencial
do óleo de pequi tem potencial de uso na produção de combustíveis e lubrificantes. Como
combustível estudou a mistura de 5% de biocombustível, extraído do pequi, no óleo diesel
autorizado pela Agência Nacional de Petróleo (USP, 2003).
Carvalho (2009) descreva as folhas da Caryocar brasiliense como compostas, de
filotaxia oposta, trifolioladas, raramente monofolioladas; os pecíolos medem de 1 cm a 21 cm
de comprimento e são velutinos, frequentemente, no último par de folhas, é subséssil;
29
peciólulos pulvinados, medindo de 0,1 cm a 1,9 cm de comprimento; estipelas ausentes. Os
folíolos são denteados a crenados, medem de 6,5 cm a 19,5 cm de comprimento por 4,1 cm a
15,4 cm de largura, obovais, ápice obtuso, os laterais com base desigual, pilosos, com
nervuras salientes na face abaxial.
3.4 ESTUDOS FARMACOGNÓSTICOS
O estudo morfoanatômico detalhado de uma espécie busca conhecer sua estrutura para
obter resultados para o conhecimento da mesma. Observa-se sua plasticidade fenotípica que
ou inclui na taxonomia do grupo a que pertence. Desta forma pode ser feito estudos
ecológicos de populações e comunidades e verificar com a análise anatômica estruturas que
possam conter princípios bioativos (MATOS, 1997).
Um dos aspectos mais delicados da fitoterapia é a diversidade de nomes vernaculares
que são atribuídos às plantas, que podem variar para cada região do Brasil (LORENZI;
MATOS, 2002). Assim, um trabalho com fitoterápico se inicia com a correta identificação da
espécie estudada. Dentre as evidências utilizadas para esse fim, as características
morfológicas e anatômicas estão entre as mais baratas e acessíveis. Considerando que os
fitoterápicos são comercializados, em grande parte, sob a forma de pó, ou seja, bastante
fragmentados, as descrições morfoanatômicas estão entre os primeiros parâmetros para o
controle de qualidade (MARTINS, et al;2006).
A pesquisa fitoquímica de plantas tem como objetivo principal a procura dos
constituintes químicos como agentes terapêuticos. Dessa forma deve-se considerar tanto o
levantamento bibliográfico como o conhecimento popular, pois todos esses dados obtidos são
base para identificação da atividade farmacológica de plantas medicinais. Se o vegetal de
interesse não possuir estudos químicos a análise fitoquímica é feita preliminarmente com
caráter de identificar os metabólitos secundários relevantes que a planta possui. Realiza-se
uma série de testes aplicados á parte da planta de se deseja conhecer os seus constituintes
químicos (FALKENBERG, SANTOS, SIMÕES, 2007; FACUNDO; MOREIRA, 2005).
Devido muitas das espécies utilizadas como medicinais são comercializadas secas, em
fragmentos de dimensões variadas e, portanto, sua adulteração torna-se facilitada. Para a
avaliação da qualidade dos lotes de drogas, a microscopia costuma ser considerada o método
mais rápido, fácil e barato na identificação e verificação da pureza de drogas vegetais, e caso
30
a droga estiver moída ou rasurada, certos elementos como cristais, estômatos e pêlos podem
ser identificados por esta análise (LOLIS, 2003).
Marques (2002) realizou um estudo de análise fitoquímica versus atividade
biológica dos extratos da folha, botão floral e fruto da Caryocar brasilienses, e posteriores
extrações sucessivas com solventes de polaridades crescentes. Foi observado, na folha e no
botão floral o perfil de metabólitos secundários sendo que os teores de substâncias polares e
apolares eram semelhantes. O fungo F. oxysporum foi o que apresentou maior inibição de sua
proliferação quanto à porcentagem de germinação em contato com o extrato etanólico e
metanólico da folha, botão floral e fruto do pequi considerando as diferentes concentrações
dos extratos em teste.
Bezerra et al. (2002) descreve os estudos feitos com extratos fenólicos da folha e
da casca do caule de pequi. Estes têm ação antimicótica e moluscicidas. Os mesmos autores
verificaram princípios ativos presentes em frações de acetato de etila da folha de pequi inibem
a proliferação de algumas espécies de fungos e caramujos. Passos et al., (2002) também
demonstraram em seu trabalho a atividade antifúngica do extrato da folha e casca do caule do
pequi sobre o Cryptococus neoformans, verificou que em todas as partes do fruto possuem
essa atividade.
Herzog-Soares et al. (2002) avaliaram a interferência dos extratos brutos
etanólicos das cascas do fruto do C. brasiliense, na concentração de 400 ppm, sobre a
parasitemia, na fase aguda da infecção do Trypanossoma cruzi. Foi observada interferência
relevante sobre a curva de parasitemia, pela cepa Y de T. cruzi, o que reduziu o número de
parasitos circulantes no sangue, entretanto sem taxa de mortalidade total.
Perez (2004) detectou na diagnose fitoquímica dos frutos de Caryocar
brasilienses Camb. no extrato hidroalcóolico do mesocarpo interno e do endocarpo foi
detectado heterosídeos flavônicos, entretanto no extrato aquoso sugeriu a incidência de
heterosídeos saponínicos, além de ácidos fixos, aminogrupos, taninos condensados e açúcares.
Também foi determinado a concentração de carotenóides (luteína, β-criptoxantina e βcaroteno) no mesocarpo interno e endocarpo.
Lima et al. (2007) fizeram um estudo da composição química e compostos
bioativos presentes na polpa e na amêndoa do pequi (C. brasiliense) e os resultados obtidos
indicaram quantidades de compostos fenólicos totais em valores superiores aos encontrados
na maioria das polpas de frutas consumidas no Brasil. Também foi descrito que a polpa do
fruto de Caryocar brasiliense possui carotenóides totais.
31
O C. brasiliense também foi objeto do estudo sobre a Avaliação dos efeitos antigenotóxicos,
antioxidantes e farmacológicos de estratos da polpa do fruto do pequi. Foi considerado além
de varias propriedades nutricionais, efeitos antioxidantes e cardiovasculares protetores e após
testes adicionais e com a definição de dose adequada poderá ser usado como adjuvante na
quimioterapia do câncer, na forma de suplemento alimentar ( MIRANDA-VILELA, 2009).
4. METODOLOGIA
4.1. COLETA DO MATERIAL BOTÂNICO
O material botânico foi coletado na Base Aérea localizada no município de
Anápolis, GO. Este está situado no Planalto Central do Brasil, a 1.075m de altitude, entre as
coordenadas geográficas 16º05‟30‟‟ e 16º29‟49‟‟ de latitude sul e 48º45‟14‟‟ e 49º13‟17‟‟ de
longitude oeste, a aproximadamente 60 km da capital, Goiânia (Figura 5). A Base Aérea de
Anápolis situa-se às margens da BR 414 com área total de 1.641,12 ha . A vegetação
remanescente é composta por formações florestais, cerrado sensu stricto, campo sujo e campo
limpo. Por ser uma área de proteção militar, possui acesso restrito, e apresenta um
significativo fragmento de Cerrado com pouca ação antrópica (Figura 6).
Figura 5– Mapa da localização da cidade de Anápolis no Estado de Goiás
Fonte: Plano Diretor de Anápolis 2005-2006.
32
Figura 6–Vista aérea da Base Aérea de Anápolis, Goiás.
Fonte: Google Earth, 2011.
Para a obtenção de informações sobre algumas “obras princeps” das espécies de
Caryocar Cambees tratadas para o Brasil, foram consultados sites específicos sobre
taxonomia, tais como, Missouri Botanical Garden, New York Botanical Garden, Index Plant
Names International (IPNI), base bibliográfica do Royal Botanic Gardens.
Com a finalidade de obter informações adicionais sobre a abrangência geográfica
e amplitude morfológica da espécie C.brasiliense foram visitados alguns importantes
herbários da região Centro-Oeste. Os herbários visitados foram os seguintes: Cenargem
(CEN), Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, Brasília, DF; Herbário da Reserva
Ecológica do IBGE, Brasília, DF (IBGE); Herbário da Universidade de Brasília, Brasília, DF
(UB); Herbário da Universidade Federal de Goiás, Goiânia, GO (UFG); Herbário da
Universidade Estadual de Goiás, GO (UEG).
Foram realizadas expedições de campo no período de dezembro 2010 a fevereiro de
2011 na Base Aérea de Anápolis no estado de Goiás. Foram coletadas de forma aleatória
folhas de 10 indivíduos adultos da população de C. brasiliense. Os locais (Figura 7) e as datas
das expedições foram escolhidos a partir de levantamentos realizados nos herbários CEN, UB,
UFG (idas in loco) e os locais de coleta foram registrados geograficamenta e com auxílio de
aparelho de GPS (Global Position System) cujas coordenadas encontradas foram: 16º05‟30‟‟S
e 48º45‟14‟‟W.
33
i
Figura 7- A: A vista panorâmica do cerrado sensu stricto da Base Aérea de Anápolis – GO. B:
População de C. brasiliense na Base Aérea de Anápolis – GO. C: Detalhe do local de coleta na
Base Aérea de Anápolis – GO.
As amostras de C. brasiliense foram coletados de plantas adultas com folhas,
flores e/ou frutos e fotografadas em campo utilizando câmera digital Canon A310ara. Entre o
universo de avaliação, o ramo caulinar de plantas adultas de C.brasiliense foi coletado, na
Base Aérea de Anápolis. Uma duplicata de cada material coletado encontra-se depositado no
Herbário da Universidade Estadual de Goiás (UEG), Campus Anápolis, GO sob tombo nº
7143.
34
4.2 CARACTERIZAÇÃO MORFO-ANATÔMICA
A caracterização macroscópica das folhas foi realizada à vista desarmada e
com o auxílio de um microscópio estereoscópico, quando necessário segundo os parâmetros
descritos por Oliveira e Akissue (2000).
Após a lavagem das folhas adultas de C.brasiliense coletas e ainda frescas,
fragmentos com cerca de 1 cm de comprimento do pecíolo e 1 cm de comprimento por 0,5cm
de largura da lâmina foliar, foram retirados com auxílio de lâmina ou bisturi e colocados em
frasco, previamente identificados, contendo formaldeído, ácido propiônico e álcool (FPA)
70% (v/v) como fixador. Após três dias o FPA foi substituído por etanol 70% (v/v).
Para a caracterização morfoanatômica das folhas de C. brasiliense, foram
realizados cortes histológicos à mão livre em diferentes localizações como as regiões: do
bordo foliar (ápice, base e mediana foliares), da região da nervura principal, da internervura,
do pecíolo e cortes paradérmicos.
Os cortes histológicos foram submetidos à dupla coloração, azul de
alcian/safranina, baseada na metodologia adaptada de Kraus & Arduin (1997) e com etzold
(Etzold, 1993). Os melhores cortes foram colocados entre lâmina e lamínula contendo uma
gota de glicerina/água a 50% (v/v), e foram vedados com esmalte incolor nas bordas da
lamínula. As lâminas contendo os melhores cortes histológicos foram fotografadas para que
então se iniciasse a análise morfoanatomica.
4.3 PROSPECÇÃO FITOQUÍMICA
Os testes de prospecção fitoquímica foram realizados após a secagem do
material vegetal em estufa com circulação forçada de ar (modelo FABBE – PRIMAR) por 72
horas. Em seguida foram moídas em um moinho de facas (modelo Tipo WILLYE TE-650
TECNAL), para que então se iniciasse a análise fitoquímica, em triplicata, baseada em
metodologias adaptadas de Costa (2001) e Matos (1997). Descritas a Seguir:
35
4.3.1 Heterosídeos antraquinônicos
Extração:
Em um béquer de 250mL foi colocado 1g da amostra vegetal moída e adicionado
a esta 30mL de álcool a 75% (v/v), aquecendo-a durante três minutos em chapa aquecedora. A
solução foi filtrada ainda quente, em um funil com algodão, em seguida transferiu-se 10mL
do filtrado para um béquer de 40mL (I) e 10mL para outro béquer (II). Foi acidificado o
conteúdo do béquer I com 0,5mL de ácido clorídrico solução reagente (HCl-SR) a 10% (p/p)
que em seguida levou-se à fervura por dois minutos. O mesmo foi realizado com o béquer II,
entretanto não houve a adição do ácido (COSTA, 2001).
Caracterização:
As soluções dos béqueres I e II foram transferidas para tubos de ensaio,
previamente identificados, adicionou-se a cada um deles 10mL de éter etílico P. A., agitandoos levemente. Desta solução foram separados 5mL da fase etérea da solução do tubo I e do
tubo II e adicionou-se 4mL de amônia SR 50% (v/v), em cada uma, deixou-se em repouso por
cerca de cinco minutos.
Após o repouso verificou-se a coloração da solução na fase
amoniacal, a coloração rósea indica teste positivo, portanto a presença de heterosídeos
antraquinônicos .
4.3.2 Esteróides , Triterpenóides e Heterosídeos Cardioativos
Extração:
Para a extração dos possíveis heterosídeos cardioativos presentes na amostra
pulverizada foi pesado, em balança semi-analítica, 2,5 g da amostra, acrescentou-se 25 mL de
etanol a 50% (v/v) e 10 mL de solução de acetato de chumbo a 10% (p/v) e levou-se a fervura
por 4 minutos. Após o resfriamento, o volume foi completado para 25 mL.
Caracterização:
Para a caracterização desta classe de metabólitos secundários foram realizadas as
seguintes reações:
Reação de Liebermann-Burchard (reação de caracterização do
núcleo esteróide): Foram transferidos 3 mL da fração clorofórmica para um tubo
de ensaio e levados à secura em banho-maria. Ao resíduo do tubo, adicionou-se 1
36
mL do reagente de Liebermann-Burchard, recém preparado (1 mL de clorofórmio
P. A., 1 mL de anidrido acético P. A. e 3 - 4 gotas de ácido sulfúrico
concentrado). O tubo foi deixado em repouso por 5 minutos. O desenvolvimento
de coloração acastanhada a esverdeada indica reação positiva para esteróides/
triterpenos.
Reação de Keller-Kiliani (reação que detecta desoxi-açúcares): Foram
evaporados, até a secura, 5 mL da fração clorofórmica num tubo de ensaio em
banho-maria. Ao resíduo do tubo, adicionou-se um reagente recém-preparado que
contém ácido acético glacial P. A. e cloreto férrico 9% (p/v) na proporção de 3:
0,1. Homogeneizou-se o conteúdo do tubo e lentamente verteu-se para outro tubo
de ensaio contendo 2 mL de ácido sulfúrico concentrado. O desenvolvimento de
um anel de coloração castanho-avermelhada na zona de contato e/ou o
aparecimento de coloração azul-esverdeada na camada acética, indica reação
positiva para desoxi- açúcares.
Reação de caracterização do núcleo esteróide: Foram evaporados 3 mL
da fração clorofórmica até a secura numa cápsula de porcelana em chapa
aquecedora. Acrescentou-se ao conteúdo da cápsula, após o resfriamento, 3 - 6
gotas de ácido fosfórico concentrado. A presença de fluorescência amarela ou
verde, sob luz ultravioleta (365nm), indica reação positiva (COSTA, 2001).
Reação de Kedde (reação específica para o anel lactônico de
heterosídeos cardioativos): Foram transferidos 6 mL da fração clorofórmica para
um tubo de ensaio e levados à secura em banho-maria. Ao resíduo do tubo foram
acrescentados 2 mL de etanol 50% (v/v), 2 mL de água, 2 mL de reagente ácido 3
- 5 dinitrobenzóico a 1% (p/v) recém-preparado em etanol a 96% (v/v) e 2 mL de
hidróxido de potássio 1M. Após repouso de 5 minutos a coloração castanhoavermelhada a vermelho-violeta indica reação positiva para heterosídeos
cardioativos.
37
4.3.3 Heterosídeos flavonóides
Extração:
Uma solução inicial contendo 7g da amostra vegetal moída em 60mL de etanol a
70% (v/v) foi fervida por cinco minutos e filtrada em papel de filtro, previamente umedecido
com etanol 70% (v/v) para que fossem realizadas reações para testes de heterosídeos
flavonóides.
Caracterização:
A partir do filtrado obtido foram realizadas as seguintes reações:
Reação de Shinoda: Foram transferidos 3 mL do filtrado para um tubo
de ensaio. Adicionou-se cerca de 1 cm de fita de magnésio fina e foi acrescentado
cuidadosamente 1 mL de ácido clorídrico concentrado. O aparecimento de
coloração vermelha indica reação positiva para heterosídeos flavonóides.
Reação Oxalo-Bórica: Evaporou-se 5 mL de solução extrativa em uma
cápsula de porcelana. Juntando ao resíduo semi-seco 3 mL de solução de ácido
bórico a 3% (p/v) e 1 mL de solução de ácido oxálico a 10% (p/v). Foi evaporado
até secura e adicionou, ao resíduo seco, 7 mL de éter etílico P.A. Observou-se sob
luz ultravioleta à ocorrência ou não de fluorescência.
Reação com Ácido Sulfúrico Concentrado: Foram adicionados 3 mL da
solução extrativa numa cápsula de porcelana, deixando evaporar até a semisecura. Juntou-se 0,5 mL de ácido sulfúrico concentrado. A presença de
fluorescência amarela ou verde, sob luz ultravioleta, indica reação positiva para
heterosídeos flavonóides.
Reação com Hidróxidos: Foram transferidos 3 mL da solução
extrativa para um tubo de ensaio. Adicionou-se 1 mL de hidróxido de sódio a
20% (p/v), agitando o tubo. O desenvolvimento de coloração amarela indica
reação positiva para heterosídeos flavonóides.
Reação com Cloreto de Alumínio: Foram transferidos cerca de 5 mL da
solução extrativa para uma cápsula de porcelana. Concentrou-se à metade e
transferiu-se para um pedaço de papel de filtro espalhando sobre toda a
superfície. A seguir, uma das regiões do papel foi umedecida com solução de
cloreto de alumínio a 5% (p/v). O cloreto de alumínio forma complexos com
38
hidroxilas vizinhas ou hidroxilas e carbonilas vizinhas nos derivados
flavonóides, tais complexos apresentam fluorescência que vai do amarelo ao
azul-esverdeado quando observados sob luz ultravioleta 365 nm.
Reação com Cloreto Férrico: Foram transferidos 3 mL da solução
extrativa para um tubo de ensaio. Acrescentou-se 2 gotas de cloreto férrico a
4,5% (p/v) e foi observou-se o aparecimento de coloração azul, verde marrom
ou vermelha indicando reação positiva. Muitos compostos fenólicos na
presença de cloreto férrico desenvolvem coloração azul, verde, marrom ou
vermelho.
4.3.4 Heterosídeos saponínicos
Extração:
A partir de 1g da amostra vegetal moída colocada em um béquer, adicionou-se
100mL de água destilada que, em seguida, levou-se à fervura por cinco minutos em chapa
aquecedora. Durante a decocção adicionou-se gotas de uma solução de carbonato de sódio a
10% (p/v) até a neutralização, identificou-se através do papel de tornassol. Após esta etapa
filtrou-se a solução com o auxílio de um algodão e completou-se o volume para 100mL com
água destilada (COSTA,2001).
Caracterização:
Agrupou-se a solução em 10 tubos de ensaio de tamanhos e diâmetros iguais,
todos previamente identificados e com duas marcações diferentes, a primeira correspondente
a 10mL e a segunda à 1cm acima desta primeira marcação.
No tubo I foi adicionado 1mL da solução inicial e 9mL de água destilada. No tubo
II foi colocado 2mL de solução inicial e adicionou-se e 8mL de água destilada. Já no terceiro
tubo de ensaio foram colocados 3mL de solução inicial e 7mL de água destilada. Esta
proporção foi mantida nos tubos de ensaios seguintes, sendo que no último tubo de ensaio só
continha a solução inicial (10 mL). Após esta etapa, os tubos de ensaio foram agitados
vigorosamente por 20 segundos e deixados em repouso por 10 minutos. Observou-se na
região mais alta dos tubos de ensaio uma camada de espuma.
39
4.3.5 Taninos
Extração:
Para a extração dos possíveis taninos, foram pesados em balança semi-analítica,
2g da amostra pulverizada e adicionados 50 mL de água destilada, a mistura foi levada à
fervura durante 5 minutos. Em seguida, procedeu a filtração da mistura ainda quente,
utilizando papel de filtro. Completou-se o volume do filtrado obtido para 100 ml e procedeuse a pesquisa de taninos.
Caracterização:
Foi montada uma bateria contendo 6 tubos de ensaio. A cada tubo foram
adicionados 5 mL da solução extrativa e realizadas as seguintes reações:
Reação com gelatina: Foram adicionadas ao primeiro tubo, 5 gotas de
solução de gelatina a 2,5% (p/v) em solução de cloreto de sódio a 5% (p/v). A
presença de precipitado branco indica reação positiva.
Reação com alcalóides: Foram adicionadas ao segundo tubo, 5 gotas de
solução de sulfato de quinina a 1% (p/v) em ácido sulfúrico a 5% (p/v). Ao
terceiro tubo, adicionou-se 5 gotas de solução de brucina a 1% (p/v) em ácido
sulfúrico 5% (p/v). A presença de precipitado indica a existência de taninos na
amostra.
Reação com sais metálicos: Ao quarto tubo foram adicionadas 5 gotas
de acetato de cobre a 4% (p/v). Ao quinto tubo foi acrescentado 2 gotas de cloreto
férrico a 2% (p/v). A presença de taninos é evidenciada pela formação de
precipitado na amostra. O aparecimento de precipitado indica presença de taninos.
Reação com Hidróxidos: Ao sexto tubo foram adicionadas 5
gotas de solução de hidróxido de sódio ou potássio a 20% (p/v). A presença de
taninos foi evidenciada pela formação de precipitado.
Para cada uma dessas reações, paralelamente, foi preparado um tubo controle
contendo 5 mL de ácido tânico 0,5% (p/v) e os reagentes da reação correspondente, a fim de
comparar o tubo teste com o tubo controle. Na reação com hidróxidos há uma mudança de
coloração da solução (escurecimento) caracterizada pela presença de fenatos solúveis
formados pela reação de grupos fenólicos dos taninos com os hidróxidos (COSTA,2001).
40
4.3.6 Alcalóides
Extração:
Acrescentou-se à 2g de amostra vegetal pulverizada, 20 mL de ácido sulfúrico a
5% (v/v) e ferveu-se por três minutos, sendo em seguida esta solução filtrada com o auxílio de
papel de filtro. O filtrado após ter sido resfriado, foi distribuído em seis tubos de ensaio. Em
cada tubo de ensaio, foram gotejadas de 3 a 9 gotas dos reativos gerais para os alcalóides, a
partir de metodologias adaptada de Costa (2001), relacionadas abaixo:
Caracterização:
Reativo de Mayer (tetra-iodomercurato de potássio): Dissolveu-se em
água, 2,71g de cloreto de mercúrio e 10g de iodeto de potássio, completando o
volume com água 200ml. Agitou-se e filtrou-se em seguida, a presença de
alcalóides pode ser observada pela presença de um precipitado branco.
Reativo de Dragendorff (iodo-bismutato de potássio): Dissolveu-se 8g
de subnitrato de bismuto em 20 mL de ácido nítrico diluído a 30% (v/v).
Dissolveu-se em separado, 22,8g de iodeto de potássio num volume mínimo de
água. A primeira solução foi lançada, pouco a pouco, sobre a segunda,
permanecendo em repouso durante algumas horas, e filtrou-se. O volume foi
completado com água até 100 mL, armazenou-se ao abrigo da luz, verificando
assim a formação de um precipitado na cor vermelho tijolo.
Reativo de Bouchardat (solução aquosa de iodo em iodeto de potássio):
Foram dissolvidas 4g de iodeto de potássio (KI) e 2g de iodo metálico em 100 mL
de água. A solução, já neutra ou ácida, reagiu-se com alcalóides formando um
precipitado marron-avermelhado.
Reativo de Bertrand (ácido sílico-tungstico a 5% p/v): precipitado
branco.
Reativo de Hager (ácido pícrico a 2% p/v): precipitado amarelo.
Ácido Tânico a 1% (p/v): precipitado bege.
Deverá ser observada a formação, em todos os tubos de ensaio, de um precipitado.
41
4.3.7 Cumarinas
Extração:
Para extração das possíveis cumarinas, foram pesadas 2g da amostra
pulverizada em balança semi-analítica e adicionados a 30 mL de água quente. Essa mistura foi
filtrada, e ao filtrado adicionou-se 1 mL de ácido clorídrico 1N (pH=1). Em seguida, foi
extraído com 10 mL de éter etílico P.A. A fase etérea foi concentrada até a metade de seu
volume (COSTA, 2001).
Caracterização:
Para caracterização dessa classe de metabólitos secundários foram aplicadas gotas
da fase etérea sobre duas regiões de um papel de filtro. A uma das manchas formadas
adicionou-se 1 gota de NaOH 1N. O papel foi observado sob luz ultravioleta 365nm. As
cumarinas, desenvolvem fluorescência azul-brilhante ou verde quando observadas sob luz
ultravioleta 365 nm e em solução alcalina, sofrem rompimento do anel lactônico,
desenvolvendo cor amarelada.
4.3.8 Resina
A solução composta de 2g de amostra com 30 mL de etanol absoluto foi aquecida
por três minutos. Em seguida filtrou-se a solução e logo após, adicionou-se à mesma 10 mL
de água destilada, para que depois se observasse a presença de turvação.
4.4 DETERMINAÇÃO DO TEOR DE UMIDADE
O experimento foi realizado em triplicata segundo a metodologia descrita na
Farmacopéia Brasileira V edição (2010). Transferiu-se exatamente 2g da amostra vegetal
moída para um cadinho previamente tarado e dessecado a 100-105ºC durante trinta minutos.
A amostra vegetal no cadinho foi mantida em estufa (Fanem - modelo 002 CB) por duas
horas, em temperatura de 100-105ºC. Em seguida, este material foi resfriado em dessecador
(modelo Pyrobrás) e pesado. Continuou-se a dessecação e fazendo a pesagem no intervalo de
uma em uma hora. O ensaio foi concluído quando duas pesagens sucessivas não diferirem
42
entre si por mais de 5mg. Calculou-se, ao final deste período, a porcentagem de água em
relação ao material moído e seco ao ar livre.
4.5 DETERMINAÇÃO DO TEOR DE CINZAS TOTAIS
O experimento foi realizado em triplicata segundo a metodologia descrita na
Farmacopéia Brasileira V edição (2010). Pesou-se, em balança analítica, cerca de 3g da
amostra vegetal moída, sendo transferidas em seguida para um cadinho, previamente,
calcinado, resfriado e pesado. A amostra foi destribuída de forma uniforme no cadinho,
carbonizada em fogão comercial e incinerada em mufla (EDG Equipamentos - modelo 3000),
aumentou-se gradativamente a temperatura até 450ºC para a obtenção de cinzas brancas, por
duas horas. Em seguida, o material foi resfriado em dessecador para que em seguida fosse
pesado. Calculou-se a porcentagem de cinzas em relação à amostra vegetal seca ao ar.
4.6 DETERMINAÇÃO DO TEOR DE CINZAS INSOLÚVEIS EM ÁCIDO
O resíduo obtido na determinação de cinzas totais foi fervido durante 5 minutos
com 20 mL de ácido clorídrico (70g/L) SR em cadinho coberto com vidro de relógio. Este
resíduo foi lavado com 5 mL de água quente que foi juntada ao cadinho. A solução do
cadinho foi filtrada em papel de filtro quantitativo, acrescentou-se água quente até que o
filtrado se encontrasse neutro. Foi transferido o papel de filtro contendo o resíduo para o
cadinho original, que foi carbonizado em fogão comercial e incinerado a cerca de 500ºC por 1
hora, (ou até que só se encontrassem cinzas brancas) em mufla (EDG Equipamentos - modelo
3000). O cadinho foi resfriado em dessecador e em seguida pesado em balança analítica.
Calculou-se a porcentagem de cinzas insolúveis em ácido em relação à droga seca ao ar.
43
5. RESULTADOS E DISCUSSÃO
5.1. DESCRIÇÃO MORFOLÓGICA DA ESPÉCIE C. brasiliense
Arbóreo 8 - 10 m alt., caule ascendente pubescente (Figura 8). Folhas 5-10x2-6 cm,
ovais ambas as faces discretamente tomentosas, ápice acuminado, base arrendondada,
nervuras 10 pares; pecíolos 1-2 cm(Figura 9). A inflorescência (Figura 10) é do tipo racemoterminal e curto, com 10 a 30 flores. Suas flores são hermafroditas, actinomorfas, longopediceladas; com cinco sépalas livres, verde-avermelhadas, arredondadas; corola amarelo-clara;
cinco pétalas livres, elípticas; estames numerosos em duas a três séries, soldados na base; seu
ovário é súpero, possuindo de três a quatro lóculos; globoso; possui de três a quatro estiletes
longos; apresenta de três a quatro estigmas capitados ; brácteas 13-27x 13-21 mm compr.,
foliáceas discretamente tomentosas; lanceolada, pubescente; sépalas 9x2 mm, lanceoladas,
unidas apenas na base, pubescentes; anteras com as teças desiguais, inseridas em alturas
diferentes do conectivo, não calcaradas. Cápsulas 15-20x 5-7 mm, glabras.
44
Figura 8: Pequizeiro adulto ocorrente na Base Aérea de Anápolis-Go
45
Figura 9- Hábito e detalhe do fruto da espécie Caryocar brasiliense Cambess ocorrente na Base Aérea na cidade
de Anápolis, estado de Goiás.
46
Figura 10- Detalhe da inflorescência terminal de Caryocar brasiliense Cambess ocorrente na Base Aérea na
cidade de Anápolis, estado de Goiás.
A descrição morfológica da espécie sofre variações principalmente devido a
ocorrência em diferentes estados brasileiros. Segundo Almeida et al. (1998) é caracterizada
por ser uma planta semidecídua, heliófita, seletiva xerófita. O pequizeiro, de forma geral,
cresce de forma arbórea frondosa, esgalhada e de altura variável, podendo atingir 15 m nos
cerrados de Minas Gerais.
Há divergência quanto ao período de seu florescimento. Almeida et al. (1998) apontam
como ocorrendo durante os meses de agosto a novembro, com pico em setembro. Já para outros
autores, a floração ocorre, em geral, de setembro a dezembro (BARRADAS, 1972; DAMIANI,
2006). Há relatos de sua ocorrência coincidindo com o período das chuvas (ALMEIDA et al.,
1998) e observações que apontam a temperatura ambiente como o seu principal fator determinante
(BARRADAS, 1972).
Suas flores são polinizadas por morcegos e insetos (VERA et al., 2005; KERR, SILVA,
TCHCARRAMAE, 2007), sendo que as taxas de cruzamento a caracterizam como uma espécie
alógama. As flores do C. brasiliense são amarelas ou brancas, grandes e vistosas reunidas em
inflorescências terminais paniculadas, hermafroditas, cíclicas, de simetria radial com 5 a 6
sépalas e outro tanto de pétalas, soldadas na base ou livres. O cálice possui um nectário
47
extrafloral (OLIVEIRA; PIE, 1998). Seu androceu é formado por numerosos estames
vermelhos, soldados na base ou formando grupos com filetes glandulares, ovário formado por
4 até 20 carpelos com outros tantos lóculos, cada qual com um só óvulo(JOLY, 2002;
DICKINSON, 1990). O fruto (Figura11) é uma drupa globosa com cinco a sete centímetros
de diâmetro, com o pericarpo verde amarelado e mesocarpo gorduroso alvacento, encerrando
de um até quatro sementes com endocarpo dotado de pêlos – “espinos agudos” (JOLY, 2002;
MAGALHÃES et al., 1988).
Caryocar brasiliense é uma árvore de tronco robusto, com dois metros de
circunferência e mais de 10 metros de altura, revestido de casca escura gratada, galhos
grossos, compridos, inclinados, com ramificação basal, o que resulta em vistosa e agradável
copa (MAGALHÃES et al.,1988). Há autores que consideram que o C. brasiliense pode se
apresentar como arbustos, com galhos freqüentemente horizontais e opostos (PRANCE,
1990). Apresenta folhas opostas ternadas com folíolos ovais (MAGALHÃES et al.,1988),
verde brilhantes e de textura coriácea, sendo trifoliadas.
Figura 11: Detalhe do fruto do pequizeiro (C. brasiliense) conhecido como “pequi”.
Fonte: Lorenzi e Matos (2008)
48
5.2. DESCRIÇÃO MACROSCÓPICA DAS FOLHAS
De acordo com os dados obtidos as folhas avaliadas são opostas, compostas e
trifolioladas, longo-pecioladas com estípulas caducas, deixando cicatriz interpeciolar; ápice
acuminado, limbo oval, elíptico ou largamente oblongo; base aguda e obtusa no folíolo central
e desigual nos folíolos laterais; margem crenada; nervação sulcada na face ventral e saliente
na face dorsal; pecíolo com 3,0 a 13,5 cm de comprimento. Carvalho (2009) em seus estudos
descreveu macroscopicamente as folhas de C. brasiliense e seus resultados obtidos foram
filotaxia oposta, trifolioladas, raramente monofolioladas; os pecíolos medem de 1 cm a 21 cm
de comprimento e são velutinos, frequentemente, no último par de folhas, é subséssil o que
corrobora com os resultados aqui obtidos (Figuras 12 e 13).
Figura 12- Ramo caulinar com folhas compostas trifoliadas da espécie C.brasiliense ocorrente na Base
Aérea de Anápolis, estado de Goiás.
49
Figura 13- Detalhe do folíolo da espécie C. brasiliense Cambess ocorrente na Base Aérea de Anápolis,
estado de Goiás.
Figura 14: Trifolíolo adaxial de C. brasiliense
50
Figura 15: Trifolíolo abaxial de C. brasiliense
5.3. CARACTERIZAÇÃO ANATÔMICA DA FOLHA DE C. brasiliense
Em secção transversal da folha do C. brasiliense apresentou-se com epiderme adaxial
uniestratificada, as células retangulares com eixo anticlinal menor que o periclinal, as paredes
periclinais externas e internas levemente arredondadas e espessas e as anticlinais
predominantemente retas (Fig. 16-A). Em vista frontal as células epidérmicas possuem formas
e tamanhos variáveis, em geral são poligonais, tendo de 4- 9 lados, mais freqüentemente 6 .
Suas paredes são espessas e levemente retas. Há a presença de litocistos com cistólitos e,
geralmente se desenvolvem em direção ao parênquima, podendo ocorrer isolados ou aos pares
(Figura 16).
A epiderme na superfície abaxial em secção transversal também apresenta-se
uniestratificada, cujas células são menores que as da adaxial (Fig. 16-B); a cutícula que
recobre essa superfície é delgada, possui tricomas tectores uni e pluricelulares e glandulares
(Fig. 16-B e 16-D). As células epidérmicas apresentam paredes com contornos ondulados a
sinuosos (Fig. 16-B).
As folhas são hipoestomáticas, com estômatos predominantemente diacíticos (Fig. 17C). Em secção transversal, observa-se que os estômatos encontram-se nivelados em relação às
demais células epidérmicas e salientes (Fig. 17-C). As células - guarda possuem
51
espessamentos nas paredes periclinais externas e anticlinais e há a presença de ampla câmara
subestomática (Fig.17-C).
A epiderme na face adaxial apresenta-se uniestratificada, com células retangulares,
recobertas por cutícula delgada e paredes anticlinais maiores que as periclinais e são
densamente pilosas, predominando tricomas tectores pluricelulares simples longos e tricomas
glandulares peltados em depressões com maior predominância na face abaxial (Fig. 16-A, 16B, 17-A, 17-B).
A epiderme abaxial apresenta células retangulares são menores que as da adaxial; a
cutícula que recobre essa superfície é delgada e densamente pilosa com predominância de
tricomas tectores pluricelulares simples e longos; possui tricomas glandulares peltados
localizados em sulcos na epiderme (Fig. 16-B, 16-D, 17-B).
O mesofilo, em secção transversal, é dorsiventral, o parênquima paliçádico é compacto
e possui duas camadas de células alongadas (Fig. 18-A). O parênquima lacunoso possui
arranjo compacto e está organizado em várias camadas, que apresentam tamanhos e formatos
variados. Nas nervuras de médio e pequeno porte, os feixes vasculares são colaterais,
apresentam uma calota esclerenquimática externamente ao floema (Fig. 18-A e 18-C).
A região da nervura principal, em secção transversal apresenta convexidade em ambas
às faces, com maior proeminência na abaxial (Fig. 18-C).
O sistema vascular é do tipo colateral, organizado em arco aberto. Os feixes estão
cobertos por uma faixa de esclerênquima com uma camada de células às vezes interrompidas
por células parenquimáticas (Fig. 18-A, 18-C).
Na região do bordo, em secção transversal, entre o último feixe vascular e a epiderme
ocorre parênquima clorofiliano, o bordo é revoluto e apresenta forma acuminada a
arredondada (Fig. 18-B).
52
Figura 16: Secções transversais da Lâmina foliar de C. brasiliense C. ocorrente na Base Aérea de Anápolis,
estado de Goiás. A- Caryocar brasiliense Cambess evidenciando epiderme adaxial com cutícula lisa, células
retangulares com paredes anticlinais maiores que as periclinais (espessa). B- Caryocar brasiliense Cambess
evidenciando epiderme abaxial com cutícula lisa, células retangulares com paredes anticlinais menores que as
periclinais (espessa). C- Caryocar brasiliense Cambess evidenciando a presença de cistólito na epiderme
adaxial. D- Caryocar brasiliense Cambess evidenciando tricoma glandular em depressão.
Legenda: Ed: Epiderme adaxial; Cis: Cistólito; Tgl: tricoma glandular. Barra =20µm (A, B e D); 50µm(C)
53
Figura17: Secções transversais da lâmina foliar de C. brasiliense. ocorrente na Base Aérea de Anápolis, estado
de Goiás. A. Caryocar brasiliense Cambess epiderme adaxial evidenciando cutícula lisa e delgada, presença de
gotas lipídicas no mesofilo. B- C. brasiliense evidenciando tricoma glandular na epiderme adaxial em depressão.
C- C. brasiliense evidenciando estômatos salientes e ampla câmara estomática. D- C. brasiliense evidenciando
cistólito na região do bordo.
Legenda: Cist: cistólito; Csb: câmera estomática; Ests: estômato saliente; Lp: lipídios; Tgl: tricoma glandular.
Barra= 20µm (A, B e D); 30µm (C).
54
Figura 18:Secções transversais do mesofilo, bordo e nervura central de C. brasiliense ocorrente na Base Aérea
de Anápolis, estado de Goiás. A- Aspecto do mesofilo dorsiventral. B- bordo convoluto arredondado. CContorno conexo – convexo, convexidade mais proeminente na face abaxial.
Legenda: Epab: Epiderme abaxial; Epad: Epiderme adaxial; Fv: Feixe vascular; M: mesofilo. Barra= 50µm (AB –C).
55
O gênero Caryocar apresenta um notável polimorfismo foliar. As folhas das espécies
dentro de cada grupo exibem formas e tamanhos semelhantes, provavelmente, devido às
questões genéticas. Tal afirmação está de acordo com Magalhães et al. (1998) que afirma ser a
forma e tamanho das folhas controladas pela hereditariedade, fato demonstrado em seus
estudos pela alta variação de tipos que ocorre entre diferentes espécies que coexistem num
determinado ambiente.
Magalhães et al. (1988) relatam que a morfologia das folhas sempre desempenhou
papel importante na sistemática vegetal como um todo, particularmente para caracterizar e
identificar os taxa onde a variação nas estruturas florais não é informativa.
Quanto à anatomia foliar, a espécie estudada possui características semelhantes às
observadas para a família por Solereder (1908); Metcalfe e Chalk (1965). Verificou-se que se
encontram situadas no quadro de caracteres gerais da família: folhas hipoestomáticas, células
epidérmicas alongadas anticlinalmente na face adaxial; cutícula geralmente espessa, raras
delgadas; estômatos predominantemente diacíticos, raros anisocíticos; tricomas tectores e
glandulares em ambas as faces; mesofilo dorsiventral; cristais de oxalato de cálcio do tipo
drusa geralmente nos tecidos parenquimáticos, podendo ocorrer na epiderme adaxial e
presença de litocistos na epiderme.
O C. brasiliense possui acentuada uniformidade na organização anatômica, no que se
refere aos aspectos gerais da lâmina foliar, como tipo e disposição dos tecidos, ressaltando
algumas diferenças na quantidade de camadas celulares, provavelmente em decorrência da
influência de fatores ambientais e das diferentes fitofisionomias do Bioma Cerrado, onde
ocorrem.
Cutter (1987) afirma que, por manter contato direto com o ambiente, a epiderme está
sujeita a modificações estruturais em decorrência de vários fatores ambientais.
Juniper e Jefferee (1983) comentam a importância das projeções de uma superfície
como eficientes fatores na reflexão da luz e na manutenção de sua impermeabilidade. Assim,
ceras epicuticulares e ornamentações cuticulares podem representar importantes fatores de
adaptação às condições do Cerrado, pois este é reconhecidamente um ambiente onde
predominam altas intensidades luminosas.
Segundo Esau (1974) essas características predominam nas espécies oriundas de
Cerrado, o que provavelmente as tornam resistentes a períodos de seca ou baixa precipitação,
pois cutícula espessa e cera epicuticular desempenham relevante papel na redução da perda de
água. De acordo com Barthlott et al. (1998), as ceras que cobrem a cutícula foliar possuem
grande diversidade química e ultra-estrutural, sendo que a maioria possui significado
56
taxonômico, além de apresentar importância ecológica na interação entre plantas e o
ambiente.
As características dos estômatos podem ser vistas sob diferentes perspectivas, e serem
utilizadas em estudos de ecologia, evolução, fisiologia, morfologia e taxonomia. A função
dessas estruturas especializadas e, provavelmente a sua distribuição tem papel importante na
evolução e conquista terrestre das plantas (Croxdale, 2000). Estômatos foram observados na
epiderme da região da nervura central, existem numerosos exemplos de distribuição
estomática que comprovam que essa característica anatômica pode servir como caráter
diagnóstico útil devido à localização específica dos estômatos.
Com relação à posição dos estômatos, as espécies apresentam folhas hipoestomáticas
como a maioria das espécies desta família, e também como a maioria das dicotiledôneas
(SMITH; MCCLEAN, 1989). Este posicionamento dos estômatos aparentemente permite que
a perda de água pela transpiração seja minimizada (Smith et al., 1997) e/ou impede que o
excesso de água da chuva bloqueie o poro estomático (Pyykkö, 1979).
A presença de cristais na família Caryocaraceae foi registrada por Solereder 1908;
Metcalfe e Chalk 1965. Os cristais podem ser encontrados sob diversas formas nos vegetais e
parecem estar sob controle genético (Webb, 1999). São considerados produtos de excreção da
planta (ESAU, 1974) e segundo Franceschi e Horner (1980) vários autores relacionam os
cristais de oxalato de cálcio com a proteção contra animais herbívoros e possível função de
suporte mecânico. Metcalfe & Chalk (1965), relacionam sua presença como suporte mecânico
aos tecidos e ação de neutralizar quantidades excessivas de ácido oxálico, que podem ser
nocivas à planta e apresentam toxidade aos animais. Os autores ressaltam que os cristais,
localizados nas células epidérmicas, podem desempenhar função de proteção contra
herbivoria e freqüentemente constitui um caráter diagnóstico confiável, especialmente quando
em combinação com outros caracteres.
A presença de cristais de oxalato de cálcio de diferentes formas, incluindo drusas e
ráfides também são reportadas por Metcalfe e Chalk (1965) como uma das características das
caryocaráceas.
Ocorreu a presença de litocistos com cistólitos e estes foram observados com
desenvolvimento em direção ao parênquima de ocorrência isolada ou aos pares. Os cistólitos
são cilíndricos, de forma geralmente alongada, elíptica, com pequenas projeções, tendo,
geralmente, uma extremidade mais afilada do que a outra, que tem formato mais arredondado.
A pouca informação sobre a morfologia e função dos cistólitos de carbonato de cálcio
deve-se ao fato de poucas espécies vegetais apresentarem estas estruturas, principalmente
57
quando se compara ao número de famílias botânicas (cerca de 215) que apresentam cristais de
oxalato de cálcio(METCALFE; CHALK, 1965) .
Podem ser destacados também, alguns aspectos anatômicos do mesofilo que fornecem
dados importantes para a taxonomia do grupo como a dorsiventralidade do mesofilo com
células do parênquima paliçádico colunares e compactas nas espécies analisadas.
O formato colunar típico das células do parênquima paliçádico facilita a penetração e
distribuição da luz para o interior do mesofilo, ajudando na absorção e fixação de carbono
(VOGELMANN et al., 1996).
Solereder (1908), Metcalfe & Chalk (1965) e observaram em outros representantes da
família Caryocaraceae que os feixes vasculares da nervura principal são formados por xilema
e por floema nas posições adaxial e abaxial e exibem configurações variadas. De acordo com
o último autor, em Caryocaraceae, o sistema vascular da nervura principal encontra-se
intimamente relacionada à dimensão das nervuras.
Os tricomas tectores e glandulares estão presentes em ambas as faces com maior
densidade na abaxial. A classificação morfológica dos tricomas torna possível estabelecer
relações sistemáticas com outros gêneros ou famílias relacionadas, além de serem os
responsáveis pela secreção de vários metabólitos primários e secundários.
Segundo Pyykkö (1966) a ocorrência de cristais nas folhas é um caráter exclusivo em
nível de família ou gênero, não havendo relação com o ambiente. Quando em proporções
acima do normal pode refletir algumas vezes, uma resposta a condições patológicas
(METCALFE;CHALK, 1965). Prychid e Rudall (1999), afirmam que os cristais, além de
importância taxonômica, podem representar formas de armazenamento de cálcio e ácido
oxalático, e também serem depósitos de substâncias de metabolismo secundário. Foram
encontrados cristais nos tecidos parenquimáticos e em algumas espécies na epiderme adaxial.
58
5.4. PROSPECÇÃO FITOQUÍMICA DAS FOLHAS DE C.brasiliense.
Os metabólitos secundários encontrados na prospecção fitoquímica das folhas de
C.brasiliense constituem-se de: esteróides, triterpenóides, heterosídeos cardiotônicos,
heterosídeos flavonóides, taninos, alcalóides e cumarinas (Tabela 1).
Tabela 1: Resultados da prospecção fitoquímica realizada em folhas de C. brasiliense
coletadas na Base Aérea de Anápolis –Go.
METABÓLITOS
RESULTADOS
SECUNDÁRIOS
Heterosídeos antraquinônicos
Esteróides
+
Triterpenoides
+
Heterosídeos Cardiotônicos
+
Heterosídeos flavonóides
+
Heterosídeos saponínicos
-
Taninos
+
Alcalóides
+
Cumarinas
+
Resina
Traços
Na reação realizada para Heterosídeos antraquinônicos o teste foi negativo
(Tabela 1). Estudos realizados por Deus (2008) não foram encontrados heterosídeos
antraquinônicos nas cascas e polpa de C. brasiliense .
Encontrou-se nas folhas de C. brasiliense esteróides e triterpenóides (Tabela1).
As duas reações de identificação do grupo esteróide foram positivas tanto a de LiebermannBurchard como a reação de Keller-Kiliani. A reação de Kedde, específica para o anel
lactônico dos heterosídeos cardioativos também foi positia nas folhas de C. brasiliense
(Tabela 1). Ao comparar os resultados aqui obtidos com estudos realizados com outras
espécies da família Caryocaraceae não se observou a presença de cardiotônicos (MARQUES,
2002; PEREZ, 2004, MAGID, 2006c; SANTOS 2007). Seriam necessários estudos que
possam comprovar a presença desse metabólito em diferentes partes do vegetal em questão
uma vez que eles são recomendados para o tratamento de insuficiência cardíaca congestiva
(ICC) e também taquicardia atrial paroxística, tratamento de choque cardiogênico no caso de
edema pulmonar (FUCHS; WANNMACHER, 1992; JOSHNSON, LALONDE, 1992;
59
KELLY, SMITH, 1996 apud RATES, BRIDI, 2007). Os heterosídeos cardiotaivos também
possuem uma alta toxicidade e um alto índice de reações adversas, isso ocorre principalmente
porque a concentração capaz de causar efeitos tóxicos é apenas duas vezes superior à
concentração terapêutica. Os efeitos adversos que normalmente podem ocorrer são os
transtornos neuropsíquicos, assim como fadiga, depressão, cefaléia, sonolência, letargia,
fraqueza (RATES; BRIGI, 2007).
Todas as reações para flavonóides na amostra de C. brasiliense resultaram-se
positivas (Tabela 1). Com base nos testes realizados pode-se sugerir qualitativamente que nas
folhas de C. brasiliense há uma forte presença de compostos fenólicos e dentre eles os
flavonóides. Estudos realizados com essa espécie por outros autores confirmam a presença
desse metabólito em outras partes da planta. Bezerra et al., (2002) encontraram flavonóides
no extrato das folhas e no caule de C. brasiliense. Perez (2004) encontrou flavonóides no
mesocarpo interno, endocarpo e exocarpo no fruto de pequi.
Flavonóides apresentam um grande interesse farmacológico, pois para muitos
deles já foram atribuídas às seguintes propriedades: antiespasmódica, anti-inflamatória,
antialérgica, antiulcerogênico, antivirais dentre outras (VALIM, 2007). Uma de suas
propriedades mais importantes é a antioxidante. Lima (2008) afirma que visando a sua
proteção a planta sintetiza metabólitos secundários antioxidantes e dentre eles os flavonóides,
existentes na polpa do pequi e também na sua amêndoa. Em estudos realizados por MirandaVilela et al. (2009) no óleo extraído da polpa foram encontrados anti-oxidantes naturais que
diminuem o estresse oxidativo e, conseqüentemente, promovem proteção contra danos ao
DNA . Roesler et al. (2007) também verificaram atividade antioxidante no pequi, e dentre os
compostos bioativos encontrados em sua polpa o flavonóide quercetina foi identificado, um
importante
antioxidante natural. Esses resultados indicam que a polpa do pequi é um
alimento com elevada capacidade antioxidante, demonstrando a correlação existente entre a
quantidade de compostos fenólicos totais e a proteção antioxidante (KUSKOSKI et al., 2005).
Em estudos realizados por Crepaldi et al (2001) na amêndoa do pequi foram detectados um
teor reduzido de compostos fenólicos .
Outro grupo de metabólitos encontrados nas folhas do C. brasilienses foram os
taninos (Tabela 1). Todas as reações químicas para identificação de taninos foram positivas.
Os estudos realizados com as folhas e caule do pequi revelaram a presença de taninos
condensados e hidrolisáveis (BEZERRA et al., 2002). Herzog-Soares et al. (2002) e Perez
(2004) também encontraram taninos no extrato das cascas do fruto e no próprio fruto do C.
brasiliense. O presente trabalho sugere qualitativamente a presença de taninos na folha do
60
pequi o que pode conferir ao mesmo as atividades farmacológicas destes metabólitos, mas, no
entanto, estudos de quantificação e identificação desses metabólitos são necessários nas folhas
do C. brasiliense.
Segundo Batista et al. (2010) os taninos estão presentes no óleo de pequi, o que
lhe confere uma atividade cicatrizante de feridas. Os taninos promovem a formação de uma
camada protetora (complexo tanino-proteína e/ou polissacarídeo) sobre a pele ou mucosa
danificada. Debaixo dessa camada, o processo natural de cura pode então ocorrer. Em estudos
realizados por Bezerra et al. (2002) foram encontrados taninos condensados e taninos
hidrolisáveis nos extratos etanólicos das folhas e das cascas de C.brasiliense e estes estudos
realizados in vitro indicaram que esse metabólito pode ser a causa para a toxicidade desta
planta ao Biomphalaria glabatra um hospedeiro intermediário do Schistossoma mansoni
agente etiológico da esquistossomose (BEZERRA, 2002). Herzog-Soares et al. (2002)
avaliaram a interferência dos extratos bruto etanólicos das cascas do fruto do C. brasilienese
na concentração de 400 ppm, sobre a parasitemia, na fase aguda da infecção por
Tripanossoma
cruzi.Nesse
estudos
eles
observaram
que
a
infecção
diminuiu
consideravelmente e atribuiram essa propriedade anti-infecciosa aos taninos presentes nas
cascas e nas folhas dessa planta . Os taninos possuem a capacidade de se complexarem com
proteínas e de sequestrar íons metálicos, principalmente o ferro, essencial ao desenvolvimento
de micro-organismos. Acrescentando também que os taninos possuem elevada atividade
antioxidante decorrente da inativação de radicais livres (HERZOG-SOARES et al. ,2002).
Os resultados obtidos indicaram presença de alcalóides na amostra de
C.brasiliense (Tabela 1). Deus (2008), Perez (2004), Passos et al. ( 2002), também realizaram
estudos fitoquímicos com a espécie C. brasiliense e obtiveram resultados negativos para
presença de alcalóides em suas amostras. Conforme Santos (2007) qualquer tecido ou célula
vegetal tem a capacidade de biossintetizar metabólitos secundários. Entretanto isso ocorre
somente em alguns tecidos ou mesmo células especiais, em função do grau de diferenciação e
desenvolvimento dos mesmos. Em algumas situações a produção pode estar restrita a um
estágio específico do desenvolvimento do vegetal ou a determinadas condições ecológicas ou
ambientais. Dessa forma tornam-se necessários estudos possam comprovar se em algum
estágio reprodutivo dessa planta ela produz esse metabólito secundário, estudos dessa
natureza ainda são escassos na literatura.
A reação de identificaçao de saponinas nas folhas de C. brasiliense foi negativa
(Tabela 1). Entretanto as reações de identificação para esteróides e triterpenóides foram
positivas (Tabela 1) e estudos realizados com as cascas de outras espécies de Caryocar
61
identificaram saponinas triterpênicas. Nas cascas de Caryocar villosum (MAGID et al.,
2006a) foi encontrado saponinas e nos frutos de C. glabrum e C. villosum também foram
identificadas saponinas triterpências (MAGID, 2006b ; MAGID, 2006c). Estudos realizados
com uma amostragem maior poderiam confirmar a presença de saponinas triterpênicas nas
folhas de C. brasiliense.
Também foram encontradas, segundo o teste realizado, cumarinas na amostra de
C. brasiliense (Tabela 1). Duas di-hidroisocumarinas foram encontradas na casca do caule de
Caryocar glabrum através de ressonância nuclear magnética e estudos de cromatografia em
camada delgada portanto,segundo o teste qualitativo, sugere-se a existência de cumarinas nas
folhas adultas e pulverizadas de C. brasiliense. É atribuída uma grande variedade de
atividades biológicas às cumarinas, como a ação antimicrobiana, antiviral, anti-inflamatória,
antiespasmódica, antitumoral e antioxidante, dentre outras (MAGID et al., 2007).
O teste realizado para a identificação de resinas detectou traços (Tabela 1), pois
houve pouca turvação. Estudos para a identificação desse produto resinoso liberado como
metabolito final do vegetal são escassos, o que torna os dados aqui obtidos relevantes.
Esses achados somados às inúmeras e importantes aplicações dessas classes de
metabólitos secundários apresentadas anteriormente levam a inferir que a folha do C.
brasiliense apresenta um grande potencial econômico e fitoterápico.
5.5 TEOR DE UMIDADE
O teor de umidade obtido na amostra pulverizada das folhas de C. brasiliense foi
10%. O teste para teor de umidade constitui um parâmetro importante para o controle de
qualidade, contribui para correta preparação e conservação da droga vegetal (PAULA et al,
2008).
Segundo a Farmacopéia Brasileira V edição (BRASIL, 2010) o limite de umidade
estabelecido para drogas vegetais, em geral, é na faixa de 8-14%. A presença de quantidade
excessiva de água em drogas vegetais propicia o desenvolvimento de microorganismos,
insetos e hidrólise, levando consequentemente a deteriorização da droga vegetal (COSTA,
2001). Portanto a amostra das folhas de C.brasiliense analisada encontra-se dentro do limite
de umidade estabelecido.
62
5.6 TEOR DE CINZAS TOTAIS
O teor de cinzas totais encontrado nas folhas de C.brasiliense foi 8,71%. Segundo
a Farmacopéia Brasileira V edição (BRASIL, 2010), o teor de cinzas totais estabelece a
quantidade de substância residual não-volátil, o que inclui os derivados de tecido vegetal,
cinzas fisiológicas e de materiais estranhos, especialmente areia e terra aderente à superfície
da droga, cinzas não fisiológicas.
5.7 TEOR DE CINZAS INSOLÚVEIS EM ÁCIDO
As folhas de C. brasiliense apresentam 2,71% de cinzas insolúveis em ácido
clorídrico. Cinzas insolúveis em ácido clorídrico determinam a quantidade de materiais
silicosos presente na amostra (BRASIL, 2010). No caso de farmacógenos a quantidade de
cinzas insolúveis em ácido confere um controle de qualidade a cerca dos contaminantes
residuais como terra ou areia o que possam estar na droga vegetal (FARIAS,2007).
63
6. CONCLUSÃO
A utilização de plantas medicinais é de suma importância para o tratamento de
diversas patologias. Mas para tanto, a investigação científica alicerçada nos dados
etnofarmacológicos, torna-se salutar para a validação de espécies medicinais dos diversos
biomas brasileiros.
Alguns caracteres da anatomia foliar são potencialmente promissores para a
taxonomia do grupo quando usados isolados ou em combinação, tais como: poliformismo
foliar, células epidérmicas de tamanhos difereniados comparando a face adaxial com abaxial,
folha hipoestomática com estômatos predominantes diacíticos, a conformação do sistema
vascular tipo colateral em forma de arco aberto, contorno da nervura principal com
convexidade em ambas faces maior preeminência na face abaxial, presença de idioblastos
cristalíferos na epiderme, presença de cistólitos e listocistos, , tricomas tectores e glandulares
nas duas superfícies, ornamentação e presença de cera epicuticular em algumas espécies. As
folhas de C. brasiliense Cambess seguem o mesmo padrão proposto pelas outras espécies da
família CARYOCARACEAE.
Em relação à prospecção fitoquímica verificou-se a presença de metabólitos
secundários com grande importância medicinal tais como esteróides, triterpenóides,
heterosídeos cardiotônicos, flavonóides, taninos, alcalóides e cumarinas, o que sugere que as
possíveis ações medicinais desta planta esta relacionada a esses compostos químicos nela
presentes.
A amostra pulverizada de C.brasiliense analisada estava de acordo com os padrões
da Farmacopéia Brasileira V edição (2010), seus teores de umidade, cinzas totais e cinzas
insolúveis em ácido encontram-se todos no limite pré-estabelecido, portanto utilizamos uma
amostra de qualidade para análise que realizamos.
O presente trabalho é apenas o início de um processo de análises sobre o gênero
Caryocar encontrado nos Cerrados de Goiás, visto que são escassos os estudos deste ponto de
vista com este gênero.
Conclui-se a escassez de estudos morfoanatômicos e fitoquímicos para a família
CARYOCARACEAE, o que indica que pesquisas futuras devem ser realizadas.
64
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