Atividade Bacteriana como condicionantes ambientais

Atividade Bacteriana como condicionantes ambientais da distribuição de
foraminíferos e tecamebas em regiões estuarinas do Brasil
Bacterial activity with environmental conditioning of foraminifera and thecamoebians
distribution in estuarine systems from Brazil
Laut, L.L.M.1; Silva, F.F.1; Bonetti, C.2; Figueiredo Jr., A.G.1 & Crapez, M.A.C.3
Departamento de Geologia – LAGEMAR – UFF ([email protected], [email protected], [email protected])
Departamento de Geociências – LOC – UFSC ([email protected])
Departamento de Biologia Marinha – MICROMAR – UFF ([email protected])
INTRODUÇÃO
O sedimento de regiões estuarinas são intensamente colonizadas por microrganismos (cianobactérias
e bactérias < 150µm), que chegam a um total de 1010 células/g. A maioria organizada em biofilmes numa
complexa associação entre microrganismos e a matriz orgânica extracelular, que consiste em substâncias
poliméricas (EPS). Desta forma são criados microhabitats com gradientes ecológicos, químicos e fisiológicos
específicos. Além do oxigênio, os microrganismos utilizam outros aceptores de elétrons (Ni, Mn, Fé, Su,
CO2) para a oxidação da matéria orgânica. Essas habilidades combinadas com o crescimento exponencial e o
curto tempo de geração fazem dos microrganismos os que possuem maior diversidade metabólica,
interagindo de forma positiva ou negativa com outros organismos (Meyer-Reil, 1994), e isto pode ser um
fator determinante para a distribuição das espécies de foraminíferos (Van Lith et al. 2005) e tecamebas.
Muitos estudos que focavam as estratégias alimentares de foraminíferos somente com algas e diatomáceas,
porém sabe-se que os foraminíferos utilizam as bactérias como fonte de carbono. Muitas espécies de
foraminíferos são dependentes de relações simbiontes em regiões oligotróficas e disóxicas (Ward et al. 2003;
Moodeley et al. 2003). Contudo, o papel preciso que os foraminíferos desenvolvem como as bactérias, ainda,
não é bem definido. E nenhum estudo relacionado à estratégia alimentar de tecamebas foi realizado.
Este estudo teve como objetivo identificar possíveis correlações entre a biomassa bacteriana e
atividade metabólica desenvolvida como a população de foraminíferos e tecamebas de cinco regiões
estuarinas do litoral brasileiro.
MATERIAIS E MÉTODOS
Foram coletadas amostras de sedimento na região de inframaré com draga van Veen em cinco
estuários da costa brasileiras: estuário do Potengi – RN; enseada de Mataripe – BA, delta do Paraíba do Sul –
RJ, estuário do Suruí – RJ e estuário do Itacorubí – SC. Do sedimento recuperado foram separados 50 ml
para análise de foraminíferos e tecamebas, 10 ml para carbono bacteriano (COB) e atividade respiratória
bacteriana (aerobiose, fermentação, desnitrificação e sulfato-redução) e 30 ml para análise matéria orgânica
total (MOT).
As análises de foraminíferos e tecamebas seguiram metodologia descrita em Boltovskoy (1965). Os
valores de COB foram obtidos segundo a metodologia descrita em Kepner Jr. & Pratt (1994) e Carlucci et
al. (1998), e a atividade respiratória bacteriana foi qualificada segundo os ensaios descritos por Alef &
Nannipieri (1995). A MOT foi obtida pela diferença de peso do sedimento após calcinação por três horas em
mulfa a 500ºC (Byers et al. 1978).
RESULTADOS E DISCUSSÕES
Foram identificadas nos cinco sistemas do litoral 21 espécies de tecamebas, 29 de foraminíferos
aglutinantes e 55 de foraminíferos calcários. Todos os processos metabólicos puderam ser identificados com
dominância dos processos em anaeróbiose nos estuário do Potengi, Suruí e Mataripe (Tab.1). Os maiores
valores de COB de MOT foram identificados no estuário do Suruí (Tab. 01).
Os estuários localizados no litoral do nordeste (Potengi – RN e Mataripe – BA) demonstraram
redução nos índices ecológicos de diversidade (H’) e riqueza em relação ao COB, enquanto que os outros
estuários apresentaram um aumento destes valores (Tab. 01).
A dominância dos processos respiratórios sulfato-redutores pode ter sido a agente que diferenciou os
estuários do litoral nordeste das outras regiões. As atividades microbiológicas em sulfato-redução promovem
a acidificação do ambiente durante o consumo da matéria orgânica resultando na dissolução do carbonato de
cálcio (Baumgartner et al. 2006), e este fato provavelmente desfavoreceu as espécies calcárias dominantes
no litoral do nordeste. Nos estuários onde dominaram espécies de foraminíferos aglutinantes e de tecamebas
os valores altos de COB significaram maior disponibilidade de alimento e consequentemente aumento
progressivo dos índices ecológicos.
A análise de correlação usando o coeficiente não paramétrico de Sperman mostrou que
individualmente poucas espécies tiveram correlação como os tipos de metabolismos. Arenoparrella
mexicana respondeu positivamente a sulfato-redução (0,77) e negativamente a desnitrificação (-0,52). É
possível que esta espécie viva em simbiose com bactérias sulfato-redutoras, pois este tipo de relação já foi
identificado em outra espécie de foraminífero que habita regiões oceânicas anóxicas.
As espécies de Ammonia corelacionaram-se positivamente com o metabolismo aeróbico (0,97) e
negativamente com a sulfato-redução (-0,93). Esta correlação que foi mais evidente nas amostras do estuário
do Itaborubí pode estar ligada não somente a simbiose como também com a seletividade alimentar e
competição. A. mexicana pode, por exemplo, ter maior preferência alimentar por bactérias sulfato-redutoras
do que as espécies de Ammonia. Languezaal et al. (2005) observaram que Ammonia beccarrii não
desenvolve relação simbionte como bactérias e que realiza digestão extracelular das células predadas. Este
tipo de digestão é um processo mais lento, sendo assim, espécies que desenvolvam digestão intracelular
seriam favorecidas.
As espécies de Trochammina macrescens e Trochammina ochracea foram as únicas que
responderam as atividades fermentativas em anaerobiose (0,68).
Todas as espécies de tecamebas exceto Difflugia viscidula se correlacionaram positivamente com o
COB e com a MOT. As espécies de foraminíferos Quiqueloculina polygona e Elphdium excavatum
apresentaram correlação negativa com a MOT (-0,85) demonstrando que estas espécies possuem preferência
por ambientes menos confinados do que Trochammina inflata, Haplophragmoides wilberti e Trochammina
macrescens que apresentaram correlação positiva.
CONCLUSÃO
A biomassa de bactérias metabolicamente ativas desempenha um papel importante na diversidade e
na riqueza de espécies de foraminíferos aglutinantes e tecamebas e apresenta-se como um fator negativo as
espécies de foraminíferos calcários.
A. mexicana foi espécie de foraminífero que apresentou melhor correlação com bactérias sulfatoredutoras e quase todas as espécies de tecamebas estiveram correlacionadas como carbono bacteriano e com
a matéria orgânica total.
Apesar de ter sido possível estabelecer algumas correlações entre algumas espécies de foraminíferos
e tecamebas com a atividade bacteriana ainda são necessários estudos mais aprofundados para se detalhar
relações simbiontes e de seletividade alimentar.
REFERÊNCIAS
Alef, K. & Nannipieri, P. 1995. Enrichment, isolation and counting of soil microorganism. In: Alef, K. &
Nannipieri, P. (Eds.) Methods in applied soil microbiology and Biochemistry. Academic Press, pp.: 123186.
Baumgartner L.K.; Reid R.P.; Dupraz C.; Decho A.W.; Buckley D.H.; Apear J.R.; Przekop K.M. &
Vissecher P.T. 2006. Sulfate reducing bacterial in microbial mats: Changing paradigms, new discoveries.
Sedimentary Geology, 185: 131-145.
Boltovskoy, E. (Eds.) 1965. Los foraminiferos recientes: biología, metodos de estudio y aplicación
oceanográfica. Editora Universitária de Buenos Aires, 509 pp.
Byers S., Mills E., Stewart P. 1978. Comparison of methods of determining organic carbon in marine
sediments, with suggestions for a standard methods. Hydrobiologia, 58: 43-47.
Carlucci A.F.; Craven D.B.; Robertson D.J. & Willians P.M. 1986. Surface-film microbial
populations diel amino acid metabolism, carbon utilization and growth rates. Mar. Bio. 92: 289297.
Kepner Jr., R. & Pratt, J.R. 1994. Use fluorochromes for direct enumeration of total bactéria in
environmental samples: past and present. Micro.l Rev. 58: 603-615.
Langezaal A.M., Jannink N.T., Pierson E.S., Van der Zwaan G.J. 2005. Foraminiferal selectivity towards
bacteria: An experimental approach using a cell-perment stain. Journal of Sea Research, 54: 256-275.
Meyer-Reil L.A. 1994. Microbial lifer in sedimentary biofilms – the challenge to microbial ecologists. Ma.
Ecol. Proc. Ser., 112: 3003-311.
Moodley L., Van der Zwaan G.J., Herman P.M.J., Kempers A.J., Van Breugel P. 1997. Differential response
of benthic meio-fauna to anoxia with special reference to Foraminifera (Pro-tista: Sarcodina) to hydrogen
sulfide. Mar. Ecol. Proc. Ser., 158: 151–163.
Van Lith Y., Langezaal A.M., Van der Zwaan G.J. 2005. Foraminiferal depth distribuion as indicators for
biogeochemical conditions in the sediment. Geophysical Research Abstract, 7: 6345.
Ward J.N., Pond D.W., Murray J.W. 2003. Feeding of benthic foraminifera on diatoms and sewage-derived
organic matter: an experimental application of lipid biomarker techniques. Mar. Environ. Res., 56: 515–
530.
Tab. 01 – Variáveis ambientais analisadas ao longo do litoral brasileiro.
Estações
Mataripe – BA Potengí – RN
COB
Estuários
PT02
0,007014
PT03
0,38179
PT04
PT05
Paraíba do Sul – RJ
Suruí – RJ
Atividade respiratória bacteriana
Índices ecológicos
Diversidade
Riqueza
(H’)
AERO
FERM
DESNI
SULF
2,6
N
P
P
P
1,8
3,6
N
P
V
V
1,3
13
0,010637
1,8
N
P
V
P
0,8
15
(µg.C.g-1)
Itacorubí – SC
MOT
(%)
24
0,006813
0,5
N
P
V
P
0,4
3
MT 01
0,01853
1,71
P
P
P
P
1,5
15
MT 02
0,017743
1,3
P
P
P
P
1,7
19
MT 03
0,020729
1,1
N
P
P
P
1,3
9
MT 04
0,015313
1,2
N
P
P
P
2
17
MT 05
0,00919
1,13
N
P
P
P
1,7
14
PB01
3,07
0,7
V
P
P
P
1,7
12
PB02
1,99
1,1
V
V
P
V
0,3
6
PB04
2,98
3,4
V
V
P
P
1,4
8
PB08
3,53
5,3
V
V
P
P
0,7
3
PB09
4,14
2,5
N
P
P
P
2,1
10
PB12
3,36
0,5
P
V
P
V
1,6
6
PB13
3,99
3,6
P
V
P
P
2
13
PB14
2,48
0,2
P
V
P
V
2,3
13
PB15
3,16
5,3
V
V
P
P
1,5
11
PB17
3,93
7,5
P
V
P
V
1,7
10
PB19
1,31
5,2
P
V
P
P
1,4
5
PB20
3,22
1,4
P
V
P
V
1,4
5
PB22
4,78
3
P
V
P
V
0,8
10
PB25
1,67
1,2
N
V
P
V
0,6
6
SU01
11,308642
1,96
N
P
P
P
1,9
19
SU03
21,17284
9,53
N
P
P
P
2,4
29
SU04
17,71605
11,05
N
P
P
P
2,3
30
SU05
25,969136
7,54
N
P
P
P
2,5
30
SU06
24,67284
14,27
N
N
P
P
2,5
31
SU07
3,9320989
10,25
N
P
P
P
2,2
16
SU08
2,1280865
0,29
N
P
P
P
1,4
8
IT 01
0,011
3,61
P
P
P
N
1,2
12
IT 02
0,009
3,91
P
P
P
N
1,3
7
IT 03
0,018
4,04
P
P
P
V
2,5
13
IT 04
0,008
4,11
P
P
P
V
1,4
9
IT 05
0,031
4,54
P
P
P
P
0,8
9
IT 06
0,014
3,58
P
P
P
N
2,3
14
(P- presença de crescimento; N – ausência de crescimento; V – crescimento variável)