TORQUE TENO VIRUS: aspectos biológicos e

UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS
ESCOLA DE VETERINÁRIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL
Disciplina: SEMINÁRIOS APLICADOS
TORQUE TENO VIRUS:
aspectos biológicos e epidemiológicos em humanos e suínos
Thelma Michella Saddi
Orientadora: Profª Drª Wilia M. E. Diederichsen de Brito
GOIÂNIA
2010
THELMA MICHELLA SADDI
TORQUE TENO VIRUS:
aspectos biológicos e epidemiológicos em humanos e suínos
Seminário
apresentado
junto
à
disciplina
Seminários Aplicados do Programa de PósGraduação em Ciência Animal da Escola de
Veterinária da Universidade Federal de Goiás.
Nível: Doutorado
Área de Concentração:
Sanidade Animal, Tecnologia, Higiene
e Tecnologia de Alimentos (SANHTA)
Linha de Pesquisa:
Etiopatogenia, epidemiologia, diagnóstico e controle
das doenças infecciosas dos animais
Orientadora:
Profª Drª Wilia M. E. Diederichsen de Brito
Comitê de Orientação:
Prof. Dr. Francisco J. D. Souto – FCM/UFMT
Prof. Dr. Jurij Sobestiansky - EV/UFG
GOIÂNIA
2010
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO................................................................................................................. 1
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA......................................................................................... 3
2.1 Agente ........................................................................................................................... 3
2.2 Epidemiologia ............................................................................................................. 7
2.3 Potencial patogênico em humanos e suínos ................................................... 13
2.4 Distribuição no organismo do hospedeiro ....................................................... 20
2.5 Diagnóstico................................................................................................................ 21
2.6 TTV como marcador de potabilidade e qualidade da água .......................... 21
3.0 CONSIDERAÇÃOES FINAIS .................................................................................. 24
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS ............................................................................. 25
LISTA DE FIGURA
FIGURA 1 Genoma do TTV humano
..............................................................
5
FIGURA 2 Genoma do TTV suíno
..............................................................
5
1 INTRODUÇÃO
A produção de suínos representa atualmente uma das mais
importantes atividades econômicas em diversos países. No Brasil, a produção
cresceu significativamente nos últimos anos sendo que entre 2000 e 2008, as
exportações de carne suína cresceram 708% em valor e 290% em volume
(RITTERBUSCH, 2009).
Com a busca por melhores índices produtivos e consequente aumento
da produção, houve um agravamento nos problemas sanitários dos rebanhos, fato
que favoreceu o surgimento de enfermidades que acarretam grandes prejuízos
econômicos (SOBESTIANSKY, 2002).
As doenças reprodutivas no plantel das granjas de suínos são
consideradas mundialmente a principal causa de prejuízo econômico. Muitos
agentes infecciosos têm sido associados às falhas reprodutivas na produção de
suínos, representando significativas perdas econômicas para os suinocultores
(RITTERBUSCH, 2009). Entre os agentes causadores dessas doenças pode-se
citar os parvovírus (PPV) e os circovírus (PCV).
Recentemente, um agente viral, torque teno vírus (TTV) já identificado
em outras espécies animais, foi identificado em suínos associado às infecções
causadas pelo circovírus suíno do tipo 2 (PCV-2). Apesar de disseminado nessa
espécie, a importância deste vírus ainda não está esclarecida. Alguns estudos já
indicaram um possível papel do TTV em exacerbar a patogenia causada pelo
PCV-2 em co-infecções nos leitões (KEKARAINEN et al., 2006; RITTERBUSCH,
2009).
O TTV foi isolado pela primeira vez no Japão, em 1997, no soro de um
paciente internado com um quadro de hepatite aguda pós-transfusional de
etiologia desconhecida. O vírus detectado, após a amplificação, clonagem e
sequenciamento do seu genoma, não apresentava similaridade com nenhuma
outra sequência conhecida (NISHIZAWA et al., 1997).
A sua denominação acredita-se estar associada às iniciais (TT) do
primeiro paciente investigado pelo grupo de pesquisadores, no entanto essas
iniciais também podem representar transfusion-transmitted vírus (WATANABE et
2
al., 2005; NASSER, 2007).
Desde o seu primeiro isolamento, o TTV é detectado em pacientes com
hepatite agudas ou crônicas sem etiologia definida, sendo altamente prevalente
entre doadores de sangue e indivíduos em risco de ter patógenos sanguíneos,
como os pacientes em hemodiálise e usuários de drogas injetáveis (BIAGINI,
1998; MACDONALD et al., 1999).
Inicialmente suspeitou-se que o TTV estivesse relacionado a quadros
de hepatites, mas esse é uma afirmação ainda controversa. Para ABE et al.
(1999) existe a possibilidade de que este vírus não provoque sérios problemas de
saúde. No entanto, TAKAHASHI et al. (1998) revelaram indícios de que vários
genótipos podem ser responsáveis por provocar doenças em humanos. Ao certo,
sabe-se que as maiores responsáveis por quadros de doenças hepáticas agudas
e crônicas são os agentes das hepatites virais. Estas podem ser agrupadas em
dois grandes grupos: hepatites virais de A a E, cujas etiologias são bem
conhecidas e descritas; e hepatites virais não-A a não-E. O segundo grupo inclui
vírus descobertos em um passado mais recente, como os vírus das hepatites G e
F, o vírus SEM (SENV) e o TTV (DEODHARE, 2000).
Neste contexto, tem o presente estudo o objetivo de realizar uma
revisão bibliográfica sobre o torque teno vírus, abordando tanto informações
inerentes à sua biologia, bem como alguns aspectos epidemiológicos e da
enfermidade em humanos e suínos.
3
2 REVISÃO BIBLIOGRÁFICA
2.1 Agente
Inicialmente, devido a suas características morfológicas, o TTV foi
caracterizado como um parvovírus (MIYATA et al., 1999). No entanto,
observações posteriores sobre a estrutura biofísica e molecular do TTV, o
enquadraram junto aos circovírus (HIJIKATA et al.,1999, BENDINELLI et al.,
2001), em função do seu genoma circular não-segmentado com capsídeos
isométricos. Recentemente, foi proposta a criação de uma nova família,
Anelloviridae,
contendo
Gammatorquevirus,
nove
gêneros
Deltatorquevirus,
(Alphatorquevirus,
Epsilontorquevirus,
Betatorquevirus,
Zetatorquevirus,
Etatorquevirus, Thetatorquevirus, Iotatorquevirus) que engloba todas as espécies
de TTV. Já foram identificados pelo menos 47 espécies de TTVs (CARSTENS,
2010).
O TTV é um vírus pequeno, com cerca de 30-50 nanômetros de
diâmetro
(JELCIC et
al.,
2004),
não-envelopado,
genoma DNA
(ácido
desoxirribonucléico) circular de fita simples, polaridade negativa, 2,9 kb
(OKAMOTO et al., 2002) a 3,9 kb de comprimento (OKAMOTO et al, 1998;
MIYATA et al., 1999; MUSHAHWAR et al., 1999; JELCIC et al., 2004). Partículas
associadas ao TTV, com diâmetro de 30-32nm recuperadas de soro de humanos
infectados são observadas, à microscopia eletrônica, como agregados de vários
tamanhos (ITOH et al., 2000).
TTVs geneticamente relacionados ao vírus humano, mas distintos
desse, são relatados em diferentes espécies animais, incluindo os suínos. Até o
momento, dois genogrupos distintos foram identificados em suínos domésticos:
torque teno vírus do tipo 1 (TTV-1) e torque teno vírus do tipo 2 (TTV-2) (NIEL et
al., 2005). As amostras de origem suínas, detectadas em diversos países,
apresentam entre 71% e 100% de homologia de nucleotídeos (BIGARRÉ et al.,
2005).
As detecções virais por reação em cadeia de polimerase (PCR) para o
genogrupo 1 em amostras de soro do Canadá, China, Coréia, Espanha, França,
4
Tailândia e Estados Unidos revelaram prevalência que variam de 33% a 100%
(BIGARRÉ et al., 2005). Na Espanha a prevalência para o tipo 1 é de 60% e para
o tipo 2 de 77% (KEKARAINEN et al., 2006).
O TTV suíno está intimamente relacionado ao TTV humano e
apresenta uma organização de genoma semelhante a este. O comprimento do
genoma dos isolados parece diminuir conforme a ordem animal. As cepas suínas
apresentam um genoma de 2,9 kb, em vez de 3,4 a 3,9 kb de isolados humanos
(OKAMOTO et al., 2002).
O genoma do TTV humano é composto por 3.852 nucleotídeos sendo
dividido em duas regiões: uma sequência de codificação extremamente variável
(2,6 kb) e outra mais conservada não-codificadoras (UTR) de 1,2 kb, que varia de
comprimento entre 3,808 nucleotídeos (isolado SANBAN) e 3.853 nucleotídeos
(isolados TA 278 e JA 20) (ERKER et al., 1999; HIJIKATA et al., 1999;
TAKAHASHI et al., 2000a).
A região de codificação consiste em seis quadros de leitura aberta
(ORF1 até ORF6) (YOKOYAMA et al., 2002). Os dois principais genes
codificadores de proteínas são os ORF1 e ORF2 (OKAMOTO et al;., 1999;
MIYATA et al., 1999), de 770 e 150 aminoácidos respectivamente (HIJIKATA et
al., 1999). Em alguns isolados há também uma pequena ORF adicional (ORF3)
com capacidade para codificar 57 aminoácidos (ERKER et al., 1999) (Figura 1).
As outras ORFs adicionais podem estar presentes, no entanto estas não devem
ser funcionais (BENDINELLI et al., 2001). O TTV suíno apresenta organização
genômica similar, contém 3 ORFs (Figura 2) mas compartilha menos de 45% de
identidade de nucleotídeos (OKAMOTO et al., 2002).
Os produtos de ORF1 do TTV contém sequências curtas de
aminoácidos característicos das proteínas associadas à replicação (HAFNER et
al., 1997). A ORF2 codifica uma proteína não-estrutural envolvida na replicação e,
apesar de ser altamente heterogênea entre os isolados de TTV, seus segmentos
46-66 contém cinco regiões conservadas, quando considera-se os isolados
analisados por HIJIKATA et al. (1999). A região não codificadora está situada
entre o final e a ORF3 (ROMEO et al., 2000). Primers com PCR deduzidos da
região não-codificante (UTR) podem detectar DNA de TTV de diferentes
genótipos (OKAMOTO et al., 1999).
5
FIGURA 1: Genoma do TTV humano
Fonte: adaptado de COSTA, 2009.
FIGURA 2: Genoma do TTV suíno
Fonte: adaptado de http://www.cresa.es
6
Apesar do escasso conhecimento sobre suas propriedades biológicas,
sabe-se que o vírus apresenta sequências altamente divergentes (PENG et al.,
2002; MAGGI et al., 2007) que, teoricamente, podem apresentar diferentes níveis
de virulência (MAGGI et al., 2007). Vários genogrupos foram identificados, porém,
até o momento, o TTV não tem sido ligado a nenhuma doença específica (JELCIC
et al., 2004) e embora a associação do TTV com indução de patologia humana
seja discutível, estudos indicam que o genótipo 1, especificamente, tem possível
participação nestes processos (WATANABE et al., 2005).
Desde 1999, diversos vírus semelhantes ao TTV, como o YONBAN
(TAKAHASHI et al., 2000a), PMV (HALLET et al., 2000), SANBAM (HIJIRATA et
al., 1999), torque teno minivirus (TTMV) (TAKAHASHI et al., 2000b), vírus SEN
(SEM-V) (UEMURA et al., 2001) e o SAV (JONES et al., 2005) foram identificados
em humanos e esses estudos apontam a existência desses novos membros da
mesma família do TTV, como novas espécies virais com base nas divergências
genômicas presentes nas amostras (HALLETT et al., 2000; TAKAHASHI et al.,
2000a; DINIZ-MENDES et al., 2004).
Em suínos, dois genogrupos de TTV (TTV-1 e TTV-2) já foram
detectados (NIEL et al., 2005), no entanto, são escassas as informações
disponíveis sobre a epidemiologia da infecção pelo TTV (RITTERBUSCH, 2009).
O mecanismo de replicação do TTV permanece desconhecido, porém
especula-se, com base nas semelhanças existentes com outros vírus de DNA
circular, que o TTV use o mecanismo de círculo rolante. Assim, o vírus utiliza uma
fita de DNA intermediário gerada pela célula do hospedeiro durante a fase de
síntese do ciclo celular como molde para a geração do DNA viral (MUSHAHWAR
et al., 1999).
Os tratamentos com ação virucida conhecidos para inativação de vírus
envelopados (como exemplo, solvente-detergente e aquecimento a 65°C/96 horas
a seco) parecem ser pouco efetivos na destruição da infectividade por TTV
(CHEN et al., 1999, BERNS, 2007). No entanto, a purificação de imuno-afinidade
e tratamentos mais drásticos de aquecimento de fatores de coagulação
demonstram mais efetividade para a inativação viral (PRESCOTT & SIMMONDS,
1998; CHEN et al., 1999) do TTV. Esses dados, associados a sua estrutura viral,
sugerem que o vírus TTV possa ser tão estável quanto os parvovírus (BERNS,
7
2007).
2.2 Epidemiologia
O TTV é um agente infeccioso de distribuição mundial (PRESCOTT &
SIMMONDS, 1998; ABE et al., 1999).
Sua transmissão não se dá somente pela via parenteral, mas também
pela via fecal-oral, a partir da exposição às fezes (TAWARA et al., 2000). Ainda
que inicialmente se acreditasse que a principal via de transmissão do TTV fosse a
transfusão sanguínea, a presença de TTV nas fezes de indivíduos saudáveis é
ubíqua, sendo presumível que a infecção esteja amplamente disseminada na
população humana (FONG & LIPP, 2005).
A transmissão aerógena também é suposta. A elevada carga viral em
swabs de secreção nasal de crianças reforça a possibilidade de transmissão pela
via aérea. Essa via explicaria o fato de indivíduos saudáveis, sem histórico de
transfusões, provenientes de países considerados desenvolvidos serem positivos
para o vírus, quando as prevalências para outros vírus de transmissão enteral são
baixas (MAGGI et al., 2003).
Para MAGGI et al. (2007) o TTV persiste por períodos prolongados ou
indefinidamente no plasma de indivíduos infectados causando infecções crônicas
e estando presente no plasma, tecidos e fluidos corporais de mais de 80% de
doadores de sangue saudáveis. O TTV também já foi detectado na saliva, swab
da garganta, sêmen, lágrimas, pele, cabelo (SABACK et al., 1999; GOTO et al.,
2000; INAMI et al., 2000; OSIOWY & SAUDER, 2000) e leite cru ou pasteurizado
(AL-MOSLIH et al., 2007).
Elevadas soroprevalências são demonstradas em indivíduos saudáveis
em diversos pontos do mundo. Há grande diversidade genética em diferentes
áreas geográficas, no entanto alguns genótipos virais são distribuídos de forma
global, mesmo em locais onde o contato entre as populações é restrito, como no
caso de grupos que habitam florestas em Papua Nova Guiné, na Oceania
(PRESCOTT et al., 1999).
Em 1999, ABE et al. colheram amostras de soro de pessoas no Japão
8
(233 indivíduos sem histórico de patologia hepática), Miamar (51 indivíduos
saudáveis e 92 com patologia hepática), doadores de sangue do Nepal (177),
Egito (95), Bolívia (95), Vietnã (62 profissionais da saúde), Coréia (73 pacientes
de hemodiálise), soropositivos para HIV de Camboja (8), Gana (95) e EUA (68) e
encontraram prevalências que variaram entre 70% (Japão) a 100% (Camboja). Os
genótipos mais prevalentes foram o tipo 1 e 2, no entanto não houve qualquer
relação entre o genótipo encontrado e sua origem geográfica.
GALIAN et al. (1999) testaram 150 pessoas de duas unidades de
hemodiálise dos hospitais públicos de Marselha, na França, para a presença do
genoma do TTV, utilizando uma metodologia baseada em PCR. Os autores
encontraram a prevalência de viremia TTV de 28% (contra 5,3% em doadores de
sangue controles da mesma região). Também verificaram a existência de
infecções crônicas e superinfecções por estirpes pertencentes a diferentes
genótipos. A prevalência da infecção foi maior nos pacientes provenientes da
África, em pacientes com transfusão de sangue anteriores ou transplante de
órgãos, em pacientes com anticorpos para o antígeno da hepatite B e em
indívíduos com diabetes mellitus. A alta prevalência de infecção pelo TTV (50%)
também foi observada em uma população de pacientes com diabetes mellitus,
mas sem doença renal. No entanto, nenhuma relação significativa foi encontrada
entre a viremia de TTV e o vírus da hepatite C, transaminases, idade, sexo ou
duração do tratamento da hemodiálise.
HSIEH et al. (1999) em estudo avaliando a infecção pelo TTV em 148
indivíduos com testes bioquímicos normais do fígado, incluindo 30 recémnascidos (soro colhido a partir do cordão umbilical), 23 crianças, 16 crianças préescolares, 21 indivíduos com idades entre 6 a 15 anos (considerados com idade
anterior à da experiência sexual), 15 adultos jovens (com idade inferior a 30 anos)
e 43 indivíduos com idade superior a 30 anos encontraram taxas de viremia de 0,
17, 25, 33, 47 e 54%, respectivamente. Os autores sugerem que estes achados
podem relacionar a transmissão do TTV principalmente através do contato diário
não-parenteral e que, frequentemente este contato ocorre muito precocemente.
A transmissão vertical foi verificada por MORRICA et al. (2000), na
Itália, que testaram o sangue do cordão umbilical de 15 bebês filhos de mulheres
positivas para TTV e encontraram o vírus em 12 (80%) desses, sugerindo que a
9
transmissão uterina poderia ser importante. GERNER et al. (2000) observaram
um aumento na prevalência da infecção pelo TTV em recém nascidos, após a
primeira semana do nascimento. Os pesquisadores sugeriram, a partir da
detecção viral no leite materno, que esta pode ser uma via de transmissão pósnatal.
KREKULOVA et al. (2001) observaram correlação positiva entre a
infecção por TTV e o número crescente de parceiros sexuais, sustentando a
participação ocasional da via sexual na transmissão viral.
SALÁKOVÁ et al. (2004) ao investigarem a epidemiologia, transmissão
e filogenia de TTV na República Checa, em um grupo controle composto por 196
doadores de sangue, 20 pacientes hemofílicos, 49 usuários de drogas
intravenosas, 100 prostitutas, 50 presos penitenciários, 208 crianças saudáveis
(1-14 anos), 54 amostras de sangue de cordão umbilical, 52 pacientes com
hepatite não AE, 74 pacientes com hepatite C e 51 doadores de sangue com
níveis de ALT (alanino aminotransferase) aumentado, verificaram que a taxa de
prevalência de TTV entre a população Checa foi de 52,6%, sendo que os adultos
mostraram aumento na prevalência de TTV conforme aumenta a idade. A maior
prevalência do TTV foi encontrado no grupo de pacientes politransfundidos. Não
houve maior prevalência do TTV em indivíduos com risco aumentado de
transmissão sexual do que na população geral.
Em estudo realizado no Brasil por NIEL et al. (1999), analisando
amostras de soro de pessoas sem histórico transfusional, no estado do Rio de
Janeiro, encontraram uma prevalência de infecção por TTV em 65,4% dos
amostrados.
VASCONCELOS et al. (2001), em estudo realizado no sul do Brasil,
testaram soro de 130 indivíduos, sendo 91 adultos e 39 crianças (idade de 0-10
anos) e encontraram uma prevalência de 44% e 73%, respectivamente.
Também no Brasil, BASSIT et al. (2002), observaram a presença do
TTV em 85,3% dos doadores de sangue e em 81,2% das crianças e adolescentes
pesquisados. Esses resultados, além de revelarem um grande número de relatos
de detecção viral em indivíduos saudáveis e ausência de um modelo experimental
adequado para a infecção, não permitiram confirmar a participação do TTV como
agente etiológico de alguma doença específica em humanos, uma vez que o TTV
10
é um vírus presente em mais de 80% da população em todo o mundo. Os autores
afirmaram que, ao que parece, a infecção por TTV parece estar bem difundida no
Brasil, mesmo em indivíduos sem histórico transfusional.
PINTO et al. (2007) avaliando a soroprevalência do TTV em 186
amostras de pacientes com risco de exposição parenteral, na região
metropolitana de Belém (PA) detectaram positividade em 59,7% das amostras.
AMARANTE et al. (2007) realizaram um estudo no Brasil, com 270
amostras de soro de doadores de sangue saudáveis e 75 amostras de indivíduos
politransfundidos, sendo esses últimos divididos em dois grupos: grupo 1
(portadores de coagulopatias) e grupo 2 (portadores de hemoglobinopatias),
encontrando a prevalência de infecções pelo TTV de 50,5% entre os doadores,
95% no grupo 1 e 82% no grupo 2.
Para BENDINELLI et al. (2001), diferentes espécies animais podem
albergar o vírus, promovendo transmissões inter-espécie, onde a necessidade de
adaptação ao novo hospedeiro representaria um forte impulso a mudança
genética. Infecções mistas com diferentes genótipos também são frequentes e a
combinação genética entre eles poderiam ser fatores que contribuiriam à
variabilidade. Por fim, a grande habilidade em promover infecções crônicas,
caracterizadas por uma viremia persistente que segue por anos, poderia ser um
fator que levaria o sistema imune hospedeiro a uma frequente pressão, induzindo
o vírus a uma evolução.
As transmissões espécie-específicas são relatadas com elevadas
frequências entre chimpanzés e outros primatas não-humanos (LEARY et al.,
1999;
THOM et al., 2003; BARNETT et al., 2004). Relatos da transfecção
experimental de TTV humano em chimpanzés e macacos Rhesus já foram feitos
(OKAMOTO et al., 1999). Porém não há evidências sobre transfecção em
mamíferos menores, devido à grande dificuldade de se obter a replicação desse
vírus em cultura de tecido (MAGGI et al., 2001). Um estudo da transmissão
experimental nos chimpanzés mostrou que esses animais podem ser infectados
de forma cruzada por espécies humanas (OKAMOTO et al., 2000a, OKAMOTO
et al., 2000b).
Para entender mais sobre a relação entre o TTV e seus hospedeiros,
ABE et al. (2000) testaram 400 amostras de soro de 24 espécies de primatas não-
11
humanos para a presença do DNA de TTV por PCR. O DNA viral foi detectado em
89% dos chimpanzés (87/98) e 14% (3/21) dos macacos caranguejeiros. Os
autores puderam observar que as sequências de nucleotídeos dos produtos de
PCR tinham entre 80 e 100% de identidade entre as duas espécies e que diferiam
dos isolados em humanos em 24 a 33% ao nível de nucleotídeos e 36 a 50% no
nível de aminoácidos. A análise filogenética demonstrou que todos os isolados de
TTV símios eram distintos dos isolados humanos. Os autores afirmaram que
estes resultados indicam que o TTV em símios representa um grupo diferente,
mas está estreitamente relacionado TTV em seres humanos.
CATROXO et al. (2008) visando uma melhor compreensão da relação
entre o TTV e seus hospedeiros, conduziram um estudo de detecção viral no soro
e sangue total de primatas não-humanos e no plasma de frangos, através da
técnica de PCR para a região conservada UTR-A. O DNA viral foi detectado em
soros de 5,3% (4/75) Cebus apella, 40% (2/5) de Alouata fusca, 20% (1/5) de
Alouata caraya, 5,2% (1/19) de Callithrix penicilata, 4% (1/25) de Callithrix
jacchus, 20% (1/5) de Saimiri sciureus e 25% (1/4) de Leontopithecus
chrysomelas. A análise filogenética revelou que três sequências detectadas
apresentaram similaridade com o torque teno minivirus humano (TLMV), um dos
genótipos do TTV. O DNA de TTV foi detectado em uma amostra de soro e uma
amostra de sangue total de primatas não-humanos e em uma amostra de plasma
de frango, caracterizando este trabalho como o primeiro relato de TTV, nas
Américas, em primatas não-humanos e frangos brasileiros.
LEARY et al. (1999) observaram a presença de TTV em animais de
produção, como em ovinos (30%), bovinos (25%), suínos (20%) e frangos (19%) e
chegaram a sugerir que o consumo de carnes mal cozidas desses animais
poderiam ser fonte de infecção para os humanos, porém seus estudos não foram
conclusivos.
O TTV suíno foi também reconhecido primeiramente no Japão
(OKAMOTO et al., 2002), mas já foi relatado nos Estados Unidos, Canadá,
Espanha, França, Itália, China, Coréia, Tailândia e também no Brasil (THOM et
al., 2003; BIGARRÉ et al., 2005; NIEL et al., 2005; MARTELLI et al., 2006).
Segundo SIBILA et al. (2009), a infecção pelo TTV ocorre
precocemente nos sistemas de produção de suínos e pode ser transmitido tanto
12
da matriz aos leitões, quanto de leitão para leitão. No entanto afirmaram que
maiores estudos devem ser realizados para elucidar as rotas de transmissão do
TTV suíno, que ainda permanecem desconhecidas.
BERNS (2007) afirmou que, embora sejam necessários estudos
complementares para compreender o agente, as pesquisas moleculares apontam
a presença do TTV em 60% a 80% da população suína em análises de amostras
de soro. Resultados semelhantes foram encontrados por MCKEOWN et al.
(2004), que identificaram a presença de TTV suíno em até 66% de amostras
coletadas de animais sadios.
Como a epidemiologia do TTV ainda é pouco compreendida, a rota
fecal-oral é elencada como uma possível e importante via de transmissão do TTV
também para os suínos (BERNS, 2007).
BRASSARD et al. (2008) reportaram o TTV suíno em amostras de
soro, plasma e fezes. Os pesquisadores afirmaram que esses resultados são
indicativos de que a transmissão fecal-oral seja um importante meio de
disseminação viral.
BIGARRÉ et al. (2005) em um levantamento de TTV em rebanhos
suínos da Bretanha e França, pelo método de PCR, relataram prevalências de 93
e 73% em 15 leitões e 33 suínos adultos, respectivamente. O pulmão foi o órgão
que apresentou maior positividade por PCR. Os autores afirmaram que apesar de
não haver confirmação do potencial patogênico do vírus, a potencial carga viral
transportada pelos suínos deve ser avaliada como uma ameaça sanitária.
MARTINEZ
et
al.
(2006)
realizaram
o
primeiro
levantamento
soroepidemiológico de torque teno vírus (TTV) em javalis (Sus scrofa) na Europa
(Espanha). Analisando os dois genogrupos distintos de TTV suíno em 178 soros
de javalis selvagens espanhóis de diferentes regiões geográficas, pelo método de
PCR nested, verificaram a prevalência geral de 84% (58% para genogrupo 1 e
66% para genogrupo 2), sendo esta significativamente maior para o genogrupo 2,
em animais jovens e fêmeas. Na análise filogenética perceberam que a infecção
por TTV em javalis e suínos domésticos se dá pelos mesmos genogrupos. Os
autores afirmaram que estes resultados indicam que o TTV é, aparentemente,
onipresente nas populações de javalis da Espanha.
KEKARAINEN et al. (2007) relataram elevada prevalência dos
13
genogrupos de TTV em amostras de sêmen, sugerindo que a transmissão vertical
via sêmen pode contribuir para a disseminação do vírus.
MARTINÉZ-GUINÓ et al. (2009) realizando testes no soro de fetos e
frações de colostro provenientes de fêmeas suínas negativas e positivas para
TTV-1 e TTV-2, concluíram que porcas negativas sempre originavam leitões
negativos. Contudo, porcas positivas podiam originar produtos negativos ou
positivos. Além disso, os fetos positivos eram sempre infectados com o mesmo
genogrupo da mãe, gerando fortes indícios da transmissão transplacentária do
vírus. Os autores relataram que a detecção do agente em tecidos reprodutivos
das fêmeas são os primeiros indícios de transmissão in útero ou transplacentária
de TTV suíno e que isso pode possibilitar a contaminação intra-uterina e favorecer
a disseminação do vírus do plantel.
No estado de Goiás, SOARES et al. (2010b) buscando a identificação
do DNA viral de TTV-1 e TTV-2 em suínos mantidos em sistema de criação
intensivo analisaram 47 amostras de soro sanguíneo, pela técnica de PCR. O
DNA viral foi detectado em 46,8% das amostras, sendo que 12,8% foram
positivos para TTV-1 e 21,3% para TTV-2. Ambos os vírus foram identificados em
12,8% dos soros amostrados. Os autores afirmaram que o papel do TTV como
agente causador de doenças deve ser avaliado. Este é a primeira identificação de
co-infecção entre o TTV e PCV-2 no estado de Goiás.
2.3 Potencial patogênico em humanos e suínos
Os estudos sobre o potencial patogênico do TTV foi realizado
inicialmente em amostras identificadas em humanos. A relação entre a infecção
pelo TTV e a doença hepática permanece controversa (WATANABE et al., 2005).
Inicialmente os estudos sugeriam que o vírus causaria um aumento das
transaminases hepáticas e que possuía capacidade de induzir a quadros agudos
de hepatite (TAWARA et al., 2000).
OKAMOTO et al. (1998) identificaram a presença do TTV em
aproximadamente 50% dos casos de hepatites crônicas ou agudas, além de em
12% de doadores de sangue em uma pesquisa realizada no Japão.
14
Visando avaliar o papel patogênico do TTV em doenças hepáticas e
potenciais modos de transmissão, HSIEH et al. (1999) usaram a técnica de PCR
para detectar DNA viral no soro sanguíneo. As taxas de viremia de TTV
encontradas em 13 pacientes com hepatite aguda idiopática, 14 pacientes com
hepatite fulminante idiopática, 22 pacientes com doenças hepáticas crônicas e 19
pacientes com cirrose hepática foram 46, 64, 55 e 63%, respectivamente, e os
resultados encontrados não foram significativamente diferentes daqueles
encontrados em 50 indivíduos saudáveis (53%). Os autores afirmaram que a
infecção pelo TTV não teve um efeito significativo sobre a doença hepática.
SALÁKOVÁ et al. (2004) ao investigarem a epidemiologia, transmissão
e filogenia de TTV na República Checa, em vários grupos, incluindo 52 pacientes
com hepatite não AE e 74 pacientes com hepatite C verificaram que a taxa de
soroprevalência de TTV foi maior entre os indivíduos positivos para VHB e/ou
VHC. Os autores acreditam existir uma via comum de transmissão destas três
infecções.
HAFEZ et al. (2007), em pesquisa realizada no Egito, tentando
esclarecer a relação entre TTV e a presença de carcinoma hepatocelular em
pacientes egípcios, analisaram o soro de indivíduos com histórico de cirrose
hepática e carcinoma hepatocelular e de pessoas saudáveis, por nested-PCR.
Detectaram a presença viral em 46,7% dos pacientes com carcinoma
hepatocelular, 40% dos com cirrose hepática e 36,7% dos indivíduos saudáveis,
sendo o genótipo 1 o mais prevalente. Os autores sugeriram que este estudo foi
indicativo de que o TTV parece não contribuir para o aumento da gravidade
dessas patologias.
No Brasil, o TTV foi detectado em pacientes com doenças hepáticas
crônicas nas Regiões Sudeste (São Paulo) e Norte do país (Pará), onde os
índices de positividade encontrados foram de 20% e 45%, respectivamente
(PINTO et al., 1998).
Apesar dos indícios que associavam o TTV à doença hepática e a
elevada mortalidade entre pacientes com hepatite aguda, causadas pelo vírus da
hepatite B (HBV), esta associação não foi confirmada por estudos mais recentes.
Não foram verificadas quaisquer alterações morfológicas nos hepatócitos
infectados pelo TTV, bem como não foram evidenciadas diferenças entre o curso
15
clínico e os parâmetros laboratoriais dos pacientes co-infectados com TTV,
daqueles sem a co-infecção (WATANABE et al., 2005).
Estudos epidemiológicos têm evidenciado a presença de TTV em
diversas outras patologias, tais como: doença de Hodkin, anemia aplásica, fibrose
pulmonar idiopática, doença pulmonar aguda, pênfigo bolhoso, piora de
prognóstico de câncer de laringe e redução da sobrevida em pacientes
soropositivos para HIV (CHRISTENSEN et al., 2000; MAGGI et al., 2003; JONES
et al., 2005). No entanto, esses estudos não conseguiram caracterizar, de fato, o
real significado do vírus nessas enfermidades (GERGELY et al., 2006).
CHRISTENSEN et al. (2000) sugeriram que o vírus da imunodeficiência
humana (HIV) poderia, de forma indireta, facilitar a replicação de TTV devido ao
seu efeito imunossupressor. Além disso, observaram que o TTV estava
relacionado à piora do prognóstico dos pacientes infectados por HIV. DINIZMENDES et al. (2004) observaram soroprevalências mais elevadas, inclusive por
genótipos diferentes (co-infecções) em indivíduos soropositivos para HIV do que
em indivíduos sadios controles.
De acordo com o estudo feito por NASSER (2007), o TTV é mais
prevalente em indivíduos soropositivos ao HIV em comparação com indivíduos
saudáveis. Embora a significância clínica da associação do TTV com HIV
necessite ser elucidada, é sugerido que a presença do TTV pode estar
relacionada a uma diminuição da carga viral do HIV em indivíduos portadores.
A frequência de TTV em pessoas consideradas com alto risco de
infecções sexuais e parenterais foi investigada por MACDONALD et al. (1999) em
52 prostitutas, 81 homossexuais do sexo masculino e 65 usuários de drogas
injetáveis visando avaliar o seu modo de transmissão. Após busca do DNA viral
por PCR observaram a frequência de viremia em 4,5% a 13,0% dos indivíduos do
estudo, o que não foi significativamente diferente do encontrado nas amostras
controle (4,5%). Puderam observar ainda o aumento significativo da viremia de
acordo com a idade, porém sem associação alguma com a co-infecção vírus da
imunodeficiência humana. Os autores relataram que a baixa frequência de
infecção detectadas em ambos os grupos de risco sugere que a via sexual ou
parenteral (uso de drogas intravenosas) é relativamente ineficaz e pouco provável
para explicar a alta prevalência de TTV observadas mundialmente.
16
ÀLVAREZ-LAFUENTE et al. (2005) tem discutido o papel das infecções
virais em patologias auto-imunes e os conhecimentos mais atuais sobre a biologia
do TTV permitiram elaborar a hipótese de que o vírus possa agir desencadeando
doenças reumáticas auto-imunes (GERGELY et al., 2006).
No que diz respeito a correlação entre a infecção pelo TTV e doenças
auto-imunes, MAGGI et al. (1999) pesquisou o DNA viral em grupo de 660
indivíduos, sendo 221 pacientes de diferentes diagnósticos e idades, que tinham o
soro estocado no Centro de Virologia da Universidade de Pisa (Itália) e outros 439
indivíduos escolhidos com base em diagnóstico clínico específico, entre eles
lúpus eritematoso sistêmico, artrite reumatóide e psoríase. A prevalência
detectada para a infecção viral nestas doenças auto-imunes foi igual ou inferior,
no caso da artrite reumatóide, que a do grupo de soros estocados o que levou os
autores a sugerirem que o TTV não representa um fator importante ao
desenvolvimento dessas doenças.
SEEMAYER et al. (2001) em estudo sorológico de pacientes com
esclerodermia, artrite reumatóide e osteoartrite e indivíduos doadores de sangue
saudáveis, não encontraram diferenças significativas na prevalência da infecção
pelo TTV entre os portadores das patologias e os controles saudáveis. Já
GERGELY et al. (2005a) ao buscar o DNA de TTV em indivíduos com lúpus, em
seus parentes de primeiro grau saudáveis e em doadores de sangue encontraram
prevalência mais elevada em pacientes lúpicos (58,87%) do que nos saudáveis
(33,16%). A prevalência dos parentes de primeiro grau (51,3%) também foram
maiores que as dos indivíduos saudáveis sugerindo que fatores genéticos
desconhecidos para lúpus eritematoso sistêmico poderiam influenciar a infecção
por TTV.
No Brasil, COSTA (2009) fez um estudo para avaliar a frequência da
infecção pelo TTV em pacientes com lúpus eritematoso sistêmico, onde buscou
verificar se existe alguma correlação entre a presença de vírus, as manifestações
clínicas e o perfil sorológico de auto-anticorpos apresentados pelos pacientes
lúpicos. Nesse estudo observou haver uma relação significativa entre os
pacientes com lúpus e o TTV, onde 37% (17/46) apresentavam-se TTV positivos
e apenas 15% (7/46) dos controles apresentavam a infecção viral. No entanto não
foi possível estabelecer relação entre a sintomatologia clínica e o perfil sorológico
17
dos pacientes e a infecção pelo TTV.
Em outro estudo realizado por GERGELY et al.(2005b) não houve
diferença entre a prevalência de infecção por TTV entre pacientes com miopatia
inflamatória idiopática, portadores de artrite reumatóide e doadores de sangue
saudáveis.
GERGELY at al. (2006) afirmaram que devido a sua ampla distribuição
geográfica e sua presença em populações de indivíduos saudáveis, o TTV pode
se comportar como uma agente comensal. No entanto diversos aspectos da sua
interação com o hospedeiro ainda permanecem desconhecidos e mais estudos
precisam ser realizados para que o seu potencial patogênico possa ser
determinado.
Sangue e produtos derivados de sangue usados em medicamentos
humanos podem conter TTVs. AZZI et al. (2001) relataram que 35% dos produtos
comerciais de fatores VIII e IX, produtos aos quais a albumina humana foi
adicionada, foram PCR positivo para o TTV. Assim os autores observaram que as
amostras de albumina humana podem estar contaminadas com TTV. AZZI et al.
(2006) constataram que a profundidade de filtração utilizada para a albumina
humana no processo de purificação é incapaz de eliminar o vírus.
Os materiais de suínos são importantes fontes de componentes utilizados
na fabricação de vacinas suínas, medicamentos humanos e enzimas comerciais.
No entanto, há pouca informação disponível sobre a possível existência de vírus
em produtos que contenham componentes derivados de suínos (KEKARAINEN et
al., 2009a).
KEKARAINEN et al. (2009b) testaram 26 vacinas comerciais suína, sete
medicamentos de uso humano e três produtos enzimáticos para a presença de
genomas TTV-1 e TTV-2, pela técnica de PCR e, observaram que quatro vacinas
contra Mycoplasma hyopneumoniae foram positivas para TTV-2 e três delas para
TTV-1, bem como uma contra o vírus da parvovirose suína e uma contra a
síndrome respiratória e reprodutiva suína foram PCR positivos para TTV-1. Uma
droga humana continha DNA de TTV-1, bem como uma enzima tripsina, um
produto derivado de elastase porcina foi positivo para ambos os genogrupos de
TTVs. Os autores afirmaram que estes resultados revelam que TTVs suína são
contaminantes, não só das vacinas suínas, mas também de medicamentos de
18
uso humano que contenham componentes suínos e de enzimas para uso
laboratórial. Este foi o primeiro estudo que avaliou a presença de TTVs suína em
produtos comerciais utilizados para suínos ou mesmo medicamentos para uso
humano.
Em suínos, O TTV isoladamente não tem se mostrado patogênico.
Contudo, seu papel em co-infecções com outros patógenos, principalmente com o
PCV-2 vem sendo investigado (RITTERBUSCH, 2009). Alguns estudos já
indicaram um possível papel do TTV em exacerbar a patogenia causada pelo
circovírus suíno tipo 2 (PCV-2) em leitões, na ocorrência da síndrome
multissistêmica de definhamento dos suínos (SMDS) (KEKARAINEN et al., 2006)
porém, não se sabe qual a sua importância em animais adultos em fase
reprodutiva. Relatos evidenciam a prevalência de TTV suíno em amostras de soro
(SIBILA et al., 2009), porém, poucos dados foram encontrados referindo-se à
detecção do vírus em tecidos.
KEKARAINEN et al. (2006) relataram que o TTV está disseminado na
população de suínos da Espanha, pois ao investigarem a presença de TTV-1 e
TTV-2 em amostras de soro de suínos infectados e não infectados pela SMDS,
verificaram elevada prevalência dos dois genogrupos nos animais testados. A
maior prevalência da infecção por TTV foi encontrado em soros de animais
afetados pela SMDS (97%); os não afetados pela síndrome, porém positivos para
TTV, corresponderam a 78%. Houve diferença estatística significativa e os suínos
afetados pela síndrome tinham risco de 1,25 vezes maior de estareem infectados
por TTV do que os suínos não afetados pela SMDS.
ELLIS et al. (2008) relataram que a inoculação de TTV-1 em leitões
gnotobióticos antes da infecção pelo PCV-2, facilitou o desenvolvimento da
SMDS.
TAIRA et al. (2009) analisaram a prevalência do TTV
(TTV-2) em
populações
de
suínos do
Japão
(TTV-1) e 2
com suspeita
síndrome
multissistêmica de definhamento dos suínos e doença respiratória de suínos,
utilizando um método de nested-PCR. Das amostras de soro de rebanhos
diferentes no Japão, TTV-1 foi detectado em 30% das amostras, TTV-2 em 31% e
ambos em 10% das amostras. A prevalência geral de genogrupos TTV foi
significativamente menor nos suínos com menos de 30 dias de idade (11%) em
19
relação ao que nos grupos etários mais velhos (54-82%). Estes resultados
sugerem que o TTV suína pode ser disseminada em suínos pós-desmame e que
poderia desempenhar papéis etiológicos em doenças de suínos no Japão. Este foi
o primeiro relatório sobre a prevalência do TTV suína no Japão.
RITTERBUSCH (2009) observou a presença de TTV suíno em órgãos
reprodutivos de porcas de rebanhos comerciais do sul do Brasil, verificando maior
ocorrência de TTV-2 nas amostras testadas. Detectou a presença de TTV suíno
em ambos os sistemas reprodutores, tanto em fêmeas quanto em machos
testados. Para o pesquisador, este fato levanta a hipótese de que o TTV pode ser
mais importante do que já se imaginou, considerando a via de transmissão
reprodutiva.
Ao analisar amostras de fetos positivas para PCV-2 pela técnica de
PCR, também as testaram para TTV, observando a ocorrência de coinfecção
entre estes agentes. Os resultados obtidos em seus estudos evidenciaram o
provável envolvimento do PCV-2 em falhas reprodutivas em fêmeas suínas, bem
como revelam que o TTV estava presente nas amostras analisadas, confirmando
a associação com o PCV-2 (RITTERBUSCH, 2009).
SOARES et al. (2010a) visando detectar a infecção pelo PCV-2
associado ao TTV, em suínos criados de forma intensiva, analisaram 47 amostras
de soro de animais com idade compreendida entre 20 e 121 dias de idade, pela
reação em cadeia da polimerase (PCR). O DNA de PCV-2 associado ao TTV-1 foi
identificado em 12,8% das amostras e a associação de DNA de PCV-2 com TTV2, também em 12,8% das amostras. O PCV-2 associado tanto ao DNA de TTV-1
e TTV-2 foi detectado em 10,6% dos soros amostrados. As amostras de soro, as
quais foram observadas as co-infecções com qualquer TTV e PCV-2 coincidiram
com os animais que apresentavam sinais clínicos sugestivos de síndrome SMDS.
Os pesquisadores afirmaram ser necessários mais estudos para entender melhor
o papel desta co-infecção na ocorrência da síndrome. Esta é a primeira
identificação de co-infecção entre o TTV e PCV-2 no estado de Goiás.
20
2.4 Distribuição no organismo do hospedeiro
Na espécie humana, o TTV faz sua replicação, preferencialmente, em
células hematopoiéticas da medula óssea, mas também o faz nos hepatócitos
(IRSHAD et al., 2006). Além disso, o TTV é capaz de replicar-se no fígado, sendo
eliminado pelas fezes (OKAMOTO et al., 1998). O DNA viral já foi quantificado em
sangue, linfonodos, musculatura esquelética, tireóide, pâncreas, rins, pulmões,
baço, fígado e medula óssea, sendo os títulos mais elevados encontrados nos
quatro últimos órgãos (ABRAHAM, 2005). O vírus também já foi detectado na
saliva, swab da garganta, sêmen, lágrimas, pele, cabelo (SABACK et al., 1999;
GOTO et al., 2000; INAMI et al., 2000; OSIOWY & SAUDER, 2000) e leite cru ou
pasteurizado (AL-MOSLIH et al., 2007).
Em estudo com pacientes infectados por TTV, TAKAHASHI et al.
(2002) observaram, que a carga viral no sangue total era muito superior a
encontrada no plasma sanguíneo. Ao analisarem isoladamente indivíduos com
elevada viremia, visando detectar a carga viral nas diferentes células sanguíneas,
observaram as maiores em neutrófilos, seguidos por monócitos, células natural
killer (NK) e linfócitos T e B. Não houve detecção viral nas hemácias.
Apesar do TTV não se replicar em células mononucleares em repouso,
quando ocorre um estímulo um processo de replicação muito ativo é iniciado
(MAGGI et al., 2001). A possibilidade do TTV invadir e se replicar de forma ativa
em células responsáveis pela resposta imune, poderia desencadear a longo
prazo, anormalidades no sistema imune (TAKAHASHI et al., 2002).
O DNA de TTVs é relatado em soro sanguíneo de diferentes espécies
animais como suínos, frangos, vacas, ovelhas (LEARY et al., 1999; OKAMOTO et
al., 2002; BIGARRÉ et al., 2005; NIEL et al., 2005; KEKARAINEN et al., 2006;
SOARES et al, 2010a,b), cães e gatos (OKAMOTO et al., 2002), além de primatas
não-humanos (LEARY et al., 1999; ABE et al., 2000) e em um mamífero chamado
Tupaia belangeri chinensis (OKAMOTO et al., 2001). Sabe-se que o DNA em
tecidos de suínos já foi isolado em material proveniente de sistemas reprodutores
de machos e fêmeas (RITTERBUSCH, 2009), no entanto esses estudos ainda
são escassos.
21
2.5 Diagnóstico
O TTV pode ser detectado por meio de ensaios moleculares que
possuem características de sensibilidade e rapidez como, por exemplo, a reação
em cadeia de polimerase (PCR) (GRIFFIN et al., 2008).
O desenho de oligonucleotídeos para detecção de TTV muitas vezes
está voltado para a amplificação de sequências de uma região codificante, com
sucesso para detectar TTV do grupo 1, ao passo que para detectar TTV de todos
os grupos conhecidos normalmente têm sido utilizados iniciadores baseados em
uma região não codificante (OKAMOTO et al., 1998; OKAMOTO 2000b). Além
disso, regiões conservadas do genoma viral podem constituir alvos capazes de
permitir a detecção de um número maior de amostras de TTV, mesmo de
genogrupos não conhecidos (DEVALLE & NIEL 2004).
O uso da PCR é de grande importância na detecção viral (VAIDYA et
al., 2002). Essa metodologia ainda tem o benefício adicional da determinação de
sequências
específicas
do
material
genético
detectado,
auxiliando
na
caracterização dos agentes encontrados por filogenia molecular. A principal
desvantagem é que a PCR ou outros métodos de detecção molecular não
permitem distinguir partículas virais viáveis de partículas não infecciosas na
amostra em teste, o que só é possível complementando os ensaios com cultivos
celulares (TAVARES et al., 2005).
2.6 TTV como marcador de potabilidade e qualidade da água
No sistema atual de monitoramento da qualidade da água, a
Escherichia coli, bem como os demais microrganismos pertencentes ao grupo dos
coliformes termotolerantes são as bactérias marcadoras da poluição fecal em
águas e esgoto (Resolução CONSEMA nº 128/2006). No entanto, tal indicador
tem se mostrado insuficiente, pois esses microrganismos podem não atestar o
real risco virológico ambiental. Muitas doenças de origem viral podem ser
provenientes de águas nas quais a ausência de bactérias tenha sido detectada e
de se observar que após o tratamento da água ainda se existe a presença do TTV
22
e de outros vírus (GRIFFIN et al., 2008).
Os vírus não envelopados são geralmente mais resistentes às
intempéries ambientais, aos métodos químicos e físicos utilizados no tratamento
de água e esgoto. Assim, os vírus apresentam vantagens quando comparados às
bactérias, se utilizados como marcadores de eficiência do processo de
descontaminação da água (JIANG et al., 2007).
O TTV, assim como outros vírus entéricos, pode estar presente em
esgotos e contaminarem ambientes aquáticos que poderiam ser fontes de água
potável futura. TEIXEIRA & LEAL (2002) relataram a contaminação viral por TTV
de águas subterrâneas e poços.
O TTV tem sido considerado como um possível agente biológico
marcador no estudo de contaminação fecal de águas, tal como ocorre com outros
microrganismos dotados de disseminação hídrica (FONG & LIPP, 2005).
A presença de TTV é relatada em diversos estudos realizados com
amostras de águas, antes e após tratamento (GRIFFIN et al., 2008).
Estudo semelhante foi realizado por VAIDYA et al. (2002), na Índia, no
qual observaram a presença de 14,5% e 2% de amostras positivas para o TTV,
respectivamente antes e após tratamento, o que significa prevalência muito mais
baixa, quando comparados aos dados japoneses (HARAMOTO et al., 2005a).
Em análise realizada no Japão, o TTV foi detectado em 97% das
amostras de esgoto, sendo 18% antes da cloração e 24% após a cloração, o que
indica que o vírus esteve amplamente disseminado na população japonesa
durante um ano de estudo (HARAMOTO et al., 2005).
Em estudo conduzido na cidade de Manaus por DINIZ-MENDEZ et al.
(2008) testando amostras de água colhidas em cursos d’água que atravessam a
cidade observou-se presença de TTV em 92% das amostras de água analisadas
e processadas por PCR em tempo real. Na mesma pesquisa também foram
analisadas as amostras seguindo a metodologia por PCR convencional, na qual o
resultado positivo para o TTV foi de 36,5%.
DALLA VECCHIA & SPILKI (2009), avaliando amostras de diferentes
procedências, como água de rio, de estações de tratamento, água mineral e
efluentes de origem pecuária, através da técnica de PCR detectaram a presença
de TTV em aproximadamente 10,7% (3/28) das amostras analisadas. Os autores
23
afirmam que, de acordo com seus dados, a ocorrência do TTV é apenas
esporádica em água considerada contaminada, na região e que mais amostras
devem ser analisadas para que haja a certificação de tais resultados.
24
3.0 CONSIDERAÇÃOES FINAIS
Novos estudos devem ser realizados com o propósito de investigar o
comportamento e o papel do TTV na natureza. Além disso é importante buscar
métodos e protocolos que passem a fazer parte das rotinas dos sistemas de
monitoramento de águas e esgoto, que sejam efetivos e ajam de forma
complementar à análise de contaminação fecal da água, bem como à análise do
impacto causado ao ambiente relacionado à ocupação humana.
É necessário que sejam realizados novos estudos que envolvam a
pesquisa do TTV, associada ou não à detecção de outros agentes virais,
buscando relacionar a possibilidade de este vírus estar relacionado ao
desenvolvimento de patologias em humanos e animais.
Até o momento não há evidências do desenvolvimento de doenças
diretamente associadas à presença deste vírus, assim como não há
manifestações clínicas exclusivas do TTV. Portanto, é necessária a realização de
estudos complementares que levem à compreensão da biologia e especialmente
das estratégias de disseminação deste agente em populações humanas e
animais.
25
REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
1. ABE, K.; INAMI, T.; ASANO, K.; MIYOSHI, C.; MASAKI, N.; HAYASHI, S.;
ISHIKAWA, K.; TAKEBE, Y.; WIN, KM.; EL-ZAYADI, A.R.; HAN, K.H.;
ZHANG, D.Y. TT virus infection is widespread in the general populations
from different geographic regions. Journal of Clinical Microbiology,
Washington, v. 37, p. 2703-2705, out. 1999.
2. ABE, K.; INAMI, T.; ISHIKAWA, K.; NAKAMURA, S.; GOTO, S. TT Virus
Infection in Nonhuman Primates and Characterization of the Viral Genome:
Identification of Simian TT Virus Isolates. Journal of Virology,
Washington, v. 74, n. 3, p. 1549–1553, nov. 2000.
3. ABRAHAM, P. TT viruses: how much do we know? Indian Journal
Medical Research, Calcuttá, v.122, n.1, p. 7-10, fev 2005.
4. ÀLVAREZ-LAFUENTE, R.; FERNANDEZ-GUTIÉRREZ, B.; MIGUEL, S.;
JOVER, J.A. ROLLIN, R.; LOZA, E. Potential relationship between herpes
viruses and rheumatoid arthritis:analysis with quantitative real time
polymerase chain reaction. Annals of Rheumatic Disease, London, v.64,
n. 9, p. 1357-1359, set. 2005.
5. AMARANTE, M.F.C.; KASHIMA, S.; COVAS, D.T. TT vírus (TTV)
genotyping in blood donors and multiple transfused patients in Brazil. Virus
Genes, Norwell, v.35, n.3, p. 503-509, mar. 2007.
6. AL-MOSLIH, M. I.; PERKINS, H.; HU, Y. W. Genetic relationship of Torque
teno virus (TTV) between humans and camels in United Arab Emirates
(UAE). Journal Medical Virology, London, v.79, p.188-91, ago. 2007.
7. AZZI, A.; DE SANTIS, R.; MORFINI, M.; ZAKRZEWSKA, K.; MUSSO, R.;
SANTAGOSTINO, E.; CASTAMAN, G. TT virus contaminates
firstgeneration recombinant factor VIII concentrates. Blood, New York, v.
98, p. 2571– 2573, jul. 2001.
8. AZZI, A.; MAGGI, F.; ZAKRZEWSKA, K.; MENCONI, M. C.; DI PIETRO, N.;
SALOTTI, V.; FARINA, C.; ANDREOLI, E.; FIORENTINO, B.; ANGELINI,
C.; CORCIOLI, F.; BENDINELLI, M. Different behavior of erythrovirus B19
and torque teno virus in response to a single step of albumin purification.
Transfusion, Paris, v. 46, n.7, p.1162–1167, jul. 2006.
9. BARNETT, O. E.; WOROBEY, M.; HOMES, E. C.; COOPER, A. Detection
of TT virus among chimpanzees in the wild using a noninvasive technique.
Journal of Wildlife Disease, Atlanta, v.40, p. 230-237, set. 2004.
10. BASSIT, L.; TAKEI, K.; HOSHINO, S.S.; NISHIY, A.S.; SABINO, E.C.;
BASSITT, R.P.; FOCACCIA, R.; D’AMICO, E. CHAMONE, D.F.; RIBEIRO-
26
DOS-SANTOS, G. New prevalence estimate of TT virus (TTV) infection in
lowand high-risk population from São Paulo, Brazil. Revista do Instituto
de Medicina Tropical de São Paulo, São Paulo, v.44, p. 233-234, mar.
2002.
11. BENDINELLI, M.; PISTELLO, M.; MAGGI, F.; FORNAI, C.; FREER, G.;
VATTERONI, M. L. Molecular properties, biology, and clinical implications
of TT virus a recently identified widespread infectious agent of humans.
Clinical Microbiology Revew, Washington, v. 14, n. 1, p. 98-113, jun.
2001.
12. BERNS, K. I. Parvoviridae: the virus and their replication. In: FIELDS, B. N.
et al. Fields virology. 5 ed. Philadelphia: Lippincott-Williams & Wilkins,
2007. p. 2438-2477.
13. BIAGINI, P. Presence of TT virus em French blood donors and intravenous
drug users. Journal of Hepatology, Oxfordshire, v. 29, p.684-5, set. 1998.
14. BIGARRÉ, L.; BEVEN, V.; BOISSÉSON, C.; GRASLAND, B.; ROSE, N.;
BIAGINI, O.; JESTIN, A. Pig anelloviruses are highly prevalent in swine
herds in France. Journal General Virology, Spencer, v. 86, p. 631-635,
nov. 2005.
15. BRASSARD, J.; GAGNE, M.J.; LAMOUREUX, L.; INGLIS, G.D.; LEBLANC,
D.; HOUDE, A. Molecular detection of bovine and porcine Torque Teno
Vírus in plasma and feces. Veterinary Microbiology, Amsterdam, v. 126,
p. 271-276, ago. 2008.
16. CARSTENS, E.B. Ratification vote on taxonomic proposals to the
International Committee on Taxonomy of Viruses (2009). Archives of
Virology, New York, v. 15, n.1, p. 155:133–146, set. 2010.
17. CATROXO, M. H. B; NISHIYA, A; SABINO, E; TEIXEIRA, P. S;
PETRELLA, S; MILANELO, L; VIEIRA, J. C. F; DIAZ, R. S. Torque teno
virus (TTV) is prevalent in Brazilian non-human primates and chickens
(Gallus gallus domesticus). International Journal of Morphology,
26(2):363-372, Jun. 2008.
18. CHEN, B.P.; RUMI, M.G.; COLOMBO, M.; LIN, Y.H.; RAMASWAMY, L.;
LUNA, J.; LIU, J.K., PRATI, D.; MANNUCCI, P.M. TT virus is present in a
high frequency of Italian hemophilic patients trans- fused with plasmaderived clotting factor concentrates. Blood, New York, v.94, p.4333-6,
mar.1999.
19. CHRISTENSEN, J.K; EUGEN-OSLEN, J.; SORENSEN, M.; ULLUM, H.;
GJEDDE, S.B.; PETERSEN, B.K. Prevalence and Prognostic significance
of infection with TT virus in patients infected with human immunodeficiency
virus. Journal of Infectious Disease, Chicago, v. 181, n.5, p. 1796-199,
fev. 2000.
27
20. COSTA, M.R. Frequência da infecção pelo Torque teno Vírus (TTV),
Gênero Anellovirus, e sua diversidade genética em pacientes com
lúpus eritematoso sistêmico. 2009. 76f. Dissertação (Mestrado em
Saúde e Desenvolvimento) Universidade Federal do Mato Grosso do Sul,
Campo Grande.
21. DALLA VECCHIA, A.; SPILKI, F.R. Torque teno Vírus e poluição fecal.
Revista de Patologia Tropical, Goiânia, v. 38, n. 3, p. 145-154. jul./set.
2009.
22. DEODHARE, S. G. Viral hepatitis: recent progress. TT Virus (TTV).
Patho articles. Disponível em: http://www.pathoindia.com/ update2.html
(2000). Acesso em: 19 out. 2010.
23. DEVALLE, S.; NIEL, C. Multiplex PCR assay able to simultaneously detect
Torque teno virus isolates from phylogenetic groups 1 to 5. Brazilian
Journal of Medical Biology Research, Ribeirão Preto, 38: 853-860, mar.
2005.
24. DINIZ-MENDES, L.; DEVALE, S.; NIEL, C. Genomic characterization of a
Brazilian TT virus isolate closely related to SEN Virus- F. Memórias do
instituto Oswaldo Cruz., Rio de Janeiro, v. 99, p. 301-6, 2004.
25. ELLIS, J.; ALLAN, G.; KRAKOWKA, S. Effect of coinfection with genogroup
1 porcine Torque teno virus on porcine circovirus type 2-associated
postweaning wasting syndrome in gnotobiotic pigs. American Journal of
Veterinary Research, Chicago, v. 69, p. 1608–1614, 2008.
26. ERKER, J. C.; LEARY, T. P.; DESAI, S. M.; CHALMERS, M. L.;
MUSHAHWAR, I. K. Analyses of TT virus full-length genomic sequences.
Journal of General Virology, London, v. 80, p.1743–1750, fev.1999.
27. FONG, T.T.; LIPP, E.K. Enteric Viruses of Humans and Animals in Aquatic
Environments: Health Risks, Detection, and Potential Water Quality
Assessment Tools. Microbiology and Molecular Biology Reviews,
Washington, v. 69, p. 357-371, 2005.
28. GALIAN, P.; BERLAND, Y.;
OLMER, M.; RACCAH, D.;MICCO,
P.;BIAGINI, P.; SIMON, S.; BOUCHOUAREB, D.; MOUREY, C.;
ROUBICEK, C.; TOUINSSI, M.H.; CANTALOUBE, J.F.; DUSSOL, B.;
LAMBALLERIE, X. TT Virus Infection in French Hemodialysis Patients:
Study of Prevalence and Risk Factors. Journal Of Clinical Microbiology,
Washington, v.37, n.8, p. 2538–2542, ago. 1999.
29. GERGELY JR, P.; PULLMANN, R.; STANCATO, C.; OTVOS, L.; KONCZ,
A.; BLAZSEK, A. Increased prevalence of transfusion-transmited virus and
cross-reactivity with immunodominant epitopes of the HRES-1/p28
28
endogenous retroviral autoantogen in patients with systemic lupus
erythematosus. Clinical Immunology, Orlando, v. 116, n.2, p.124-134,
ago. 2005a.
30. GERGELY JR, P.; BLAZSEK, A.; DNKÓ, K.; POYI, A.; POOR, G. Detection
of TT virus in patients with idiopathic inflammatory myopathies. Annals of
New York Academy of Science, New York, v. 1050, p. 304-313, nov.
2005b.
31. GERGELY JR, P.; PEARL, A.; POOR, G. Possible pathogenic nature of the
recently discovered TT virus: does it play a role in autoimmune rheumatic
disease? Autoimmunity Reviews, London, v.6, n.1, p. 5-9, fev. 2006.
32. GERNER, P.; OETTINGER, R.; GERNER, W.; FALBREDE, J.; WIRTH, S.
Mother to infant transmission of TT virus: prevalence, extent and
mechanism of vertical transmission. Pediatric Infectious Disease Journal,
Ancara, v. 19, n.11, p. 1074-1077, set. 2000.
33. GOTO, K.; SUGIYAMA, K.; ANDO, T.; MIZUTANI, F.; TERABE, K.;
TANAKA, K.; NISHIYAMA, M.; WADA, Y. Detection rates of TT virus DNA
in serum of umbilical cord blood, breast milk and saliva. Tohoku Journal of
Experimental Medicine, Tokyo, v.191, n.4, p. 203-207, mar. 2000.
34. GRIFFIN, J.S.; PLUMMER, J.D.; LONG, S.C. Torque teno virus: an
improved indicator for viral pathogens in drinking waters. Journal of
Virology, Washington, v.5: 112, nov. 2008.
35. HAFEZ, M.M.; SHAARAWY, S.M.; HASSAN, A.A.; SALIM, R.F.; SALAM,
F.M.A.E.; ALI, A.E. Prevalence of transfusion transmitted virus (TTV)
genotypes among HCC patients in Qaluobia governorate. Virology
Journal, London, v.4, n.135, p.1-6, dez. 2007.
36. HAFNER, G. J.; STAFFORD, M. R.; WOLTER, L. C.; HARDING, R. M.;
DALE, J. L. Nicking and joining activity of banana bunchy top virus
replication protein in vitro. Journal of General Virology, London, v. 78, p.
1795–1799, set. 1997.
37. HALLET, R.L.; CLEWLEY, J.P.; BOBET, F.; MCKIERNAN, P.J.; TEO, C.G.
Characterization of a highly divergent TT virus genome. Journal of
General Virology, London, v.81, n.9, p. 2273-2279, 2000.
38. HARAMOTO, E.; KATAYAMA, H.; OGUMA, K.; YAMASHITA, H.;
NAKAJIMA, E.; OHGAKI, S. One-year monthly monitoring of Torque teno
virus (TTV) in wastewater treatment plants in Japan. Water Research, New
York, v. 39, p. 2008-2013, mar.2005a.
39. HIJIKATA, M.; TAKAHASHI, K.; MISHIRO, S. Complete circular DNA
genome of a TT virus variant (isolate name SANBAN) and 44 partial ORF2
29
sequences implicating a great degree of diversity beyond genotypes.
Virology, New York, v. 260, p. 17-22, 1999.
40. HSIEH, S.Y.; WU, Y.H. HO, Y.P.; TSAO, K.C.; CHAU, T.Y.; LIAW, Y.F.
High Prevalence of TT Virus Infection in Healthy Children and Adults and in
Patients with Liver Disease in Taiwan. Journal of Clinical Microbiology,
Washington, v.37, n.6, p. 1829–1831, Jun. 1999.
41. INAMI, T.; OBARA, T.; MORIYAMA, M.; ARAKAWA, Y.; ABE, K. Fulllenght
nucleotide sequence of a simian TT virus isolate obtained from a
chimpanzee: evidence for a new TT viruslike species. Virology, New York,
v. 277, p.:330-335, fev. 2000.
42. IRSHAD, M.; JOSHI, Y.K.; SHARMA, Y.; DHAR, I. Transfusion transmitted
virus: a review on its molecular characteristics and role in medicine. World
Journal of gastroenterology, Tokyo, v.12, n.32, p.5122-5134, dez.2006.
43. ITOH, J.; TAKAHASHI, M.; FUKUDA, M.; SHIBAYAMA, T.; ISHIKAWA, T.;
TSUDA, F.; TANAKA, T.; NISHIZAWA, T.; OKAMOT, H. Visualization of TT
virus particles recovered from the sera and feces of infected humans.
Biochemical and Biophysical Research Communication, Orlando,v.279,
p.718-24, nov. 2000.
44. JELCIC, I.; HOTZ-WAGENBLATT, A.; HUNZIKER, A.; ZUR HAUSEN, H.;
DE VILLIERS, E.M. Isolation of multiple TT virus genogroups from spleen
biopsy tissue from a Hodgkin’s disease patient: genome reorganization and
diversity in the hypervariable region. Journal of Virology, Washington, v.
78, p. 7498–7507, jun. 2004.
45. JIANG, S.C.; CHU, W.; HE, J.W. Seasonal Detection of Human Viruses and
coliphage in Newport Bay, California. Applied and Environmental
Microbiology, Washington, v. 73, p. 6468-6474, jan. 2007.
46. JONES, M.S.; KAPOOR, A.; LUKASHOV, V.V.; SIMMONDS, P.; HECHT,
F.; DELWART, E. New DNA viruses identified in patients with acute viral
infection syndrome. Journal of Virology, Washington, v.79, n.13, p.82308236, abr. 2005.
47. KEKARAINEN, T.; SIBILA, M.; SEGALÉS, J. Prevalence of swine Torque
teno virus in postweaning multisystemic wasting syndrome (PMWS)affected and non-PMWS-affected pigs in Spain. Journal of General
Virology, London, v. 87, p. 833– 837, jun. 2006.
48. KEKARAINEN, T.; LOPEZ-SORIA, S.; SEGALÉS, J. Detection of swine
Torque teno virus genogroups 1 and 2 in boar sera and semen.
Theriogenology, Stonehan, v. 68, p. 966–71, set. 2007.
30
49. KEKARAINEN, T.; SEGALÉS, J. Torque teno virus (TTV) infection in sows
andsuckling piglets. Veterinary Microbiology, Amsterdam, v. 137, p. 354–
358, fev. 2009a.
50. KEKARAINEN, T.; MARTÍNEZ-GUINÓ, L.; SEGALÉS, J. Swine torque teno
virus detection in pig commercial vaccines, enzymes for laboratory use and
human drugs containing components of porcine origin. Journal of General
Virology, London, v. 90, p. 648–653, jul. 2009b.
51. KREKULOVA, L.; REHAK, V.; KILLORAM, P.; MADRIGAL, N.; RILEY, L.W.
Genotipic distribution of TT vírus (TTV) in Czech population: evidence for
sexual transmission of the virus. Journal of Clinical Virology, Amsterdam,
v. 23, n.1-2, p.31-41, abr. 2001.
52. LEARY, T. P.; ERKER, J. C.; CHALMERS, M. L.; DESAI, S. M.;
MUSHAHWAR, I. K. Improved detection systems for TT virus reveal high
prevalence in humans, non-humans primates and farm animals. Journal of
General Virology, London, v. 80, p. 2115-20, ago.1999.
53. MACDONALD, D.M.; SCOTT, G.R.; CLUTTERBUCK, D.. SIMMONDS, P.
Infrequent Detection of TT Virus Infection in Intravenous Drug Users,
Prostitutes, and Homosexual Men. The Journal of Infectious Diseases,
Chicago, v. 179, p. 686–589, mar. 1999.
54. MAGGI, F.; FORNAI, C.; MORRICA, A.; CASULA, F.; VATTERONI, M.L.;
MARCHI, S. High prevalence of TT virus viremia in italians patients,
regardless of age, clinical diagnosis, and previous interferon treatment.
Journal of Infectious Disease, Chicago, v.180, n.3, p. 838-842, jun. 1999.
55. MAGGI, F.; FORNAI, C.; ZACCARO, L.; MORRICA, A.; VATTERONI, M.L.;
ISOLA, P. TT virus (TTV) loads associated with different peripheral blood
cell types and evidence for TTV replication in activated mononuclear cells.
Journal of medical Virology, New York, v. 64, n. 2, p. 190-194, out. 2001.
56. MAGGI, F.; PIFFERI, M.; FORNAI, C.; ANDREOLI, E.; TEMPESTINI, E.
VATTERONI, M. TT virus in the nasal secretions of children with acute
respiratory diseases: relations with viremia and disease severity. Journal
of Virology, Washington, v. 77, n. 4, p. 2418-2425, dez.2003.
57. MAGGI, F.; ANDREOLI, E.; RIENTE, L.; MESCHI, S.; ROCCHI, J.; SEDIE,
D.A.; VATTERONI, M.L.; CECCHERINI-NELLI, L.; SPECTER, S.;
BENDINELLI, M. Torquetenovirus in patients with arthritis. Rheumatology,
Oxford, v. 46, p. 885-886, ago. 2007.
58. MARTELLI, F.; CAPRIOLI, A.; DI BARTOLO, I.; CIBIN, V.; PEZZOTTI, G.
RUGGERI, F. M.; OSTANELLO, F. Detection of swine Torque teno virus in
Italian pig herds. Journal of Veterinary Medical, Washington, v.53, p. 234238, mar. 2006.
31
59. MARTINÉZ-GUINÓ, L., KEKARAINEN, T., SEGALÉS, J. Evidence of
Torque teno virus (TTV) vertical transmission in swine. Theriogenology. v.
71, p. 1390–1395, 2009.
60. MARTINEZ, L.; KEKARAINEN, T.; SIBILA, M. RUIZ-FONS, F.; VIDAL, D.;
GORTÁZAR, C.; SEGALÉS, J. Torque teno virus (TTV) is highly prevalent
in the European wild boar (Sus scrofa). Veterinary microbiology, v. 118,
n. 3-4, p. 223-229, dez. 2006.
61. MCKEOWN, N.E.; FENAUX, M.; HALBUR, P.G.; MENG, X.J. Molecular
characterization of porcine TT virus, an orphan virus, in pigs from six
different countries. Veterinary Microbiology, Amsterdam, v. 104, p. 113117, set. 2004.
62. MIYATA, H.; TSUNODA, H.; KAZI, A.; YAMADA, A.; KHAN, M. A.;
MURAKAMI, J.; KAMAHORA, T.; SHIRAKI, K.; HINO, S. Identification of a
novel GC-rich 113-nucleotide region to complete the circular, singlestranded DNA genome of TT virus, the first human circovirus. Journal of
Virology, v. 73, p. 3582-3586, ago. 1999.
63. MORRICA, A.; MAGGI, F,; VETTERONI, M.L.; FORNAI, C.; PISTELLO, M.;
CICCOROSSI, P. TT virus: evidence for transplacental transmission.
Journal of Infect Disease, Chicago, v. 181, n.2, p. 803-804, abr. 2000.
64. MUSHAHWAR, I. K.; ERKER, J.C.; MUERHOFF, A.S.; LEARY, T.P.;
SIMONS, J.N.; BIRKENMEYER, L.G.; CHALMERS, M.L.; PILOT-MATIAS,
T.J.; DEXAI, S.M. Molecular and biophysical characterization of TT virus:
evidence for a new virus family infecting humans. Proceedings of National
Academy of Science of United States of America, Washington, v. 96, p.
3177-3182, mar. 1999.
65. NASSER, T.F. Detecção do Torque teno Vírus em pacientes infectados
e em indivíduos expostos ao HIV na região norte do Paraná. 2007. 78f.
Dissertação (Mestrado em Patologia Experimental), Universidade Estadual
de Londrina, Londrina.
66. NIEL, C.; OLIVEIRA, J.M.; ROSS, R.S.; GOMES, S.A.; ROGGENDORF,
M.; VIAZOV, S. High prevalence of TT virus infection in brazilian blood
donors. Journal of Medical Virology, New York, v.57, n.3, p. 259-263, jun.
1999.
67. NIEL, C.; DINIZ-MENDES, L.; DEVALLE, S. Rolling-circle amplification of
Torque teno virus (TTV) complete genomes from human and swine sera
and identification of a novel swine TTV genogroup. Journal of General
Virology, London, v. 86, p.1343-7, abr.2005.
68. NISHIZAWA, T.; OKAMOTO, H.; KONISHI, K.; YOSHIZAWA, H.;
MIYAKAWA, Y.; MAYUMI, M. A novel DNA virus (TTV) associated with
32
elevated transaminase levels in posttransfusion hepatitis of unknown
etiology. Biochemical and Biophysical Research Communication,
Orlando, v.241, p.92-97, jan.1997.
69. OKAMOTO, H.; NISHIZAWA, T.; KATO, N.; UKITA, M.; IKEDA, H.; IIZUKA,
H.; MIYAKAWA, Y.; MAYUMI, M. Molecular cloning and characterization of
a novel DNA virus (TTV) associated with post-transfusion hepatitis of
unknown etiology. Hepatology Research, Tokyo, v. 10, n.1, p. 1-16, fev.
1998.
70. OKAMOTO, H.; TAKAHASHI, M.; NISHIZAWA, T.; UKITA, M.; FUKUDA,
M.; MIYAKAWA, Y.; MAYUMI, M. Marked genomic heterogeneity and
frequent mixed infection of TT virus demonstrated by PCR with primers
from coding and noncoding regions. Virology, New York, v. 259, n. 2, p.
428-436, dez. 1999.
71. OKAMOTO, H.; FUKUDA, M; TAWARA, A.; NISHIZAWA, T.; ITOH, Y.;
AYASAKA, I.; TSUDA, F.; TANAKA, T.; MIYAKAWA, Y.; MAYUMI, M.
Species-specific TT virus and cross-species infection in nonhuman
primates. Journal of Virology, Washington, v. 74, n. 3, p.1132-1139, out.
2000a.
72. OKAMOTO, H.; NISHIZAWA, T.; TAWARA, A.; PENG, Y.; TAKAHASHI,
M.; KISHIMOTO, J.; TANAKA, T.; MIYAKAWA, Y.; MAYUMI, M. Speciesspecific TT viruses in humans and nonhuman primates and their
phylogenetic relatedness. Virology, New York, v. 277, n. 2, p. 368-378, fev.
2000b.
73. OKAMOTO, H.; NISHIZAWA, T.; TAKAHASHI, M.; TAWARA, A.; PENG,
Y.; KISHIMOTO, J.; WANG, Y. Genomic and evolutionary characterization
of TT virus (TTV) in Tupaias and comparison with species-specific TTVs in
humans and nonhuman primates. Journal of General Virology, London,
v.82, p. 2041-2050, jan. 2001.
74. OKAMOTO, H.; TAKAHASHI, M.; NISHIZAWA, T.; TAWARA, A.; FUKAI,
K.; MURAMATSU, U.; NAITO, Y.; YOSHIKAWA, A. Genomic
characterization of TT viruses (TTVs) in pigs, cats and dogs and their
relatedness with species-specific TTVs in primates and tupaias. Journal of
General Virology, London, v. 83, p.1291-1297, nov. 2002.
75. OSIOWY, C.; SAUDER, C. Detection of TT virus in human hair and skin.
Hepatolology Research, Tokyo, v.16, p.155-162, nov. 2000.
76. PENG, Y. H.; NISHIZAWA, T.; TAKAHASHI, M.; ISHIKAWA, T.;
YOSHIKAWA, A.; OKAMOTO, H. Analysis fo the entire genomes of thirteen
TT virus variants classifiable into the fourth and fifth genetic groups,
isolated from viremic infants. Archives of Virology, New York, v.147, p.2141, fev. 2002.
33
77. PINTO, W.V.M.; ASSIS, M.F.L.; LEMOS, J.A.R. Prevalência do TTV em
doadores de sangue, na região metropolitana de Belém-Pará. Caderno de
Saúde Coletiva, Rio de Janeiro, v. 15, n. 3, p. 349 - 356, mai. 2007.
78. PRESCOTT, L.E. ; MACDONALD, D.M.; DAVIDSON, F.; MOKILI, J.;
PRITCHARD, D.I.; ARNOT, D.E. Sequence diversity of TT virus in
geographically dispersed human populations. Journal of General
Virology, London, v. 80, n.7, p. 1751-1758, jul. 1999.
79. PRESCOTT, L.E.; SIMMONDS, P. Serological genotyping using synthetic
peptides derived from the NS4 region. In: LAU, JOHNSON YIU-NAM.
Hepatitis C protocols: methods in molecular medicine. 1. ed. Totowa:
Humana Press, 1998, cap.17, p. 199-205.
80. Resolução CONSEMA nº 128/2006. Estado do Rio Grande do Sul –
Secretaria do Meio Ambiente, Conselho Estadual do Meio Ambiente –
CONSEMA. Disponível em http://www.mp.rs.gov.br/ambiente/legislacao/
id4890.htm. Acesso em 15 out. 2010.
81. RITTERBUSCH, G.A. Estudo da patogenicidade e investigação de
coinfecção por Circovirus suíno e Torque teno vírus suíno em
material proveniente de porcas com patologias reprodutivas. 2009.
76f. Dissertação (Mestrado em Ciência Animal) - Faculdade de Medicina
Veterinária, Universidade do Estado de Santa Catarina, Florianópolis.
82. ROMEO, R.; HEGERICH, P.; EMERSON, S. U.; COLOMBO, M.;
PURCELL, R. H.; BUKH, J. High prevalence of TT virus (TTV) in naive
chimpanzees and in hepatitis C virus-infected humans: frequent mixed
infections and identification of new TTV genotypes in chimpanzees.
Journal of General Virology, London, v. 1, p. 1001-7, fev.2000.
83. SABACK, F. L.; GOMES, S. A. S.; PAULA, V. S.; DA SILVA, R. R. S.;
LEWIS-XIMENEZ, L. L.; NIEL, C. Age specific prevalence and transmission
of TT virus. Journal of Medical Virology, New York, v. 59, p. 318-22,
dez.1999.
84. SALÁKOVÁ, M.; NЕMEČEK, V.; KÖNIG, J.; TACHEZY, R. Age-specific
prevalence, transmission and phylogeny of TT virus in the Czech Republic.
BMC Infectious Diseases, London, v.4, n.56, p.1-9. 2004. Disponível em:
http://www.biomedcentral.com/1471-2334/4/56. Acesso em: 20 set. 2010.
85. SEEMAYER, C.A.; VIZOV, S.; BRUHLMANN, P.; MICHEL, B.A.; GAY,
R.E.; ROGGENDORF, M. Prevalence of TTV DNA and GBV-C RNA in
patients with systemic sclerosis, rheumatoid arthritis, and osteoarthritis
does not differ from that healthy blood donors. Annals of the Rheumatic
Disease, London, v.60, n.8, p. 806-809, mai. 2001.
86. SIBILA, M.; MARTÍNEZ-GUINÓ, L.; HUERTA, E.; MORA, M.; GRAUROMA, L.; KEKARAINEN, T.; SEGALÉS, J. Torque teno virus (TTV)
34
infection in sows and suckling piglets.
Amsterdam, v. 137, p. 354–358, set. 2009.
Veterinary Microbiology,
87. SOARES, P.; SILVA, D.A.; SOUZA, K. M.; SALES, T. P.; CASTRO, M. C.;
GONÇALVES, P.C.; BRITO, W. M. E. D. PCV-2 and TTV-1/TTV-2 coinfection in pigs in State of Goias, Brazil In: Congresso Nacional de
Virologia, 2010a, Gramado. Resumo.
88. SOARES, P.; RAMOS, T. S.; SILVA, D. A.; CASTRO, M. C.; GONÇALVES,
P. C.; ARAÚJO, E. G.; SOBESTIANSKY, J.; BRITO, W. M. E. D. Molecular
detection of torque teno virus (TTV-1 AND TTV-2) DNA in pig’s serum in
Goiás, Brazil. In: Congresso Nacional de Virologia, 2010b, Gramado.
Resumo.
89. SOBESTIANSKY, J. Circovirose suína e circovirus suíno. Goiânia:
Gráfica Art 3, 2002. p. 34-43.
90. TAIRA, O.; OGAWA, H.; NAGAO, A.; TUCHIYA, K.; NUNOYA, T.; UEDA,
S. Prevalence of swine Torque teno virus genogroups 1 and 2 in Japanese
swine with suspected post-weaning multisystemic wasting syndrome and
porcine respiratory disease complex. Veterinary Microbiology,
Amsterdam, v.139; n. 3-4, p. 347-350, nov. 2009.
91. TAKAHASHI, K.; HOSHINO, H.; OHTA, Y.; YOSHIDA, N.; MISHIRO, S.
Very high prevalence of TT virus (TTV) infection in general population of
Japan revealed by a new set of PCR primers. Hepatology Research,
Tokyo, v.12, p. 233-239, mar. 1998.
92. TAKAHASHI, K.; HIJIKATA, M.; SAMOKHAVALOV, E.L.; MISHIRO, S. Full
or near full length nucleotide sequences of TT virus variants (Types
SANBAN and YONBAN) and the TT virus-like mini virus. Intervirology,
Basel, v.43, n.2, p.119-123, abr.2000a.
93. TAKAHASHI, K.; IWASA, Y. HIJIKATA, M. MISHIRO, S. Identification of a
new human DNA virus (TTV-like mini virus, TLMV) intermediately related to
TT virus and chicken anemia virus. Archives of Virology, New York, v.
145, n.5, p. 979-993, ago. 2000b.
94. TAKAHASHI, K.; ASABE, S.; GOTANDA, Y.; KISHIMOTO, J.; TSUDA, F.;
OKAMOTO, H. TT virus is distributed in various leukocyte subpopulations
at distinct levels, with the highest viral load in granulocytes. Biochemical
and Biophysical Research Communication, Orlando, v. 290, n.1, p. 242248, fev. 2002.
95. TAVARES, T.M.; CARDOSO, D.D.P.; BRITO, W.M.E.D. Vírus entéricos
veiculados por água: aspectos microbiológicos e de controle de qualidade
da água. Revista de Patologia Tropical, Goiânia, v.34, p. 85-104, out.
2005.
35
96. TAWARA, A.; AKAHANE, Y.; TAKAHASHI, M.; NISHIZAWA, T.;
ISHIKAWA, T.; OKAMOTO, H. Transmission of human TT virus of
genotype 1a to chimpanzees with fecal supernatant or serum from patients
with acute TTV infection. Biochemical and Biophysical Research
Communication, Orlando,v. 278, n.2, p. 470-6, jun. 2000.
97. TEIXEIRA, J.C.; LEAL, F.C.T. Desafios no controle de doenças de
veiculação hídrica associadas ao tratamento e ao abastecimento de água
para consumo humano. In: Simpósio ítalo brasileiro de engenharia sanitária
e ambiental, 6., 2002, Vitoria, Resumo.
98. THOM, K.; MORRISON, C.; LEWIS, J. C. M.; SIMMONDS, P. Distribution
of TT virus (TTV), TTV-like minivirus, and related viruses in humans and
nonhuman primates. Virology, New York, v. 306, p.324-33, mar.2003.
99. UEMURA, T.; YEL, A.E.; SOTTINI, A.; MORATTO, D.; TANAKA, Y.;
WANG, R.Y.; Sen virus infection and its relationship to transfusionassociated hepatitis. Hepatology, Orlando, v.33, n.5, p. 1303-1311, 2001.
100. VASCONCELOS, H.C.F.; MENEZES, M.E.; NIEL, C. TT Virus Infection in
Children and Adults who Visited a General Hospital in the South of Brazil
for Routine Procedure. Memórias do Instituto Oswaldo Cruz, Rio de
Janeiro, v. 96, n. 4, p. 519-522, mai. 2001.
101. VAIDYA, S.R.; CHITAMBAR, S.D.; ARANKALLE, V.A. Polymerase chain
reaction-based prevalence of hepatitis A, hepatitis E and TT viruses in
sewage from an endemic area. Journal of Hepatology, Oxfordshire, v. 37,
p. 131-136, fev. 2002.
102. WATANABE, M.A.E.; MIRANDA, H.C.; OLIVEIRA, K.B.; OLIVEIRA,
C.E.C.; TRISTÃO, F.S.M.; DUARTE, L.M.; SILVA, L.L.; CORTE, A.C.;
GUARNIER, F.A.; KAMINAMI, M.S. Aspectos patológicos, imunológicos e
propriedades moleculares do TT vírus. Jornal Brasileiro de Patologia
Médica, Rio de Janeiro, v. 41, p. 223-228, jan. 2005.
103. YOKOYAMA, H.; YASSUDA, J.; OKAMOTO, H.; IWAKURA, Y.
Pathological changes of renal epithelial cells in mice transgenic for the TT
virus ORF1 gene. Journal of General Virology, London, v.83, n. 1, p.14150, abr. 2002.