universidade federal de goiás

Propaganda
UNIVERSIDADE FEDERAL DE GOIÁS
ESCOLA DE VETERINÁRIA E ZOOTECNIA
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM CIÊNCIA ANIMAL
DISCIPLINA: SEMINÁRIOS APLICADOS
A PERSISTÊNCIA DO VÍRUS DA DIARRÉIA VIRAL BOVINA
(BVDV)
Greyciele Rodrigues de Almeida
Orientador (a): Wilia Marta Elsner Diederichsen de Brito
GOIÂNIA
2011
ii
GREYCIELE RODRIGUES DE ALMEIDA
A PERSISTÊNCIA DO VÍRUS DA DIARRÉIA VIRAL BOVINA
(BVDV)
Seminário apresentado junto à Disciplina
Seminários Aplicados do Programa de
Pós-Graduação em Ciência Animal da
Escola de Veterinária e Zootecnia da
Universidade Federal de Goiás. Nível:
Doutorado.
Área de Concentração:
Sanidade Animal, Higiene e Tecnologia de
Alimentos (SANHTA)
Linha de Pesquisa:
Etiopatogenia, epidemiologia, diagnóstico
e controle das doenças infecciosas dos
animais
Orientador (a):
Wilia Marta Elsner Diederichsen de Brito – IPTSP/UFG
Comitê de Orientação:
Maria Clorinda Soares Fioravanti – EV/UFG
GOIÂNIA
2011
SUMÁRIO
1 INTRODUÇÃO .................................................................................................... 1
2 REVISÃO DE LITERATURA ............................................................................... 2
2.1 Agente etiológico .......................................................................................... 2
2.2 Hospedeiros naturais do BVDV .................................................................... 6
2.3 Transmissão do BVDV.................................................................................. 6
2.4 Imunotolerância fetal ao BVDV e desenvolvimento de infecções persistentes
............................................................................................................................ 7
2.5 Sinais clínicos de animais PI infectados pelo BVDV ................................... 10
2.6 Doença das mucosas (DM) ........................................................................ 11
2.7 Diagnóstico de animais PI .......................................................................... 12
2.8 Controle ...................................................................................................... 13
3 CONSIDERAÇÕES FINAIS .............................................................................. 15
REFERÊNCIAS .................................................................................................... 16
iv
LISTA DE FIGURAS
Figura 1 -
Representação esquemática da partícula do vírus da diarreia
viral bovina
Figura 2 -
Esquema da organização do genoma do vírus da diarreia viral
bovina (BVDV)
Figura 3 -
3
Agrupamento filogenético de isolados de pestivírus com base
na homologia de nucleotídeos do gene da proteína Npro
Figura 4 -
2
4
Variações e similaridades entre os genótipos BVDV-1 e BVDV2
5
1 INTRODUÇÃO
O vírus da diarréia viral bovina (bovine viral diarrhea virus, BVDV) tem
distribuição mundial e é responsável por perdas econômicas, produtivas e
reprodutivas,
na
indústria
pecuária
bovina.
Apesar
da
importância
predominantemente reprodutiva, o BVDV é frequentemente associado a outras
manifestações clínicas, incluindo enfermidades respiratórias e gastroentéricas
(CANÁRIO et al., 2009; BRITO et al., 2010).
A infecção de fêmeas gestantes com o BVDV pode resultar em perdas
embrionárias e fetais, malformações congênitas, natimortalidade e nascimento de
bezerros fracos e inviáveis. A infecção fetal por cepas de BVDV não
citopatogênico (ncp) entre 40 a 120 dias de gestação, com frequência, é seguida
de persistência viral devido a imunotolerância ao vírus infectante e o organismo
do feto infectado jamais consegue erradicar o vírus. Esses fetos originam
bezerros persistentemente infectados (PI) que constituem o elo da cadeia
epidemiológica da doença (GROOMS, 2004; PILZ et al., 2007).
A maioria dos animais PI morre nos primeiros meses de vida, no
entanto, alguns deles podem sobreviver até os dois anos ou mais, podendo se
tornar reprodutores e transmitir o vírus para a progênie (fêmeas) ou pelo sêmen
(machos). Outro ponto importante é que animais PI podem fazer uma
superinfecção com uma amostra de BVDV citopatogênica (cp), e assim
desenvolver a doença das mucosas (DM), uma forma clínica esporádica e fatal da
infecção pelo BVDV (ALMEIDA, 2010; RIDPATH & FLORES, 2007).
Animais PI podem representar até 2% nos rebanhos infectados, Na
maioria das vezes são assintomáticos, sorológicamente negativos e eliminam
constantemente o BVDV por todas as excreções e secreções, favorecendo a
disseminação da infecção nos rebanhos. Apesar de ser baixa a prevalência
desses animais nos rebanhos, a sua presença reflete-se num grande impacto
econômico. (HOUE et al., 1995; FULTON et al., 2005).
Assim, esta revisão de literatura discorrerá sobre os animais
persistentemente infectados pelo BVDV, ressaltando as principais características
de uma infecção viral persistente.
2
2 REVISÃO DE LITERATURA
2.1 Agente etiológico
O BVDV pertence ao gênero Pestivirus da família Flaviridae. A
partícula viral é esférica, pequena (40-60 ηm), envelopada e possui capsídeo de
simetria icosaédrica. O envelope é formado por uma membrana lipídica derivada
de membranas celulares e contém pelo menos três glicoproteínas codificadas
pelo genoma viral: a gp53 (E2), gp48 (Erns) e gp25 (E1) (Figura 1)(LINDENBACH
et al., 2007).
A
B
FIGURA 1 – A) Representação esquemática da partícula do vírus da
diarreia viral bovina; E1, E2 e Erns: glicoproteínas do
envelope viral. Adaptado de NOIVA (2010); B)
Fotomicroscopia eletrônica de transmissão da partícula do
vírus da diarreia viral bovina. Fonte: http://www.hpihamburg.de/
O genoma é constituído por uma molécula de RNA linear, fita simples e
polaridade positiva, com 12,3 kb. Esta molécula de RNA apresenta duas regiões
não-traduzidas (UTRs) próximas às extremidades 5‟ e 3‟ e possui uma única fase
aberta de leitura (open reading frame, ORF). Essa ORF é responsável pela
codificação de uma poliproteína de aproximadamente 3.900 aminoácidos. A
poliproteína do BVDV é processada por proteases virais e celulares à medida que
vai sendo produzida durante e após a tradução, originando de 11 a 12 proteínas
maduras. A saber, os genes das proteínas são: autoprotease N terminal (N pro),
3
proteína do capsídio (C), glicoproteínas do envelope (E rns, E1 e E2) e proteínas
não-estruturais (p7, NS2, NS3, NS4A, NS4B, NS5A e NS5B). A organização do
genoma do BVDV encontra-se esquematizada na Figura 2 (KUMMERER et al.,
2000; QUADROS, 2005; LINDENBACH et al., 2007).
FIGURA 2 – Esquema da organização do genoma do vírus da diarreia viral bovina
(BVDV). UTR é região não traduzida (untranslated region), NS é não
estrutural (non structural), Npro é nucleoprotease, C é capsídeo e Erns
é ribonuclease solúvel (QUADROS, 2005 dissertação)
A homologia entre as sequências de nucleotídeos dos genomas é um
dos critérios utilizados para diferenciar os pestivírus, e o de maior segurança. A
região 5‟UTR é a mais comumente utilizada para a detecção e caracterização de
variações
no
genoma,
uma
vez
que
apresenta
segmentos
altamente
conservados, o que facilita a amplificação por PCR. No entanto, como a região da
proteína não-estrutural Npro é única dos pestivírus, ela se constitui na região de
eleição para a comparação e caracterização inicial de isolados. O gene E2, que
codifica a proteína imunodominante do envelope viral, também pode ser usado na
filogenia de pestivírus. A utilização das três regiões genômicas (5‟UTR, Npro e E2)
apresenta melhores resultados na análise filogenética e permite a classificação de
diferentes espécies, tipos e subtipos de pestivírus (NOGUEIRA, 2003;
QUADROS, 2005; ALMEIDA, 2010).
O vírus apresenta dois genótipos, o BVDV-1 e o BVDV-2. Além do
genótipo, as cepas de pestivírus podem ser agrupadas em subgenótipos. Dois
subgenótipos dentro do BVDV-1 (BVDV-1a e BVDV-1b) e do BVDV-2 (BVDV-2a e
BVDV-2b) têm sido descritos nas Américas do Norte e do Sul. O significado
prático dos genótipos repousa na sua correlação com importantes diferenças
biológicas. Enquanto existem muitas semelhanças entre BVDV-1 e BVDV-2,
existem diferenças biologicamente significativas entre os isolados a partir destes
dois genótipos. Os vírus do genótipo 1 abrangem a maioria das cepas com
virulência baixa a moderada. Os vírus pertencentes ao genótipo 2 foram
4
inicialmente isolados de surtos de BVDV aguda e doença hemorrágica, mas
incluem também isolados de virulência baixa e moderada. (RIDPATH, 2003;
RIDPATH & FLORES, 2007).
De acordo com a análise filogenética das sequências que codificam a
pro
N
o gênero Pestivirus pode ser dividido em sete grupos genéticos principais
(Figura 3). Quatro desses ramos correspondem às quatro espécies de aceite do
gênero conhecidas: o BVDV-1 e o BVDV-2, juntamente com o vírus da doença da
fronteira, de ovinos (border disease virus, BDV) e o vírus da peste suína clássica
(classical swine fever virus, CSFV). Os três ramos restantes correspondem a um
pestivírus isolado de uma girafa, um isolado de antílope e um ramo composto por
três vírus, sendo um isolado brasileiro de soro fetal bovino que foi denominado de
"Hobi" D32/00_, um isolado contaminante de cultivo celular e outro isolado
brasileiro de búfalo. O ramo do "Hobi" é composto por pestivírus atípicos que
possuem base genética e propriedades antigênicas que diferem das espécies
descritas anteriormente dentro do gênero Pestivirus (VAN REGENMORTEL et al.,
2000; BECHER et al., 2003; BEER et al., 2004; RIDPATH & FLORES, 2007;
STAHL et al., 2007).
FIGURA 3 – Agrupamento filogenético de isolados de pestivírus com base na
homologia de nucleotídeos do gene da proteína Npro; 1, 2, 3 e 4
representam os ramos das quatro espécies de aceite do gênero
Pestivirus conhecidas: BVDV-1, BVDV-2, BDV e CSFV; os três
ramos restantes correspondem a um pestivírus isolado de uma
girafa, um isolado de antílope e um ramo composto por pestivírus
atípicos (“Hobi"). Adaptado de RIDPATH & FLORES (2007)
5
Embora não sejam utilizados para diferenciar as espécies, dois biótipos
existem entre os pestivírus de acordo com a sua capacidade de produzir efeito
citopático em cultivo celular: o citopatogênico (cp) e o não-citopatogênico (ncp).
Os vírus ncp constituem-se na maioria dos isolados de campo e são considerados
como vírus reservatórios. A característica biológica mais importante dos vírus ncp
é sua capacidade de causar infecção persistente (Figura 4). Os vírus cp são
menos frequentes e se originam dos ncp por mutações e rearranjos genéticos
com duplicações e/ou inserções de genoma viral ou celular no vírus original.
(RIDPATH & FLORES, 2007; ALMEIDA, 2010; PETERHANS et al., 2010).
FIGURA 4 – Variações e similaridades entre os genótipos BVDV-1 e BVDV-2. Os
isolados a partir de qualquer genótipo podem existir como um dos
dois biotipos, citopático ou não-citopático. Qualquer combinação de
genótipo /biótipo pode causar a infecção aguda pelo BVDV, porém,
apenas isolados ncp‟s de qualquer genótipo podem estabelecer
infecções persistentes. Uma recombinação genômica pode ainda
ocorrer nos vírus ncp‟s originando um vírus cp que causará a doença
das mucosas (DM). Adaptado de RIDPATH (2003)
Os biótipos apresentam diferenças moleculares na proteína nãoestrutural NS2-3, alterações que ocorrem na região do gene ativam a clivagem da
proteína. Os isolados ncp produzem somente a NS2-3, enquanto que os isolados
cp expressam a NS2-3 e também a sua região carboxi-terminal ou NS3 como
uma proteína separada (p80). A expressão da NS3 (p80) sugere que essa
proteína está direta ou indiretamente relacionada ao efeito lítico do vírus em
6
cultivos celulares, porém o mecanismo responsável pela indução de citopatologia
ainda não foi esclarecido (TAUTZ et al., 1996; QUADROS, 2005).
O genótipo não deve ser confundido com o biotipo. Os dois genótipos
do BVDV (tipo 1 e 2) podem existir como um dos biotipos: citopátogênico e nãocitopatogênico, com base no efeito que causam em culturas de células. O
biotipo é uma diferença fenotípica. Enquanto o genótipo reflete uma diferença no
genoma viral, o
fenótipo
é baseado
nas
diferenças
em
traços expressos
(RIDPATH, 2003).
2.2 Hospedeiros naturais do BVDV
A infecção natural ocorre em uma variedade de ruminantes domésticos
(bovinos, búfalos, ovinos, caprinos) e silvestres (lhamas, alpacas), além de
suínos; os bovinos são considerados os seus hospedeiros naturais. Animais PI
representam o maior reservatório do vírus na natureza e, por isso, são
considerados mantenedores do vírus na natureza (GONDIM, 2006; RIDPATH &
FLORES, 2007).
2.3 Transmissão do BVDV
Um animal se torna persistentemente infectado por via transplacentária
(transmissão vertical). Animais prenhes em período gestacional entre 40-120 dias
que se infectam com o BVDV ncp, resultam em abortamentos ou nascimentos de
animais PI. Um animal PI pode disseminar o vírus e contaminar os outros animais
na exploração até distâncias de 20 a 40 metros, e ocasionalmente atingir
explorações vizinhas. A viremia e excreção viral contínua em altos títulos por
animais PI assegura a transmissão rápida do BVDV a animais mantidos em
contato, sendo a transmissão notadamente mais rápida em condições intensivas
e de alta densidade animal (BITSCH et al., 2000; ARENHART et al., 2009).
A principal forma de introdução do BVDV num rebanho soronegativo é
através da compra de animais com infecção aguda ou sub-clínica, PI‟s ou de
animais gestantes cujo feto é PI. A partir da introdução de um PI em uma
7
exploração suscetível, o BVDV é transmitido horizontalmente, ocorrendo por
contato direto (focinho-focinho, coito, mucosa-mucosa) ou indireto (focinhosecreções/excreções,
focinho-feto
abortado/placenta,
contato
com
secreções/excreções), com secreções (nasais, saliva, sêmen, leite) e excreções
(urina, fezes) contaminadas (BROCK et al., 1991; HOUE, 1995; RIBEIRO &
PEREIRA, 2004; RIDPATH & FLORES, 2007; ARENHART et al., 2009).
O vírus circula numa exploração pela entrada de um animal PI,
infectando a maioria da população onde pode causar índices de seroconversão
de 80 a 100% dos habitantes. A medida que a população se imuniza a circulação
viral diminui e pode extinguir-se depois da saída do animal PI, mas enquanto
houver animal PI numa população, o risco de formação de novos PI‟s existe
sempre e a circulação do vírus é permanente (NIZA-RIBEIRO, 2008).
Animais com infecção aguda, geralmente apresentam viremia e
excreção viral transitórias e em baixos títulos, mas mesmo assim podem resultar
em transmissão viral. Animais PI, ao contrário, excretam o vírus continuamente e
em altos títulos nas secreções/excreções, assegurando uma transmissão mais
eficaz (BROCK et al., 1991; HOUE et al., 1995; VOGES et al., 1998;
THURMOND, 2005).
2.4 Imunotolerância fetal ao BVDV e desenvolvimento de infecções persistentes
A maioria dos animais imunocompetentes e soronegativos que
adquirem a infecção pelo vírus da BVD, apresentam uma infecção assintomática,
transitória,
que
pode
cursar
com
quadros
febris
leves,
muitas
vezes
imperceptíveis. O período de incubação varia entre três e sete dias, com o
aparecimento de hipertermia e leucopenia. Na infecção aguda também pode estar
presente lesões ulcerativas nas mucosas e a infecção pode, inclusive,
comprometer os tratos respiratório e/ou digestivo, sendo o tecido linfoide (placas
de Peyer) um importante sítio de replicação viral. Normalmente a infecção é
autolimitante e o animal adquire imunidade prolongada e protetora contra novas
infecções pelo mesmo tipo viral (BROWNLIE, 1990; PETERHANS et al., 2003;
RIDPATH & FLORES, 2007).
8
A capacidade de induzir infecções fetais persistentes é um aspecto
único da patogênese do BVDV. A resposta imune do hospedeiro é evitada com o
estabelecimento de imunotolerância ao vírus, permitindo a continuidade das
infeções virais. A infecção de fêmeas gestantes soronegativas têm consequências
diversas, dependendo da imunidade da fêmea, período de gestação em que a
infecção ocorre, biotipo (cp/ncp) e da cepa viral. A infecção aguda de fêmeas
prenhes pode ocasionar reabsorção embrionária, abortos, mumificação fetal,
natimortos, nascimento de bezerros fracos e inviáveis, ou o nascimento de
animais PI (NOGUEIRA, 2003; GROOMS, 2004; RIDPATH & FLORES, 2007).
A morte fetal associada à infecção pelo BVDV ocorre em qualquer fase
gestacional, apesar de ser mais frequente durante o primeiro trimestre. Quando a
infecção ocorre com menos de 40 dias de gestação, poderá causar morte seguida
de reabsorção embrionária ou expulsão fetal e mumificação fetal. A infecção pelo
BVDV entre os 100 e 150 dias de gestação causa o aparecimento de
malformações fetais, principalmente no sistema nervoso central e nos olhos. Os
bezerros podem nascer normais, livres do vírus e soropositivos caso a infecção
ocorra no terço final da gestação (GROOMS, 2004; RIDPATH & FLORES, 2007).
Um animal PI adquire a infecção, tanto pelo BVDV-1 quanto pelo
BVDV-2, entre 40 e 120 dias de sua gestação. A infecção do feto bovino com o
biótipo ncp antes do desenvolvimento da competência imunológica, pode resultar
na geração de um animal que apresenta a infecção persistente pelo BVDV por
toda sua vida. Nessa fase da gestação, o sistema imunológico do feto é imaturo e
as proteínas virais são reconhecidas erroneamente como próprias (self), o que
torna o animal imunologicamente tolerante ao BVDV. É necessário que se
estabeleça uma infecção não-lítica com o BVDV para que não prejudique o
desenvolvimento fetal, assim, a infecção transplacentária com um BVDV cp não
pode produzir uma infecção persistente (DUBOVI, 1998; BROCK, 2003;
LIEBLER-TENORIO, 2005).
O
mecanismo
que
leva
a
imunotolerância
ainda
não
está
completamente esclarecido. Sabe-se que a circulação do vírus durante a fase de
gestação em que o sistema imunitário do feto ainda não se desenvolveu (entre os
90 e 120 dias) é um pré-requisito para que ele se torne PI. A estratégia de
contornar o sistema imune adaptativo por meio do estabelecimento de tolerância
é incomum e permite que o vírus seja extremamente bem-sucedido, sem que
9
tenha de empregar as estratégias de evasão habitualmente observadas em outras
infecções virais persistentes de animais imunocompetentes (antigenic drift,
variação dos antígenos de superfície, latência viral) (SCHWEIZER et al., 2006;
MATZENER et al., 2009).
A infecção fetal é caracterizada por replicação viral em células do
sistema imune (monócitos/macrófagos, linfócitos e null cells) e também células do
sistema nervoso central (SNC). A aptidão do vírus da BVD para gerar infecções
persistentes está relacionada a capacidade de indução da síntese do interferon-α
(IFN-α) no feto bovino. O interferon-α (IFN-α) é uma citocina que participa nos
mecanismos de defesa do sistema imune, ela estimula a apoptose das células
infectadas por vírus, eliminando-as. O BVDV ncp não desencadeia a síntese de
quantidades significativas de IFN-α, permitindo que o vírus continue a replicar-se
e estabeleça uma infecção persistente, enquanto a infecção in utero com o BVDV
cp desencadeia uma forte resposta de IFN-α e consequentemente, há uma
grande eliminação de células infectadas ocasionando a morte do feto
(CHARLESTON et al., 2001; NOGUEIRA, 2003; CHASE et al., 2004).
A infecção persistente pelo BVDV ncp não atrapalha a sinalização
celular via receptor de IFN-α, permitindo o subsequente desenvolvimento de um
estado antiviral. O tratamento com IFN-α em células persistentemente infectadas
pelo vírus não-citopático protege-as contra a infecção por outros vírus, sem, no
entanto, eliminar a infecção pelo BVDV. Isto deve-se a capacidade que o sistema
imune inato tem de detectar elementos que são comuns a uma ou várias classes
de agentes infecciosos, denominados “padrões moleculares associados a
patógenos”, ou PAMP‟s, por exemplo, fragmentos de ssRNA e de dsRNA do vírus
da diarreia bovina viral. Os PAMP‟s, ao ativarem receptores de reconhecimento
padrão (PRR), estimulam a síntese de IFN-α, e a ligação deste a receptores para
IFN-α induz, nas células, um “estado antiviral” (PETERHANS et al., 2003;
SCHWEIZER et al., 2006).
As proteínas Npro e Erns estão relacionadas com a indução de IFN-α. A
primeira estimula a degradação do fator de transcrição (interferon regulatory factor
3, IRF-3), prevenindo a ativação transcricional do gene de IFN. A segunda possui
atividade RNAse, sendo que uma fração da enzima produzida nas células
infectadas é secretada para o meio extracelular. A RNAse produzida pela Erns
atuará degradando o RNA extracelular do pestivírus e prevenindo a sua
10
identificação por receptores PRR. Desta forma, a Erns é um fator chave na
discriminação self-não-self, ela contribui para a persistência do BVDV sem,
contudo, impossibilitar a resposta imune a outros agentes virais (CHEN et al.,
2007; MATZENER et al., 2009).
A supressão, parcial ou total, da produção de IFN-α em resposta à
infecção pelo vírus ncp permite que as proteínas virais sejam reconhecidas como
antigénios próprios “self”, o que resulta na rejeição e destruição de linfócitos B e T
anti-BVDV, durante a formação do sistema imune adaptativo do feto. De forma
que, os animais persistentemente infectados não apresentam quaisquer
anticorpos, neutralizantes ou não, contra o vírus persistente (NOGUEIRA, 2003;
PETERHANS et al., 2003; GROOMS, 2006; SMIRNOVA et al., 2008).
A não produção de anticorpos neutralizantes e não neutralizantes não
impede, contudo, que um animal PI apresente anticorpos anti-BVDV. Os animais
persistentemente infectados por um determinado isolado do vírus são capazes de
resolver infecções agudas por um outro isolado antigenicamente heterólogo.
Alguns animais PI podem, até mesmo, produzir anticorpos anti-BVDV do mesmo
genótipo que o vírus persistente, o que resulta numa imunotolerância específica
para determinados epítopos. Sendo assim, a infecção por um isolado viral
heterólogo pode desencadear uma resposta imune devido ao reconhecimento de
diferenças entre esse o isolado e o vírus persistente infectante. Uma diferença de
um único aminoácido entre os isolados poderá ser suficiente para que o sistema
imune reconheça e desencadeie uma resposta à infecção. Há relatos na literatura
de alguns casos de bovinos PI‟s que desenvolveram anticorpos para os epítopos
do BVDV ncp persistente e resolveram a infecção pelo vírus após anos de
infecção persistente (BREWOO et al., 2007; COLLEN ET al., 2000).
2.5 Sinais clínicos de animais PI infectados pelo BVDV
Fetos
e
animais
nascidos
congenitamente
infectados
podem
apresentar algumas malformações em decorrência da infecção transplacentária
ou podem nascer clinicamente saudáveis, embora a sua expectativa de vida seja
baixa, pois todos apresentam o risco de desenvolver a doença das mucosas
(DM). O índice de letalidade dos bezerros PI é superior a 50% no primeiro ano de
11
vida e alguns morrem poucos dias ou até mesmo algumas horas após o
nascimento (BROWNLIE, 1990; DIAS et al., 2010).
Os animais PI que sobrevivem, apresentam crescimento retardado, são
letárgicos, fracos e mais suscetíveis a infecções secundárias por apresentarem
baixa resistência. A maioria morre nos primeiros meses de vida, no entanto,
alguns deles, podem viver até os dois anos ou mais. Fêmeas PI que alcançam a
idade adulta, terão também sua progênie PI, ou no caso de machos adultos, estes
terão o sêmen infectado (RIDPATH & FLORES, 2007, DIAS et al., 2010).
2.6 Doença das mucosas (DM)
A doença das mucosas ocorre quando um animal PI (infectado pelo
BVDV ncp) é superinfectado com um BVDV cp, que é antigenicamente
semelhante ao BVDV ncp do próprio animal PI. Vários tipos de mutações,
deleções e rearranjos genéticos podem gerar um BVDV cp a partir de um BVDV
ncp, todos esses mecanismos resultam na expressão da proteína viral NS3,
sendo assim, em animais com DM os dois tipos virais estão presentes, o ncp e o
cp. A replicação do par de vírus (ncp/cp) leva ao desenvolvimento de uma
enfermidade gastroentérica fatal (GREISER-WILKE et al., 1993; NOGUEIRA,
2003; KUMMERER et al., 2000; RIDPATH & FLORES, 2007).
Animais PI também podem se infectar com vírus citopáticos
provenientes de vacinas vivas modificadas ou pela transmissão de vírus cp a
partir de outros animais PI. A DM apresenta baixa morbidade, devido a proporção
de animais PI em um rebanho ser muito baixa, porém a letalidade é próxima de
100% (LIEBLER-TENORIO et al., 2000; RIDPATH & FLORES, 2007).
A replicação do BVDV cp provoca uma rápida depleção das placas de
Peyer, ocasionando uma necrose da mucosa gastrointestinal. Os sinais clinicos
são uma diarreia catarral, hemorrágica ou fibrino-necrótica e o aparecimento de
lesões ulcerativas em todas as mucosas, que podem levar à morte do animal.
Recentemente, uma nova forma de DM chamada de doença das mucosas crônica
vem sendo descrita. A única diferença da DM crônica para a DM aguda, é que o
novo vírus cp produzido tem uma “apresentação antigênica”, ligeiramente
diferente do vírus ncp que o originou. Entretanto, essa resposta imune é
12
incompleta, permitindo que a patologia se desenvolva mais lentamente e de forma
menos severa, mas levando, inevitavelmente, à morte do animal (BROCK, 2004).
Na DM aguda, o vírus cp antigenicamente semelhante ao vírus
persistente (por exemplo, um vírus cp resultante da recombinação do RNA do
vírus ncp persistente) é reconhecido pelo sistema imunitário como self e não
desencadeia uma resposta imune. Isto permite que o vírus cp se dissemine
rapidamente pelo organismo, fazendo com o que o animal desenvolva a DM em 2
a 3 semanas, sem que tenha produzido anticorpos neutralizantes contra o vírus
super-infectante. Já na DM crônica, o vírus cp é antigenicamente distinto do vírus
persistente (por exemplo, um vírus cp proveniente de uma infecção horizontal) e
portante, ele é reconhecido como não-self, dando origem a uma resposta imune,
com produção de elevados títulos de anticorpos neutralizantes (FRITZEMEIER et
al., 1997; POTGIETER, 2004).
Durante o curso da DM crônica, o organismo é capaz de resolver a
infecção pelo vírus super-infectante, mas não antes deste se recombinar com o
vírus ncp persistente. Essa recombinação origina novas populações de vírus, que
o sistema imunitário vai eliminando, até que se produza um vírus recombinado
que, apesar de citopático, possui as sequências genéticas que codificam os
antigénos do vírus ncp que o organismo reconhece como self. Esta característica
do novo vírus impede que o organismo resolva a nova infecção. Eventualmente,
meses depois da super-infecção original, o animal sucumbe à DM crônica
(FRITZEMEIER et al., 1997; NOIVA, 2010).
2.7 Diagnóstico de animais PI
Animais PI não apresentam anticorpos no soro, pois não são capazes
de responder imunologicamente ao vírus, porém, o sangue (principalmente
leucócitos) desses animais é muito rico em vírus e em geral, os títulos virais
sanguíneos são muito maiores do que em animais com a infecção aguda
(RIDPATH & FLORES, 2007).
O diagnóstico de animais PI pode ser realizado com o isolamento do
agente em cultivos celulares seguido por identificação por imunofluorescência
indireta (IFA) ou imunoperoxidase (IPX). Testes de ELISA de captura de
13
antígenos também podem ser utilizados, eles detectam proteínas virais no soro,
apresentam boa especificidade e sensibilidade e podem ser utilizados para um
grande número de amostras (RIDPATH & FLORES, 2007). Pode-se identificar
animais PI, testando os bezerros recém-nascidos por ELISA-Ag, antes da
ingestão do colostro porque este pode veicular anticorpos anti-BVDV, ou após os
seis meses de idade, quando se dá o declínio da imunidade passiva (GROOMS &
BOLIN, 2005).
Na América do Norte tem-se popularizado o diagnóstico por biópsias
de pele (fragmentos de orelhas) para a detecção de antígenos virais por IPX ou
ELISA, principalmente para triagem e detecção de animais PI (RIDPATH &
FLORES, 2007).
Os métodos moleculares, desde que devidamente padronizados e
avaliados, apresentam elevados índices de sensibilidade e especificidade. A
reação em cadeia da polimerase, precedida de uma etapa de transcrição reversa
(RT-PCR), tem sido muito utilizada para o diagnóstico da infecção pelo BVDV nas
mais variadas formas de manifestação clínica, além da detecção de animais PI a
partir de amostras biológicas individuais e em pools de soros sanguíneos
(McPHERSON et al., 1994; ROSSMANITH et al., 2001; WEINSTOCK et al., 2001;
PILZ et al., 2007).
2.8 Controle
A detecção de animais PI é utilizada para fins de controle ou
erradicação da BVDV no rebanho. Bezerros (potencialmente PI) e vacas prenhes
soropositivas (potencialmente gestando fetos PI) devem ser levados em
consideração, pois apresentam possíveis formas de introdução do vírus nos
rebanhos. Quando há suspeita de que um determinado rebanho possua animais
PI ou histórico de casos clínicos suspeitos de BVDV, o controle deve enfatizar a
identificação e remoção desses animais, bem como a da implementação de
medidas de biossegurança para evitar a reintrodução (WEINSTOCK et al., 2001;
BROCK, 2003; RIBEIRO & PEREIRA, 2004; RIDPATH & FLORES, 2007).
A vacinação não é recomendada nos programas de erradicação, haja
vista que, com a prática vacinal, se perde o indicador sorológico da presença da
14
infecção no rebanho. Um animal identificado como soropositivo indica apenas
exposição prévia ao agente, quer seja devido à vacinação ou ao contato com o
agente infeccioso (RIDPATH & FLORES, 2007).
15
3 CONSIDERAÇÕES FINAIS
Apesar de ser baixa a prevalência de animais PI nos rebanhos, a sua
presença reflete-se num grande impacto econômico. A complexidade da diarreia
viral bovina apresenta reflexos também no diagnóstico laboratorial, pois é
necessário o conhecimento da patogenia da doença para a interpretação dos
resultados obtidos. A detecção do animal PI no rebanho é essencial para o
controle da BVD e o diagnóstico desses animais com base somente em sinais
clínicos sugestivos não é real, pois muitos são saudáveis e não manifestam
qualquer sintomatologia clínica.
Os animais PI se constituem nos principais reservatórios e fontes de
disseminação do BVDV nos rebanhos, e muitos aspectos da biologia e genética
da infecção persistente e de seu impacto na transmissão do vírus permanecem
pouco conhecidos. Estudos para investigar características biológicas, tais como a
persistência, níveis do vírus no sangue ao longo do tempo, títulos virais
excretados nas secreções por um longo período e características moleculares
ainda são necessários, principalmente no estado de Goiás e no Brasil.
.
16
REFERÊNCIAS
1. ALMEIDA, L. L. Vírus da diarreia viral bovina: detecção e aspectos
epidemiológicos. Porto Alegre, 2010. 97f. Tese (Doutorado em Ciências
Veterinárias) – Faculdade de Veterinária, Universidade Federal do Rio Grande
do Sul, Porto Alegre, RGS.
2. ARENHART, S.; BAUERMANN, F. V.; OLIVEIRA, S. A. M.; WEIBLEN, R.;
FLORES, E. F. Excreção e transmissão do vírus da diarreia viral bovina por
bezerros persistentemente infectados. Pesquisa Veterinária Brasileira, v.29.
n.29. p.736-742, 2009.
3. BECHER, P.; AVALOS RAMIREZ, R.; ORLICH, M.; CEDILLO ROSALES, S.;
KÖNIG, M.; SCHWEIZER, M.; STALDER, H.; SCHIRRMEIER, H.; THIEL, H. J.
Genetic and antigenic characterization of novel pestivirus genotypes:
implications for classification. Virology, v.311, p. 96-104, 2003.
4. BEER, M.; SCHIRRMEIER, H.; STREBELOW, G.; DEPNER, K.; HOFFMANN,
B. Genetic and antigenic characterization of an atypical pestivirus isolate, a
putative member of a novel pestivirus species. Journal of General Virology,
v.85, p.3647−3652, 2004.
5. BITSCH, V.; HANSEN, K. E. L.; RONSHOLT, L. Experiences from the Danish
programme for eradication of bovine virus diarrhoea (BVD), 1994-1998, with
special reference to legislation and causes of infection. Veterinary
Microbiology, cidade, v.77. p.137-143, 2000.
6. BREWOO, J. N.; HAASE, C. J.; SHARP, P.; SCHULTZ, R. D. Leukocyte profile
of cattle persistently infected with bovine viral diarrhea virus. Veterinary
Immunology and Immunopathology, v.115. n.3-4. p.369-374, 2007.
7. BRITO, W. M. E. D.; ALFAIA, B. T.; CAIXETA, S. P. M. B.; RIBEIRO, A. C. C.;
MIRANDA, T. M. T.; BARBOSA, A. C. V. C.; BARTHASSON, D. L.; LINHARES,
D. C.; FARIA, B. O. Prevalência da infecção pelo vírus da diarréia viral bovina
(BVDV) no estado de Goiás, Brasil. Revista de Patologia Tropical, v.39, n.1,
p.7-19, 2010.
8. BROCK, K. V.; REDMAN, D. R.; VICKERS, M. L.; IRVINE, N. E. Quantitation of
bovine viral diarrhea virus in embryo transfer flush fluids collected from a
persistently infected heifer. Journal of Veterinary Diagnostic Investigation,
cidade, v.3. p.99-100, 1991.
9. BROCK, K. V. The persistence of bovine viral diarrhea virus. Biologicals, v.31.
p.133-135, 2003.
17
10. BROCK, K. V.; Strategies for the control and prevention of bovine viral
diarrhea virus. Veterinary Clinics: Food Animal Practice, v.20. p.171-180,
2004.
11. BROWNLIE, J. Pathogenesis of mucosal disease and molecular aspects of
bovine virus diarrhoea virus. Veterinary Microbiology, cidade, v.23. p.371382, 1990.
12. CANÁRIO, R.; SIMÕES, J.; MONTEIRO, M. H.; MIRA, J.C. Diarreia Viral
Bovina: uma afecção multifacetada. E-book, v., n.2, 2009. Disponível em:
http://www.veterinaria.com.pt. Acesso em: 19 jul. 2011.
13. CHARLESTON, B.; FRAY, M. D.; BAIGENT, S.; CARR, B. V.; MORRISON,
W. I. Establishment of persistent infection with non-cytopathic bovine viral
diarrhoea virus in cattle is associated with a failure to induce type I interferon.
Journal of General Virology, v.82. p.1893-1897, 2001.
14. CHASE, C. C. L.; ELMOWALID, G.; YOUSIF, A. A. A. The immune response
to bovine viral diarrhea virus: a constantly changing picture. Veterinary
Clinics of North America: Food Animal Practice, v.20. p95-114, 2004.
15. CHEN, Z.; RIJNBRAND, R.; JANGRA, R. K.; DEVARAJ, S. G.; QU, L.; MA, Y.
Ubiquitination and proteasomal degradation of interferon regulatory factor-3
induced by Npro from a cytopathic bovine viral diarrhea virus. Virology, v.366.
n.2. p.277-292, 2007.
16. COLLEN, T.; DOUGLAS, A. J.; PATON, D. J.; ZHANG, G.; MORRISON, W. I.
Single amino acid differences are sufficient for CD4(+) T-cell recognition of a
heterologous virus by cattle persistently infected with bovine viral diarrhea
virus. Virology, v.276. n.1. p.70-82, 2000.
17. DIAS, F. C.; MÉDICI, K. C.; ALEXANDRINO, B.; MEDEIROS, A. S. R.;
ALFIERI, A. A.; SAMARA, S. I. Ocorrência de animais persistentemente
infectados pelo vírus da diarreia viral bovina em rebanhos bovinos nos
Estados de Minas Gerais e São Paulo. Pesquisa Veterinária Brasileira,
v.30. n.11. p.933-939, 2010.
18. DUBOVI, E. J. Bovine viral diarrhea virus. Anais Simpósio Internacional
sobre Herpesvirus Bovino e Vírus da Diarréia Viral Bovina, Santa Maria,
RS. p.1-19, 1998.
19. FRITZEMEIER, J.; HAAS, L.; LIEBLER, E.; MOENNIG, V.; GREISER-WILKE,
I. The development of early vs. late onset mucosal disease is a consequence
of two different pathogenic mechanisms. Archives of Virology, v.142. n.7.
p.1335-1350, 1997
18
20. FULTON, R. W.; BRIGGS, R. E.; RIDPATH, J. F.; SALIKI J. T.; CONFER A.
W.; PAYTON, M. E.; DUFF, G. C.; STEP, D. L.; WALKER, D. A. Transmission
of bovine viral diarrhea virus 1b to susceptible and vaccinated calves by
exposure to persistently infected calves. Canadian Journal of Veterinary
Research, v.69, p. 161-169, 2005.
21. GONDIM, A. C. L. O. Diarréia viral bovina. Brasília, 2006. 56f. Monografia
(Especialização em Produção e Reprodução de Bovinos) – Universidade
Castelo Branco, Brasília, DF.
22. GREISER-WILKE, I.; FREY, H. R.; BOTTCHER, J.; LIESS, B.; MOENNIG, V.
Use of a modified antigen-capture enzyme immunoassay for the identification
o virus persistence in cattle infected with bovine virus diarrhea (BVDV).
Tierarztl Prax, v.221. n.4. p.302-305, 1993.
23. GROOMS, D. L. Reproductive consequences of infection with bovine viral
diarrhea virus. Veterinary Clinics of North America: Food Animal Pactice,
v.20, p.5-19, 2004.
24. GROOMS, D. L. Reproductive losses caused by bovine viral diarrhea virus
and leptospirosis. Theriogenology, v.66. n.3. p.624-628, 2006.
25. GROOMS, D. L.; BOLIN, A. C. Diagnosis of fetal loss caused by bovine viral
diarrhea virus and Leptospira spp. Veterinary Clinics: Food Animal
Practice, cidade, v.21. p.463-472, 2005.
26. HOUE, H. Epidemiology of bovine viral diarrhea virus. Veterinary Clinics of
North America, v.11. n.3. p.521-548, 1995.
27. HOUE, H.; BAKER, J. C.; MAES, R. K. Applications of antibody titers against
bovine viral diarrhea virus (BVDV) as a measure to detect herds with cattle
persistently infected with BVDV. Journal of Veterinary Diagnostic
Investigation, v.7, p.327-332, 1995.
28. KUMMERER, B. M.; TAUTZ, N.;BECHER, P.; THIEL, H. J.; MEYERS, G. The
genetic basis for cytopathogenicity of pestiviruses. Veterinary Microbiology,
v.77. p.117-128, 2000.
29. LIEBLER-TENORIO, E. M.; LANWEHR, A.; GREISER-WILKE, I.; LOEHR, B.
I.; POHLENZ, J. Comparative investigation of tissue alterations and
distribution o BVD-viral antigen in cattle with early onset versus late onset
mucosal disease. Veterinary Microbiology, v.77. p.163-174, 2000.
30. LIEBER-TENORIO, E. M. Pathogenesis. In: GOYAL, S. M.; RIDPATH, J. F.
Bovine Viral Diarrhea Virus. Iowa: Blackwell Publishing, 2005. p.121-143.
19
31. LINDENBACH, B. D; THIEL, H. J; RICE, C. M. Flaviviridae: The viruses and
their replication. In: KNIPE, D. M; HOWLEY, P. M. Fields Virology, 5.ed.
Philadelphia: Lippincott-Raven, 2007.
32. McPHERSON, Q. P.; TAYLOR, G. R.; QUIRKE, P. PCR 1 a pratical approach.
The practical approach series. Oxford: Information, 1994, cap. 14, p.247.
33. MATZENER, P.; MAGKOURAS, I.; RUMENAPF, T.; PETERHANS, E.;
SCHWEIZER, M. The viral RNase E(rns) prevents IFN type-I triggering by
pestiviral single- and double-stranded RNAs. Virus Research, v.140. n.1-2.
p.15-23, 2009.
34. NIZA-RIBEIRO, J. BVDV – Epidemiologia em Portugal e impacto
económico das infecções por BVDV. In: Pfizer Saúde Animal, Proceedings
do Simposium de lançamento da vacina PregSure BVD, Lisboa, 2008, p.1116.
35. NOIVA, R. M. G. Utilização de imunohistoquímica e AgELISA para
detecção de portadores do vírus da diarreia bovina viral em bovinos de
engorda. Lisboa, 2010. 108f. Dissertação (Mestrado Integrado em Medicina
Veterinária) – Faculdade de Medicina Veterinária, Universidade Técnica de
Lisboa, Lisboa, Portugal.
36. NOGUEIRA, F. S. Diagnóstico da infecção pelo vírus da diarréia viral
bovina em propriedades da microrregião de Viçosa. Viçosa, 2003. 51f.
Dissertação (Mestrado em Medicina Veterinária) – Universidade Federal de
Viçosa, Viçosa, MG.
37. PETERHANS, E.; BACHOFEN, C.; STALDER, H.; SCHWEIZER, M.
Cytopathic bovine viral diarrhea viruses (BVDV): emerging pestiviruses
doomed to extinction. Veterinary Research, v. 41, n.6, p. 1-14, 2010.
38. PETERHANS, E.; JUNGI, T. W.; SCHWEIZER, M. BVDV and innate
immunity. Biologicals, v.31. n.2. p107-111, 2003.
39. PILZ, D.; ALFIERI, A. F.; LUNARDI, M.; ALFIERI, A. A. RT-PCR em pools de
soros sangüíneos para o diagnóstico da infecção aguda e de animais
persistentemente infectados pelo vírus da diarréia viral bovina. Arquivo
Brasileiro de Medicina Veterinária e Zootecnia, v.59, n.1, p.1-7, 2007.
40. POTGIETER, L. N. D. Bovine viral diarrhoea and mucosal disease. In:
COETZER, J. A. W.; THOMSON, G. R.; TUSTIN, R. C. Infectious Diseases
of Livestock. 2.ed. Vol.2. Cape Town: Oxford University Press, 2004.
41. QUADROS, V. L. Análise do genoma de isolados citopáticos do vírus da
Diarréia Viral Bovina (BVDV) para rearranjos genômicos associados com
20
a expressão da proteína NS3. Santa Maria, 2005. 58f. Dissertação
(Mestrado em Medicina Veterinária) – Centro de Ciências Rurais,
Universidade Federal de Santa Maria, Santa Maria, RS.
42. RIBEIRO, J. N.; PEREIRA, A. Aspectos da epidemiologia da infeção e
persistência do vírus da diarreia viral bovina em explorações de bovinos
leiteiros. Revista Portuguesa de Ciências veterinárias, v.99. n.549. p.41-45,
2004.
43. RIDPATH, L. F. BVDV genotypes and biotypes: practical implications for
diagnosis and control. Biologicals, v.31, p.127-131, 2003.
44. RIDPATH, J. F.; FLORES, E. F. Flaviviridae. In: FLORES, E. F. Virologia
Veterinária. 1.ed. Santa Maria: Editora da UFSM, 2007. 563-591p.
45. ROSSMANITH, W.; VILCEK, S.; WENZL, H. Improved antigen and nucleic
acid detection in a bovine virus diarrhoea eradication program. Veterinary
Microbiololy, Amsterdam, v.81, p.207-218, 2001.
46. STAHL, K.; KAMPA, J.; ALENIUS, S.; PERSSON WADMAN, A.; BAULE, C.;
AIUMLAMAI, S.; CELÁK, S. Natural infection of cattle with an atypical „HoBi‟like pestivirus – Implications for BVD control and for the safety of biological
products.Veterinary Research, v.38, p.517–523, 2007.
47. SCHWEIZER, M., MATZENER, P., PFAFFEN, G., STALDER, H.;
PETERHANS, E. "Self" and "nonself" manipulation of interferon defense
during persistent infection: bovine viral diarrhea virus resists alpha/beta
interferon without blocking antiviral activity against unrelated viruses
replicating in its host cells. Journal of Virology, v.80. n.14. p.6926-6935,
2006.
48. SMIRNOVA, N. P.; BIELEFELDT-OHMANN, H.; VAN CAMPEN, H.; AUSTIN,
K. J.; HAN, H.; MONTGOMERY, D. L. Acute non-cytopathic bovine viral
diarrhea virus infection induces pronounced type I interferon response in
pregnant cows and fetuses. Virus Research, v.132. n.1-2. p.49-58, 2008.
49. TAUTZ, N.; MEYERS, G.; STARK, R.; DUBOVI, E. J.; THIEL, H. J.
Cytopathogenicity of a Pestivirus Correlates with a 27-Nucleotide Insertion.
Journal of Virology, cidade, v.70. n.11. p.7851–785, 1996.
50. THURMOND, M. C. Virus Transmission. In: GOYAL, S. M.; RIDPATH, J. F.
Bovine Viral Diarrhea Virus: Diagnosis, management and control. OxfordUK: Blackwell Publishing, 2005. p.91-104.
21
51. VAN REGENMORTEL, M. H. V.; FAUQUET, C. M.; BISHOP, D. H. L. Virus
Taxonomy: Seventh Report of the International Committee on Taxonomy
of Viruses. San Diego, CA: Academic Press, 2000.
52. VOGES, H.; HORNER, G. W.; ROWE, S.; WELLENBERG, G. J. Persistent
bovine pestivírus infection localized in the testes of an immune-competent,
non-viraemic bull. Veterinary Microbiology, v.61. p.165-175, 1998.
53. WEINSTOCK, D.; BHUDEVI, B.; CASTRO, A. E. Single-tube single-enzyme
reverse transcriptase PCR assay for detection of bovine viral diarrhea virus in
pooled bovine serum. Journal of Clinical Microbiology, Washington, v.39,
n.1, p.343-346, 2001.
Download