capítulo 3

CAPÍTULO 3
MATERIAL E MÉTODOS
3.1 LOCAL DOS EXPERIMENTOS
O trabalho foi realizado na Universidade Estadual de Campinas (UNICAMP Campinas, SP), em casa de vegetação do Departamento de Fisiologia Vegetal do
Instituto de Biologia. Este departamento possui os equipamentos utilizados para as
determinações analíticas (pigmentos: Clorofilas a e b/Carotenóides; área foliar e massa
seca) deste trabalho experimental.
3.2 M ONTAGEM DOS EXPERIMENTOS
Foram montados dois experimentos em condições de casa de vegetação no
Departamento de Fisiologia Vegetal (UNICAMP), em delineamento experimental
inteiramente casualizado, sendo o primeiro montado em 18 de agosto de 2000 e o
segundo em 26 de março de 2001.
No primeiro experimento foi utilizado o espectroradiômetro Spectron SE 590. No
segundo, além deste equipamento, foram utilizados o espectroradiômetro FieldSpec e
também a esfera integradora Licor 1800 acoplada ao Spectron SE 590.
A cultivar de soja utilizada foi a IAC 17, que é precoce, com ciclo em torno de 100 dias.
As sementes de soja foram colocadas para germinar em bandejas contendo vermiculita
lavada e mantidas em casa de vegetação.
Foram utilizadas 16 caixas plásticas de cor preta, com dimensões de 60cm x 40cm x
20cm, nas quais a soja foi transplantada quando estavam no estádio VC (Tabela 2.1),
em substrato edafológico comum, constituído de 200 litros de terra preta, 400 litros de
Latossolo Vermelho eutroférrico, 120 litros de Neossolo quartzarênico, 80 litros de
vermiculita e 2 kg de adubo químico NPK (4-14-8) para o preenchimento de todas as
caixas, recebendo cada uma em torno de 40 litros. A análise química do substrato
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encontra-se no Apêndice A. O espaçamento utilizado foi de 8 cm, tanto entre linhas
como entre plantas (Figura 3.1).
Fig. 3.1 – Caixas plásticas com plantas de soja.
No experimento 1, após o plantio, a superfície do solo (substrato) foi recoberta por dois
outros tipos de solo espectralmente diferentes (um tipo de solo para cada 8 caixas). Foi
utilizado um solo com resposta espectral alta [solo de cor clara – Solo A-, representado
por um Neossolo Quartzarênico (EMBRAPA, 1999)] e um solo com resposta espectral
baixa [solo de cor escura –Solo B -, representado por um Latossolo Vermelho
eutroférrico (EMBRAPA, 1999)] (Figura 3.2). No experimento 2, foi utilizado como
cobertura somente o Latossolo Vermelho eutroférrico.
(A)
(B)
Fig. 3.2 – (A) Solo recoberto com Neossolo Quartzarênico; (B) Solo recoberto com
Latossolo Vermelho eutroférrico.
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3.3 EQUIPAMENTOS
Foram utilizados os seguintes equipamentos para a coleta de dados:
a) Espectroradiômetro Spectron SE 590 (Figura 3.3), com resolução espectral de 6
nm, com FOV (15 º) projetando um diâmetro de 40 cm a uma altura de 150 cm
no topo do dossel com um ângulo de iluminação de 15o em relação ao nadir a
uma distância de 110 cm do centro de visada. Os dados obtidos foram
processados no programa ESPECTRO desenvolvido pelo LARAD/INPE, para
poder trabalhar com planilhas eletrônicas, como o Excel;
Fig. 3.3 – Equipamento Spectron SE 590.
b) Esfera Integradora LiCor 1800 – 12, que é um instrumento que mede a radiação
que é refletida ou transmitida do material amostral. Uma fonte externa de luz
(lâmpada) halógena, de 6 volts e 10 Watts presente em uma cone que restringe
a iluminação na folha, com um diâmetro de 1,14 cm. A esfera possui cinco
portas, e a porta onde se coloca a amostra de folha mede 1,45 cm de diâmetro e
a porta para observação é de 0,64 cm de diâmetro. As outra três portas
existentes são cada uma, para reflectância, referência e transmitância. A parte
interna da esfera é recoberta com sulfato de bário. A esfera foi acoplada ao
espectroradiômetro Spectron SE 590, do LARAD/INPE e feito leituras na parte
ventral das folhas.
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c) Espectroradiômetro FieldSpec (Figura 3.4), portátil com "Full Range" de 0.3 a
2.5µm da Analytical Spectral Devices (ASD). Com FOV (5o .) projetando um
diâmetro de 14 cm a uma altura de 150 cm no topo do dossel com um ângulo
de iluminação de 15o em relação ao nadir a uma distância de 110 cm do centro
de visada. Os dados obtidos foram processados e posteriormente foram
analisados em planilhas eletrônicas, como o Excel;
Fig. 3.4 – Equipamento FieldSpec.
d) Placa de Sulfato de Bário para calibração dos equipamentos.
e) Espectrofotômetro utilizado para as determinações das concentrações de
pigmentos (Clorofila a, Clorofila b, Clorofila total e Carotenóides)
(Figura 3.5);
Fig. 3.5 – Espectrofotômetro e cubetas utilizados para as determinações de clorofilas e
carotenóides.
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f) Máquina fotográfica digital Sony F-73;
g) Medidor eletrônico de área foliar da LiCor (Figura 3.6)
Fig. 3.6 – Medidor de área foliar (LiCor).
h) Régua milimetrada;
i) Estufa do Departamento de Fisiologia Vegetal (UNICAMP) e
j) Balança digital de precisão (Figura 3.7).
Fig. 3.7 – Balança digital de precisão utilizada para fazer as determinações de peso
verde e seco das plantas de soja.
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3.4 M ÉTODOS
3.4.1 - DADOS AGRONÔMICOS :
Semanalmente eram feitas as seguintes determinações:
a) Altura das plantas que foi realizada a partir do colo da planta até o último nó
visível, com auxílio de uma régua milimetrada;
b) Massa de matéria verde e massa de matéria seca. Como neste trabalho a parte
da planta de interesse é a aérea, as plantas coletadas foram separadas em raiz,
folhas e caules + pecíolos, sendo as raízes descartadas e feita a determinação da
massa verde em balança de precisão. O material foi seco em estufa a 80o C, por
no mínimo 48 horas e a massa de matéria seca foi determinada;
c) Índice de área foliar (IAF), foi obtido pela contagem das plantas por linha de
plantio e pelas medidas de área foliar;
d) Porcentagem de cobertura de vegetação verde sobre o solo, por meio de
fotografias digitais, que foram processadas pelo software de processamento de
imagens SPRING (INPE, 1999);
e) Fases fenológicas, identificadas durante todo o ciclo da cultura, conforme
Alvares Filho (1988) (Tabela 2.1, página 30).
f) Determinação da concentração de pigmentos (Clorofila a, Clorofila b e
Carotenóides) em laboratório, utilizando discos foliares com massa de 25 mg
que eram retirados da última folha completamente expandida do topo do
dossel. Estes discos foram colocados em tubo de ensaio com DMSO (Dimetil
Sulfóxido), e que foram mantidas no escuro e em seguida levados para banhomaria até retirada completa dos pigmentos. Depois de fria, a solução era
colocada em cubetas que eram colocados em espectrofotômetro onde foram
realizadas leituras em 470, 646 e 663 nm de comprimento de onda; em seguida
estas leituras foram utilizadas nas equações sugeridas por Lichtenthaler (1987):
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Clorofila a = (12,21 x A663 ) - (2,81 x A646 )
(3.1)
Clorofila b = (20,13 x A646 ) - (5,03 x A663 )
(3.2)
Carotenóides + Xantofilas=
(1000 xA470 ) − (3,27 xCa) − (104 ,0 xCb)
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(3.3)
Onde A é a absorbância a 470, 646 e 663 nm.
Com o objetivo de avaliar se o desenvolvimento da cultura em condições de casa de
vegetação foi normal, foi realizada uma análise de crescimento, conforme os
parâmetros fisiológicos indicados a seguir:
•
Determinação da razão de área foliar que foi realizada pela seguinte fórmula:
RAF =
A folhas
(3.4)
MS total
dada em cm2 /g, onde RAF é a razão de área foliar, A é a área e MS é a matéria
seca (Beadle, 1993);
• Determinação das taxas médias de assimilação líquida (TAL) e as taxas médias
de crescimento relativo (TCR) que foram calculadas para o período de
desenvolvimento da cultura (das fases VC a R8) pelas seguintes fórmulas
(Beadle, 1993):
TAL =
M 2 − M 1 ln A2 − ln A1
∗
t 2 − t1
A2 − A1
(3.5)
TCR =
ln M 2 − ln M 1
t 2 − t1
(3.6)
onde M1 = massa da matéria seca total no tempo t1 (mg); M 2 = massa da
matéria seca total no tempo t2 (mg); A1 é a área foliar total no tempo t1 ; A2 é a
área foliar total no tempo t2 ; t1 tempo da primeira coleta e t2 tempo da segunda
coleta.
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Os dados foram analisados estatisticamente através de análises de variância simples e
testes de médias (Tukey), significativos ao nível de 5% de probabilidade de acordo com
Pimentel Gomes (1985), com o objetivo de comprovar quantitativamente as diferenças,
quando existentes.
3.4.2 – DADOS RADIOMÉTRICOS :
Para a obtenção dos dados radiométricos, as caixas eram levadas para uma sala escura
onde estavam montados os equipamentos. Foram realizadas semanalmente, em cada
uma das caixas, três leituras com os referidos equipamentos e os dados foram plotados
em planilha eletrônica (Excel).
Para se verificar as influências das respostas espectrais da cultura e analisar as relações
entre os componentes vegetais e a resposta espectral, os dados provenientes dos
espectroradiômetros foram analisados ainda através das seguintes técnicas:
• Posição do ponto de inflexão (PI) da borda vermelha no espectro de reflectância:
foi determinada como o ponto
de interseção com a linha zero da segunda
derivada do espectro de reflectância, que foi calculado pelo módulo HyperSpec
para MatLab, idealizada por Tsai e Philpot (1998).
• Comprimento de onde de mínima reflectância no vermelho (Vmin): na banda de
absorção do vermelho da Clorofila a, foi determinada através da interseção com
a linha zero da primeira derivada do espectro de reflectância. Estes cálculos
também foram realizados pelo módulo HyperSpec para MatLab (Tsai e Philpot,
1998).
Através dos dados radiométricos obtidos, os índices espectrais para determinação do
conteúdo de clorofilas e carotenóides nas diferentes fases da cultura foram calculados.
Os índices estudados foram: RARS (Chappelle et al., 1992), PSSR (Blackburn, 1998b)
e PSND (Blackburn, 1998b), apresentados no Capítulo 2 – Fundamentação Teórica,
pág. 51 e 52.
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Os resultados obtidos pelos índices e os dados referentes à concentração de pigmentos
obtidos em laboratório, foram estudados por análise de regressão simples (Neter e
Wasserman, 1974), para se verificar as relações existentes entre eles. Para esta fase
foram utilizados 60% dos dados obtidos e os restantes 40% serviram para validar ou não
os modelos de regressão obtidos.
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