doc unico - Associação Paulista para o Desenvolvimento da Medicina

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COMISSÃO DE EPIDEMILOGIA HOSPITALAR
HOSPITAL SÃO PAULO
UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO PAULO
DIRETRIZES PARA A PREVENÇÃO
E O CONTROLE DE INFECÇÕES
RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA
À SAÚDE
2012
Hospital São Paulo
SPDM – Associação Paulista para o Desenvolvimento da Medicina
Hospital Universitário da UNIFESP
Comissão de Epidemiologia Hospitalar
DIRETRIZES PARA A PREVENÇÃO E O CONTROLE DE INFECÇÕES
RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA À SAÚDE
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SUMÁRIO
1. Higienização das mãos
2
2. Precauções e isolamentos
11
3. Precauções para pacientes com bactérias multirresistentes
32
4. Recomendações sobre coleta e transporte de amostras de material
biológico
5. Prevenção da infecção da corrente sanguínea relacionada a cateteres
45
58
6. Prevenção da infecção do trato urinário relacionada à assistência
à saúde
66
7. Prevenção da pneumonia relacionada à assistência à saúde
73
8. Prevenção da infecção do sítio cirúrgico
82
9. Profilaxia antimicrobiana em cirurgia
94
10. Racionalização do uso de antimicrobianos
109
11. Protocolo de terapia antifúngica inicial
117
12. Prevenção de infecções hospitalares virais
125
13. Medidas de prevenção e cuidados especiais com pacientes
transplantados em internação hospitalar
137
14. Limpeza, desinfecção, esterilização de artigos médico-hospitalares
154
15. Limpeza e desinfecção de superfícies
167
16. Acidentes envolvendo material biológico
180
17. Imunização do profissional da área da saúde
190
18. Controle ambiental em serviços de saúde
194
19. Resíduos em serviços de saúde
203
20. Vigilância epidemiológica das doenças de notificação compulsória
212
21. A qualidade, a segurança do paciente e o controle de infecção
223
22. Rotinas para troca, limpeza e desinfecção de materiais e dispositivos
231
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1. HIGIENIZAÇÃO DAS MÃOS
A higienização das mãos é uma importante medida no controle das
infecções em serviços de saúde, por isso tem sido considerado um dos pilares
do programa de controle de infecção. Os profissionais da área da saúde,
apesar de concordarem com este conceito, na prática não o fazem, ou seja, a
falta de adesão a esta prática ocorre em diversos tipos de unidades, serviços e
países. Há de se lembrar que um dos componentes chaves para garantir a
efetividade de um programa de CIH é a aderência as boas práticas deste
programa.
Com base em algumas recomendações tentaremos abordar neste texto
as principais questões envolvidas na não aderência e sugerir diretrizes para
implementar um programa de higiene das mãos em serviços de saúde.
CONCEITOS IMPORTANTES
A prática da higiene das mãos
A utilização de água e sabão pode reduzir a quantidade de
microorganismos presentes nas mãos e, por vezes, interromper a transmissão
de doenças veiculadas através do contato. A aplicação de produtos antisépticos, em especial de agentes com base alcoólica, pode reduzir ainda mais
os riscos de transmissão, pela intensificação da redução microbiana ou por
favorecer um aumento na freqüência de higienização das mãos.
Por outro lado, a freqüência aumentada na higienização e o tipo de
substância utilizada podem causar danos à pele e aumentar a liberação de
microrganismos no ambiente.
Irritações associadas a sabões antimicrobianos podem ser causadas
pelos agentes antimicrobianos ou por outros ingredientes da formulação. Para
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minimizar estes problemas pode-se: substituir formulações com alto poder
irritativo e fornecer produtos hidratantes.
O uso de novos produtos e a racionalização das indicações de
higienização das mãos pode contornar este problema e facilitar a adesão de
profissionais a esta prática, com conseqüente redução das infecções.
Baixa aderência à higiene das mãos e suas causas
Particularmente em unidades de terapia intensivas são observados os
maiores índices de infecção relacionada à assistência à saúde (IRAS),
afetando a mortalidade, morbidade, duração da hospitalização e os custos
hospitalares. Ocorre também um aumento da carga de trabalho da
enfermagem, que pode ser causa e conseqüência das IRAS, particularmente
quando estamos diante de microrganismos multirresistentes.
Pittet (2000) notou que a maioria dos estudos sobre lavagem das mãos
informa taxas de aderência entre 16% e 81%, e relatou que quanto maior a
necessidade de higiene das mãos menos elas são efetivamente lavadas:
médicos lavam as mãos menos do que enfermeiras, os auxiliares de
enfermagem lavam menos do que enfermeira, gênero masculino, trabalhar em
Unidade de Terapia Intensiva, trabalhar ao final de semana, usar aventais e
luvas, estar envolvido com atividades com alto risco de contaminação cruzada
e quanto maior for o número de oportunidades para higienização de mãos por
hora de cuidado a pacientes, menor será sua aderência.
Em relação as causas relatadas pelos PAS: irritação e ressecamento da
pele ocasionado pelo uso excessivo ou pela falta de emolientes na fórmula da
solução, falta de sabão e papel toalha, excesso de trabalho, as necessidades
do paciente são prioridade, a higienização das mãos pode interferir na relação
com paciente, falta de conhecimento e/ou ceticismo quanto ao real valor,
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ausência de exemplos de colegas ou superiores e ausência de informação
científica de impacto definitivo e colocação inadequada de pia.
Quando feito corretamente, a lavagem de mãos exige aproximadamente
1 minuto para ir até a pia, lavar durante um tempo apropriado, secar as mãos, e
voltar ao paciente. Freqüentemente o procedimento inteiro é completado entre
8 a 20 segundos com remoção mínima de organismos adquiridos.
Boyce e colaboradores (2002) relataram o uso e a aceitabilidade das
várias tecnologias para lavagem das mãos e sugeriu que pias localizadas ao
lado do leito são associadas a uma redução do risco de infecção nosocomial de
26%.Também observou que o aumento da disponibilidade de dispensadores de
anti-sépticos de mão a base de álcool de 1: 4 leitos para 1 por leito é associado
com o dobro de aderência nas práticas higiênicas das mãos recomendadas
entre trabalhadores de saúde, indo de 25% a 50%.
Evidências da transmissão de patógenos através das mãos
A transmissão de microrganismos pelas mãos da equipe é importante
para as infecções exógenas primárias, pois neste caso, um microrganismo é
introduzido em um local suscetível, principalmente através de procedimento
invasivo. Nas infecções endógenas secundárias, as mãos conduzem
microrganismos
que
estabelecem
colonização
no
paciente
e
subseqüentemente, um processo infeccioso. Quatro fatores básicos devem ser
considerados para se avaliar a necessidade e técnica empregada na lavagem
das mãos: (1) grau de contato com o paciente ou objetos; (2) extensão da
contaminação; (3) cuidado prestado e (4) suscetibilidade do paciente.
Sempre devemos lembrar que: os microrganismos presentes na pele do
paciente ou em objetos inanimados próximos ao paciente podem sobreviver no
ambiente e nas mãos dos PAS, a lavagem de mãos pode ser inadequada ou o
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agente usado inapropriado, as mãos dos PAS podem ser contaminadas e
transferir ao ambiente ou outro paciente a contaminação.
Estudos bem conduzidos têm mostrado que a adesão à higienização das
mãos é o meio mais simples e eficaz de prevenir a transmissão de
microrganismos no ambiente assistencial.
Soluções utilizadas para higiene das mãos
Segundo a portaria 930/1992 do Ministério da Saúde, os anti-sépticos
devem possuir algumas propriedades e seguir alguns requisitos como: 1.
atividade germicida sobre a flora cutânea, sem causar irritação da pele ou
mucosas; 2. Não provocar reações alérgicas ou queimaduras e 3. Possuir
baixo teor de toxicidade.
Os anti-sépticos são substâncias antimicrobianas aplicadas à pele para
reduzir o número de agentes da flora microbiana. A diferença entre eles está no
tempo de exposição, número de microorganismos e na concentração do
agente. São classificados como bactericidas por sua capacidade em destruir as
bactérias nas formas vegetativas, ou bacteriostáticos por inibir o crescimento
de microorganismos.
Em virtude de tal evento devem-se ter alguns cuidados para que essas
soluções anti-sépticas não sofram contaminação por microorganismos,
principalmente por Gram negativos. Algumas sugestões podem ser: proteger a
solução da luz solar direta ou do excesso de calor; evitar que gazes ou
algodões entrem em contato com as soluções anti-sépticas e adotar técnicas
que impeçam a contaminação da borda da almotolia quando em uso,
protegendo-a do contato direto com a pele, mucosa e instrumental cirúrgico.
MEDIDAS DE CONTROLE
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a. Indicações para higienização das mãos
•
Contato com paciente com pele íntegra
•
Contato com superfícies ambientais próximas ao paciente
•
Depois de remover as luvas
•
Contato com material orgânico
•
Antes de procedimentos de alto risco
•
Antes e depois de efetuar atividades corriqueiras (assoar o nariz, ir
ao banheiro, se alimentar, etc)
b.
Outros aspectos de higiene das mãos
•
Não utilize unhas postiças quando presta assistência direta ao
paciente
•
Mantenha as unhas naturais sempre curtas (<1/4)
•
Utilize luvas quando em contato com sangue ou outros materiais
potencialmente infecciosos, membrana mucosa e pele não intacta.
•
Retire as luvas após cuidar do paciente. Não utilize uma luva para
cuidar de mais de um paciente e não lave as luvas
•
Troque de luvas quando trocar de áreas contaminadas para áreas
limpas
•
Não utilize anéis
c.
Programas educacionais
•
Identificar tipos de cuidado com o paciente que levam a
contaminação das mãos, além das vantagens e desvantagens dos
vários métodos.
•
Medir aderência à higienização das mãos e divulgar dados
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•
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Incentivar os pacientes e seus familiares a lembrar o PAS para
higienizar suas mãos
d.
Medidas administrativas
•
Faça do Programa de Higienização das Mãos uma prioridade
institucional e disponibilize recursos financeiros para tal
•
Implante um programa multidisciplinar para estimular a aderência dos
PAS à Higienização das Mãos
•
Como parte do Programa de Higienização das Mãos disponibilize gel
alcoólico para incentivar aderência
•
Para
unidades
manipulações
com
que
o
requerem
paciente
inúmeros
disponibilizar
procedimentos
gel
alcoólico
e
em
dispensadores individuais e de parede (ao lado da cama)
•
Manter estoque de gel alcoólico em áreas próprias para materiais
inflamáveis
RECOMENDAÇÕES
Lavar as mãos com água e sabão (antimicrobiano ou não):
•
Mãos visivelmente sujas ou contaminadas com material biológico;
•
Antes de entrar em contato com os pacientes;
•
Antes de calçar luvas estéreis para inserção de cateter vascular
central, cateter urinário de demora, cateteres vasculares periféricos ou
outros dispositivos invasivos que não requeiram um preparo cirúrgico;
•
Após contato com pele íntegra dos pacientes;
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•
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Após contato com fluidos corpóreos ou excreções, membranas
mucosas, pele não intacta, e curativo de ferida se as mãos não estão
visivelmente sujas;
•
Quando se faz o movimento do sítio contaminado para o mais limpo
durante o cuidado do paciente;
•
Após o contato com objetos inanimados próximos ao paciente
•
Após a remoção das luvas;
•
Após atividades corriqueiras (comer e usar o banheiro).
Utilização de álcool gel:
•
Mãos não visivelmente sujas;
•
Antes de entrar em contato com os pacientes;
•
Após contato com pele íntegra dos pacientes;
•
Quando se faz o movimento do sítio contaminado para o mais limpo
durante o cuidado do paciente;
•
Após o contato com objetos inanimados próximos ao paciente;
•
Após atividades corriqueiras (comer e usar o banheiro).
Anti-sepsia cirúrgica das mãos
•
Retirar
anéis,
relógios
e
braceletes
antes
de
iniciar
a
escovação/esfregação cirúrgica;
•
Remover resíduos sob as unhas com escova/espátula sob água
corrente;
•
Utilizar sabão antimicrobiano ou produto de base alcoólica com efeito
residual antes de vestir luvas estéreis;
•
Tempo de escovação/esfergação: de 2 a 5 minutos .
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TÉCNICA DE HIGIENE DAS MÃOS
Como aplicar os produtos à base de álcool
Colocar o produto na palma de uma das mãos
Friccionar as mãos juntas cobrindo todas as superfícies das mãos e dedos
Friccionar até secar.
Como lavar as mãos com água e sabão
1.
Molhe as mãos
2.
Aplique sabão na palma de uma das mãos
3.
Friccionar as mãos juntas cobrindo todas as superfícies das mãos e
dedos
4.
Enxágüe as mãos
5.
Seque as mãos com toalha descartável
6.
No caso de torneira manual, utilize toalha descartável para fechar a
torneira
* Não utilize água quente para lavar as mãos (risco de dermatites)
REFERÊNCIAS
•
Boyce JM, Pittet D. Guideline for hand hygiene in health-care settings:
Recommendations of the healthcare infection control practices advisory
committee. MMWR 2002; 51 (Nº RR-16).
•
Garner JS. Hospital Infection Control Practices Advisory Committee.
Guideline for isolation precautions in hospitals. Infect Control Hosp
Epidemiol 1996, 17:53-80.
•
Larson E. APIC Guidelines for hand washing and hand antisepsis in healthcare settings. J Infect Control1995; 23: 251-269.
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•
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Pittet D, et al. Effectiveness of a hospital-wide program to improve
compliance with hand hygiene. Lancet 2000; 356:1307-12.
•
Pittet D. Improving compliance with hand hygiene in hospitals. Infect
Control Hosp Epidemiol 2000; 21: 381- 386.
•
Portaria nº 2.616 de 12 de maio de 1998 do Ministério da Saúde D.O.U.
13/05/98.
•
Brasil. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Segurança do Paciente em
Serviços de Saúde: Higienização das Mãos. Brasília: ANVISA, 2009.
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2. PRECAUÇÕES E ISOLAMENTOS
O objetivo básico de um sistema de precauções e isolamento é a
prevenção da transmissão de microorganismos de um paciente para outro
paciente, de um paciente para um profissional da saúde, de um portador são
ou doente para outro; tanto na forma direta como indireta. Esta prevenção
abrange medidas referentes aos pacientes, mas também aos profissionais da
saúde que podem servir de veículo de transmissão destes microrganismos.
Em 1996 o Centers for Disease Control and Prevention (CDC) publicou o
novo sistema de precauções e isolamentos, o qual contempla dois tipos de
precauções:
Precauções Padrão
o
devem ser aplicadas no atendimento de todos pacientes, na presença
de risco de contato com sangue; todos fluídos corpóreos, secreções e
excreções (com exceção do suor); pele com solução de continuidade; e
mucosas.
Precauções Específicas
o
elaboradas baseadas em mecanismo de transmissão das patologias e
designadas para pacientes suspeitos ou sabidamente infectados ou
colonizados por patógenos transmissíveis e de importância epidemiológica,
baseada em três vias principais de transmissão:
o
Transmissão por contato
o
Transmissão aérea por gotículas
o
Transmissão aérea por aerossol
Podem ser combinadas caso a doença apresente diversas vias de
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transmissão. Deve-se associar às precauções padrão.
PRECAUÇÕES PADRÃO
Devem ser utilizadas para todos os pacientes independentemente do
diagnóstico.
•
Higienização das mãos: antes e após contato com o paciente, após
contato com sangue, outros líquidos orgânicos, e itens contaminados;
após a retirada de luvas, entre um paciente e outro e no mesmo
paciente, caso haja risco de contaminação cruzada entre diferentes
sítios anatômicos.
•
Luvas: usar luvas limpas quando houver possibilidade de contato
com sangue, outros fluídos ou itens e superfícies contaminados; trocar
de luvas entre procedimentos; retirar luvas após uso e lavar as mãos
obrigatoriamente.
•
Máscara e óculos de proteção: recomendados para proteção
individual durante procedimentos que envolvam riscos de respingos.
•
Avental: avental limpo para proteção individual sempre que houver
risco de contaminação com sangue ou líquidos orgânicos. Quando
houver sujidade visível, retirar o avental o mais rápido possível e lavar
as mãos.
•
Artigos e equipamentos de assistência ao paciente: realizar
limpeza, desinfecção ou esterilização, de acordo com a classificação do
artigo, após o uso e entre pacientes.
•
Ambiente: seguir os procedimentos de rotina para adequada
limpeza e descontaminação das superfícies ambientais.
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•
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Roupas: ensacar as roupas usadas e contaminadas com material
biológico (sangue, líquidos orgânicos e excreções) de forma a prevenir
exposição.
•
Material perfuro - cortante: manusear com cuidado os materiais
perfuro - cortantes, proceder descarte adequado em recipientes
próprios. Seguir adequadamente as orientações para montagem e
preenchimento destes recipientes, não ultrapassando o limite indicado.
•
Quarto privativo: indicado conforme orientação do SCIH e nos
casos em que o paciente não tem controle das eliminações de fezes ou
urina.
•
Higiene
respiratória/
Etiqueta
da
tosse:
conter
secreções
respiratórias, especialmente durante surtos sazonais de infecções virais
do trato respiratório.
PRECAUÇÕES DE CONTATO
Indicadas para infecção (ou suspeita de infecção) ou contaminação por
microorganismos
multirresistentes
ou
epidemiologicamente
importantes
passíveis de transmissão por contato direto.
Internação do paciente: quando possível em quarto privativo ou em
quarto com paciente que apresente infecção pelo mesmo microrganismo
(coorte). Se coorte: manter distância entre leitos (1metro) e realizar troca de
paramentação entre os atendimentos aos pacientes.
•
Higienização das mãos: deve ser enfatizada a importância desta ação;
utilizar anti-séptico como o álcool-gel ou soluções degermantes (clorexidina
2% ou PVPI 10%).
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•
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Luvas: usar luvas limpas, não estéreis, ao entrar no quarto e durante o
tempo de atendimento; trocar de luva após contato com material biológico;
retirar as luvas antes de deixar quarto e higienizar as mãos.
•
Avental: usar avental limpo, não necessariamente estéril, ao entrar no
quarto e retirá-lo antes de deixar o quarto.
•
Equipamentos
de
cuidado
ao
paciente:
estetoscópio,
esfignomanômetro e termômetros devem ser de uso individual. Caso não
seja possível, devem ser limpos e desinfetados com álcool 70%, entre
pacientes.
•
Ambiente: itens com os quais o paciente teve contato e superfícies
ambientais devem ser submetidos à desinfecção com álcool 70%. Para
Clostridium difficile recomenda-se o uso de hipoclorito de sódio.
•
Visitas: restritas e instruídas pelo enfermeiro.
•
Transporte do paciente: deve ser limitado. O profissional que
transportar o paciente deve utilizar as precauções padrão, realizar
desinfecção das superfícies após o uso do paciente.
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Outras patologias
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Microrganismos Multirresistentes
PRECAUÇÕES RESPIRATÓRIAS PARA AEROSSÓIS
Indicadas para infecção respiratória suspeita ou confirmada por
microorganismos transmitidos por aerossóis (partículas de tamanho menor ou
igual a 5µ) que permanecem suspensas no ar e podem ser dispersas a longas
distâncias, como varicela, sarampo e tuberculose.
•
Local de internação: quarto privativo com pressão negativa; filtragem do ar
com filtros de alta eficiência (caso seja reabsorvido para o ambiente); seis a
doze trocas de ar por hora, manter as portas do quarto sempre fechadas.
Caso a instituição não tenha quartos com estas características, manter o
paciente em quarto privativo, com as portas fechadas e janelas abertas,
permitindo boa ventilação.
•
Proteção respiratória: utilizar máscaras com capacidade de filtragem e
vedação lateral adequada (PFF2 – Proteção Facial Filtro 2, ou N95 –
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regulamentação por entidades americanas). Estas máscaras podem ser
reutilizadas pelo mesmo profissional por período não superior a 30 dias,
desde que se mantenham íntegras, secas e limpas. Utilizar PFF2 durante a
assistência a pacientes intubados, pois pela válvula expiratória continua
ocorrendo eliminação de microorganismos no ambiente.
•
Transporte de paciente: utilizar máscara cirúrgica no paciente.
•
Visitas: restritas e orientadas pelo enfermeiro.
Em algumas doenças há necessidade de se associar diferentes tipos de
precauções, por exemplo: herpes zoster (em pacientes imunossuprimidos ou
disseminado) e varicela: associar precaução de contato com precaução
respiratória para aerossóis.
PRECAUÇÕES RESPIRATÓRIAS PARA GOTÍCULAS
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Indicada para pacientes portadores ou infectados por microorganismos
transmissíveis por gotículas (partículas de tamanho maior ou igual a 5µ) que
podem ser gerados por tosse, espirro ou conversação.
•
Internação de paciente: quarto privativo ou, caso não seja possível, em
quarto de paciente com infecção pelo mesmo microorganismo (coorte); a
distância mínima entre os leitos deve ser de 01 (um) metro.
•
Máscara: deve ser utilizada a máscara cirúrgica quando a proximidade
com o paciente for menor que 01 (um) metro.
•
Transporte de paciente: limitado, mas quando necessário, utilizar
máscara cirúrgica no paciente.
•
Visitas: restritas e orientadas pelo enfermeiro.
EQUIPAMENTO DE PROTEÇÃO INDIVIDUAL (EPI): SEQUÊNCIA PARA
COLOCAÇÃO E RETIRADA
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AMBIENTE PROTETOR
Indicado para pacientes em unidades de transplante de medula óssea
•
Higienização das mãos: deve ser reforçada, assim como as demais
medidas de Precauções Padrão.
•
Ambiente: quarto com fluxo laminar e filtro HEPA; troca e limpeza
regular dos filtros de ar; proibir presença de flores.
•
Não há indicação para realização do isolamento reverso.
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Tabela 1. Principais doenças em ordem alfabética com o tipo de
precaução e o período de isolamento
Infecção/Condição/Microrganismo
Tipo de
Período
Precaução
Abscesso drenante
Drenagem não contida pelo curativo
Contato
Drenagem contida pelo curativo
Padrão
Actinomicose
Durante a doença
Padrão
Adenovírus, infecção por:
Lactente e pré-escolar
Gotículas +
Durante a doença
Contato
Amebíase
Padrão
Angina de Vincent
Padrão
Antrax: cutâneo e pulmonar
Padrão
Ascaridíase
Padrão
Aspergilose
Padrão
Bactérias multirresistentes (infecção ou
Contato (a
colonização)
critério da
Não definida
CCIH)
Botulismo
Padrão
Brucelose
Padrão
Candidíase
Padrão
Caxumba
Gotículas
até 9 dias após início
tumefação
Celulite: drenagem não contida
Cancro Mole (Clamydia trachomatis)
Contato
Durante a doença
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conjuntivite, genital e respiratória
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Padrão
Cisticercose
Padrão
Citomegalovirose: neonatal em
Padrão
imunossuprimido
Clostridium botulinum (Botulismo)
Padrão
Clostridium difficile (Colite associada a
Contato
Durante a doença
antibiótico)
Clostridium perfringens (gangrena gasosa Padrão
e intoxicação alimentar)
Clostridium tetanii (tétano)
Padrão
Cólera
Contato
Durante a doença
Colite associada a antibiótico
Contato
Durante a doença
Padrão
Durante a doença
Contato
Durante a doença
Gotículas
Terapêutica eficaz 5
Conjuntivite
Bacteriana, gonocócica e Clhamydia
trachomatis
Viral aguda (hemorrágica)
Coqueluche
dias
Creutzfeldt - Jacob, doença.
Padrão
Criptococose
Padrão
Infecção/Condição/Microrganismo
Tipo de
Precaução
Padrão
Dengue
Dermatofitose / Micose de pele / Tínea
Difteria
Padrão
Período
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Cutânea
Contato
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Terapêutica eficaz + 2
dias
Faríngea
Gotículas
culturas negativas em
dias diferentes
Donovanose (granuloma inguinal)
Padrão
Endometrite puerperal
Padrão
Enterobíase
Padrão
Enterocolite necrotizante
Padrão
Enterocolite por Clostridium difficile
Contato
Durante a doença
Enterovirose (Coxackie e Echovirus)
Adulto
Padrão
Lactente e pré-escolar
Contato
Durante a doença
Gotículas
terapêutica eficaz 24
Epiglotite (Haemophylus influenzae)
horas
Contato
Escabiose
terapêutica eficaz 24
horas
Esporotricose
Padrão
Esquistossomose
Padrão
Estafilococcia - S. aureus
Pele, ferida e queimadura:
com secreção não contida
Contato
com secreção contida
Padrão
Enterocolite
Padrão
Pneumonia
Padrão
síndrome da pele escaldada
Padrão
síndrome do choque tóxico
Padrão
Durante a doença
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RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA À SAÚDE
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Estreptococcia – Streptococcus Grupo A
Pele, ferida e queimadura:
com secreção não contida
Contato
Durante a doença
com secreção contida
Padrão
Endometrite (sepse puerperal)
Padrão
faringite: lactante e pré-escolar
Gotículas
Terapêutica eficaz 24h
Escarlatina : lactante e pré-escolar
Gotículas
Terapêutica eficaz 24h
Pneumonia: lactante e pré-escolar
Gotículas
Terapêutica eficaz 24h
Estreptococcia – Streptococcus Grupo B
Padrão
Neonatal
Estreptococcia (não A não B)
Infecção/Condição/Microrganismo
Padrão
Tipo de
Período
Precaução
Estrongiloidíase
Padrão
Exantema súbito (Roséola)
Padrão
Febre amarela
Padrão
Febre por arranhadura de gato
Padrão
Febre por mordedura de rato
Padrão
Febre recorrente
Padrão
Febre reumática
Padrão
Furunculose estafilocócica
Lactente e pré-escolar
Gastroenterite:
Contato
Durante a doença
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DIRETRIZES PARA A PREVENÇÃO E O CONTROLE DE INFECÇÕES
RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA À SAÚDE
Campylobacter,
Página: 24/240
Cholera, contato
Durante a doença
Clostridium difficile
contato
Durante a doença
Escherichia coli: enterohemorrágica
Padrão
Durante a doença
Criptosporidium spp
Contato
Em incontinente ou uso de fralda
Giardia lamblia
Padrão
Yersinia enterocolítica
Padrão
Salmonella spp (inclusive S. typhi)
Padrão
Em incontinente ou uso de fralda
Contato
Padrão
Shigella spp
Contato
Em incontinente ou uso de fralda
Padrão
Vibrio parahaemolyticus
Rotavírus e outros vírus em pacientes
Contato
Durante a doença
incontinentes
ou uso de fralda
Gangrena gasosa
Padrão
Gonorréia
Padrão
Guillain-Barré
Padrão
Hanseníase
Padrão
Hantavírus pulmonar
Padrão
Helicobacter pylori
Padrão
Hepatite viral
Vírus A
Padrão
Uso de fralda ou incontinente
Contato
Durante a doença
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Vírus B (HBsAg +), vírus C e outros
Página: 25/240
Padrão
Herpes Simplex
Encefalite
Padrão
Neonatal
Contato
Durante a doença
Mucocutâneo, disseminada ou primária, Contato
grave
Infecção/Condição/Microrganismo
Tipo de
Período
Precaução
Padrão
Mucutâneo, recorrente (pele, oral e
genital)
Herpes Zoster
localizado em imunossupremido, ou
Contato +
até tornarem-se
disseminado
aerossois
crostas
localizado em imunocompetente
Padrão
Hidatidose
Padrão
Histoplasmose
Padrão
HIV
Padrão
Impetigo
Contato
Infecção cavidade fechada
Padrão
terpêutica eficaz 24 h
Infecção de ferida cirúrgica
Com secreção contida
Padrão
Com secreção não contida
Contato
Infecção do Trato Urinário
Durante a doença
Padrão
Influenza
Sazonal
Gotículas
Durante a doença
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H1N1 2009
Gotículas
Página: 26/240
7 dias a partir do ínicio
dos sintomas (14 dias
para crianças e
imunossuprimidos)
H1N1 2009 - Se risco de geração de
aerossol (aspiração, intubação,
Aerossóis e
contato
broncoscopia)
Intoxicação alimentar por:
C. botulium, C. perfringens, C.welchii, Padrão
estafilocócica
Kawasaki
Padrão
Legionelose
Padrão
Leptospirose
Padrão
Listeriose
Padrão
Lyme
Padrão
Linfogranuloma venéreo
Padrão
Malária
Padrão
Melioidose
Padrão
Meningite
Bacteriana Gram negativo, entéricos,
Padrão
em neonatos
Fúngica, viral
Padrão
Meningite
Haemophilus influenzae (suspeita ou
confirmada)
Gotículas
terapêutica eficaz 24 h
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Listeria monocytogenes
Padrão
Neisseria meningitidis (suspeita ou
Gotículas
Página: 27/240
terapêutica eficaz 24 h
confirmada)
Pneumocócica
Padrão
Tuberculosa
Padrão
Infecção/Condição/Microrganismo
Tipo de
Período
Precaução
Outras bactérias citadas
Padrão
Gotículas
terapêutica eficaz 24 h
Meningococcemia
Micobacteriose atípica
Não M. tuberculosis: pulmonar e
Padrão
cutânea
Molusco contagioso
Padrão
Mononucleose infecciosa
Padrão
Mucormicose
Padrão
Nocardiose
Padrão
Oxiúros
Padrão
Parvovírus B19
Padrão
Doença crônica em imunossupremido
Gotículas
Durante internação
Crise aplástica transitória ou de células
Gotículas
Durante 7 dias
Contato
terapêutica eficaz 24 h
vermelhas
Pediculose
Peste
Bubônica
Padrão
Pneumônica
Gotículas
terapêutica eficaz 3
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dias
Pneumonia
Adenovírus
Contato +
Durante a doença
Gotículas
Pseudomonas cepacia em fibrose
Padrão
cística
Padrão
Incluindo colonização do trato
respiratório
Chlamydia, Legionella spp, S. Aureus Padrão
Fúngica
Padrão
Haemophilus influenzae adultos
Padrão
Haemophilus influenzae lactentes e
Gotículas
terapêutica eficaz 24 h
Meningocóccica
Gotículas
terapêutica eficaz 24 h
Mycoplasma (pneumonia atípica
Gotículas
Durante a doença
crianças de qualquer idade
primária)
Outras bactérias não listadas incluindo
Padrão
Gram Negativas
Pneumocócica
Padrão
Pneumocystis carinii
Padrão
Pneumonia
Streptococcus, grupo A adultos
Padrão
Streptococcus grupo A lactente e pré-
Gotículas
escolar
terapêutica eficaz 24 h
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Padrão
Viral adultos
Viral lactente e pré-escolar
Contato
Durante a doença
Padrão
Poliomielite
Psitacose (Ornitose)
Infecção/Condição/Microrganismo
Padrão
Tipo de
Período
Precaução
Raiva
Padrão
Riquetsiose
Padrão
Rubéola
Gotículas
início do rash até 7
dias
Congênita
Contato
Até 1 ano de idade
Sarampo
Aerossóis
Durante a doença
Síndrome da pele escaldada
Padrão
Síndrome respiratória aguda grave
Aerossóis +
contato
Sífilis
pele e mucosa (incluindo congênita, 1ª e Padrão
2ª)
3ª e soro-positivo sem lesões
Padrão
Teníase
Padrão
Tétano
Padrão
Tinea
Padrão
Toxoplasmose
Padrão
Tracoma agudo
Padrão
Tricomoníase
Padrão
Durante a doença
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Tricuríase
Padrão
Triquinose
Padrão
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Tuberculose
Extra pulmonar, meningite e outras sem Padrão
drenagem
Extra pulmonar com lesão drenando
Padrão
Pulmonar (suspeita ou confirmada)
Aerossóis
3 BAAR(-) e
terapêutica eficaz
Laríngea (suspeita ou confirmada)
Aerossóis
3 BAAR(-) e
terapêutica eficaz
Mantoux (PPD): reator (>5mm) sem
Padrão
evidência de doença pulmonar ou
laríngea atual
Tularemia: lesão drenando ou pulmonar
Padrão
Tifo: endêmico e epidêmico
Padrão
Varicela
Aerossóis +
até todas as lesões
contato
tornarem-se crostas
Vírus Parainfluenza
Contato
Durante a doença
Vírus Sincicial Respiratório
Contato
Durante a doença
Zigomicose (ficomicose/mucormicose)
Padrão
REFERÊNCIAS
•
Siegel JD, et al. Guideline for isolation precautions: preventing transmission of
infectious agents in healthcare settings. recommendations of the healthcare
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infection control practices advisory committee. Am J Infect Control 35 (10):
supply 2; 2007.
•
Siegel JD, Rhinehart E, Jackson M, et al. management of multidrug-resistant
organisms in health care settings, 2006. Am J Infect Control 35 (10): supply 2;
2007.
•
CVE. Norma Técnica Influenza Pandêmica H1N1 2010. Disponível em:
www.cve.saude.sp.gov.br/doc_tec/RESP/INFLUA10_NORMA.
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3. PRECAUÇÕES PARA PACIENTES COM BACTÉRIAS
MULTIRRESISTENTES
As bactérias multirresistentes são definidas como microrganismos que
são resistentes a várias classes de antimicrobianos. Os principais patógenos
caracterizados como multirresistentes são: Pseudomonas aeruginosa e
Acinetobacter
spp.
resistentes
aos
carbapenêmicos,
Enterobactérias
produtoras de ESBL (Beta-Lactamase de Espectro Ampliado), Enterococcus
spp. resistente à vancomicina (VRE), Staphylococcus aureus resistente à
oxacilina (MRSA) e recentemente as Enterobactéria cepa produtoras de
carbapenemase que são resistentes aos carbapenêmicos.
Entretanto, cada CCIH deverá estabelecer sua política de controle dos
patógenos multirresistentes, adaptados a sua realidade, começando pela
definição destes em cada instituição.
Na maioria das vezes as infecções por patógenos multirresistentes têm
manifestações clínicas similares e virulências comparáveis às infecções por
patógenos sensíveis, entretanto estudos recentes mostram uma associação de
infecções por bactérias multirresistentes e o aumento de morbidade e
mortalidade (notadamente com MRSA).
A transmissão de paciente para paciente, usualmente através das mãos
dos profissionais de saúde tem sido o maior fator para o aumento na incidência
de bactérias multirresistentes.
Os microrganismos multirresistentes são introduzidos nos hospitais de
duas formas principais:
1. Através de pacientes colonizados ou infectados;
2. Devido à pressão seletiva ocasionada pelo uso de antibióticos.
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Os patógenos gram-positivos (MRSA e VRE) são mais relacionados à
presença de pacientes colonizados/infectados, enquanto os bacilos gramnegativos (Pseudomonas aeruginosa, Acinetobacter spp) são mais associados
à pressão seletiva do uso de antimicrobianos, apesar da transmissão entre
pacientes também ser documentada.
CULTURA DE VIGILÂNCIA
Uma das estratégias que podem ser adotadas pela instituição para
evitar a disseminação desses agentes dentro da instituição é realizar a cultura
de vigilância de pacientes com maior risco de estar colonizados para que possa
ser instituída a precaução de contato.
No Hospital São Paulo adotamos os seguintes critérios para realização
desta vigilância.
Cultura de vigilância de pacientes provenientes de outras instituições –
fluxograma anexo 1
Pacientes provenientes de outra instituição internado por período igual
ou superior a 7 dias, desde que não possuam procedimento invasivo (SVD,
CVC, traqueostomia, tubo endotraqueal, ferida cirúrgica aberta ou drenos);
Pacientes proveniente de outra instituição, após 72 horas de internação,
quando possui dispositivos invasivos.
Cultura de vigilância de pacientes provenientes de UTI em vigilância para
KPC – fluxograma anexo 2
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Paciente proveniente de UTI do HSP em vigilância para KPC (UTI que
possui paciente com cultura positiva para KPC, ou que está em período de
vigilância (4 semanas após alta ou óbito do último paciente que possui KPC) e
que possui dispositivo invasivo.
ISOLAMENTO DE CONTATO
Preferencialmente em quarto privativo ou “coorte” com pacientes
apresentando infecção ou colonização pelo mesmo patógeno e, se não
possível, manter paciente em leito nas extremidades do quarto;
Manter idealmente um profissional exclusivo para os cuidados do
paciente;
Avental e luvas antes de entrar em contato com o paciente ou material
infectante;
Lavar as mãos com anti-séptico (PVPI ou clorexidina) ou utilizar álcool
gel, antes e após o contato com o paciente ou material infectante e, também
depois da retirada das luvas;
Uso de artigos (estetoscópio, aparelho de pressão, termômetros)
individualizado para o paciente ou, se não possível, proceder à desinfecção
como especificado;
Processar os materiais e superfícies conforme especificado.
Quais os pacientes com indicação de precaução de contato? –
fluxograma anexo 3
Pacientes colonizados/infectados com patógenos multirresistentes
definidos pela instituição;
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Pacientes submetidos às culturas de vigilância aguardando o resultado
final.
MANUTENÇÃO DO ISOLAMENTO – fluxograma anexo 3
Manter o isolamento enquanto o paciente mantiver dispositivos invasivos
ou feridas abertas (ferida cirúrgica, drenos) no caso de infecção ou colonização
em geral. No caso de pacientes colonizados/infectados por VRE manter em
isolamento até a alta e se o paciente retornar à instituição, instituir
imediatamente o isolamento de contato.
Obs: Não colher culturas para retirar o paciente do isolamento
Tabela 1. Limpeza e desinfecção de artigos e superfícies do ambiente de
pacientes colonizados/infectados com patógenos multirresistentes
ARTIGOS
Pisos e paredes
LIMPEZA/DESINFECÇÃO
Limpeza com água e sabão e a seguir
desinfecção
com
hipoclorito
de
sódio
ou
equivalente
Mobiliário: cama, colchão,
mesas, suporte de soro
Limpeza com água e sabão seguido de fricção
com
álcool
a
70%
por
30
segundos
para
desinfecção
Estetoscópio
Fricção com álcool a 70% por 30 segundos
entre pacientes
Termômetros
Limpeza com água e sabão e fricção com álcool
a 70% por 30 segundos entre pacientes
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Aparelhos de pressão
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Tecido: enviar à lavanderia
Restante: limpeza com água e sabão e fricção
com
álcool
a
70%
por
30
segundos
para
desinfecção
Comadres, papagaios e
medidores de urina
de desinfecção álcool a 70% para desinfecção
Circuitos respiratórios
Artigos
de
Limpeza mecânica com água e sabão seguido
Manter procedimentos de rotina (ver capítulo
terapia sobre o tema)
inalatória
Principais recomendações do “Healthcare Infection Control Practices
Advisory Committee (HICPAC). Management of Multidrug-Resistant
Organisms in Healthcare Settings, 2006.”
Categoria IA – Fortemente recomendada para implementação com
suporte em estudos epidemiológicos, clínicos e experimentais bem
desenhados
Categoria IB - Fortemente recomendada para implementação com
suporte em alguns estudos clínicos, epidemiológicos e experimentais
e
forte fundamento teórico
Categoria IC – Implementação de acordo com regulamentação federal
ou estadual
Categoria II – Sugerido para implementação e suporte de acordo com
estudos epidemiológicos e clínicos sugestivos ou com fundamento teórico
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Sem recomendação : assunto não resolvido, por exemplo, referente a
descontinuação das precauções de contato em hospitais, devido à duração
intermitente e prolongada da colonização.
Vigilância
a) Calcular e analisar a incidência de microrganismos multirresistentes – IB;
b) Monitorizar suscetibilidade antimicrobiana como recomendado pelo CLSI - II;
c) Instituir protocolos para análise molecular de cepas multirresistentes no
laboratório, com o intuito de investigação epidemiológica – IB;
d) Desenvolver protocolos para vigilância ativa de culturas em populações de
alto risco – IB;
e) Conduzir vigilância de culturas (semanal) para avaliação de eficácia das
medidas de prevenção e controle, avaliando aumento ou redução da
transmissão de multirresistência – IB;
f) Coletar culturas em profissionais de
saúde
se houver evidência
epidemiológica de transmissão, bem como de pacientes expostos ao risco de
infecção ou colonização por multirresistentes - IB;
g) Definir a freqüência de multirresistência para desencadear intervenções
adicionais no controle, avaliando as condições de risco para aquisição
(colonização ou infecção) – IA.
Medidas administrativas
a) Fornecer suporte administrativo, fiscal e recursos humanos para as
atividades relacionadas ao controle de infecção, bem como designar equipe de
“experts” para o controle e prevenção de microrganismos multirresistentes - IB;
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c) Implementação de programa multidisciplinar desenhado para educar,
monitorar e melhorar a aderência das práticas de precauções padrão e
específicas - IB;
d) Implementação de sistema de comunicação sobre colonização e infecção de
microrganismos multirresistentes dentro da instituição - IB.
Educação
a) Oferecer treinamento sobre riscos de transmissão e de como realizar a
prevenção para os profissionais da área da saúde (manipulação de
equipamentos, etc) – IB.
Precauções
a) Manter precauções padrão para todos os pacientes - IB;
b) Precauções em hospitais e instituições de longa permanência - IB:
b.1) quando for disponível quartos individuais, priorizar pacientes com
conhecida ou suspeita de infecção/colonização por multirresistentes;
b.2) Priorizar aqueles pacientes com condições que facilitem a
transmissão (incontinência fecal, drenagem não contida, crianças) ou com alto
risco de infecção e complicação (imunossuprimidos);
b.3) quando não disponível quartos individuais, cohort de pacientes com
mesmo patógeno multirresistente.
Precauções de contato
a) Implementar nos hospitais precauções de contato para todos os pacientes
com colonização ou infecção por patógeno multirresistente – IA;
b) Em Instituições de longa permanência avaliar caso a caso, considerando a
natureza da interação paciente/profissionais e/ou risco de outros pacientes - II.
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Medidas ambientais
a) Seguir rotina de recomendação de procedimentos da limpeza/esterilização e
desinfecção para artigos críticos e não críticos / equipamentos, bem como
monitorizar a performance destes procedimento – IB;
b) Culturas de vigilância do ambiente somente quando existir a possibilidade de
importância epidemiológica da transmissão – IB;
c) Treinamento de profissionais que atuam em áreas de risco e controle de
multirresistentes quanto ao
papel do meio ambiente como forma de
transmissão – IB.
Uso de antimicrobianos
a) Para adequado uso de antimicrobiano, realizar controle de antimicrobianos –
IB.
Descolonização
a) Sem recomendação para descolonização de pacientes portadores de VRE e
bacilos gram-negativos multirresistentes;
b) Não utilizar mupirocina tópica rotineiramente para descolonização de MRSA
– IB. Utilizar a mupirocina tópica somente quando recomendado por “experts”
(II), em controle de surtos, monitorizando o perfil de resistência da cepa para
mupirocina.
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Descontinuação das medidas de prevenção e controle de
multirresistência
a) Sem recomedação para descontinuação das medidas de prevenção e
controle de multirresistência.
REFERÊNCIAS
APECIH – Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção
Hospitalar. Monografia: Precauções e Isolamento. São Paulo, APECIH, 1999.
Lemmen SW; Häfner H; Zolldann D; et al. Distribution of multi-resistant
Gram-negative versus Gram-positive bacteria in the hospital inanimate
environment. J Hosp Infect. 2004; 56: 191 – 197.
Muto CA; Jeringan JA; Ostrowsky BE; et al. SHEA Guideline for Preventing
Nosocomial Transmission of Multidrug Resistant Strains of Staphylococcus
aureus and Enterococcus. Infect Control Hosp Epidemiol. 2003; 24: 362 – 386.
Shlaes DM; Gerding DN; John JF; et al. Society for Healthcare
Epidemiology of America and Infectious Diseases Society of America Joint
Committee on the Prevention of Antimicrobial Resistance: Guideline for the
Prevention of Antimicrobial Resistance in Hospitals. Clin Infect Dis. 1997; 25:
584 – 599.
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Siegel JD, Rhinehart E, Jackson M, Chiarello L, and the Healthcare Infection
Control Practices Advisory Committee, 2007 Guideline for Isolation Precautions:
Preventing Transmission of Infectious Agents in Healthcare Settings.
Siegel J; Rhinehart E; Jackson M; et al. Management of Multidrug-Resistant
Organisms in Healthcare Settings, 2006. Healthcare Infection Control Practices
Advisory Committed (HICPAC). 2006. 1 – 73.
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Anexo 1: Fluxograma para coleta de Cultura de Vigilância - HSP
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Anexo 2: Indicação de coleta de swab anal para vigilância de KPC HSP
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Anexo 3: Manutenção do isolamento de pacientes com microrganismos
multirresistentes - HSP
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4. RECOMENDAÇÕES SOBRE COLETA E TRANSPORTE DE AMOSTRAS
DE MATERIAL MICROBIOLÓGICO
Todo
resultado
liberado
pelo
laboratório
de
microbiologia
é
conseqüência da qualidade da amostra recebida.
O material coletado deve ser representativo do processo infeccioso
investigado, devendo ser escolhido o melhor sítio da lesão, evitando
contaminação com as áreas adjacentes.
A coleta e o transporte inadequados podem ocasionar falhas no
isolamento do agente etiológico e favorecer o desenvolvimento da flora
contaminante,
induzindo
a
um
tratamento
não
apropriado.
Portanto,
procedimentos adequados de coleta devem ser adotados para evitar o
isolamento de um “falso” agente etiológico, resultando numa orientação
terapêutica inadequada.
O profissional responsável pela coleta será também responsável por
identificar de forma legível e correta o material a ser encaminhado ao
laboratório de microbiologia.
Na amostra devem estar identificados:
Nome e registro do paciente.
Leito ou ambulatório e especialidade.
Material colhido e local de onde foi colhido.
Data, hora e quem realizou a coleta.
ASPECTOS BÁSICOS DA COLETA E DO TRANSPORTE DE AMOSTRA
COLETA
Colher antes do início do antimicrobiano, sempre que possível.
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Instruir claramente o paciente sobre o procedimento.
Observar a anti-sepsia na coleta de todos os materiais clínicos.
Colher
do
local
onde
o
microrganismo
suspeito
tenha
maior
probabilidade de ser isolado.
Quantidade suficiente de material deve ser coletado para permitir uma
completa análise microbiológica.
Utilizar as barreiras de proteção necessárias a cada procedimento.
Toda amostra deve ser tratada como potencialmente patogênica.
Usar frascos e meios de transporte apropriados.
Não manusear a amostra em trânsito.
Não contaminar a superfície externa do frasco de coleta e verificar se ele
está firmemente vedado (caso ocorram respingos ou contaminação na parte
externa do frasco, fazer descontaminação com álcool 70%).
Não contaminar a requisição médica que acompanha o material.
As amostras deverão ser transportadas em sacos plásticos fechados.
O profissional que manipula (entrega e recebe) o material deverá usar
luvas de procedimento.
Identificar claramente a amostra coletada, com todos os dados
necessários.
Colocar a identificação no frasco de coleta e nunca na tampa ou sobre
rótulos.
Encaminhar os materiais imediatamente ao laboratório.
TRANSPORTE DAS AMOSTRAS
Transportar as amostras IMEDIATAMENTE ao laboratório para:
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Assegurar a sobrevivência e isolamento do microrganismo, pois o
laboratório de microbiologia trabalha basicamente em função da viabilidade dos
microrganismos.
Evitar erros de interpretação nas culturas quantitativas, principalmente
urina e lavado bronco-alveolar.
Consultar o laboratório para verificar a disponibilidade dos meios de
transporte.
CRITÉRIOS PARA REJEIÇÃO DE AMOSTRAS CLÍNICAS
O recebimento criterioso das amostras clínicas pelo laboratório de
microbiologia garante uma melhor correlação clínico/laboratorial.
O microbiologista ou responsável pela rotina deverá verificar se a
amostra está apropriadamente identificada, se a quantidade de material é
suficiente e observar o aspecto da amostra - purulento, límpido, hemorrágico,
etc.
Principais erros de identificação
Discrepância entre a identificação da amostra e o pedido médico.
Falta de identificação da amostra.
Origem da amostra ou tipo de amostra não identificada.
Teste a ser realizado não especificado.
Amostras Inadequadas
Material clínico recebido em solução de fixação (formalina).
Ponta de cateter de Foley.
Material conservado inadequadamente com relação à temperatura
(urinas colhidas há mais de 24horas, que ficaram guardadas em geladeira, ou
colhidas há mais de duas horas, sem refrigeração).
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Frascos não estéreis.
Presença de vazamentos, frascos quebrados ou sem tampa, com
contaminação na superfície externa.
Swab único com múltiplas requisições de testes microbiológicos.
Swab seco.
Amostras com as características acima descritas são inadequadas e
demandam um contato prévio com o médico solicitante para melhores
esclarecimentos.
COLETA DE HEMOCULTURAS
TÉCNICAS DE COLETA
Lavar as mãos e utilizar luvas de procedimento.
Remover os selos da tampa dos frascos de hemocultura e fazer
assepsia prévia nas tampas com álcool 70%.
Garrotear o braço do paciente e selecionar uma veia adequada. Esta
área não deverá mais ser tocada com os dedos.
Aplicar um anti-séptico, clorexidina alcoólica, com movimentos circulares
e de dentro para fora. Para ação adequada do anti-séptico, deixar secar por um
minuto antes de efetuar a coleta.
Coletar a quantidade de sangue e o número de amostras recomendados
de acordo com as orientações descritas ou se discriminadas no pedido médico.
Identificar cada frasco com todas as informações padronizadas e enviar
ao laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
Observações:
Não é recomendada a técnica de coleta através de cateteres periféricos
ou centrais, a não ser que esteja em pedido médico.
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Punções
arteriais
não
trazem
benefícios
na
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recuperação
dos
microrganismos quando comparadas com punções venosas.
Não se recomenda a troca de agulhas entre a punção de coleta e
distribuição do sangue no frasco de hemocultura.
Método de coleta do sangue e o volume coletado influenciam
diretamente
no
sucesso
de
recuperação
de
microrganismos
e
uma
interpretação adequada dos resultados.
Não é necessário aguardar novo pico febril para realizar coleta de
hemocultura em vigência de febre.
Um total de duas a três amostras em 24 horas costuma ser suficiente
para descartar bacteremia ou endocardite (coletas acima de quatro amostras
não trouxeram maior índice de recuperação microbiana em diferentes trabalhos
clínicos).
COLETA DE PONTA DE CATETER INTRAVASCULAR
Cateteres intravenosos são importantes fontes de bacteremia e
fungemia, bem como causadores de complicações infecciosas no local da
inserção. Quando existe suspeita de colonização no cateter, a ponta do cateter
deve ser cultivada.
TÉCNICAS DE RETIRADA DA PONTA DE CATETER
Cultura semi-quantitativa (Método de Maki) da ponta de cateter é
importante para determinar a relação entre colonização do cateter e sepsis. O
resultado obtido, entretanto, depende de técnicas de retirada adequadas.
Deve ser salientado que os mesmos cuidados de desinfecção utilizados
na introdução do cateter devem ser adotados no momento da retirada. São
eles:
Lavar as mãos e utilizar luvas estéreis.
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Fazer uma rigorosa anti-sepsia da pele ao redor do cateter com álcool
70%.
Remover o cateter e, assepticamente, cortar 5 cm (NÃO MAIS QUE
ISSO) da parte mais distal, ou seja, a que estava mais profundamente
introduzida na pele. Não usar tesouras embebidas em soluções anti-sépticas.
Colocar o pedaço do cateter num frasco estéril, sem meio de cultura
Cateteres aceitáveis para cultura semi-quantitativa: Central, Hickman,
arterial, umbilical e Swan-Ganz.
Identificar o frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao
laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
O material deve ser transportado imediatamente ao laboratório evitando
sua excessiva secagem.
A presença de um número maior ou igual a 15 colônias de um único tipo
de bactéria sugere que a ponta de cateter pode estar sendo fonte de infecção.
COLETA DE URINA
CRIANÇAS
Assepsia rigorosa prévia dos genitais com água e sabão neutro, e
posterior secagem com gaze estéril. A coleta deve ser feita pela manhã,
preferencialmente da primeira micção do dia, ou então após retenção vesical
de duas a três horas.
TÉCNICA DE COLETA
O Ideal é jato intermediário (jato médio) espontâneo. Bem indicado em
crianças que urinam sob comando, usado também em lactentes.
Em lactentes em que não se consegue coletar através do jato médio,
pode-se usar o saco coletor de urina estéril, porém a troca deve ser realizada
de 30 em 30 minutos e, ao trocar o coletor, refazer a assepsia.
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Aspirar a urina de dentro do saco coletor com uma seringa, Após coleta
colocar em frasco estéril e enviar ao laboratório.
Identificar o frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao
laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
Encaminhar ao laboratório em até 30 minutos.
ADULTOS SEXO FEMININO
A coleta de amostras do sexo feminino deve ser supervisionada
pessoalmente por uma enfermeira ou auxiliar treinada. A coleta deve ser feita
pela manhã, preferencialmente da primeira micção do dia, ou então após
retenção vesical de duas a três horas.
TÉCNICA DE COLETA
Afastar os grandes lábios com uma das mãos e continuar assim
enquanto fizer a higiene e coleta do material.
Usar uma gaze embebida em sabão neutro, lavar de frente para trás e
certificar-se que está limpando por entre as dobras da pele, o melhor possível.
Enxaguar com uma gaze umedecida com água, sempre no sentido de
frente para trás.
Continuar afastando os grandes lábios para urinar. O primeiro jato de
urina deve ser desprezado no vaso sanitário.
Colher o jato médio urinário no frasco fornecido pela enfermagem (um
pouco mais da metade do frasco). Evite encher o frasco.
Fechar bem o frasco e caso haja algum respingo na parte externa do
frasco, realizar desinfecção com álcool 70%.
Identificar o frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao
laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
Encaminhar ao laboratório em 30 minutos.
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ADULTOS SEXO MASCULINO
A coleta deve ser feita pela manhã, preferencialmente da primeira
micção do dia, ou então após retenção vesical de duas a três horas.
TÉCNICA DE COLETA
Usar uma gaze embebida em sabão neutro, lavar prepúcio com
movimento circulares e certificar-se que está limpando por entre as dobras da
pele, o melhor possível.
Enxaguar com uma gaze umedecida com água.
O primeiro jato de urina deve ser desprezado no vaso sanitário.
Colher o jato médio urinário no frasco fornecido pela enfermagem (um
pouco mais da metade do frasco). Evite encher o frasco.
Fechar bem o frasco e caso haja algum respingo na parte externa do
frasco, realizar desinfecção com álcool 70%.
Identificar o frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao
laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
Encaminhar ao laboratório em até 30 minutos.
PACIENTES CATETERIZADOS COM SISTEMA DE DRENAGEM FECHADA
Lavar as mãos e utilizar luvas de procedimento.
Friccionar álcool 70% no dispositivo da sonda vesical de demora próprio
para punção.
Colher a urina puncionando-se o local indicado na extensão do saco
coletor de urina, aspirando com agulha e seringa. Após coleta colocar em
frasco estéril.
Não colher a urina da bolsa coletora.
No pedido laboratorial deverá constar que o paciente está cateterizado.
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Identificar o frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao
laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
Encaminhar ao laboratório em até 30 minutos.
Observações importantes
Não realizar cultura de ponta de sonda vesical, porque o crescimento
bacteriano representa a flora da uretra distal.
Na suspeita de infecção urinária relacionada à sondagem vesical, com
possibilidade de sacar a mesma, recomenda-se cultura de urina após 48 horas
da retirada da sonda na monitorização de processos infecciosos. Uroculturas
realizadas antes deste período podem fornecer resultados positivos sem que
eles estejam, necessariamente, associados à infecção.
COLETA DE ESCARRO
Existem ocasiões em que o paciente deve participar ativamente da
coleta de material, como no caso do escarro. A melhor coleta é feita sob a
supervisão direta da equipe de enfermagem ou do fisioterapeuta.
Lembrar que este material não é considerado ideal para avaliação
microbiológica do trato respiratório.
TÉCNICAS DE COLETA
Orientar o paciente da importância da coleta do escarro e não da saliva.
Colher somente uma amostra por dia, se possível o primeiro escarro da
manhã, antes da ingestão de alimentos.
Orientar o paciente para escovar os dentes, somente com água (não
utilizar pasta dental) e enxaguar a boca várias vezes, inclusive com gargarejos.
Respirar fundo várias vezes e tossir profundamente, recolhendo a
amostra em um frasco de boca larga, caso haja algum respingo na parte
externa do frasco, realizar desinfecção com álcool 70%.
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Encaminhar imediatamente ao laboratório.
Na suspeita de infecção por micobactérias ou fungos, coletar pelo
menos três amostras, em dias consecutivos (somente uma amostra por dia).
Em caso de pacientes com dificuldades para escarrar, esta amostra
poderá ser induzida por inalação.
COLETA DE SECREÇÃO OU ASPIRADO TRAQUEAL
A coleta deste material é realizada em pacientes utilizando tubo
endotraqueal e traqueostomizados, através de sonda de aspiração. Os
resultados microbiológicos dessas amostras podem refletir colonização local,
sendo a interpretação clínica extremamente complicada.
TÉCNICAS DE COLETA
Lavar as mãos e utilizar luvas de procedimento.
Na sua mão dominante, utilizar luva estéril
Faça a aspiração da secreção acumulada na traquéia e despreze.
Conecte o “bronquinho” em uma nova sonda de aspiração e tente obter
aproximadamente 2 ml de secreção, sempre de maneira asséptica.
Se necessário, utilize solução fisiológica para diluir a secreção muito
espessa, mas utilize a menor quantidade possível.
Não abra o “bronquinho”. Fechar bem o frasco e caso haja algum
respingo na parte externa do frasco, realizar desinfecção com álcool 70%.
Identificar o frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao
laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
Encaminhar ao laboratório em até 30 minutos.
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COLETA DE SECREÇÃO DE FERIDAS, ABSCESSOS E EXSUDATOS
O termo “secreção de ferida” não é apropriado como informação da
origem do material coletado. O sítio anatômico específico, bem como as
informações adicionais (material de ferida superficial ou profunda), são
extremamente valiosos para o laboratório, auxiliando na interpretação dos
resultados.
Lavar as mãos e utilizar luvas de procedimento.
Proceder à limpeza do sítio a ser coletado com solução fisiológica.
Coletar o material purulento localizado na parte mais profunda da ferida,
utilizando-se, de preferência, aspirado com seringa e agulha. Quando a punção
com agulha não for possível, aspirar o material somente com seringa tipo
insulina.
Swabs devem ser evitados. Só devem ser utilizados quando os
procedimentos acima citados não forem possíveis. A escarificação das bordas
após anti-sepsia pode produzir material seroso que é adequado para cultura.
Identificar a seringa ou frasco com todas as informações padronizadas e
enviar ao laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente
preenchida. Indicar precisamente o local de onde foi colhida a secreção.
Encaminhar ao laboratório imediatamente.
Observações:
A descontaminação da superfície das lesões ou abscessos abertos,
antes da coleta do material, é crítica para interpretação do resultado.
Não coletar o pus emergente. O material das margens da lesão e a parte
mais profunda do sítio escolhido são mais representativos e possuem maior
viabilidade de microrganismos.
A cultura de lesões secas e crostas não é recomendada, a menos que a
obtenção de exsudato não seja possível.
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A coleta de ferida de queimadura deve ser realizada após extensa
limpeza e debridamento da lesão. Biópsia da pele é a técnica mais
recomendada.
COLETA DE SECREÇÃO OCULAR
As culturas deverão ser coletadas antes da aplicação de antibióticos,
soluções, colírios ou outros medicamentos.
Lavar as mãos e usar luvas de procedimento.
Desprezar a secreção purulenta superficial e, com swab colher o
material da parte interna da pálpebra inferior.
Identificar
corretamente
a
amostra
e
enviar
imediatamente
ao
laboratório, evitando a excessiva secagem do material.
COLETA DE FEZES
Devem ser coletadas no início ou fase aguda da doença, quando os
patógenos estão usualmente presentes em maior número e, preferencialmente,
antes da antibioticoterapia.
Lavar as mãos, usar luvas de procedimento.
Coletar as fezes e colocar em um frasco estéril em quantidade
equivalente a uma colher de sobremesa. Preferir sempre as porções mucosas
e sanguinolentas.
Identificar o frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao
laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
Encaminhar ao laboratório em 30 minutos.
SWAB RETAL
Usar swab de algodão, certificando-se de que a ponta da haste que
suporta o algodão está bem revestida.
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Lavar as mãos, usar luvas de procedimento.
Inserir o swab no esfíncter retal, fazendo movimentos rotatórios (sem
contaminar com fezes).
Identificar o frasco com todas as informações padronizadas e enviar ao
laboratório juntamente com a solicitação médica devidamente preenchida.
Encaminhar ao laboratório em 30 minutos.
REFERÊNCIAS
APECIH – Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção
Hospitalar. Monografia: Manual de Microbiologia Clínica Aplicada ao
Controle de Infecção Hospitalar. São Paulo, APECIH, 2004.
Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. Manual de
Procedimentos Básicos em Microbiologia Clínica para o Controle de
Infecção em Serviços de Saúde. Módulo III: Procedimentos Laboratoriais:
da Requisição do Exame à Análise Microbiológica, Brasília, 2004.
Murray, P.R., Baron, E.J., Pfaller, M.A., Tenover, F.C. and Yolken, R.H.
Manual of Clinical Microbiology, 8th ed., American Society for Microbiology,
Washington, D.C. 2003.
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RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA À SAÚDE
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5. PREVENÇÃO DA INFECÇÃO DA CORRENTE SANGUÍNEA
RELACIONADA A CATETERES
Os cateteres intravasculares são dispositivos de grande importância no
cenário da assistência à saúde.
As vantagens proporcionadas pela utilização dos cateteres somam-se as
complicações que podem advir de seu uso, entre elas, realçamos as infecções
de sítio de inserção, as infecções de corrente sanguínea, as tromboflebites
sépticas, endocardites e outras infecções metastáticas (osteomielite, abscesso
cerebral, endoftalmite, etc.).
A incidência das complicações varia consideravelmente conforme o tipo
de cateter, a frequência de manipulação, o tempo de permanência e os fatores
relacionados ao paciente.
Para minimizar os riscos de infecções para os pacientes e diminuir o custo
associado com as complicações, uma série de recomendações baseadas em
evidências foram elaboradas.
DEFINIÇÕES
•
Cateter venoso central: podem ser de curta permanência, como os
utilizados em unidades de terapia intensiva (mono lúmen, duplo lúmen, SwanGanz ou de hemodiálise) ou de longa permanência, utilizados em pacientes
com terapia EV prolongada ou na infusão de quimioterápicos. Estes podem ser
semi-implantáveis ou totalmente implantáveis, apresenta menor risco de
infecção quando comparados aos de curta permanência.
•
Cateter periférico: são os mais comumente usados (“escalpe” e o
“butterfly”). São inseridos em sítio venoso por punção direta, diferentemente
das flebotomias, que são realizadas por dissecção venosa, em algumas
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ocasiões podem ser projetados até localização central e apresentam maiores
riscos de infecção.
Os cateteres periféricos também podem ser inseridos em artérias, com a
finalidade de monitorização de pressão arterial média.
Cateter
•
central
de
inserção
periférica
(PICC):
inseridos
perifericamente por profissional habilitado, apresentam baixo risco de infecção,
são de localização central e podem ser mantidos por longos períodos de
tempo.
Sinais de infecção do sítio de inserção de cateter: eritema maior que
•
2 cm de diâmetro, calor e secreção purulenta no sítio de inserção do cateter na
pele.
•
Colonização
do
cateter
venoso
central:
crescimento
de
microrganismos na luz ou superfície externa do cateter sem causar infecção no
paciente.
•
Infecção da corrente sanguínea relacionada a cateter: diagnostico realizado
pelo isolamento de um mesmo agente no cateter (>15ufc) e na hemocultura,
depois de excluída infecção em outros sítios (pulmão, urina, etc.).
PATOGÊNESE
DA
INFECÇÃO
DA
CORRENTE
SANGUÍNEA
RELACIONADA A CATETERES
A migração de organismos da pele para o sítio de inserção do cateter,
com subseqüente colonização da ponta do cateter é a rota mais comum de
infecção para os cateteres de curta duração inseridos perifericamente.
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A contaminação da conexão do cateter, geralmente através dos
profissionais da assistência, levando à colonização interna do cateter por
migração de microrganismos é outra forma comum de colonização e ICSRC.
Outras formas descritas de patogênese, menos comuns, são soluções
contaminadas que são infundidas inadvertidamente pelo cateter, disseminação
hematogênica de bactérias por focos distantes e contaminação do cateter
antes da sua inserção, durante procedimento de re-esterilização ou até de
fabricação.
Os mecanismos de contaminação podem ser potencializados na sua
propriedade de gerar infecção quando se consideram os fatores de risco
inerentes
aos
cateteres
venosos
centrais,
peculiaridades
de
certo
microrganismos e a doença de base do paciente, como exemplos podemos
citar:
•
Tempo de cateterização;
•
Técnica de manipulação do sistema;
•
Tipo de material do qual o cateter é feito: cateteres de polivinil e
polietileno são mais suscetíveis à aderência de microrganismos que os de
teflon, poliuretano ou silicone;
•
Capacidade de aderência de certos microrganismos, como S. aureus e
S. coagulase negativo, que também têm a capacidade de produzir biofilme
(barreira protetora contra fagocitose do organismo);
•
Presença de múltiplos lumens;
•
Gravidade da doença de base;
•
Local de inserção do cateter.
RECOMENDAÇÕES
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A - Escolha do local
Punção venosa periférica: dar preferência aos membros superiores
•
evitando os locais de dobras cutâneas;
Punção venosa central: ordem de preferência (veia subclávia > veia
•
jugular > veia femoral).
B - Anti-sepsia:
Cateter periférico:
•
Lavar as mãos, usar luvas de procedimento;
•
Fazer anti-sepsia da pele do paciente com álcool 70%.
Cateter venoso central:
•
Fazer anti-sepsia rigorosa das mãos com solução anti-séptica
degermante (PVP-I 10% ou clorexidina degermante 2%) antes da inserção
do cateter central;
•
Realizar anti-sepsia da pele do paciente, (após limpeza com água e
sabão
ou
solução
degermante),
com
clorexidina
alcoólica
0,5%
preferencialmente, também pode ser usado álcool 70% ou PVPI alcoólico
ou tópico 10% na ausência dos anteriores;
•
Utilizar barreira máxima estéril, ou seja, luvas estéreis, máscara, gorro,
avental e campos estéreis para passagem de acesso venoso central,
cateter umbilical, cateter central de inserção periférica e flebotomias;
•
Utilizar um check list para garantir a aderência do profissional às
medidas de prevenção de infecção;
•
Padronizar um kit com todos os equipamentos e materiais necessários
para a passagem adequada do dispositivo.
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C - Manipulação dos cateteres venosos centrais:
•
Não se recomenda a coleta de sangue para exames laboratoriais
através do cateter;
•
Não desobstruir o cateter (aspirar coágulo);
•
Proteger o cateter durante o banho para não molhar;
•
Lavar as mãos antes e após a inserção e manipulação dos cateteres;
•
Desinfetar hubs e conectores com álcool 70% antes da manipulação;
•
Nos cateteres semi-implantáveis, após a infusão de medicamentos ou
sangue, o cateter deve ser lavado com soro fisiológico, pode-se usar
heparina na luz do cateter durante o intervalo entre o seu uso (até por três
semanas);
•
Para cateteres implantáveis evitar a infusão ou extração de sangue
(dano ao equipamento), utilizar luvas estéreis e realizar anti-sepsia da pele
com clorexidina alcoólica a 0,5% antes de inserir a agulha no dispositivo,
trocar a agulha (agulha de Huber) a cada 2dias e para agulhas especiais
(semelhantes ao escalpe) a cada 7dias;
•
Avaliar diariamente a necessidade de manutenção do cateter.
D - Curativos no sítio de inserção:
▪
Para cateteres não-tunelizados, trocar adesivos transparentes a cada
sete dias e curativos com gaze a cada 24 horas e sempre que o curativo
estiver molhado ou houver sujidade em ambos os casos;
▪
Após a limpeza da pele, proceder à desinfecção com álcool 70% ou
clorexidina alcoólica à 0,5% a cada troca de curativo;
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▪
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O uso de pomada com antimicrobianos pode danificar o material do
cateter e induzir resistência antibiótica, sendo por isso contra-indicada;
▪
Para cateteres de longa permanência semi-implantáveis o curativo deve
ser diário até a cicatrização da pele. Após a cicatrização do túnel não é
necessário fazer curativo;
▪
Para cateteres de longa permanência totalmente implantáveis o curativo
não precisa ser feito enquanto o cateter não está sendo usado e após a
infusão do medicamento o cateter deve ser lavado com soro fisiológico
antes da retirada da agulha.
E - Troca de cateter:
a.
Cateteres venosos periféricos: taxas de flebites para cateteres venosos
periféricos são semelhantes para cateteres inseridos por 72h, assim,
recomendamos a troca rotineira a cada 72h.
b.
Cateter venoso central (CVC), cateter venoso central de inserção
periférica (PICC) e cateter de hemodiálise: não há necessidade de realizar
trocas periódicas. Pode-se manter o cateter por tempo indeterminado e trocá-lo
apenas na presença de déficit de função.
F - Cuidados com os líquidos e sistemas de infusão (equipo, bureta,
extensor e torneirinha):
•
Usar técnica asséptica no preparo de soluções, administrar
imediatamente após o preparo ou refrigerar se recomendado pelo
fabricante;
•
Anti-sepsia com álcool 70% ao abrir frascos de soro e de
medicamentos;
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•
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Observar: turvação, fendas e perfurações, vedação e perda de
vácuo, data de validade;
•
Manter o sistema de infusão sempre fechado;
•
Administrar medicações em local próprio (injetor lateral, torneirinhas,
extensões) com anti-sepsia prévia das conexões com álcool 70%;
•
Trocar equipos simples, buretas, extensões, torneirinhas e outros
dispositivos a cada 72 horas quando em infusão contínua;
•
Trocar equipos simples sempre que ocorrer refluxo de sangue e no
caso de infusões intermitentes a cada infusão (não reutilizar o equipo
desconectado);
•
Troca
equipos
utilizados
para
infusão de
NPT,
sangue e
hemoderivados a cada infusão ou máximo em 24h se em infusão continua.
COLETA DE CULTURAS
•
Sempre que houver suspeita de infecção relacionada a cateter de
natureza sistêmica (não restrita ao local), colher imediatamente após a
retirada do cateter dois frascos de hemocultura de veia periférica, de locais
diferentes e encaminhar a ponta do cateter (extremidade distal do cateter)
para cultura (maior do que 5 cm).
•
Não há indicação para cultura da ponta do cateter venoso central na
rotina, exceto se houver evidências de infecção.
REFERÊNCIAS
•
Jonas Marschall, MD; Leonard A. Mermel, DO, ScM; David Classen et
all. Strategies to Prevent Central Line-Associated Bloodstream Infections in
Hospital São Paulo
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RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA À SAÚDE
Página: 65/240
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2008, Vol. 29, Supplement 1.
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CDC. Guidelines for the Prevention of Intravascular Catheter-Related
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Veenstra DL, Saint S, Saha S, Lumley T, Sullivan SD. Efficacy of
antiseptic-impregnated central venous catheters in preventing catheterrelated bloodstream infection: a meta-analysis. JAMA 1999; 281:261-7.
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Mermel LA. Prevention of intravascular catheter-related infections. Ann
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Veenstra DL, Saint S, Saha S, Lumley T, Sullivan SD. Efficacy of
antiseptic-impregnated central venous catheters in preventing catheterrelated bloodstream infection: a meta-analysis. JAMA 1999; 281:261--7.
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6. PREVENÇÃO DA INFECÇÃO DO TRATO URINÁRIO RELACIONADA À
ASSISTÊNCIA À SAÚDE
Conceitualmente, infecção do trato urinário relacionada a cateter/sonda
vesical ocorre em pacientes que estão com cateter vesical locado ou cujo
dispositivo foi retirado nas últimas 48 horas. A infecção do trato urinário (ITU)
refere-se à bacteriúria em pacientes com sintomas urinários sem outros focos
atribuíveis.
Bacteriúria sintomática associada a cateterismo vesical é a infecção
relacionada à assistência à saúde mais comum do mundo, compreendendo
mais de 40% de todas as infecções adquiridas em instituições.
Cerca de 70% a 88% dos casos de ITU ocorrem em pacientes
submetidos a cateterismo vesical e 5% a 10% em pacientes após cistoscopias
ou procedimentos cirúrgicos com manipulação do trato urinário.
A simples introdução da sonda vesical causa, em 6,5% dos pacientes,
bacteremias transitórias. A ITU pode levar a infecção da corrente sanguínea
nosocomial e, associar-se com maior morbidade, mortalidade e aumento dos
custos.
Por sua significância e conseqüências, devem ser adotadas medidas
preventivas para a ITU. A infecção urinária relacionada a cateterismo vesical é
a mais previsível das infecções relacionadas a procedimentos invasivos.
CONCEITOS IMPORTANTES
Epidemiologia e Fisiopatogenia
O risco de aquisição de ITU depende do método e da duração da
cateterização, da qualidade do cuidado ao cateter e da susceptibilidade do
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paciente. A adoção do sistema de drenagem fechado permitiu melhores
resultados, mas o risco ainda é considerável.
A duração do cateterismo é fator relevante para ocorrência de ITU. A
incidência de bacteriúria por dia de cateterização é de 3% a 10%, chegando a
50% até o 15° dia e quase 100% em 30 dias. Entre pacientes com bacteriúria,
20% a 30% desenvolverão sintomas de ITU, o que corresponde de 2% a 6,6%
de todos aqueles submetidos a cateterismo. Estima-se que 1% a 4% dos
pacientes com bacteriúria podem desenvolver bacteremia clinicamente
significante, com uma taxa de mortalidade de 10% a 30%.
Vários fatores de risco independentes são conhecidos para ITU
associada a cateteres urinários, dentre eles: cateterização prolongada;
colonização microbiana do saco coletor; diabetes melito; ausência de
antibióticos via sistêmica; sexo feminino; indicação inapropriada da sonda
diferente de drenagem durante cirurgias ou monitoração do fluxo urinário;
creatinina sérica elevada (> 2 mg/dl), desnutrição, outros focos de infecção, uso
de stent ureteral, contaminação na inserção e erros na manipulação do cateter.
A maioria dos germes causadores de ITU origina-se da flora do trato
gastrointestinal, embora a flora vaginal, da pele e a fonte externa por
manipulação do sistema pelo profissional de saúde tenham importância.
O microrganismo alcança as vias urinárias por duas vias:
Via extraluminal: é a mais freqüente; precocemente na inserção do
cateter podem-se deslocar germes da flora da uretra distal para proximal
e a seguir para a bexiga estéril ou tardiamente pela ascensão do
organismo entre a superfície externa do cateter e a mucosa uretral.
Via intraluminal: por refluxo até o lúmen do cateter após
contaminação do saco coletor ou por violação do sistema fechado de
drenagem.
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Além disso pode ocorrer adesão microbiana no dispositivo com
formação do biofilme que além de proteger os germes do fluxo urinário pode
reduzir a penetração do antibiótico.
MEDIDAS DE CONTROLE
a.
Indicações do cateterismo urinário
Só deve ser utilizado quando houver indicação absoluta do seu uso:
•
Pacientes que requerem controle acurado do débito urinário;
•
Pacientes com retenção urinária aguda, ou obstrução ao fluxo;
•
No
perioperatório
de
determinados
procedimentos
cirúrgicos
(cirurgias urológicas ou em estruturas contíguas ao trato genitourinário,
procedimentos de longa duração);
•
Previsão de uso de grande quantidade de fluidos endovenosos ou de
diuréticos durante cirurgias;
•
Pacientes incontinentes e com escaras sacrais e/ou perineais;
•
Pacientes que necessitam de imobilização prolongada.
A sonda vesical não deve ser utilizada em casos de incontinência isolada,
pós operatórios prolongados em que não constem indicações precisas e nem
como forma de obtenção de amostras de urina em pacientes com diurese
espontânea. Para alguns pacientes, outros métodos de drenagem vesical
devem ser considerados: cateterização suprapúbica, cateterização intermitente
ou uso de coletores externos (condons).
b.
Cuidados na inserção dos cateteres urinários
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•
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Somente pessoal treinado na técnica correta de inserção asséptica
da sonda vesical deverá fazê-la;
•
O treinamento do pessoal e a revisão da técnica correta empregada
na utilização dos cateteres urinários deverão ser feitos periodicamente;
•
O cateter deverá ter o menor calibre que possibilite um bom fluxo;
•
Lavagem das mãos com água e sabão deverá ser realizada
imediatamente antes e após sondagem ou manipulação de quaisquer
componentes do conjunto cateter/coletor urinário;
•
Realizar higienização da região perineal com água e sabão usando
luva de procedimento. A seguir realizar degermação das mãos com
PVPI ou Clorexidina;
•
Luvas estéreis, gazes, esponjas e solução aquosa de PVPI deverão
ser utilizadas na anti-sepsia periuretral (do meato para periferia), e um
lubrificante estéril (vaselina ou pasta de lidocaína) na inserção da
mesma; Aceita-se técnica limpa para a cateterização intermitente em
pacientes crônicos;
•
Deve-se fixar o cateter apropriadamente após a inserção.
c.
Cuidados na manutenção dos cateteres urinários
•
O sistema utilizado no cateterismo urinário de pacientes com sondas
vesicais de demora deverá ser fechado ao meio ambiente, estéril e
manter um fluxo urinário;
•
O cateter urinário deverá sempre ser mantido acima do solo e o saco
de drenagem abaixo do nível da bexiga;
•
O coletor deve ser esvaziado regularmente em recipiente próprio e
individual sem contato direto com este, através de dispositivo de
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drenagem, seguindo o roteiro: lavagem de mãos - luva de procedimento
- esvaziar individualmente o saco coletor - lavar o frasco - tirar luvas lavagem de mãos;
•
Devem ser substituídos: quando ocorrer a violação do sistema e
contaminação do mesmo; na presença de grande quantidade de
resíduos; presença de incrustações na ponta do cateter; mau
funcionamento do cateter; obstrução do sistema;
•
Desconexões não poderão ocorrer, e, caso seja necessário à
realização de irrigação, deverá ser utilizada preferencialmente cateteres
de três vias;
•
Meato uretral deverá ser mantido limpo, com água e sabão, sem
cuidados adicionais. O uso de anti-sépticos ou antimicrobianos locais
não provou ser eficaz na prevenção de ITU.
Não há dados suficientes disponíveis que suportem o uso de cateteres
impregnados com antibióticos como forma de prevenção de ITU em
pacientes sondados.
d.
Irrigação
•
Irrigação deverá ser evitada a menos que uma obstrução seja
antecipadamente esperada como em cirurgias urológicas que cursam
frequentemente com sangramento;
•
Devem-se utilizar preferencialmente sondas de três vias e técnicas
assépticas no manuseio da conexão cateter - coletor ou da via de
irrigação;
•
Uma seringa com grande volume de solução estéril deverá ser
utilizada na desobstrução e depois descartada;
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Se o cateter urinário ficar continuamente obstruído, necessitando de
•
contínuas irrigações, proceder à troca ou retirada.
e.
Coleta de urina
•
Pequenos volumes deverão ser coletados com agulha e seringa
estéril nos dispositivos próprios, após desinfecção com álcool 70% dos
mesmos;
Quando necessários grandes volumes urinários poderão ser
•
coletados do saco coletor pelo dispositivo de drenagem.
f.
Outras medidas
Os cateteres urinários não devem ser trocados com periodicidade
previamente estabelecidos;
A separação espacial dos pacientes com e sem cateter, não foi
comprovada eficaz na prevenção de ITU;
Monitoração rotineira com exames bacteriológicos em tempos
regulares não é recomendável, pois aumentam os custos do sistema de
saúde sem benefício para o paciente. A observação clínica, no entanto,
deve ser rigorosa.
REFERÊNCIAS
•
Gould CV, et al, Healthcare Infection Control Practices Advisory
Committee (HICPAC): Guideline for Prevention of Catheter-Associated
Urinary Tract Infections 2009. Infect Control Hosp Epidemiol. 2010; 30: 319326
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Associated Urinary Tract Infections in Adults. Clin. Infect Dis 2010; 50:625663.
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Stamm WE, Martin SM, Bennett JV. Epidemiology of nosocomial
infections due to gram-negative bacilli: Aspects relevant to development and
use of vaccines. J Infect Dis 1997; 136S:S151-S160.
•
Sullivan NM, et al. Clinical aspects of bacteremia after manipulation of
the genitourinary tract. J Infect Dis 1973; 127:49-55.
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Maki DG, et al. Engeneering out the risk for infection with urinary
catheter. Emerging Infectious Diseases 2001; 7(2):342-47.
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7. PREVENÇÃO DA PNEUMONIA RELACIONADA À ASSISTÊNCIA À SAÚDE
A pneumonia associada/relacionada à assistência à saúde (PAAS),
antigamente conhecida como pneumonia nosocomial ou hospitalar, é
complicação frequente em pacientes hospitalizados, principalmente naqueles
que permanecem em unidade de terapia intensiva (UTI). Sua prevalência
estimada varia entre 10 a 65%, sendo que os pacientes sob suporte ventilatório
invasivo apresentam um risco maior entre 6 a 20 vezes.
Uma das formas de PAAS é a pneumonia associada a ventilação
mecânica (PAV). Esta é a mais comum e fatal infecção relacionada à
assistência à saúde das UTIs. Sua incidência está entre 9 e 27% dos pacientes
intubados, e é associada a mortalidade em 30 a 50% dos casos, dobrando os
riscos de óbito comparados com pacientes sem PAV.
A PAAS aumenta o tempo de hospitalização, gerando maior morbidade,
mortalidade e custos, sendo importante, portanto, entender os fatores de risco
determinantes para tal patologia e aplicar estratégias para sua prevenção.
A proposta deste capítulo é apresentar as novas recomendações sobre
prevenção das pneumonias bacterianas associadas à assistência à saúde
(PAAS).
MEDIDAS DE CONTROLE
Prevenção da pneumonia bacteriana associada à assistência à saúde
•
Educação e vigilância
A educação do profissional de saúde sobre epidemiologia e medidas de
controle de infecções bacterianas configura importante medida preventiva.
Para se realizar a vigilância e coleta de dados, principalmente nas
unidades com maior risco de desenvolvimento das PAAS (por exemplo,
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unidades de terapia intensiva), faz-se necessário o conhecimento dos critérios
diagnósticos para identificação da patologia, incluindo os microrganismos
responsáveis pela infecção e dados de susceptibilidade antimicrobiana,
fornecidos pelo National Nosocomial Infections Surveillance (NNIS/CDC).
Na ausência de objetivos epidemiológicos, clínicos ou de controle de
infecções, não se recomenda culturas de vigilância de rotina nos equipamentos
de suporte ventilatório, testes de função pulmonar ou em dispositivos da
anestesia.
Prevenção de transmissão de microrganismos
Esterilização ou Desinfecção e manutenção dos equipamentos
Recomenda-se a realização de desinfecção ou esterilização de
equipamentos do suporte ventilatório, como a esterilização em autoclave ou
desinfecção de alto nível para artigos semi-críticos (artigos que entram em
contato com pele não íntegra ou mucosa íntegra) não sensíveis ao calor.
Preferencialmente, usar água estéril para enxágue de artigos semi-críticos
após desinfecção. Entretanto, quando for indisponível a água estéril, podem ser
utilizados água filtrada ou água proveniente da torneira, realizando um rinse
com álcool 70% e secagem com ar comprimido. Se o hospital utilizar filtros
higroscópicos, a troca pode ser feita somente quando apresentar problemas
em seu funcionamento ou sujidade visível, porém, na ausência desse sistema,
recomenda-se a troca a cada 7 dias.
Ventiladores
Não é recomendado realização de esterilização ou desinfecção da parte
interna dos ventiladores..
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Circuitos respiratórios
Recomenda-se a troca do circuito quando apresentar problemas em seu
funcionamento ou sujidade visível nos casos em que se utiliza filtro
higroscópico, caso contrário, a troca deverá ser feita a cada 7 dias. Quanto ao
uso de fluídos nos umidificadores, recomenda-se água estéril. O manuseio dos
umidificadores de oxigênio deve seguir as orientações do fabricante.
Nebulizador de pequeno volume e tendas de oxigênio
Recomenda-se a limpeza e desinfecção durante o tratamento no mesmo
paciente, com a realização de rinse com água estéril e secagem com sistema
de ar após a desinfecção entre cada utilização. Quando se tratar de outro
paciente, realizar desinfecção de alto nível para prevenir transmissão de
microrganismos. O uso de água estéril para a nebulização e dispensação do
fluído de forma asséptica são medidas preventivas.
O uso preferencial de sistema de dose unitária para a medicação
administrada via aerossol evita o excesso de manipulação do fármaco e diminui
a contaminação.
No uso de tendas de oxigênio entre pacientes diferentes, requer
esterilização ou desinfecção de alto nível. Quando se trata do mesmo paciente,
pode-se realizar a limpeza com água e sabão neutro.
Outros dispositivos de suporte respiratório
Recomenda-se a esterilização ou desinfecção de alto nível do ambu,
respirômetros e sensores térmicos de ventiladores, quando usados em
pacientes diferentes.
Equipamentos de anestesia
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Assim como no caso dos ventiladores em unidades de terapia intensiva,
a porção interna dos equipamentos de suporte respiratório invasivo da
anestesia não deve ser esterilizada.
Entre pacientes diferentes, realizar a limpeza, desinfecção de alto nível
ou esterilização dos equipamentos reutilizáveis na assistência durante a
anestesia (por exemplo, máscara facial), de acordo com as recomendações do
fabricante do produto. Não se estabeleceu a freqüência da limpeza e
desinfecção de válvulas unidirecionais e da “cal sodada”.
Equipamentos para teste de função pulmonar
Quanto à parte interna dos equipamentos, recomenda-se não esterilizar
ou não realizar desinfecção de alto nível. Quanto ao bocal e filtro do
espirômetro, recomenda-se a troca destes dispositivos entre pacientes.
Prevenção da transmissão bacteriana entre indivíduos
Precauções padrão
Recomenda-se a realização da higiene das mãos antes e após contato
com o paciente, antes e após uso de luvas para manipular membrana mucosa
e secreção respiratória.
Quanto ao paciente com traqueostomia: realizar os procedimentos sob
condições assépticas, assim como a troca do tubo de traqueostomia por um
material submetido à esterilização ou desinfecção de alto nível. Quanto à
realização de traqueostomia precoce ou tardia, as evidências demonstram não
haver diferença significativa quanto à incidência de PAV.
Nas situações em que se faz necessário à aspiração de secreções
respiratórias, não se tem recomendação quanto ao uso preferencial de sistema
de aspiração fechado ou aberto. Se o sistema de aspiração for aberto,
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recomenda-se o uso de material estéril. A aspiração deve ser realizada quando
necessário, não sendo preconizados horários pré-estabelecidos.
O líquido
utilizado para a remoção das secreções deve ser estéril e o frasco de colheita
do aspirador deve ser trocado entre pacientes distintos.
Modificando fatores de risco do hospedeiro
Vacinas
No sentido de melhorar a resposta do hospedeiro ao agente infeccioso,
temos o uso de vacinas, como por exemplo, a 23-valente contra pneumonia por
pneumococo. Tal vacina é indicada para maiores de 65 anos e, entre 5 – 64
anos para pacientes com patologia crônica cardiovascular (exceto asma),
diabéticos, alcoolistas, portadores de doença hepática crônica, portadores de
fístulas liquóricas, casos de asplenia anatômica, imunossuprimidos HIV
positivos com mais de 5 anos de idade, portadores de doenças mielo e
linfoproliferativas, insuficiência renal crônica, síndrome nefrótica, neoplasias,
receptores de transplante de medula óssea, de órgãos sólidos, uso de
corticosteróides por longo tempo, indivíduos de casa de apoio.
Quanto a vacina 7-valente, é indicada para crianças com menos de 2
anos e, entre 2 e 5 anos para aqueles com hemoglobinopatias, asplenia
funcional ou anatômica, portadoras de doenças crônicas cárdio-pulmonares
(exceto asma),
fístulas
crianças com infecção pelo HIV, diabéticas, portadores de
liquóricas,
insuficiência
renal
crônica,
síndrome
nefrótica,
imunossuprimidas com quimioterapia, corticosteróides ou transplantadas.
Prevenção de aspiração
O uso preferencial de ventilação não invasiva (exceto nas contraindicações), reduzindo a necessidade de intubação e permanência, além de
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reintubação desnecessária compreende uma das medidas de prevenção.
Quando necessário, o uso preferencial de intubação orotraqueal ao invés de
nasotraqueal.
Recomenda-se a realização de aspiração de secreções acima do cuff
antes de esvaziá-lo por qualquer motivo, manutenção do decúbito entre 30 e
45 º e a verificação rotineira da localização da sonda enteral, no intuito de
evitar o refluxo da dieta e desvios de secreções para vias aéreas. Deve-se
ainda evitar desvio inadvertido de líquidos do circuito para o tubo, ou de volta
para o umidificador.
Outra medida importante na prevenção de aspiração constitui-se em
evitar sedação profunda e constante, assim como o uso de drogas que
deprimem o reflexo da tosse, recomendando-se períodos diários de interrupção
da mesma, o que constitui o despertar diário.
O surgimento de evidências no uso de clorexidina a 0,12% para higiene
oral em pacientes submetidos a cirurgias cardíacas, assim como a limpeza da
orofaringe com ou sem agente anti-séptico em pacientes de UTI e casas de
apoio (com alto risco para desenvolvimento de pneumonia) constituem medidas
preventivas quanto à colonização de orofaringe.
E, finalizando a prevenção de aspiração, permanece assunto não
resolvido a questão do uso preferencial de antagonista H2, sucralfato e outros
antiácidos na profilaxia anti-estresse de sangramento gastrointestinallém disso,
tanto a descontaminação seletiva do trato gastrointestinal e acidificação
gástrica são assuntos não resolvidos quanto a prevenção.
Prevenção pós operatória
A realização de medidas como deambulação precoce e exercícios com
respirômetro durante o pós-operatório apresentam benefícios nos pacientes de
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alto risco: cirurgias de correção de aneurisma abdominal aórtico, cirurgias
torácicas ou de emergência, todas as cirurgias com uso de anestesia geral,
maiores de 60 anos, pacientes dependentes, emagrecimento maior que 10%,
alcoolistas, pacientes com DPOC, ex-tabagista há menos de 1 ano, pacientes
que receberam mais do que 4 unidades de hemoderivados, elevado nível de
uréia (>22mg/dl) ou reduzido nível (<8mg/dl), déficit neurológico residual
(seqüela).
Outros procedimentos profiláticos
Outra medida preventiva constitui-se em manter níveis glicêmicos
adequados. Níveis de glicose entre 80 e 110 mg/dl, diminui a infecção
adquirida no hospital por via hematogênica, reduz a duração da VM, reduz a
permanência na UTI, reduzindo a morbidade e mortalidade em pacientes
cirúrgicos.
Não se recomenda a profilaxia antimicrobiana sistêmica, assim como o
uso de terapia de rotatividade de antimicrobianos como medida preventiva.
A tabela abaixo sintetiza as principais recomendações das diretrizes
atuais do CDC, diferenciadas entre categorias de impacto de evidência: IA
(forte recomendação sustentada por estudos epidemiológicos, clínicos ou
experimentais bem desenhados) e IB (forte recomendação baseada em alguns
estudos epidemiológicos ou clínicos e fortes teorias).
Categoria IA
Educação
envolvimento
Categoria IB
de
profissionais
multidisciplinar
controle de infecções
e
no
Quando realizar intubação, preferir a
via orotraqueal a nasotraqueal
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Estimular anti-sepsia das mãos com
Verificar rotineiramente as sondas
água e sabão e precauções padrão
enterais
Não
No
usar
antimicrobianos
com
objetivo de prevenir pneumonias
pós-operatório,
deambulação
realizar
precoce
e
utilizar
espirômetros para pacientes de alto
risco
Seguir
o
tempo
recomendado
para
de
os
troca
Descartar condensados líquidos do
circuitos
circuito respiratório para não refluir
respiratórios
Usar
no paciente, com uso de luvas
fluido
estéril
para
Trocar cânulas de traqueostomia
nebulizadores de pequeno volume
com técnica asséptica
Equipamentos semi-críticos devem
Não
ser submetidos à esterilização ou
maquinário interno de equipamentos
desinfecção de alto nível, de acordo
de anestesia
esterilizar
ou
desinfetar
o
com as características do material
Uso
de
prevenção
vacina
23-valente
para
de
pneumonias
nos
grupos de alto risco
Usar água estéril para limpeza de
artigos
semi-críticos
após
esterilização. Se impossível, usar
água
filtrada
ou
de
torneira
e
enxaguar com álcool 70% com
secagem posterior
Quando uso de nebulizadores de
pequeno
volume
no
mesmo
paciente, proceder a limpeza com
água estéril, desinfecção e secagem
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8. PREVENÇÃO DA INFECÇÃO DO SÍTIO CIRÚRGICO
Segundo dados do National Nosocomial Infections Surveillance System
(NNIS/CDC – Atlanta) no período entre 1986 e 1996, foram notificadas 15.523
infecções de sítio cirúrgico entre 593.344 cirurgias, sendo a principal causa de
infecção hospitalar entre pacientes cirúrgicos (38%). Estudos americanos
demonstraram que a infecção de sítio cirúrgico resulta em aumento da
permanência hospitalar em 7,3 – 10 dias com um custo adicional por evento
entre U$ 2.000 – 3.152.
O termo infecção de ferida operatória foi substituído por infecção de
sítio cirúrgico (ISC) porque nem toda infecção relacionada à manipulação
cirúrgica ocorre na ferida propriamente dita, mas também nos órgãos e
espaços abordados:
CONCEITOS
Conhecendo a sua importância no cenário das infecções relacionadas à
assistência à saúde, faz-se necessário estabelecer definições para a realização
de adequada vigilância. Na tabela abaixo, são apresentados os critérios
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diagnósticos de acordo com o guideline do CDC de 1999 sobre infecção de
sítio cirúrgico.
Tabela 1. Critérios diagnósticos para Infecção do sítio cirúrgico segundo CDC,
1999
A - Infecção incisional superficial – ocorre nos primeiros 30 dias após o
procedimento e envolve epiderme, derme ou tecido celular subcutâneo e, pelo
menos, 1 dos seguintes achados :
1.
Drenagem purulenta, com ou sem confirmação microbiológica, da
incisão superficial;
2.
Organismos isolados na cultura de fluidos ou tecidos coletados de forma
asséptica da incisão;
3.
Pelo menos 1 dos sinais ou sintomas : dor, calor, rubor, edema e a
incisão é aberta pelo cirurgião de propósito, a menos que a incisão tenha
cultura negativa;
4.
Diagnóstico de infecção pelo cirurgião ou médico assistente
Não reportar como infecção de sítio cirúrgico sutura de abscessos, infecção em
episiotomia ou circuncisão em neonato, infecção em queimaduras, infecção
que se estenda para fáscia ou tecido muscular.
B - Infecção incisional profunda – ocorre nos primeiros 30 dias de pósoperatório se não existir implante no local, caso contrário, 1 ano após cirurgia,
envolvendo fáscia e tecido muscular, com pelo menos 1 dos seguintes achados
:
1.
Drenagem purulenta, mas não do componente órgão ou espaço
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específico;
2.
Deiscência de sutura ou abertura de ferida cirúrgica pelo cirurgião
quando existe pelo menos 1 dos sintomas : febre (>38º C), dor, a menos
que a cultura do local seja negativa;
3.
Abscessos no exame direto, intra-operatório ou observados por métodos
radiológicos;
4.
Diagnóstico de infecção pelo cirurgião ou médico assistente
Observação: notificar infecções que envolvam desde a epiderme até tecido
muscular como infecções incisionais profundas. Notificar infecções de órgão ou
espaço específico que drenam através da incisão como infecção incisional
profunda.
C - Infecção órgão e espaço específico - ocorre nos primeiros 30 dias de
pós-operatório se não existir implante no local, caso contrário, 1 ano após
cirurgia, envolvendo qualquer órgão ou espaço anatômico que foi aberto ou
manipulado durante o ato cirúrgico e pelo menos 1 dos seguintes achados :
1. Drenagem purulenta do dreno locado no órgão ou espaço específico;
2. Organismos isolados em culturas de fluidos ou tecidos obtidos de forma
asséptica no órgão ou espaço específico;
3. Abscesso ou outra evidência de infecção observada no exame direto,
histopatológico, ou radiologia do órgão ou espaço específico;
4. Diagnóstico de infecção pelo cirurgião ou médico assistente
AGENTES ETIOLÓGICOS
Quanto à etiologia, segundo dados do NNISS entre 1990 e 1996 que
notificou 17.671 casos de infecções de sítio cirúrgico, Staphylococcus aureus
foi o agente mais prevalente, seguido dos seguintes agentes: Staphylococcus
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coagulase negativo, Enterococcus spp., Escherichia coli, Pseudomonas
aeruginosa, Enterobacter spp., Proteus mirabilis, Klebsiella pneumoniae,
Candida albicans e Bacterioides fragilis.
As principais fontes são: a microbiota do próprio paciente (pele e
abertura dos tratos colonizados com o maior número de bactérias), a equipe
cirúrgica, os materiais e equipamentos e o ambiente. Focos infecciosos à
distância e procedimentos invasivos colonizados também atuam como
reservatório de microrganismos. Líquidos e matérias contaminadas também
podem estar envolvidos, principalmente em situações onde há quebra de
procedimentos de esterilização.
FATORES DE RISCO PARA INFECÇÃO DE SÍTIO CIRÚRGICO
Os fatores de risco para aquisição de infecção de sítio cirúrgico podem
ser divididos em:
a)
Fatores relacionados ao microrganismo: inóculo bacteriano, presença de
cápsula, capacidade de produzir enzimas, fatores de aderência ao
tecido.
b) Fatores
relacionados
ao
paciente:
extremos
de
idade,
doenças
preexistentes, obesidade, desnutrição, neoplasia, uso de esteróides,
tabagismo, infecções a distância do sítio operatório, estado de portador
nasal de S. aureus.
c) Fatores relacionados ao procedimento cirúrgico: tempo de internação préoperatório, retirada de pelos realizada num período superior a 2 horas antes
do ato cirúrgico, técnica cirúrgica (hemostasia, prevenção de hipotermia,
remoção de tecidos desvitalizados etc), presença de drenos, instrumentais
cirúrgicos
(processamento incorreto, contaminação do instrumental),
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duração da cirurgia, perfuração de luvas, paramentação cirúrgica, equipe
cirúrgica, higiene de mãos, ambiente
Tabela 2. Classificação do tipo de cirurgia segundo seu potencial de
contaminação
Cirurgia
Características
Eletivas, fechadas, sem drenos, sem abordagem de
Limpa
vísceras ocas e sem sinal inflamatório.
Potencialmente
Abordagem de trato genito-urinário, trato respiratório,
Contaminada
trato genito urinário e orofaringe.
Contaminada
Abertas, com inflamação, mas não exsudação
purulenta, trauma recente.
Exsudação purulenta, tecidos desvitalizados, corpos
Infectada
estranhos, contaminação fecal, trauma com atraso
de tratamento
MEDIDAS DE CONTROLE
Pré-operatório
a.
Preparo do paciente
•
Realizar exames pré-operatórios ambulatorialmente, agendar
cirurgias de forma organizada e internar o paciente o menor tempo
possível antes da operação.
•
Identificar e tratar infecções comunitárias antes do procedimento
cirúrgico.
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•
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Se a tricotomia for realmente necessária, limitá-la à área a ser
operada
e
realizá-la
imediatamente
antes
da
cirurgia,
de
preferencialmente com aparelho elétrico ou creme depilatório e no
centro cirúrgico.
•
Controlar a glicemia em todos os pacientes.
•
Encorajar a suspensão do tabagismo ou pelo menos a suspensão
por no mínimo 30 dias antes da cirurgia eletiva.
•
Realizar banho pré-operatório no período de até 6h que
antecedem a cirurgia, devendo ser feito com água e sabão ou
clorexidina degermante a 2%. O uso de anti-sépticos deve ser
reservado para cirurgias de grande porte, implante de próteses ou
situações específicas como surtos.
•
Limpar a região da incisão cirúrgica com solução degermante
antes de realizar a preparação anti-séptica da pele, para remover a
contaminação grosseira.
•
Usar agente anti-séptico apropriado como soluções alcoólicas de
PVP-I ou clorexidina, sem misturar esses dois anti-sépticos.
•
Realizar a anti-sepsia do campo operatório em sentido centrífugo,
circular e grande o suficiente para abranger possíveis extensões da
incisão, novas incisões ou instalações de drenos.
•
Realizar a proteção do campo operatório com campos de tecido
estéreis. Filmes porosos de poliuretano não reduzem risco de
infecção e não dispensam a anti-sepsia da pele.
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•
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Não é necessário alterar/suspender o uso contínuo de corticóides
antes de cirurgias eletivas.
•
Não há recomendação para melhorar o estado nutricional do
paciente apenas para prevenir a infecção do sítio cirúrgico.
•
Colonização nasal por S. aureus foi identificada como fonte de
ISC. No entanto, não é recomendado o uso da mupirocina tópica
nasal no pré-operatório para prevenir infecção, uma vez que o
desenvolvimento de resistência é rápido. Utilizar somente em
situações de surto.
b.
Preparação das mãos e antebraços da equipe cirúrgica
•
Manter unhas curtas e não usar unhas artificiais.
•
Não usar jóias nas mãos ou braços.
•
Limpar abaixo das unhas antes de iniciar a escovação.
•
Realizar escovação de mãos e antebraços por pelo menos 3-5
minutos, utilizando anti-séptico (soluções degermantes de PVP-I ou
clorexidina). Não usar “luva química” ou solventes como álcool e éter
após a anti-sepsia, tanto por fricção como imersão em bacia, uma
vez que há perda de eficácia do anti-séptico com este procedimento.
•
Após a escovação manter os braços em flexão com as mãos para
cima, para que a água escorra dos dedos e mãos para os cotovelos.
Enxugar com compressas estéreis e vestir aventais e luvas estéreis.
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•
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As soluções devem ser utilizadas em dispensadores fixos ou em
escovas-esponja já embebidas. O lavabo utilizado deverá ter torneira
com fechamento sem auxílio das mãos e secagem das mãos deve
ser realizada por meio de compressas estéreis.
c.
Manuseio de pessoal contaminado ou infectado
•
Educar e encorajar pessoal da equipe cirúrgica que apresente
sinais ou sintomas de doenças infecciosas transmissíveis em se
reportar ao supervisor imediato e ao pessoal de saúde ocupacional
para restrições ou afastamento.
•
Afastar do trabalho e colher culturas apropriadas do pessoal que
participa da cirurgia e que apresente lesões cutâneas.
•
Não é recomendado excluir do trabalho o pessoal da equipe
cirúrgica que esteja colonizado por S. aureus ou Streptococcus do
grupo A, a não ser quando relacionadas a surtos por estes
microrganismos.
Intra-operatório
a.
Ambiente da sala cirúrgica
•
A sala operatória deverá estar limpa, com as portas sempre fechadas
(exceto para a passagem de equipamentos, pessoal ou paciente) e a
circulação deverá ser evitada o máximo possível.
•
O uso de ar condicionado de parede ou ventiladores não são
apropriados. Utilizar sistema de ar condicionado central, mantendo
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ventilação com pressão positiva em relação ao corredor, com mínimo de
15 trocas de ar por hora, filtrando-o através de filtros apropriados.
Introduzir o ar pelo teto e retirá-lo perto do chão.
•
Não utilizar raios ultravioletas com o objetivo de prevenir infecção de
sítio cirúrgico.
•
b.
Limitar o número de pessoas na sala cirúrgica.
Limpeza e desinfecção de superfícies
Utilizar um desinfetante aprovado pelo Ministério da Saúde e pelo
•
hospital antes da próxima cirurgia, quando houver contaminação visível
por sangue ou fluídos corpóreos em superfícies ou equipamentos,.
Não realizar limpeza especial ou fechamento de sala cirúrgica após a
•
realização de cirurgias contaminadas ou infectadas.
Não é necessário o estabelecimento de salas exclusivas para cirurgias
•
contaminadas ou limitação de horários para realização destas, uma vez
que as infecções têm origem principalmente endógena.
Não utilizar tapetes porosos na entrada de salas cirúrgicas.
•
c.
Coleta microbiológica
•
Não realizar culturas de rotina do ambiente cirúrgico.
•
Não realizar culturas intra ou pós-operatórias de pacientes, visando
avaliar se houve contaminação da ferida.
d.
Esterilização do instrumental cirúrgico
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•
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Esterilizar todo o material cirúrgico de acordo com as normas
vigentes da instituição. Em caso de suspeita ou evidência de o material
não estar estéril, cabe ao cirurgião e demais profissionais envolvidos
rejeitar o material, notificar e enviá-lo para análise.
•
Realizar esterilização rápida (flash) apenas para itens que serão
utilizados de maneira imediata (ex. reesterelizar um instrumento que foi
inadvertidamente contaminado). Não realizar esterilizações rápidas por
razões de mera conveniência, como uma alternativa para a falta de
materiais de reserva ou para economizar tempo. Não deve ser utilizada
para esterilização de implantes ou próteses.
e.
Roupas e vestimentas cirúrgicas
•
Usar máscara que cubra por total a boca e o nariz quando da entrada
na sala cirúrgica, se a cirurgia estiver por começar, em andamento ou se
houver material cirúrgico exposto, assim como gorros que cubram por
completo cabelos da cabeça e face.
•
Usar gorros que cubram o cabelo por completo.
•
Não há recomendações para se utilizar propés com o intuito de
prevenir infecções, pois são apenas proteção para os calçados dos
profissionais quanto ao sangue e secreções.
•
Proceder a escovação das mãos e antebraços com anti-séptico,
seca-las com compressas estéreis, vestir o avental estéril e calçar as
luvas estéreis a seguir.
•
Utilizar aventais e vestimentas cirúrgicas que sejam barreiras efetivas
caso sejam molhados ou contaminados.
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•
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Trocar vestimentas que se apresentarem visivelmente sujas por
sangue ou material potencialmente contaminante.
•
Não há recomendações de como ou onde lavar roupas utilizadas no
centro cirúrgico, em restringir a utilização de vestimentas exclusivas ao
centro cirúrgico ou cobrir as roupas cirúrgicas quando fora do centro
cirúrgico. Na maioria das instituições, a restrição de uso de roupas tem
como intuito a limitação de circulação de pessoas e o estabelecimento
de disciplinas de trabalho.
f.
Assepsia e técnica cirúrgica
•
Utilizar técnicas assépticas quando da colocação de cateteres
intravasculares, espinhais ou epidurais ou quando da administração de
drogas intravenosas.
•
Seguir as recomendações para profilaxia antimicrobiana em cirurgias.
•
Abrir equipamentos ou soluções estéreis imediatamente antes do
uso.
•
Manusear tecidos delicadamente, realizar hemostasia eficiente,
minimizar a desvitalização dos tecidos e erradicar espaços mortos no
sítio cirúrgico.
•
Utilizar fechamento primário retardado ou deixar a incisão aberta se
considerar que sítio cirúrgico está grosseiramente contaminado.
•
Utilizar drenos fechados a vácuo, colocando o dreno por uma incisão
separada e distante da incisão cirúrgica. Retire o dreno o mais
precocemente possível.
Pós-operatório
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•
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Proteger a ferida com curativo estéril por 24-48 horas de pósoperatório.
•
Lavar as mãos antes e depois da troca de curativo e de qualquer
contato com o sítio cirúrgico.
•
Quando necessário, trocar o curativo e fazê-lo de maneira asséptica.
•
Educar e orientar os pacientes e familiares quanto aos cuidados com
a incisão cirúrgica e os sinais e sintomas de infecção.
•
Não há recomendação específica quanto a manter o curativo oclusivo
por mais de 48h, nem do tempo para banhar/molhar a ferida sem o
curativo.
•
Não há consenso quanto ao tipo de curativo a ser empregado,
podendo ser utilizado curativo simples com gaze.
REFERÊNCIAS
▪
APECIH – Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção
Hospitalar. Monografia: Prevenção da infecção de sítio cirúrgico. São
Paulo, APECIH, 2001
▪
Mangram AJ, Horan TC, Pearson ML, et al. Guideline for prevention
of surgical site infection. Infection Control and Hospital Epidemiology.
1999; 20(4): 247 – 278.
▪
Kluytmans J. Surgical Infections Including Burns. . In: Wenzel RP. ed.
Prevention and Control of Nosocomial Infections. 3th Ed. Baltimore:
Williams & Wilkins; 1997. P 841-87.
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9.
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PROFILAXIA ANTIMICROBIANA EM CIRURGIA
HOSPITAL SÃO PAULO – UNIVERSIDADE FEDERAL DE SÃO PAULO
O emprego profilático de antibióticos restringe-se ao uso de um agente
antimicrobiano na ausência de um processo infeccioso estabelecido.
“Prophylaxis”, palavra de origem grega, designa exatamente o sentido da
profilaxia, ou seja, a ação desenvolvida para prevenir a doença. Atualmente
prefere-se utilizar o termo “profilaxia antimicrobiana peri-operatória”, para
definir o uso de antimicrobianos com a finalidade de evitar ou prevenir o
desenvolvimento da infecção do sítio cirúrgico (ISC) após o ato operatório.
A ISC estabelece-se após a instalação e crescimento bacteriano na
região manipulada. Estes microrganismos podem ser provenientes da pele
submetida à incisão, de infecção local prévia, de infecção distante que atinge o
sítio cirúrgico através da corrente sangüínea e também podendo ser
proveniente do meio ambiente, através de fômites, do ar ou das mãos dos
profissionais que manipulam o paciente (decorrente de falhas técnicas).
Portanto, o desenvolvimento da infecção estará relacionado ao grau de
contaminação e aos mecanismos de defesa local e sistêmicos do hospedeiro
(Tabela 1). O antibiótico profilático tem sua ação neste momento, ao bloquear o
crescimento de microorganismos contaminantes durante o procedimento
cirúrgico.
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Tabela 1 – Fatores de risco para o desenvolvimento de infecção do sítio
cirúrgico
▪
Relacionados ao
Relacionados ao
Relacionados ao
Paciente
período pré-operatório
período intra-operatório
Extremos da
▪
Permanência pré-
▪
Contaminação intra-
idade Desnutrição
operatória hospitalar
▪
Obesidade
prolongada
▪
Cirurgia prolongada
▪
Diabetes mellitus
▪
Tricotomia inadequada
▪
Uso abusivo do
Hipoxemia
▪
Uso prévio de
▪
▪
Infecção
antimicrobianos
operatória
eletrocautério
▪
Presença de hematomas
concomitante
não drenados ou de
Uso de
tecidos desvitalizados
corticosteróide ou
▪
imunossupressore
Presença de corpos
estranhos
s
▪
Uso de próteses
▪
Radioterapia local
▪
Hipotermia
▪
Cirurgia recente
▪
Aplicação de
vasoconstritores locais
▪
Hematócrito elevado
▪
Hipotensão arterial
▪
Transfusão sangüínea
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PRINCIPAIS CONCEITOS
a. INÍCIO DA PROFILAXIA
Para maior eficácia da profilaxia antimicrobiana são necessários níveis
séricos inibitórios da droga durante o período de maior risco de instalação de
bactérias no sítio cirúrgico. Para alcançar este objetivo o início da profilaxia
deve ocorrer momentos antes do início do procedimento, preferencialmente no
período de indução anestésica, mantendo níveis séricos adequados até 4
horas após o fechamento da incisão.
Para ser considerada adequada, a profilaxia antimicrobiana deve resultar
em níveis inibitórios no local da incisão antes que esta seja realizada e tais
níveis devem ser mantidos durante todo o procedimento. Para isto os agentes
antimicrobianos devem ser administrados entre 30 e 60 minutos antes da
incisão da pele. Em geral opta-se pela via parenteral. Desta forma, o
antimicrobiano profilático atingirá concentrações adequadas, tanto na pele e
tecido celular subcutâneo, quanto nos coágulos e hematomas formados
durante o ato cirúrgico, impedindo a replicação da população bacteriana, que
invariavelmente contamina o campo operatório.
Existem duas exceções a este principio fundamental, já que se considera
a dose pré-operatória a mais importante para a profilaxia da ISC. Nas
cesarianas, onde a dose inicial deve ser postergada até o pinçamento do
cordão umbilical, para evitar interferência do antimicrobiano na evolução de
eventual processo infeccioso no recém-nascido, retardando seu diagnóstico e
nas cirurgias colo-retais, onde a antibiótico profilaxia inicia-se com a
descontaminação seletiva do colon.
Este procedimento pode ser facilmente executado pelo anestesista,
administrando o antimicrobiano após a venoclise, antes ou após a indução
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anestésica, o que garante a aplicação do antimicrobiano antes do cirurgião
iniciar a incisão da pele.
b.
Repetição intra-operatória
Um parâmetro importante é a concentração tecidual do antimicrobiano, que
diminui mais rapidamente que no soro, devido a diversos fatores, tais como as
diversas alterações hemodinâmicas locais no sítio operatório. Diversas
referências registram redução da taxa de eficácia da profilaxia antimicrobiana
em procedimentos prolongados, indicando que doses suplementares devam
ser administradas a intervalos de uma ou duas vezes a meia-vida da droga, de
forma a obter níveis adequados durante toda a cirurgia. No caso da cefalotina,
a meia vida do antibiótico varia entre 40 minutos e uma hora, sendo necessário
administrar a dose suplementar no máximo a cada duas horas de cirurgia.
Quando se utiliza a cefazolina, a meia vida deste antibiótico é de 1,8 horas,
sendo a suplementação necessária somente após 3 ou 4 horas de cirurgia,
tempo este, superior à maioria dos procedimentos cirúrgicos mais comuns.
Este é um dos principais motivos para a preferência que se tem dado a esta
última cefalosporina como antibiótico profilático. Outra indicação de dose
suplementar no intra-operatório é sangramento superior a um litro ou 20mL por
kg de peso em crianças.
c.
Duração da profilaxia
A duração ideal da profilaxia antimicrobiana peri-operatória ainda não está
completamente estabelecida. Diversos trabalhos indicam que a profilaxia é
eficaz com uma única dose administrada corretamente no período préoperatório. É provável que não se obtenha nenhum benefício adicional com a
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administração de doses suplementares além das primeiras 24 horas de pósoperatório.
O prolongamento da profilaxia deve ser desencorajado. A administração
prolongada
de
antimicrobianos
acentua
os
efeitos
colaterais
dos
antimicrobianos, aumenta a pressão seletiva exercida sobre as bactérias,
favorece a eclosão de bactérias multirresistentes e acrescenta custo financeiro
à internação.
d.
Indicações da profilaxia
A profilaxia antimicrobiana não está indicada em todos os procedimentos
cirúrgicos. Ela se restringe às cirurgias potencialmente contaminadas
(procedimentos de urgência ou não, cuja incisão ocorra através da mucosa
orofaringeana,
gastrintestinal,
contaminadas
(procedimentos
genito-urinária,
envolvendo
biliar
tecidos
ou
traqueal)
inflamados
ou
ou
com
contaminação importante como no trato gastrintestinal, biliar ou urinário), bem
como a algumas cirurgias limpas, como neurocirurgias, cirurgias cardíaca ou
cirurgias que envolvam a colocação de próteses. Já nas cirurgias infectadas
(apendicectomia por apendicite em fase gangrenosa, por exemplo), não estão
indicados antibióticos para profilaxia e sim para tratamento.
CONSIDERAÇÕES IMPORTANTES
Aproximadamente 50% de todos os pacientes internados recebem
algum tipo de antimicrobiano e destes, metade correspondem a profilaxia
cirúrgica. Para sua melhor adequação é necessário conhecer o que é
recomendado na literatura para cada procedimento cirúrgico e alguns princípios
são importantes:
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▪
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Conhecimento do espectro de ação do antimicrobiano e ao mesmo
tempo, sua adequação aos patógenos de maior probabilidade de
estarem relacionados à ISC.
▪
A profilaxia antimicrobiana deve exercer a menor pressão seletiva
possível para o surgimento de cepas resistentes hospitalares. Desta
forma, sempre opta-se por antimicrobianos de menor espectro, evitando
o uso daqueles importantes para o tratamento de patógenos
hospitalares, como por exemplo, vancomicina e cefalosporinas de
terceira geração.
▪
Apresentar baixa toxicidade.
▪
Dar preferência à via parenteral.
▪
A escolha da droga também deve ser baseada no menor custo.
▪
A dose administrada deve ser alta, independente da função renal.
É importante diferenciar tratamento de profilaxia. Nos casos onde haja
claramente a presença de infecção, como por exemplo, peritonite, drenagem
de abscesso, institui-se tratamento e não profilaxia, sendo imprescindível tanto
a descrição cirúrgica como a cultura de materiais colhidos no ato cirúrgico para
se determinar a presença de infecção e adequar a terapêutica antimicrobiana.
Deve-se ficar alerta para a sensação de segurança que traz a profilaxia. Aqui
cabe lembrar que todas as infecções diagnosticadas previamente ao ato
cirúrgico devem ser tratadas, para que então, realizem-se os procedimentos
cirúrgicos eletivos, no intuito de diminuir o risco de ISC, como por exemplo,
investigar bacteriúria assintomática antes de se manipular o trato urinário.
Cefalosporinas
de
terceira
geração
não
devem
ser
usadas
rotineiramente na profilaxia devido ao seu custo elevado, pouca atividade
contra estafilococos e sua capacidade de induzir resistência em bactérias Gram
negativas.
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A vancomicina é utilizada como antimicrobiano profilático nos casos de
alergia às cefalosporinas e nos serviços onde a incidência de ISC por
estafilocos resistentes à oxacilina seja relevante. Deve ser ressaltado que o
uso indiscriminado desta droga correlaciona-se com o aparecimento de
enterococos resistentes.
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Tabela 2. Antimicrobianos de escolha para a profilaxia cirúrgica
(Opções adotadas no Hospital São Paulo)
Freqüência
intraCirurgia
Fatores de risco
Antibiótico
Dose
Administração
operatório/
Duração
pósoperatório
CARDIOTORÁCICA
Cefazolina*
1g*
ou
Com implante de
Na indução da anestesia (30min
EV)
prótese
Cefuroxima
1.5g
Cefazolina
1g
4h/8h
48h
4h/8h
24-48h
4h/8h
24-48h
Cardiotorácica
Sem implante de
Na indução da anestesia (30min
ou
prótese
EV)
Cefuroxima
1.5g
PULMONAR
Ressecçao
pulmonar
Cefazolina*
1g
Na indução da anestesia (30min
EV)
GASTROINTESTINAL
_______
Gastroduoden
al
Procedimentos
envolvendo
entrada no lúmen
do trato
gastrointestinal.
Vagotomia
Cefazolina*
1g
Na indução
da
anestesia
(30min)
Cefazolina*
1g
Na indução
da
4h
4h
_______
Hospital São Paulo
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RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA À SAÚDE
altamente seletiva,
fundoplicatura de
Nissen e cirurgia
de Whipple
anestesia
(30min)
1g
Na indução
da
anestesia
(30min)
4h
Não
indicado
______
_
_______
______
_
Gentamicin
a
+
1,5mg/k
g
Procedimento
aberto
Cefazolina*
Cirurgia
laparoscópica
Trato Biliar
Apendicectomi
a
Não complicada
Colecistectomi
a
Hemiorrafia
Pancreática
Não
indicado
Com fatores de
risco (idoso,
obesidade
mórbida, DM
descompensado,
colescistite
recente)
Cefazolina*
Sem fatores
Não
indicado
Com fatores de
risco (obesidade
mórbida, DM
descompensado,
uso crônico de
corticóides e tela)
Sem fatores
_______
_______
4h/8h
500mg
Na indução
da
anestesia
(30min)
6h/8h
24h
______
_
_______
______
_
_______
Metronidaz
ol
Sem fatores
Página: 103/240
1g
Na indução
da
anestesia
(30min EV)
4h
Intraoperatóri
o
______
_
_______
______
_
_______
Cefazolina*
1g
Na indução
da
anestesia
(30min EV)
4h
Intraoperatóri
o
Cefazolina
1g
Na indução
da
4h
______
Hospital São Paulo
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anestesia
Na
Metronidaz 500mg
indução
ol
(30min EV);
Hepática
Geralmente
+
neoplasia
Na indução
1,5mg/k
Gentamicin
(30-60min
g
a
EV)
Esôfago
Contaminação de
cavidade
Eletivas
Metronidaz
ol
+
Gentamicin
a
500mg
1g
1g
oral
Colorretal
Eletivas/Emergênci
a
Gentamicin
a
6h/8h
24-48h
4h/8h
6h/8h
24-48h
1,5mg/k
g
Neomicina
oral
+
Eritromicina
Metronidaz
ol
+
Na indução
(30min EV);
Página: 104/240
500mg
1,5mg/k
g
Na indução 4h/8h
e a (3060min EV)
Às 10h
(junto com
a solução
preparativa ______
), 13h, 14h
_
e 23h do
dia anterior
à cirurgia.
Na
indução
6h/8h
(30min EV);
Na
indução
(30-60min
EV)
4h/8h
______
24-48h
ORTOPÉDICA
Fratura
exposta
tipo I
Sem fatores
Cefazolina*
1g
Na indução da
anestesia
(30min EV)
4h/8h
48 -72h
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Cefazolina*
Fratura
exposta
tipos II e III
Sem fatores
Artroplastia
Sem fatores
Revisão de
artroplastia
Eletiva
1g
+
Gentamicina 1,5mg/kg
Cefazolina*
1g
Vancomicina
1g
Sem fatores
Cefepime
1g
Cefazolina*
1g
Ambas na
indução da
anestesia (3060min EV);
4h/8h
1 a 5 dias
(suspender se
PCR estiver
normal)
Na indução da
anestesia
(30min EV)
4h/8h
48h
Na indução da
anestesia
8h/12h
(60min EV)
Até resultado
de cultura;
colher biópsia
p/ cult e anat
patol. e avaliar
necessidade
Na indução da
de ampliar
anestesia
6h/12h
tempo de
(30min EV)
antimicrobiano.
Na indução da
anestesia e a
4h/8h
24-48h
cada 8h;
(30min EV)
+
Sem fatores
Página: 105/240
NEUROCIRURGIA
Craniotomia
eletiva
Colocação de
derivação
Cirurgia
transesfenoidal
Cirurgia da
coluna com
prótese
Sem fatores
Sem fatores
Sem fatores
Sem fatores
Cefuroxima
1.5g
Cefazolina*
1g
ou
Cefuroxima
1.5g
Cefazolina*
1g
ou
Cefuroxima
1.5g
Cefazolina*
1g
ou
Cefuroxima
1.5g
Na indução da
anestesia (30min
EV)
4h/8h
24h
Na indução da
anestesia e a cada
8h (30min EV).
4h/8h
48h
Na indução da
anestesia e a cada
8h (30min EV).
4h/8h
48h
Na indução da
anestesia (30min
EV).
4h/8h
48h
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UROLÓGICA
Prostatectomia
radical,
ressecção de
tumores
vesicais,
nefrectomia
Cefazolina*
Prostatectomia Sem fatores
Cefazolina*
de risco
transvesical,
RTU próstata
e cirurgia de
cálculo renal Com fatores
Ciprofloxacina
percutânea
de risco
Metronidazol
Cistectomia
radical com
reconstrução
1g
Na indução da
anestesia (30min
EV)
4h/8h
24h
1g
Na indução da
anestesia (30min
EV)
4h/8h
24h
400mg
Na indução da
anestesia (1h
EV)
8h/12h
24h
500mg
Na indução
(30min EV);
6h/8h
24h
4h/8h
______
+
Gentamicina
1,5mg/kg
Na indução (3060min EV)
Prótese
peniana e
cirurgias de
adrenal
Cefazolina*
1g
Na indução da
anestesia (30min
EV)
Biópsia
transrretal
Ciprofloxacina
400mg
Dose única (1h
EV)
8h/12h _______
GINECOLÓGICA E OBSTÉTRICA
Mastectomia
Sem fatores
Cefazolina* 1g
Na indução da
anestesia (30min EV)
4h/8h
24h
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Histerectomia
vaginal ou
abdominal
Cesárea
Contaminação de
cavidade
Página: 107/240
Cefazolina* 1g
Na indução da
anestesia (30min EV)
4h/8h
24h
De urgência,
trabalho de parto
Cefazolina* 1g
prolongado ou
ruptura prematura
da membrana.
Após clampeamento
do cordão; (30min EV)
4h
Dose
única
CABEÇA E PESCOÇO
Rinoplastia
Com
abertura da
cavidade
bucofaríngea
Sem fatores
Contaminação
de cavidade
Cefazolina*
1g
Cefazolina*
1g
+
Clindamicina
600mg
Dose única (30min
EV)
4h
______
Ambas na indução
da anestesia
4h/8h 24-48h
(30min EV);
PLÁSTICA
Limpas
Cefazolina*
1g
Dose única (30min
EV)
4h
______
Potencialmente
contaminadas
Cefazolina*
1g
Na indução da
anestesia (30min
EV)
4h/8h
24h
Na indução da
anestesia (30min
EV)
4h/8h 24-48h
Plástica
VASCULAR
Com implante
de prótese ou
operação de
aorta abdominal.
Vascular
Cefazolina*
1g
Clindamicina
600mg
Amputação de
extremidades.
+
Na indução da
anestesia (30min
EV)
4h/8h 24-48h
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Gentamicina 1,5mg/kg
Página: 108/240
- Na indução da
anestesia (3060min)
REFERÊNCIAS
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Hospitalar. Monografia: Prevenção da infecção de sítio cirúrgico. São
Paulo, APECIH, 2001.
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▪
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statement from the national surgical infection prevention project. Clin
Infect Dis 2004, 38:1706-15.
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Classen DC, Evans S, Pestotnik SL, Horn S, Menlove RL, Burke JP:
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surgical-wound infection. N Engl J Med 1992; 326: 282-6.
▪
Dellinger EP, Gross PA, Barrett T, Krause Peter, Martone W,
McGowan JE, Sweet RL. Wenzel RP: Quality standard for antimicrobial
prophylaxis in surgical procedures. Infectious Diseases Society of
America. Infect Control Hosp Epidemiol 1994; 15: 182-88.
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Wong ES. Surgical site infections. In: Mayhall G ed. Hospital
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& Wilkins 2004. P. 287-310.
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10 . RACIONALIZAÇÃO DO USO DE ANTIMICROBIANOS
As bactérias e outros microrganismos causadores de doenças, como os
fungos, vírus e parasitas, possuem notável habilidade para desenvolver
mutações e adquirir genes provenientes de outros germes e desta forma,
desenvolverem resistência aos antimicrobianos. Como conseqüência há o
aumento da morbidade, mortalidade e elevação dos custos do tratamento. Os
indivíduos infectados com bactérias resistentes permanecem, em geral, no
hospital por tempo mais prolongado e tem pior prognóstico.
O surgimento de novos antimicrobianos, sobretudo nas últimas três
décadas, aliado ao avanço nos cuidados médicos-hospitalares proporcionou
um aumento considerável no consumo de antimicrobianos no ambiente
hospitalar, especialmente em unidades de terapia intensiva e oncohematologia. Este fato foi responsável por elevar a sobrevida destes pacientes,
mas por outro lado proporcionou o desenvolvimento de altos níveis de
resistência bacteriana aos antimicrobianos disponíveis.
Atualmente o conceito de uso racional de antimicrobianos tem sido
encarado como uma estratégia de controle para a disseminação da resistência
antimicrobiana. Há, sem dúvida, uma expectativa que o uso racional destas
drogas possa reduzir as altas taxas de resistência antimicrobiana e a morbimortalidade associada às infecções causadas por estes microrganismos.
PRINCIPAIS CONCEITOS
Resistência antimicrobiana
A resistência antimicrobiana emergiu como um dos principais problemas
de saúde pública na última década. Apesar do desenvolvimento e introdução
de novos antibióticos, a resistência tem apresentado um crescimento
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constante. Cerca de 70% dos patógenos isolados em hospitais dos Estados
Unidos são resistentes a pelo menos um antimicrobiano.
Os dados dos Centers for Disease Control and Prevention tem
confirmado o aumento da resistência aos antimicrobianos de amplo espectro
mais comumente utilizados (incluindo a vancomicina, cefalosporinas de terceira
geração, carbapenens e quinolonas) entre os bacilos Gram negativos
(Escherichia coli, Pseudomonas aeruginosa) e os cocos Gram positivos
(enterococos resistentes a vancomicina, ERV, e Staphylococcus aureus
resistentes a oxacilina, ORSA). O aumento da resistência antimicrobiana é
marcante nas UTIs e as infecções hospitalares (IHs) relacionadas a
microrganismos resistentes tem aumentado dramaticamente nestes setores
nos últimos anos. Por exemplo, comparando o ano de 1999 a um período
anterior de cinco anos (1994 a 98), o isolamento de P.aeruginosa resistentes a
fluorquinolonas elevou-se em 49% em UTIs, em 48% para E.coli resistentes as
cefalosporinas de 3a geração, em 40% para ORSA, em 30% para ERV e em
20% para P.aeruginosa resistentes aos carbapenens.
Vários fatores contribuem para o aumento da resistência antimicrobiana
no ambiente hospitalar (tabela 1). Alguns estão relacionados ao paciente, tais
como o aumento da população de doentes com maior gravidade e
imunodeprimidos. O desenvolvimento de procedimentos invasivos tem
resultado em novos sítios e tipos de IHs. Outros fatores incluem o aumento da
pressão de seleção exercida pelo uso de antimicrobianos e a baixa aderência
dos profissionais de saúde à medida que visam o controle das IHs. Se por um
lado há poucas estratégias para alterar os fatores relacionados ao paciente, há
evidências que a melhora na prática de prescrição de antimicrobianos e das
medidas de prevenção de IHs pode reduzir a resistência antimicrobiana.
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Tabela 1. Fatores envolvidos no aumento da resistência antimicrobiana
▪
Pacientes mais gravemente enfermos
▪
Aumento da população de imunodeprimitidos
▪
Novos procedimentos invasivos
▪
Patógenos emergentes
▪
Uso abusivo de antimicrobianos
▪
Aumento do uso de antimicrobianos
▪
Programa de controle de infecção hospitalar ineficaz
Conceito de uso racional de antimicrobianos
A Organização Mundial de Saúde (OMS) desenvolveu uma estratégia
global para conter a resistência antimicrobiana e estabeleceu a seguinte
definição para adequação do uso de antimicrobianos: “é aquele que maximiza
os efeitos terapêuticos clínicos, enquanto minimiza tanto a toxicidade
relacionada aos medicamentos quanto o desenvolvimento de resistência
antimicrobiana”. Na prática, isto significa prescrever um antimicrobiano que
seja benéfico para o paciente, dirigido ao patógeno, em dose e com tempo de
duração do tratamento adequado, principalmente no ambiente hospitalar.
De forma geral o uso adequado de antimicrobianos deve seguir os
mesmos princípios utilizados para todos os medicamentos (sobretudo eficácia,
aliada a menor toxicidade). Deve ser ressaltado, que diferentemente de outros
medicamentos,
a
terapia
antimicrobiana,
embora
seja
uma
escolha
individualizada, pode ter como resultado a pressão seletiva exercida por estes
agentes e afetar a saúde de toda a sociedade.
No Brasil o Ministério da Saúde obrigou as Comissões de Controle de
Infecção Hospitalar a contemplar um programa de racionalização do uso de
antimicrobianos em todos os hospitais.
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Intervenções para promover o uso racional de antimicrobianos
De forma geral, considera-se que aproximadamente metade dos
pacientes hospitalizados utiliza, em algum momento de sua internação, pelo
menos um antimicrobiano parenteral. Por outro lado, infelizmente, metade
destas prescrições são inadequadas quanto à via de administração, dose e até
mesmo na indicação do antibiótico.
O
médico
muitas
vezes
deseja
prescrever
o
antimicrobiano
corretamente, mas não se recorda das recomendações que devem ser
empregadas naquela situação. Portanto, ao realizar a escolha de um
antimicrobiano o médico idealmente deveria possuir um bom conhecimento
sobre as infecções mais comuns e as drogas mais adequadas para cada uma
delas. As intervenções devem ter o objetivo de maximizar a eficiência destas
decisões (tabela 2).
Tabela 2. Principais intervenções para promover o uso racional de
antimicrobianos
Medidas educativas
Medidas restritivas
•
Restrição do formulário terapêutico
•
Justificativas por escrito
•
Alertas e suspensão pelo computador
•
Sistemas computadorizados de suporte decisional
•
Guias terapêuticos
•
Rodízio de antimicrobianos
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No Hospital São Paulo o Serviço de Racionalização do Uso de
Antimicrobianos utiliza as medidas educativas aliadas às medidas restritivas
(restrição do formulário terapêutico, justificativa por escrito, suspensão e
liberação pelo computador).
Os programas educacionais podem basicamente ter duas formas: a
interação direta, através da discussão sobre o antimicrobiano prescrito pelo
médico assistente do paciente ou um programa educacional mais formal. Na
prática, a maioria dos serviços de racionalização de antimicrobianos associam
estas técnicas. Os programas educacionais formais incluem as conferências
para o corpo clínico, elaboração de cursos, apostilas com recomendações para
a melhora na prescrição destas drogas.
Para simplificar a prescrição de antimicrobianos, muitos hospitais
utilizam um formulário restrito que limita as opções, geralmente contendo um
ou dois representantes de cada classe de antibiótico.
A restrição do uso de antimicrobianos tem sido considerado efetivo em
reduzir custos e o excesso da prescrição de antimicrobianos de amplo
espectro. Em um grande estudo que avaliou a autorização prévia para algumas
drogas houve redução de 32% no uso de antimicrobianos por via parenteral,
acompanhado por aumento da susceptibilidade dos microrganismos aos betalactâmicos e quinolonas.
A escolha do antimicrobiano deve ser dirigida quando o microrganismo
responsável pela infecção é conhecido. Quando este é desconhecido, ele deve
ser presumido com certa segurança, sendo esta situação conhecida como
terapia empírica. Nesta última situação muitas vezes são utilizados
antimicrobianos de largo espectro. Idealmente a escolha do antimicrobiano
deve ser orientada por padronizações de conduta, também conhecida como
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guias terapêuticos (guidelines). Estes devem ser baseados em dados de
vigilância da resistência antimicrobiana local.
O Serviço de Racionalização do Uso de Antimicrobianos do HSP
O Serviço de Racionalização do uso de antimicrobianos do Hospital São
Paulo foi criado em janeiro de 1989 e está ligado à Comissão de Epidemiologia
Hospitalar. Este setor avalia as solicitações para os antimicrobianos
denominados de uso restrito (tab. 3).
Tabela 3. Antimicrobianos de uso restrito
Cefuroxima
Imipenem
Ampicilina-sulbactam
Cefoxitina
Meropenem
Piperacilina-tazobactam
Ceftazidima
Tigeciclina
Ciprofloxacina endovenosa
Cefotaxima
Vancomicina
Levofloxacina
Cefepima
Teicoplanina
Fluconazol endovenoso
Linezolida
Aciclovir endovenoso
Polimixina
Os infectologistas que participam deste serviço pertencem à Disciplina
de Doenças Infecciosas e Parasitárias e as sugestões para alterar as condutas
feitas pelo grupo de médicos deste serviço fazem parte de protocolos definidos
em conjunto com a Disciplina. Atualmente este programa conta com três
médicos contratados especificamente para a avaliação dos antimicrobianos
classificados como restritos. A equipe de infectologistas também informa aos
médicos os resultados de hemoculturas, isto é, o exame bacteriológico das
hemoculturas positivas (Gram) e posteriormente o resultado final com a
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identificação completa e seu respectivo antibiograma. Nestas duas ocasiões, o
caso é discutido com o médico do paciente e são sugeridas ou não alterações
na terapêutica antimicrobiana.
As fichas de solicitação de antimicrobianos são encaminhadas ao
serviço pela farmácia para a avaliação da adequação do antimicrobiano
prescrito quanto à dose, duração, via de administração e indicação clínica,
como demonstra o fluxograma.
Fluxograma de avaliação das fichas de antimicrobianos de uso restrito
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REFERÊNCIAS
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Chemother 2002, 49:587-92.
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Cunha
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Antibiotic
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–
control
strategies.
Crit
Care
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•
Murthy R. Implementation of strategies to control antimicrobial resistance.
Chest 2001, 119:405S-411S.
•
Shlaes DM, Gerding DN, John JF, et al. Society of Healthcare Epidemiology
of America and Infectious Diseases Society of America Joint Committee on the
Prevention of Antimicrobial Resistance: guidelines for the prevention of
antimicrobial
resistance
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hospitals.
Infect
Control
Hosp
Epidemiol
1997,18:275-291.
•
Weinstein RA. Controlling Antimicrobial resistance in hospitals: infection
control and use of antibiotics. Emerging Infect Dis 2001, 7(2):188-92.
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Wenzel RP, Edmond MB. Managing antibiotic resistance. N Engl J Med
2000,343:1961-1963.
•
White AC, Atmar RL, Wilson J, et al. Effects of requiring prior authorization
for selected antimicrobials: expenditures, susceptibilities, and clinical outcomes.
Clin Infect Dis 1997, 25:230-9.
•
WHO Global Strategy for Containment of Antimicrobial Resistance.
WHO/CDS/CDR/2001.2.
Disponível
em
URL:
documents/antimicrobial_resistance/docs/EGlobal_Strat.pdf
www.who.int/emc-
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11. PROTOCOLO DE TERAPIA ANTIFÚNGICA INICIAL
Devido
aos
avanços
das
práticas
terapêuticas
na
medicina
contemporânea e refinamentos dos métodos diagnósticos observa-se um
aumento considerável das infecções fúngicas no ambiente hospitalar,
principalmente
em
Unidades
de
Terapia
Intensiva,
pacientes
Onco-
Hematológicos e pacientes submetidos a transplantes de órgãos. Os principais
agentes responsáveis por essas infecções são: Candida spp.; Aspergillus spp.;
Cryptococcus spp.; Fusarium spp. e Zigomicetos.
Atualmente, temos a introdução de novos antifúngicos ao mercado
(Voriconazol, formulações lipídicas de Anfotericina B, Caspofungina e
Anidulafungina) que comprovadamente apresentam melhor perfil de segurança
e eficácia semelhante ou superior à Anfotericina B desoxicolato.
Os antifúngicos devem ser criteriosamente escolhidos em função do
perfil clínico dos pacientes e potencial de resistência e toxicidade, espectro de
ação, custo do tratamento, grau de comprometimento pela micose e eficácia do
medicamento em estudos clínicos. Apesar de haver controvérsias na escolha
inicial de antifúngicos, para diferentes cenários clínicos, há consenso com
relação aos seguintes tópicos:
1- A terapia empírica é prática comum uma vez que a terapêutica precoce
reduz mortalidade e métodos diagnósticos para infecções fúngicas têm
baixa sensibilidade.
2- Anfotericina B desoxicolato é droga altamente nefrotóxica e aumenta a
mortalidade e morbidade em populações específicas Estudos recentes
demonstraram que a nefrotoxicidade relacionada à Anfotericina B ocorre
em, pelo menos, 30% dos pacientes que a utilizam. Aumentando
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consideravelmente as internações hospitalares e custos relacionados. É
ainda mais preocupante o aumento da mortalidade associada à
nefrotoxicidade, claramente demonstrada em alguns estudos.
3- Terapia
inicial com voriconazol em
aspergilose
invasiva
reduz
mortalidade.
4- Formulações lipídicas da anfotericina B em altas doses desde o início
estão associadas a melhor prognóstico na terapêutica da zigomicose.
5- Na neurocriptococose, anfotericina lipossomal negativa a cultura do
líquor mais rapidamente em pacientes com Aids e apresenta menor
mortalidade em 90 dias em pacientes submetidos a transplante de
órgãos quando comparado a convencional.
6- Situações clínicas em que o uso de anfotericina B desoxicolato é
tolerável: infecções neonatais, em crianças e nos paciente portadores de
HIV com baixo risco de nefrotoxicidade.
7- Profilaxia é prática aceitável, com boa evidência científica, nas seguintes
situações: TCTH com fluconazol, LMA e Síndrome Mielodisplásica/TCTH
com GVHD com posaconazol e grupos de alto risco de transplantados
hepáticos e neonatos, dependendo da epidemiologia local. Nesses
casos preferimos a terapêutica pré-empitiva, que deve ser definida para
cada um dos grupos.
Desta maneira encaminhamos proposta de terapia antifúngica inicial do
Grupo de Micologia da UNIFESP baseando-se no tipo de paciente e na
infecção fúngica.
A) TRANSPLANTE DE ÓRGÃO SÓLIDO (TOS)
1- CANDIDEMIA:
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- FLUCONAZOL Dose Ataque 800mg Dose Manutenção 400mg IV: para
pacientes clinicamente estáveis com baixo risco de resistência (não utilizaram
profilaxia com a medicação), sem infecção ou colonização por C. krusei e C.
glabrata.
- ANFOTERICINA B DESOXICOLATO 1mg/Kg/dia: para pacientes com
creatinina sérica basal ≤ 2 mg/dL, com baixo risco de nefrotoxicidade e com
infecção documentada por C. krusei e C. glabrata ou clinicamente instáveis
(choque sem resposta a volume).
- EQUINOCANDINAS: para pacientes com candidemia comprovada e valor de
creatinina sérica basal ≥ 2 mg/dL ou piora de 100% do valor da creatinina
basal, clinicamente instáveis (choque sem resposta a volume) ou que
apresentam hemocultura positiva após 72h do uso de fluconazol e não
preenche critérios para a utilização de anfotericina B.
•
Caspofungina: Dose de Ataque no 1ª dia = 70 mg/dia Dose de manutenção
= 50mg/dia 1x/dia
•
Anidulafungina: Dose de Ataque no 1ª dia = 200 mg/dia Dose de
manutenção = 100mg/dia 1x/dia
•
Micafungina: Dose diária 100mg/dia 1x/dia
2- CRIPTOCOCOSE:
Neurocriptococose, Disseminação (fungemia ou >1 órgão não contíguo)
ou Pulmonar grave:
- FORMULAÇÃO LIPÍDICA DE ANFOTERICINA B (Anfotericina B lipossomal
3mg/Kg/dia ou Anfotericina B complexo lipídico 5 mg/kg/dia)
+ 5-
FLUOROCITOSINA 100mg/kg/dia dividido em 4x: para pacientes com valor de
creatinina sérica basal ≥ 2 mg/dL.
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- ANFOTERICINA B CONVENCIONAL 0,7mg/kg/dia + 5-FLUOROCITOSINA
100mg/kg/dia dividido em 4x: pacientes com creatinina < 2 mg/d/L
Formas Leves a Moderadas
- FLUCONAZOL 400mg/dia
B) NEUTROPÊNICO E TCTH:
1- CANDIDEMIA:
- FLUCONAZOL Dose Ataque 800mg Dose Manutenção 400mg IV para
pacientes clinicamente estáveis com baixo risco de resistência (não utilizaram
profilaxia com a medicação), sem infecção ou colonização por C. krusei e C.
glabrata.
- ANFOTERICINA B DESOXICOLATO 1mg/Kg/dia: para pacientes com
creatinina sérica ≤ 2 mg/dL, com baixo risco de nefrotoxicidade e com infecção
documentada por C. krusei e C. glabrata ou clinicamente instáveis (choque
sem resposta a volume).
- EQUINOCANDINAS: para pacientes com candidemia comprovada e valor de
creatinina sérica basal ≥ 2 mg/dL ou piora de 100% do valor da creatinina
basal, clinicamente instáveis (choque sem resposta a volume) ou que
apresentam hemocultura positiva após 72h do uso de fluconazol. Mesmas
doses que TOS.
2- ASPERGILOSE
- VORICONAZOL Dose Ataque 6mg/kg/dose 12/12h Dose Manutenção
4mg/kg/dose 12/12h VO: para pacientes com formas leves ou moderadas de
aspergilose comprovada e provável (ver definições em anexo).
- VORICONAZOL Dose Ataque 6mg/kg/dose 12/12h Dose Manutenção
4mg/kg/dose 12/12h IV: para pacientes graves (choque sem resposta a volume
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e/ou insuficiência respiratória), sem possibilidade de administração VO, sem
insuficiência renal e com aspergilose comprovada e provável.
- ANFOTERICINA B DESOXICOLATO: para pacientes com aspergilose
possível ou terapia empírica.
OBS: Pacientes com neutropenia prolongada (> 7dias) + febre ou instabilidade
clínica + ausência de resposta a antibioticoterapia de amplo espectro +
presença de alterações em tomografia de tórax ou seios da face + creatinina ≥
2 mg/dL ou piora de 100% do valor da creatinina basal após o início da
anfotericina B podem ser candidatos a uso de voriconazol. Lembrar sempre de
buscar o diagnóstico etiológico nessa situação.
3- FUSARIOSE
- FORMULAÇÃO LIPÍDICA DE ANFOTERICINA B (Anfotericina B lipossomal
3mg/Kg/dia ou Anfotericina B complexo lipídico 5 mg/kg/dia Na doença
confirmada
- Anfotericina B desoxicolato 1,5mg/kg/dia: casos suspeitos
- Dependendo do caso pode-se utilizar VORICONAZOL
4- ZIGOMICOSE
- FORMULAÇÃO LIPÍDICA DE ANFOTERICINA B (Anfotericina B lipossomal
3mg/Kg/dia ou Anfotericina B complexo lipídico 5 mg/kg/dia ma doença
confirmada
- Anfotericina B desoxicolato 1,5mg/kg/dia: casos suspeitos
- Dependendo do caso pode-se utilizar POSACONAZOL
C) PACIENTE SOB CUIDADOS INTENSIVOS
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1- CANDIDEMIA:
- FLUCONAZOL Dose Ataque 800mg Dose Manutenção 400mg
IV para
pacientes com baixo risco de resistência (não utilizaram profilaxia com a
medicação), sem infecção ou colonização por C. krusei e C. glabrata.
- ANFOTERICINA B DESOXICOLATO 1mg/Kg/dia: para pacientes com
creatinina sérica ≤ 2 mg/dL, com baixo risco de nefrotoxicidade e com infecção
documentada por C. krusei e C. glabrata.
- EQUINOCANDINAS: para pacientes com candidemia comprovada e valor de
creatinina > 2 mg/dL e clinicamente instáveis (em choque sem resposta a
volume) ou que apresentam hemoculturas positivas para leveduras após 72h
do uso de fluconazol e não preencham critérios para utilização de anfotericina
B. Mesmas doses que TOS.
D) POPULAÇÃO NEONATAL E PEDIÁTRICA
CANDIDEMIA:
- dar preferência a ANFOTERICINA B DESOXICOLATO 1 mg/kg/dia pelo baixo
risco de nefrotoxicidade.
- FLUCONAZOL 12mg/Kg/dia IV pode ser utilizado como alternativa.
E) AIDS
CRIPTOCOCOSE
Neurocriptococose, Disseminação (fungemia ou > 1 órgão não contíguo)
ou Pulmonar grave:
- FORMULAÇÃO LIPÍDICA DE ANFOTERICINA B (Anfotericina B lipossomal
3mg/Kg/dia ou Anfotericina B complexo lipídico 5 mg/kg/dia
+ 5-
FLUOROCITOSINA 100mg/kg/dia dividido em 4x: para pacientes com valor de
creatinina sérica basal ≥ 2,5.
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- ANFOTERICINA B CONVENCIONAL 0,7mg/kg/dia + 5-FLUOROCITOSINA
100mg/kg/dia dividido em 4x: para pacientes com valor de creatinina sérica
basal < 2,5.
Formas Leves a Moderadas
- FLUCONAZOL 400mg/dia
DEFINIÇÕES DE ASPERGILOSE:
-
COMPROVADA: anatomopatológico compatível com hialohifomicose e/ou
cultura positiva de sítio estéril
-
PROVÁVEL: fatores do hospedeiro + manifestações clínicas/radiológicas
compatíveis
+
evidência
micológica:
pesquisa
direta,
cultura
ou
galactomanana positiva.
REFERÊNCIAS
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Colombo AL, Thompson L, Graybill JR. et al, The north and south of
candidemia: Issues for Latin America. Drugs Today (Barc). 2008 Sep;44
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B for primary therapy of invasive aspergillosis. N Engl J Med. 2002 Aug
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Bates DW, Su L, Yu DT, Chertow GM et al., Mortality and costs of acute renal
failure associated with amphotericin B therapy. Clin Infect Dis. 2001 Mar
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Perfect JR, Dismukes WE, Dromer F, et al. Clinical practice guidelines for the
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Nucci M, Anaissie E.et al. Fusarium infections in immunocompromised patients.
Clin Microbiol Rev; 20(4):695-704, 2007.
•
De Pauw B, Walsh TJ, Donnelly JP et al. Revised definitions of invasive fungal
disease from the European Organization for Research and Treatment of
Cancer/Invasive Fungal Infections Cooperative Group and the National
Institute of Allergy and Infectious Diseases Mycoses Study Group
(EORTC/MSG) Consensus Group. Clin Infect Dis. 2008 Jun 15;46(12):1813-2
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12. PREVENÇÃO DE INFECÇÕES HOSPITALARES VIRAIS
VÍRUS SINCICIAL RESPIRATÓRIO
O vírus sincicial respiratório (VSR) é o principal patógeno responsável pela bronquiolite,
doença de vias aéreas inferiores mais freqüentemente observada em crianças menores de um
ano, responsável por considerável número de internações hospitalares.
Epidemias na
comunidade ocorrem, geralmente, no inverno e outono, sendo estas consideradas estações da
doença. Recém-nascidos, imunossuprimidos, portadores de doença pulmonar crônica e de
cardiopatia congênita são os de maior risco para aquisição de doença grave. A transmissão do
VSR ocorre principalmente através de mãos contaminadas. Diferentes combinações de medidas
de controle têm sido efetivas na tentativa de se prevenir e controlar infecções hospitalares pelo
VSR.
O diagnóstico clínico muitas vezes é indistingüível de outras doenças
virais. Cultura de secreção respiratória apesar de ser considerada teste padrão
para diagnóstico é onerosa e demorada. Testes antigênicos rápidos podem
fornecer resultados em pouco tempo, apresentando alta sensibilidade e
especificidade (80% a 95%).
Medidas de Controle e Prevenção de Surtos Hospitalares
Até o momento não há medida isolada ou metodologia simples
universalmente aceita para controle e prevenção de infecções hospitalares pelo
VSR .Diferentes combinações de estratégias têm sido efetivamente adotadas.
Os programas que apresentam sucesso têm dois elementos em comum:
implementação de precauções de contato e aderência pelos profissionais de
saúde.
Isoladamente a higienização das mãos é o método mais efetivo para
prevenção da transmissão de infecções hospitalares pelo VSR.
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A utilização de luvas e máscaras tem sido associada à diminuição das
taxas de transmissão do VSR. Possivelmente a utilização de luvas aumenta a
aderência dos profissionais à higienização das mãos, deve-se lembrar que as
luvas devem ser trocadas após contato com pacientes infectados e com
fômites ou superfícies contaminados e as mãos novamente higienizadas.
Utilizar máscara cirúrgica e óculos ao realizar procedimentos em pacientes
onde se possa gerar respingos respiratórios.
A vigilância rotineira de novos casos não é recomendada pelo Centers
for Desease Control and Prevention (CDC).
Medidas adicionais indicadas pelo CDC para controle ou prevenção de
surtos hospitalares
•
Estabelecer mecanismos pelos quais profissionais de saúde sejam
prontamente alertados sobre aumentos de casos na comunidade.
•
Estabelecer mecanismos pelos quais profissionais de saúde possam
informar prontamente aos departamentos locais e estaduais de saúde sobre
aumentos de casos nos serviços de saúde
•
Em hospitais durante períodos de maior prevalência de sintomas de
doenças respiratórias virais na comunidade e durante a “estação” de VSR
realizar pronto diagnóstico de infecções causadas pelos vírus respiratórios.
Utilizar técnicas de diagnóstico rápido quando indicadas em pacientes
admitidos para internação e com risco para infecções virais graves (pacientes
pediátricos, imunocomprometidos, cardiopatas e pneumopatas).
•
Internação do paciente:
a. Quarto privativo quando possível ou coorte;
b. Realizar prontamente testes rápidos em pacientes admitidos com suspeita
de infecção pelo VSR;
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c. Limitar transporte e movimentação do paciente: se necessário assegurarse de que as precauções para minimizar risco de contaminação de
superfícies e equipamentos estejam sendo realizadas;
d. Restringir profissionais de saúde com sintomas respiratórios de cuidar de
lactentes e outros pacientes de risco para infecções virais.
•
Quando factível realizar teste rápido em profissionais de saúde com
sintomas respiratórios que trabalhem em unidades de risco
•
Limitar visitas de pessoas com sintomas respiratórios em unidades de
risco
•
Utilizar anticorpo monoclonal para atenuar infecção pelo VSR seguindo
recomendação
administração
da
Academia
mensal
em
Americana
menores
de
de
Pediatria:
24
meses
se
considerar
nascidos
prematuramente <=32 semanas e displasia broncopulmonar e se <32
semanas sem doença pulmonar que terão menos de 6 meses na “estação”
do VSR ou se nascido entre 32-35 semanas com dois ou mais dos seguintes
fatores de risco: berçário, irmãos em faixa escolar, exposição a poluentes,
anomalias congênitas das vias aéreas ou doença neuromuscular grave
•
Até o momento não está indicada a utilização de imunoglobulina
específica ou anticorpo monoclonal para prevenção ou controle de surtos
hospitalares.
METAPNEUMOVÍRUS HUMANO
RNA-vírus da família Paraxomyxoviridae recentemente identificado. A
transmissão apesar de não bem estabelecida, possivelmente ocorre por via
respiratória (gotículas) ou contato direto com fômites.
Transmissão hospitalar em pediatria tem sido descrita.
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Responsável por infecções do trato respiratório alto e baixo em qualquer
faixa etária, principalmente em crianças pequenas e idosos. Em pacientes que
necessitam internação o quadro clínico varia de quadros de bronquiolite a
quadro de exacerbação da asma e mesmo pneumonia grave.
O período de incubação apesar de não bem definido parece variar de 3
a 5 dias.
O diagnóstico pode ser realizado por cultura, PCR-RT, sorologia (sendo
necessário observar soroconversão ou aumento maior ou igual a 4 títulos em
duas amostras de sangue colhidas com intervalo de pelo menos 4 semanas).
Até o momento não há tratamento específico. O tratamento se retringe a
medidas de suporte.
Controle de transmissão hospitalar depende da aderência dos familiares
e dos profissionais de saúde às precauções de contato e adequada
higienização das mãos.
Pacientes com diagnóstico de infecção por metapneumovírus devem ser
colocados em quarto privativo ou em coorte, devendo-se evitar colocar em
mesmo quarto de crianças com diagnóstico de infecção pelo vírus sincicial
respiratório pois pode ocorrer coinfecção com quadros pulmonares mais
graves.
VARICELA
A varicela é doença causada por um DNA vírus, do grupo herpesvírus
(vírus Varicela-Zoster), que é também responsável por quadros de herpeszoster. Doença altamente contagiosa, com taxa de ataque de 90%. O período
de incubação (PI) é de 10-21 dias. Manifesta-se como febre moderada,
sintomas sistêmicos e exantema máculo-vésiculo-papular generalizado e
pruriginoso com duração de 4-10 dias.
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O período de maior contagiosidade é o que antecede o exantema (em 1
ou 2 dias) até que todas as lesões estejam na fase crostosa.
As pessoas com antecedente da doença são consideradas imunes. A
vacinação oferece proteção em torno de 85%. Testes sorológicos são úteis na
determinação da imunidade quando o relato da doença ou da vacinação é
duvidoso.
A ocorrência de varicela em ambiente hospitalar pode decorrer de
exposições a pacientes, visitantes ou profissionais de saúde infectados com
varicela ou herpes zoster.
Medidas de controle
As seguintes medidas devem ser realizadas ao diagnóstico de um caso
de varicela em paciente hospitalizado:
a.
Isolamento do paciente infectado:
•
Precauções por Contato e Aerossóis (utilização de máscara N95) até
que todas lesões estejam em fase crostosa; quando possível em quarto
com pressão negativa.
b.
Contatos:
•
Alta hospitalar quando possível
•
Coorte dos contatos (internar os contatos em um mesmo quarto)
•
Isolamento respiratório (precauções por aerossóis do 7º dia do primeiro
contato ao 21º dia do último contato com o caso, lembrar que se o paciente
recebeu Imunoglobulina anti-Varicela Zoster (VZIG) estas medidas devem
ser extendidas até o 28º dia do último contato)
•
Afastamento e/ou remanejamento de profissionais suscetíveis
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•
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Testes sorológicos devem ser realizados em profissionais sem história
prévia de varicela e/ou não vacinados
•
VZIG: deve ser realizada até 96 horas do 1º contato, quando indicada, na
dose de 125U/10kg ( mínimo:125U máximo:625U)
o Indicações: imunodeprimidos, gestantes, recém-nascidos se mãe
com varicela 5 dias antes a 48 hs após parto, prematuros >=28
semanas – se mãe sem história de varicela, prematuros<28 semanas
independente história materna
•
Vacinação: deve ser aplicada até 72 horas do 1º contato, quando indicada,
lembrando que só pode ser aplicada em maiores de um ano, sem
imunodeficiência grave;
o Indicações: LLA em remissão, suscetíveis submetidos a transplantes
de órgãos sólidos (3 sem antes), profissionais de saúde suscetíveis,
familiares
de
imunodeprimidos,
suscetíveis
à
infecção
em
enfermarias com casos de varicela,bloqueio em enfermarias,
crianças suscetíveis (1 a 5 anos) que frequentam creche em período
integral com casos de varicela e população indígena
Pacientes
imunodeprimidos
com
herpes
zoster
(localizado
ou
disseminado), e pacientes imunocompetentes com herpes zoster disseminado
necessitam de precauções por aerossóis e de contato. Para os pacientes
imunocompetentes com herpes-zoster localizado, há necessidade apenas de
precauções de contato, até que todas as lesões estejam na fase crostosa.
A VZIG se encontra disponível nos Centros de Referência de
Imunobiológicos
(CRIEs)
espalhados
por
todo
o
país
(www.cve.saude.sp.gov.br). A duração da proteção contra a varicela nos
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indivíduos que receberam VZIG é desconhecida. Diante de uma nova
exposição após 3 semanas ao uso da VZIG em indivíduo que não apresentou
varicela, recomenda-se nova administração de VZIG.
SARAMPO
O sarampo é uma doença infecto-contagiosa, causado por um RNA
vírus
da
familia
do
Paramyxoviridae.
Causa
doença
exantemática
,caracterizada por febre, tosse, coriza, conjuntivite, exantema eritematomáculo-papular confluente, antecedido por um enantema patognomônico
(manchas de Köplik, vesículas esbranquiçadas com halo eritematoso na
membrana mucosa do pré-molar, inicia-se 24 a 48 horas antes do exantema e
permanece por dois a quatro dias após seu aparecimento).
A disseminação da doença ocorre através do contato inter-humano pela
via respiratória. O período de incubação é de 14 dias. A transmissibilidade
ocorre mais intensamente durante o período prodrômico, perdurando até 4 dias
após o aparecimento do exantema.
Medidas de prevenção
Várias estratégias podem ser adotadas para minimizar a possibilidade
de transmissão do sarampo:
•
Manutenção de alta cobertura vacinal: rotina de imunização, ações
especiais para grupos e áreas de alto risco, dias nacionais de imunização e
campanhas em massas são estratégias importantes, que visam diminuir o
número de indivíduos susceptíveis.
•
Reduzir a idade de vacinação durante epidemias: A OMS recomenda
que, a idade de administração da vacina contra sarampo, seja antecipada
para 6 meses de idade, durante epidemias da doença. As crianças
vacinadas entre 6 e 9 meses de idade, devem receber uma segunda dose
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da vacina após os 9 meses, respeitando um intervalo de pelo menos 4
semanas após a primeira dose.A segunda dose da vacina após os 9 meses
é importante, visto que, a vacinação feita antes dos 9 meses resulta em
baixo nível de proteção.
Eliminar os atrasos vacinais e falta de vacinação: Deve-se verificar
•
rotineiramente a vacinação contra o sarampo , de todas as crianças
atendidas em serviços de saúde, independente do tipo de atendimento , a
razão do atendimento ou sua complexidade. Uma história de vacinação, ou
de doença, não deve ser considerado para se contra-indicar a vacinação.
Devendo-se considerar em dia, apenas as crianças que comprovem com o
cartão de vacinas.
Assegurar imunização adequada de todos os profissionais de
•
saúde:
•
Todos os profissionais de saúde devem ser imunes a doença.
Em países sub-desenvolvidos, a grande maioria dos adultos tem
imunidade natural a doença.
•
Estudo realizado nos EUA revelou que, de todos os adultos
que adquiriram a doença em hospitais, 67% eram profissionais de
saúde. Outro estudo relata que, destes os mais susceptíveis são
enfermeiros.
•
Assegurar imunização adequada em pacientes internados: A
imunização de todos os pacientes internados deve ser rigorosamente
verificada. Pacientes ou profissionais de saúde não imunes expostos à
doença, que não apresentem contra-indicação à vacinação, devem
receber a vacina até 72 horas após a exposição, evitando dessa forma,
o desenvolvimento da doença. Diversos estudos relatam proteção de
68% a 100%.
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•
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Isolamento de casos de febre e exantema:
•
Em estudos realizados durante epidemia de sarampo, foi
observado que atendimento em serviços de emergência 10- 18
dias antes do aparecimento do exantema foi fator de risco
significante.
•
Todo paciente que procurar um serviço de saúde , com quadro
de febre e exantema, deve ser levado para sala reservada,
mantidos com máscara cirúrgica.
•
Administração de gamaglobulina:
•
A
aplicação
de
gamaglobulina
standart
em
paciente
susceptível até o 6ª dia do contato pode prevenir ou modificar o
sarampo. Se o contato ocorreu a menos de 72 horas deve-se
preferir a vacinação, caso não haja contra-indicações ou a criança
for maior de nove meses.
•
A gamaglobulina standart está indicada para crianças menores
de nove meses e para pacientes imunocomprometidos.
•
Se expostos à doença, pacientes imunossuprimidos devem
receber a gama-globulina standart na dose de 0,5 ml/kg (dose
máxima 15 ml); em pacientes não imunossuprimidos a dose é de
0,25 ml/kg (dose máxima 15ml). A aplicação é realizada por via
intramuscular.
ROTAVÍRUS
Rotavírus é o principal agente de diarréia aguda no mundo, resultando
em 870.000 óbitos/ano em crianças jovens em países em desenvolvimento.
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O rotavírus é um RNA vírus com sete grupos antigênicos distintos são
conhecidos (A-G). Tem distribuição cosmopolita, ocorrendo principalmente
durante o inverno. As manifestações clínicas mais frequentemente associadas
à diarréia líquida são vômitos, febre e desidratação. Infecções hospitalares por
rotavírus podem ocasionar sérios problemas principalmente em enfermarias
pediátricas. É eliminado em grande quantidade pelas fezes.
Medidas de Prevenção
A principal forma de transmissão é através do contato com pacientes
infectados, sendo indicado para prevenção de transmissão precaução de
contato. Sempre que possível deve-se realizar pesquisa antigênica de rotavírus
nas fezes em toda criança internada com quadro de diarréia aguda e se
positiva deve ser instituída precauções de contato durante toda a fase da
doença.
Sempre que possível e factível a criança com quadro de diarréia,
principalmente por rotavírus, deve ser mantida em quarto de isolamento e
precauções de contato devem ser preconizadas.
Evitar internação de pacientes com infecção por Rotavírus no mesmo quarto
que pacientes imunossuprimidos, desnutridos, em uso de corticóides e recémnascidos.
Na rede pública está disponível a vacina monovalente de vírus
atenuado,
monovalente
para
administração
oral.
O
esquema
vacinal
recomendado é de duas doses, aos 2 e 4 meses de idade simultaneamente
com as vacinas Tetravalente (DPT/Hib) e Sabin. O intervalo mínimo entre as
doses é de quatro semanas. A prteção contra formas graves da doença é em
torno de 80%.
NOROVÍRUS
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Norovírus são RNA-vírus pertencentes à família Calciviridae
Pode ser transmitido rapidamente pessoa-a-pessoa (via fecal-oral ou por
transmissão respiratória por gotículas) ou por contaminação de água, alimentos
ou fômites.
Os surtos por norovírus são caracterizados por alta taxa de ataque
secundário.
São importante etiologia nos surtos de diarréias alimentares, particularmente
em cruzeiros de navios, e em diarréia dos viajantes.
Os sintomas se iniciam abruptamente e varia de formas leves de diarréia
com evacuações líquidas a quadros graves com febre elevada e vômitos.
O período de incubação é de 24 a 48 horas.
O diagnóstico pode ser realizado por cultura, PCR-RT, microscopia
eletrônica ou por métodos imunoenzimáticos (apresentam menor sensibilidade
e especificidade).
Devido às múltiplas potenciais formas de transmissão do norovírus,
muitas vezes há dificuldade em se conter surtos.
Algumas medidas devem ser realizadas para limitar a transmissão. O
paciente deve permanecer em precauções de contato e se ocorrerem vômitos
esses deve ser removido cuidadosamente com objetivo de limitar formação de
aerossóis, limpar e desinfetar superfícies com solução de hipoclorito
(concentração mínima de 1000ppm, podendo ser necessária concentrações
maiores de 5.000 ppm) e utilizar equipamento individual de proteção ao
remover as fezes e vômitos dos pacientes.
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13. MEDIDAS DE PREVENÇÃO E CUIDADOS ESPECIAIS COM PACIENTES
TRANSPLANTADOS EM INTERNAÇÃO HOSPITALAR
A prevenção de infecções em pacientes submetidos a transplantes
corresponde
a
um
dos
grandes
desafios,
devido
à
presença
de
comprometimento severo do sistema imunológico (celular e humoral),
associado à doença de base, regimes de tratamentos (quimioterápicos e
imunossupressores) e procedimentos invasivos, resultando em alta incidência
de infecção associada à assistência a saúde, infecções comunitárias e
oportunistas.
A proposta deste capítulo é discutir as medidas de prevenção e controle
de infecção em transplantes de órgãos sólidos e transplantes de células tronco
hematopoiéticas.
A importância deste assunto se verifica pela presença de um aumento
do número de pacientes transplantados em todo o mundo. No caso do
transplante de órgão sólido, nos últimos 20 anos, notou-se um aumento de
250% nos Estados Unidos, com aproximadamente 30.000 transplantes anuais.
Da mesma forma, o número de transplantes de células tronco hematopoiéticas
no mundo atinge entre 50.000 a 60.000.
TRANSPLANTE DE ÓRGÃO SÓLIDO
Embora o Centers for Disease Control and Prevention (CDC, Atlanta)
tem publicado medidas de prevenção em pacientes submetidos a transplante
de células tronco hematopoiéticas, similares diretrizes não são disponíveis no
caso do transplante de órgão sólido. A maioria das infecções precoces após o
transplante (nos primeiros 30 dias após o procedimento) são as mesmas
encontradas na população em geral que se submete a um procedimento
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cirúrgico e, portanto, as diretrizes para controle de infecção associada ao uso
de cateteres vasculares, infecção urinária, infecção de sítio cirúrgico e infecção
pulmonar podem ser utilizadas nesta população.
A fonte de infecção no transplante de órgão sólido pode ser o doador, o
próprio receptor, associada à assistência à saúde ou associado à etiologia da
comunidade. Os principais fatores de risco são:
a) Colonização bacteriana ou fúngica do trato respiratório (por exemplo, no
transplante de pulmão);
b) Colonização por microorganismos resistentes a antimicrobianos, devido à
exposição prolongada ou freqüente em hospitais;
c) Severidade da doença de base;
d) Desnutrição;
e) Idade do paciente;
f) Procedimentos invasivos (por exemplo: cirurgia, cateteres venosos,
cateteres vesicais, intubação orotraqueal);
g) Imunossupressores (anti-proliferativos como micofenolato e rapamicina,
prejudicando a cicatrização de feridas operatórias e aumentando o risco de
infecções de sítio cirúrgico);
Dentre os diferentes tipos de transplante de órgão sólido, no primeiro mês
após o procedimento, encontramos o predomínio de um tipo de infecção
associada à assistência à saúde. No transplante de pulmão e coração, a
pneumonia associada à assistência à saúde é mais prevalente (35 a 48%),
enquanto que no transplante de rim e duplo rim-pâncreas, temos a infecção
urinária associada à assistência à saúde (6 a 86%). Infecções de sítio cirúrgico
são mais prevalentes nos transplantes: hepático (33 a 78%), de pâncreas (7 a
50%) e de intestino.
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A presença de infecções virais (por exemplo, citomegalovirose, vírus
Epstein-Barr, poliomavírus e hepatite C) influenciam na ocorrência de infecções
oportunistas bacterianas e fúngicas, neoplasias, bem como na imunomodulação dos enxertos. A re-infecção do enxerto hepático por hepatite C
ocorre entre 50 a 80% nos primeiros dois anos pós-tranplante, O vírus EpsteinBarr aumenta a incidência de doença linfo-proliferativa em até 76 vezes,
quando comparada com a população sem infecção prévia.
MEDIDAS DE PREVENÇÃO SUGERIDAS
Monitoração das taxas de infecção: No contexto do “National Healthcare
Safety Network” (NHSN), a unidade de transplante de órgão sólido não é uma
categoria distinta das outras, sendo classificada como unidade cirúrgica ou
médico/cirúrgica de cuidados intensivos. Ou seja, quando comparamos as
taxas de diferentes unidades de saúde no NHSN, existem hospitais que
incluem pacientes transplantados de órgão sólido ou não. Neste sentido, a
comparação interna em cada unidade de saúde é importante para avaliação de
tendências e estabelecimento de medidas de controle e prevenção. A cultura
da “tolerância zero” para as infecções associadas à assistência à saúde
também deve valer como objetivo na população de transplantados de órgão
sólido.
Avaliação do profissional de saúde e comunicantes:
É essencial que os
profissionais da área de saúde, principalmente aqueles em contato com o
paciente imunossuprimido, sejam aderentes às recomendações de imunização,
como por exemplo: influenza; hepatite B; varicela, sarampo, rubéola e caxumba
nos susceptíveis; dupla adulta. Assim como os comunicantes, também devem
receber a imunização adequada para a prevenção de transmissão de doenças.
Práticas de prevenção para os visitantes: Quanto
aos
visitantes,
as
medidas de prevenção são: a educação para a prática de higiene das mãos,
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assim como nas medidas de precaução padrão, respeitando a prática do
diferentes tipos de isolamento, restrição de visitantes com doenças
respiratórias, gastrintestinais, oftalmológicas (conjuntivite) e “screening” para
exposição de vacinas vivas ou atenuadas.
Práticas de prevenção de infecção no meio ambiente (o conceito de
ambiente protetor)
Nas unidades de transplante de órgão sólido, recomenda-se:
a) Limpeza diária das superfícies;
b) Evitar a presença de superfícies porosas, preferindo superfícies de fácil
limpeza;
c) O uso de carpetes e tapetes, que acumulam poeira, não é recomendado em
quartos e corredores;
d) Aspiradores de poeira com filtro HEPA para minimizar a dispersão;
e) Participação do serviço de controle de infecção no planejamento de
construção, próximo às unidades de transplante, promovendo as barreiras
necessárias e vigilância para infecções fúngicas;
f) Quanto aos sistema de distribuição de água, vigilância para a presença de
Legionella spp, disponibilizando de culturas periódicas da água da unidade,
assim como, testes diagnósticos para este patógeno em todas as suspeitas
de pneumonias em transplantados de órgão sólido (pesquisa do antígeno
urinário). Quando o patógeno é encontrado no sistema de água, inicia-se a
descontaminação do sistema de água.
TRANSPLANTE DE CÉLULAS TRONCO HEMATOPOIÉTICAS
As complicações infecciosas após o transplante de células tronco
hematopoiéticas estão relacionadas a uma série de características peculiares
nesta população, como: tipos de transplantes, regimes de preparo pré-
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transplante, tempo de neutropenia, presença de mucosites, presença de
acessos venosos centrais e outros dispositivos invasivos, status sorológico do
doador e receptor, doença de base do receptor, regimes profiláticos, presença
de doença do enxerto versus hospedeiro (GVHD), fatores ambientais.
As medidas de prevenção descritas na tabela abaixo serão classificadas
de acordo com categorias de recomendação proposto pelos órgãos: CDC
(Centers for Disease Control and Prevention), Sociedade Americana de
Infectologia (IDSA) e Sociedade Americana de Transplante de Medula Óssea
(ASBMT).
As categorias são:
A – Fortemente recomendado, devido à presença de forte evidência sobre
eficácia e benefício clínico substancial;
B – Geralmente recomendado, devido à presença de evidência moderada
sobre eficácia e benefício clínico limitado;
C – Recomendação opcional, devido à presença de evidências insuficientes
sobre a eficácia;
D – Geralmente, não recomendado, devido à moderada evidência contra a
eficácia ou resultado adverso;
E – Nunca recomendado, devido à forte evidência contra a eficácia e
resultados adversos;
I – Evidência de pelo menos um estudo randomizado, bem conduzido e
controlado;
II – Evidência de pelo menos 1 estudo bem desenhado, sem randomização;
III – Opinião de especialistas na área.
Recomendação
Categoria
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Ventilação no quarto do paciente
Ductos de admissão de ar sem acesso aos pássaros
AII
Nos quartos dos receptores de transplante alogênico, recomenda- AIII
se a troca de ar superior a 12x por hora, associado ao filtro HEPA.
No caso de transplantes autólogos, recomenda-se no caso de
neutropenia prolongada
No caso do uso de filtros HEPA portáteis, recomenda-se a BIII
colocação do mesmo no centro do quarto
Fluxo laminar não é necessário nos quartos, mas, se disponível, o CII
uso é opcional
Fluxo de ar no quarto deve ser direcionado e não turbulento
BIII
Janelas dos quartos devem ser lacradas ou seladas
BIII
Manutenção de pressão positiva nos quartos (>2,5Pa) comparado BIII
com o corredor
Energia de emergência para suprir o funcionamento da pressão BIII
positiva, fluxo de ar e filtros HEPA em caso de falha de energia
Construção
Receptores de transplante de células tronco hematopoiéticas AIII
devem evitar áreas de construção (prevenção de infecção para
fungos filamentosos, principalmente, Aspergillus spp)
Durante construção, intensificar o controle de poeira, promovendo AIII
a colocação de barreiras impermeáveis.
O Serviço de Controle de Infecção deve participar do comitê de BIII
preparo e planejamento da obra
A entrada de ar na unidade de transplante deve ser selada no BIII
caso de construção ou demolição ao ar livre próxima ao hospital
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Tetos falsos devem ser evitados
BII
Durante a construção, rígidas medidas para barreira devem ser BIII
estabelecidas entre o paciente e a obra
Aberturas e fechamentos de portas do quarto do paciente devem BIII
ser minimizadas no momento da obra.
Determinar específicos corredores, elevadores e escadas de BIII
acesso para a obra, evitando o transito dos transplantados nestes
locais
Na área de construção deve haver pressão negativa em relação a BIII
áreas com pacientes, evitando a saída de partículas
Fluxo de ar dentro da construção deve ser eliminado para fora do BIII
hospital ou filtrado com HEPA (capacidade de remover 99,7% das
partículas maiores do que 0,3µm)
Máscaras cirúrgicas não devem ser utilizadas para a proteção dos DIII
pacientes, pois não protegem contra a inalação de esporos
Áreas construídas recentemente devem ser limpas antes da AIII
entrada do paciente
No caso de transporte do paciente para fora da unidade, CIII
recomenda-se o uso de máscara N95 para proteção (tentar evitar
o transporte, antes de mais nada, durante construção)
Limpeza
Unidades de transplante devem ser limpas diariamente com BIII
desinfetantes aprovados pelo FDA/EPA, no Brasil ANVISA.
Pacientes não devem ser expostos a atividades que geram AIII
aerossóis de esporos, como por exemplo, aspiradores de pó ou
uso de vassouras
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Vazamentos de água devem ser reparados dentro de 72 horas BIII
para se evitar proliferação de microorganismos. Recomenda-se a
vigilância com culturas periódicas dos sistema de água para
Legionella spp. Entretanto, não se estabeleceu um consenso
sobre o intervalo de tempo para a realização desta medida, bem
como o número de sítios de coleta, sendo de responsabilidade de
cada SCIH. Na presença deste patógeno no sistema de água, a
descontaminação deve ser implementada para a prevenção de
infecção (através do hiperaquecimento ou cloração) e, enquanto
isso, os pacientes devem evitar o banho de chuveiro (risco de
produção de aerossóis) e utilizar água estéril para beber, escovar
dentes etc. Outros patógenos podem contaminar a água e
ocasionar surtos como o Acinetobacter spp e Aspergillus spp
Quando um caso confirmado laboratorialmente de infecção por AI
Legionella spp, que permaneceu internado numa unidade de
transplante entre 2 a 10 dias antes do início dos sintomas, ou
quando 2 ou mais casos de infecção por Legionella spp,
confirmados laboratorialmente, ocorreram em pacientes que
visitaram algum centro ambulatorial de transplantes, o serviço de
controle de infecção hospitalar deve realizar uma investigação
epidemiológica e ambiental para determinar a fonte
Medidores de umidade devem ser utilizados para guiar a retirada BIII
de materiais com infiltração de água
Pisos e pavimentos não porosos para facilitar a limpeza
BIII
Isolamento e precauções de barreira
Receptores de transplante de células tronco hematopoiéticas BIII
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devem ficar em quartos individuais
Uso de precaução padrão se contato com fluidos corporais
AIII
Quando apropriado, utilizar as precauções de contato, aerossol e AIII
para gotículas
Antes da pega, os receptores devem utilizar luvas e máscaras CIII
cirúrgicas quando saírem dos quartos (quando não há construção
próxima)
Receptores de transplante devem evitar áreas com muitas BIII
pessoas para minimizar o contato
Higiene das mãos
Todos os indivíduos que entrarem na unidade de transplante AI
devem seguir as recomendações sobre higiene das mãos
Receptores devem seguir as práticas de higiene das mãos
BIII
Uso de álcool gel ou detergente com anti-sépticos são AIII
recomendados para a higiene das mãos
Luvas devem ser usadas como parte da precaução padrão
AIII
As luvas não substituem a higiene das mãos e, deve-se praticá-la AIII
antes e após o uso das luvas
Luvas devem ser trocadas entre pacientes e entre o manuseio de AIII
área contaminada para área limpa no mesmo paciente
Unhas artificiais não devem ser utilizadas pelas pessoas na AIII
unidade
Unhas naturais devem ter menos do que 0,25 cm de comprimento
AIII
Anéis, argolas, bandagem nas mãos devem ser evitadas na BII
unidade, devido à possibilidade de criação de nichos com
patógenos
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Equipamento
Equipamentos devem ser esterilizados ou desinfetados usando AIII
compostos adequados e padronizados
Curativos devem ser monitorados para a contaminação com BII
fungos
Ataduras e curativos fora do prazo de validade, parcialmente BIII
abertos ou com presença de material contaminado na visualização
direta devem ser descartados no lixo
Somente troca com curativos estéreis
BIII
Abaixadores de língua não estéreis são contra-indicados para DII
servirem de talas em acessos venosos
Não permitir a presença de carpetes nas unidades de transplante
DII
Plantas e brinquedos
Plantas não devem ser permitidas em quartos com transplantados
BIII
Áreas de lazer para crianças receptoras de transplante devem ser BIII
desinfetadas pelo menos 1x/semana ou de acordo com a
necessidade
Somente
brinquedos
limpos
e
desinfetados
podem
estar BIII
presentes nas áreas de lazer das crianças receptoras de
transplante, com rotina de limpeza semanal, no mínimo, ou de
acordo com a necessidade
Brinquedos de pelúcia ou pano devem ser lavados em máquinas BIII
de ciclagem com altas temperaturas, pelo menos 1x/semana ou
de acordo com a necessidade
Brinquedos de plástico devem ser lavados com água e sabão, BIII
além da imersão em desinfetante e, em seguida, acondicioná-los
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em máquinas de lavar com ciclagem em altas temperaturas
Crianças
que
colocam
brinquedos
na
boca
não
devem DIII
compartilhar os brinquedos
Brinquedos descartáveis devem ser oferecidos quando possível
BIII
Brinquedos não laváveis devem ser descartados
BIII
Brinquedos que retém água de banhos devem ser evitados nesta DII
população
Itens como argila devem ser evitados, assim como qualquer BIII
material de solo
Itens de fisioterapia e terapia ocupacional também devem ser BIII
limpos e desinfetados, de acordo com diretrizes
Profissionais da área de sáude
Manutenção de adequada vacinação dos profissionais
BIII
Profissionais com doenças transmissíveis por aerossol, gotículas AI
ou contato devem evitar o contato com os pacientes (por exemplo,
diarréia, infecções de vias aéreas, herpes zoster, herpes simplex)
Tempo de licença do profissional deve ser rigorosamente seguido BIII
pela instituição
Todo o profissional que entra em contato com pacientes AI
infectados por Clostridium difficile ou no ambiente deste paciente
devem utilizar luvas antes de entrar no quarto, ou antes, de
manipular com o paciente ou secreções
Visitantes
Todos os visitantes devem passar por um “screening” sobre BII
doenças infecciosas transmissíveis. Recomenda-se a vacinação
contra influenza anual e, na falta da vacina contra varicela,
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documentar infecção prévia por varicela. Evitar o contato no caso
de vacinação recente (6 semanas) para pólio oral (Sabin) e no
caso de rash cutâneo após vacinação contra varicela em até 6
semanas
Visitantes com potenciais doenças transmissíveis (diarréia, AII
conjuntivite e infecções de vias aéreas) devem evitar o contato
com transplantados
Todos os visitantes devem seguir as normas de higiene das mãos AIII
e procedimentos de isolamento
Restringir o número de visitantes que possam ser educados e BIII
orientados na unidade
Cuidado oral e com a pele
Banhos diários para os receptores com sabão neutro
BIII
Durante o período de neutropenia, manter vigilância diária em BIII
região do períneo, sítio do cateter venoso, etc
Manter higiene perineal
BIII
No caso das mulheres, manter a limpeza do períneo na direção AIII
anterior para posterior, evitando a contaminação da uretra
Mulheres com menstruação não devem usar tampões
DIII
Termômetros retais, enemas, supositórios devem ser evitados DIII
nesta população
Manutenção da higiene oral
AIII
Tratamento dentário deve ser realizado entre 10 a 14 dias antes AIII
do regime de condicionamento pré-transplante
Mucosite em pacientes transplantados acarreta no uso de AIII
enxágüe da cavidade oral entre 4 a 6x/d, com água estéril,
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solução salina ou solução com bicarbonato de sódio
Escova de dente com cerdas macias deve ser utilizada 2x/d para BIII
a higiene dos dentes
O uso de pasta de dente é opcional na higiene oral
CIII
O uso de fio dental é autorizado desde que sem trauma
BIII
Vigilância diária da cavidade oral
BIII
Na presença de mucosite contra-indica-se o uso de aparelhos DIII
ortodônticos
Remoção de aparelhos ortodônticos deve ser programada pelo BIII
dentista
Dentaduras devem ser retiradas no momento da mucosite, CIII
dependendo do grau de capacidade de higiene oral do paciente
Prevenção de infecção associada ao uso de cateteres
vasculares
Implementar as medidas de controle e prevenção de infecção AIII
associada ao uso de cateteres vasculares presentes nas
diretrizes, pois corresponde a principal infecção associada à
assistência à saúde nesta população. Dentre aproximadamente
250.000 episódios de infecção da corrente sanguínea nos Estados
Unidos, cerca de 30 a 40 % delas ocorrem em unidades de
transplante de células tronco hematopoiéticas. Cerca de 65%
destas infecções ocorrem no momento da neutropenia e 80%
dentro dos primeiros 30 dias após o transplante.
Evitar o contato da água encanada com o sítio de acesso
BIII
Cateteres venosos totalmente implantáveis podem ser utilizados CII
em crianças menores de 4 anos
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Cobrir o sítio de acesso venoso durante o banho, trocar as tampas BII
do acesso de acordo com as recomendações do fabricante e
utilizar metodologia asséptica na manipulação do acesso
Educação dos pacientes e profissionais de saúde sobre os BII
cuidados com o acesso venoso
Outras medidas de controle e prevenção
Uso racional de antimicrobianos, de acordo com as diretrizes e BIII
resultados de culturas, evitando a seleção de cepas multiresistentes. O uso de profilaxia com fluoroquinolonas trouxe
benefícios para o transplante, porém, modificou o predomínio de
infecções da corrente sanguínea de bacilos gram-negativos para
cocos gram positivos, como, por exemplo, o Staphylococcus
coagulase negativo resistente a quinolonas. Além disso, o uso de
vancomicina empírico no tratamento de neutropenia febril levou a
um aumento de infecções por Enterococcus spp resistente a
vancomicina (VRE). Outra infecção importante nesta população é
a colite pseudomembranosa por Clostridium difficile, secundário
ao uso de antibióticos. Quanto aos fungos, o uso profilático de
azólicos, como o fluconazol, levou a um aumento de infecções por
Candidas não albicans (Candida glabrata e Candida krusei) ou
Candida albicans resistentes a fluconazol.
A adesão às medidas de prevenção e controle é necessária para AI
controlar a exposição ao VRE
A adesão às medidas de prevenção e controle de MRSA AII
(Staphylococcus aureus meticilino-resistente), principalmente, a
higiene das mãos e uso de apropriada prevenção de barreira
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Remoção de cateteres vasculares colonizados ou infectados por AIII
MRSA
Culturas para bactérias e fungos de vigilância em pacientes DII
assintomáticos não é recomendado na unidade
Na ausência de surtos, vigilância ambiental de rotina não é DIII
recomendada nas unidades
Coleta de amostras de ar, nos ductos e filtros, deve ser realizada CIII
na situação de construção ou presença de surtos por fungos
filamentosos. Recomenda-se menos do que 15 Unidades
formadoras de colônias de esporos de fungos por mm3 e menos
do que 0,1 Unidades formadoras de colônias de esporos de
Aspergillus spp
Recomenda-se a investigação do sistema de ventilação quando BIII
existir um aumento na taxa de ataque de aspergilose invasiva
superior a 2x durante um período de 6 meses
Investigar pela história e antecedente epidemiológico para AIII
tuberculose em todos os candidatos a transplante de células
tronco hematopoiéticas
Recomenda-se o PPD em transplantados
CIII
Pacientes com PPD reator (≥ 5mm) ou história de PPD reator no AI
passado sem terapia devem ser investigados com Rx de tórax e
pesquisa de escarro ou outro material de vias aéreas para
investigar tuberculose em atividade
O transplante não deve ser atrasado devido a um PPD reator
REFERÊNCIAS
DIII
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•
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Dykewicz CA. Hospital Infection Control in Hematopoietic Stem Cell
Transplant Recipients. Emerg Infect Dis. 2001; 7(2): 263 – 267.
•
Center for International Blood and Marrow Transplant Research. Guidelines
for preventing infectious complications among hematopoietic cell transplant
recipients: a global perspective. Bone Marrow Transplant. 2009; 44(8): 453
– 558.
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14. LIMPEZA, DESINFECÇÃO, ESTERILIZAÇÃO DE ARTIGOS MÉDICO HOSPITALARES
As estruturas inanimadas como ar, água, comida e superfícies fixas
podem contribuir para o aumento do risco de transmissão de microrganismos
dentro de instituições de saúde.
Artigos desinfetados ou esterilizados inadequadamente tem implicação
importante na transmissão das infecções relacionadas à assistência à saúde e,
portanto cuidados nos procedimentos de limpeza de todos estes materiais são
a base para a prevenção e o controle dessas infecções.
CONCEITOS IMPORTANTES
Em 1868, Earle H.Spaulding criou uma classificação de artigos e
equipamentos hospitalares que dividindo-os em três categorias segundo sua
natureza, risco para o paciente e aplicação facilitando a decisão de qual o
melhor método de processamento que necessita.
• Artigo crítico: são aqueles que penetram através da pele e mucosas
atingindo os tecidos sub-epiteliais, no sistema vascular, bem como todos os
que estejam diretamente conectados com ele (ex: instrumentos de corte e de
ponta, etc).
• Artigo semi-crítico: são todos aqueles que entram em contato com pele
não íntegra ou com mucosas íntegras (ex: acessórios de equipamentos de
assistência ventilatória e anestesia gasosa, endoscópios de uso gastro, etc).
• Artigo não crítico: são todos aqueles que entram em contato com a pele
íntegra do paciente ou aqueles que não entram em contato com o mesmo (ex:
termômetro, lençóis, etc).
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Os produtos para uso hospitalar só poderão ser comercializados após
certificado de registro no Ministério da Saúde onde constam as características
básicas do produto, laudos de testes microbiológicos e toxicológicos realizados
por laboratórios credenciados e o laudo do produto publicado no Diário Oficial
da União.
As empresas fornecedoras dos produtos devem estar disponíveis para
orientações adicionais e a equipe do hospital deve ser bastante crítica quanto
às
informações e trabalhos fornecidos
procurando
literatura
atualizada,
pelos representantes,
desvinculada
de
qualquer
sempre
indústria
farmacêutica confirmando inclusive se o produto já vem sendo usado no Brasil
e em outros hospitais.
Deve-se sempre avaliar o custo-benefício do reprocessamento, pois o
que se sabe é que diversas vezes os hospitais executam procedimentos com
embasamento empírico e algumas vezes pagando um preço muito alto por esta
má prática (risco de infecção, risco de quebra do material durante o
procedimento devido ao desgaste).
Para o reprocessamento de qualquer material ou equipamento deve-se
seguir as recomendações do fabricante e deve-se optar, à medida do possível,
por materiais que possam se adequadamente desmontados o que facilitaria a
limpeza, desinfecção e esterilização.
LIMPEZA
a.
Conceito:
É o processo pelo qual se faz a remoção da sujidade, odor e
conseqüente redução da população microbiana de artigos e superfícies, além
de remover ou reduzir as substâncias pirogênicas. É o núcleo de todas as
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ações para cuidados com materiais, considerado a principal fase dos
procedimentos de reprocessamento
b.
Método:
É importante frisar que todo o processo de desinfecção ou esterilização
deve ser precedido pela limpeza e secagem rigorosas dos artigos, devendo
todo artigo sujo com sangue ou secreções ser considerado contaminado.
A limpeza deve começar imediatamente após o uso do material para
evitar o ressecamento da matéria orgânica sobre os artigos.
A imersão de artigos sujos em soluções germicidas possui limitações;
“é desconhecido o nível de proteção oferecido por este processo, uma vez
que todas estas soluções sofrem redução de atividade, em maior ou menor
grau em presença de matéria orgânica. Além desta, outras desvantagens
podem ser citadas, como: o alto custo envolvido, a impregnação da matéria
orgânica nos artigos, a toxicidade dos produtos e o aporte de grandes
volumes de desinfetantes na rede de esgoto, acarretando possíveis danos
ambientais.”
O uso de Equipamento de Proteção Individual (EPI) nesta fase do
processo é fundamental, para evitar o contato direto da pele e das mucosas
com material contaminado. É recomendado o uso de protetor ocular ou facial,
máscara, avental impermeável de mangas longas, luvas grossas de cano
longo e botas sempre que houver risco de contato de pele ou mucosa com
matéria orgânica advinda de qualquer paciente (Precauções Padrão).
O local para execução do processo de limpeza deve ser planejado:
conter pias com cuba funda para limpeza adequada de materiais, pias de
lavagem das mãos, aeração e temperatura adequadas, torneiras adaptáveis,
etc. O ideal é que o projeto da área seja feito por equipe multiprofissional
(engenheiros, enfermeiros e equipe de controle de infecção).
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Deve haver supervisão constante dos processos de limpeza utilizados
na unidade. O procedimento deve estar descrito passo a passo, e é
fundamental que o material adequado para a ação, esteja sempre disponível.
Recomenda-se que a supervisão e auditoria sejam periódicas e feitas por
profissional externo à unidade (controle de infecção, por exemplo). Pode-se
usar como instrumento um “check list” abrangendo os principais pontos de
risco a serem checados.
Falhas na limpeza dos artigos impedem a esterilização, pois sujeira e
gordura atuam como fatores de proteção para os microorganismos, agindo
como barreira para o contato com agentes esterilizantes químicos, físicos ou
físico-químicos.
A
limpeza
de
artigos
deve
ser
feita
preferencialmente
por
equipamentos que utilizem processos físicos, como lavadoras termodesinfetadoras, pois promovem a limpeza e descontaminação simultâneas,
reduzindo a manipulação do material contaminado.
Detergentes enzimáticos facilitam a ação mecânica, reduzindo
potencialmente os riscos ocupacionais. Agem removendo a matéria orgânica
são atóxicos e biodegradáveis.
Na ausência de detergente enzimático, os instrumentais deverão sofrer
exposição à água morna e corrente. Estes artigos deverão estar
preferencialmente em cestos aramados para minimizar a manipulação do
material contaminado e reduzir a produção excessiva de aerossóis.
Além das lavadoras que utilizam jatos de água quente existem no
mercado lavadoras ultra-sônicas nas quais a ação desincrostante do
detergente enzimático é potencializado pelo ultra-som.
Na impossibilidade de tais processos, efetuar lavagem manual por
fricção, auxiliada por escova. Este método deve ser utilizado após a imersão
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do artigo em desincrostantes, preferencialmente enzimáticos. O enxágüe
deverá ser feito em água corrente.
A água que abastece as Centrais de Esterilização deve ter qualidade
diferenciada. Para este setor não basta obedecer aos padrões de
potabilidade, pois muitas vezes a água em uso é potável, porém está
impregnada com metais pesados e cloro, o que acelera a corrosão dos
metais.
c. Secagem:
Outro passo importante é a secagem, pois a umidade interfere nos
diferentes processos de esterilização. Para tal processo é recomendável o
uso de:
•
Secadoras de ar quente ou frio;
•
Estufas reguladas para este fim;
•
Ar comprimido medicinal, principalmente para artigos que possuam
lúmen;
•
Pano limpo, absorvente e seco.
Após tal processo deverá ocorrer a inspeção rigorosa dos artigos,
preferencialmente com auxílio de lupa, no sentido de detectar presença de
oxidações, secreções e umidade. Nesta fase pode-se utilizar o álcool a 70%
com fricção, que acelera a secagem do material.
Objetivando aumentar a vida útil dos instrumentais, principalmente os
que possuem articulações, cremalheiras ou ranhuras, estes devem ser
lubrificados com produtos não-tóxicos, que possuam ação anticorrosiva.
DESINFECÇÃO
a.
Conceito:
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Processo de destruição de microrganismos na forma vegetativa, com
exceção de esporos, mediante a aplicação de agentes físicos e químicos. A
desinfecção é indicada para artigos semi-críticos, tais como: acessórios para
assistência respiratória, endoscópios, espéculos, lâminas larisgoscópio, etc.
A desinfecção é um processo complexo que requer cuidados especiais
em sua execução. A velocidade com que um artigo sofre a desinfecção
depende de fatores tais como: natureza e composição do material,
concentração do desinfetante, tempo de exposição, temperatura, pH,
composição química, número de microorganismos existente no material, etc.
Este processo pode ser obtido mediante aplicação de agentes físicos e
químicos.
b.
•
Método:
Físico: Esse processo chama-se Termodesinfecção (lavadoras termodesinfectadora, lavadoras de descarga e pasteurizadoras) - utilização do
calor associado a ação mecânica em temperaturas de 60 a 95 graus com
variação do tempo - 10 a 30 minutos. Pode ser empregado para a limpeza
de artigos críticos antes de sofrerem o processo de esterilização (maior
proteção aos funcionários) ou para desinfecção de alto nível de artigos de
inaloterapia, acessórios de respiradores, copos nebulizadores, etc. Devese ter cuidado na montagem dos racks na lavadora, uma vez que devem
ser submetidos à exposição de jatos de água direcionados. Deve-se
obedecer à disposição dos artigos de acordo com o fabricante e não
devem ser aglomerados.
o Há no mercado nacional um indicador químico para lavadora
termodesinfectadora que monitora a temperatura e o tempo de
exposição da fase de desinfecção. É específico para equipamentos
programados para operar ciclo de termodesinfecção a 93°C por 10
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min. Depois de desinfetado, o material deve ser embalado de forma
a não haver recontaminação dos mesmos.
•
Químico: Imersão em soluções germicidas. Deve-se restringir a artigos
termo-sensíveis. O controle de todo processo é fundamental para a
qualidade final da desinfecção. O uso do EPI neste processo também é
fundamental, pois o contato direto da pele e das mucosas com material
contaminado
e
ou
com
produtos
químicos
pode
trazer
graves
conseqüências à equipe. O processo de desinfecção química compreende
diversas fases e todas elas são de igual importância: lavagem, enxágüe
pós lavagem, secagem, imersão completa na solução, tempo de ação do
germicida,
enxágüe
pós
desinfecção,
secagem,
embalagem
e
armazenagem.
o O tempo de validade dos artigos que sofrem o processo de
desinfecção ainda não esta claro. Estas recomendações dependem
diretamente da efetiva secagem do artigo, a qualidade de
embalagem que é utilizada e o local de armazenagem.
c.
Classificação dos desinfetantes:
Os desinfetantes são classificados segundo nível de ação em: alto,
médio e baixo nível, conforme seu espectro de ação.
•
Desinfetante de alto nível: inclui a eliminação do bacilo da tuberculose,
todas as bactérias vegetativas, fungos e todos os vírus.
•
Desinfetante de nível intermediário: não inclui a eliminação de esporos
bacterianos e ação média sobre vírus não lipídicos, elimina o bacilo da
tuberculose, a maioria dos fungos e algumas bactérias vegetativas.
•
Desinfetante de baixo nível: não há ação sobre os esporos ou sobre o
bacilo da tuberculose, tendo algumas vezes ação sobre vírus não
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lipídicos e com atividade relativa sobre fungos, mas capaz de eliminar a
maioria das bactérias na forma vegetativa.
d.
Produtos germicidas mais utilizados para desinfecção:
GERMICIDA e
EMPREGO
CONCENTRAÇÃO DE USO
Glutaraldeído a 2%
o
Ambiente com exaustão ou ventilação
tempo de imersão de semi-críticos sensíveis ao natural apropriadas (tóxico)
20 minutos
o
Desinfecção de artigos
CUIDADOS ESPECIAIS
calor (endoscópios)
Ativado antes do uso (datar)
Validade de 14 ou 28 dias (conforme o
Para uso em caso de
fabricante)
clostridium sp 3 horas
Observar a concentração da solução
através de fitas identificadoras específicas
(mínimo de 1%)
Enxaguar abundantemente evitando
resíduos
Utilizar em recipientes plásticos ou de vidro
sempre tampados
Não é indicada p/ desinfecção de
superfícies
Álcool etílico 70%
o Fricção por 30 segundos
Desinfecção de artigos
Contra-indicado o uso em acrílico
não críticos e semi-
Enrijece borrachas e plásticos
críticos e de superfícies
Danifica o cimento das lentes
ambientais
(ex: termômetro,
estetoscópio, bancada de
preparo de medicações,
etc)
Ácido peracético 0,2%
o
tempo de ação: 10
minutos em imersão
Desinfecção de artigos
semi-críticos
ex: fibroscópio,
endoscópio
Baixa toxicidade
Corrosivo para artigos que contenham: aço,
bronze, lata e ferro galvanizado
Antes adicionar anti-oxidante padronizado
pelo fabricante
Datar e controlar prazo de validade: 30 dias
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após ativação
Checar a concentração da solução
semanalmente através de fitas identificadoras
específicas
Não indicado para uso em superfícies
Peróxido de hidrogênio
Hemodiálise
associado ao ácido peracético
Desinfecção de
Diluição conforme recomendação do
fabricante e adequada para cada situação
capilares e linhas
Desinfecção de
máquinas de hemodiálise
Hipoclorito de Sódio à
0,1% (1000ppm)
tempo de atuação de
o
30 minutos
lactários e cozinhas
o
60min 0,02% ( 200ppm)
Desinfecção de artigos
semi-críticos sensíveis ao
calor, que não possuem
peças metálicas em sua
constituição (inaladores,
circuitos respiratórios)
Formaldeído a 4%
tempo de desinfecção
o
em 30 min.
Desinfecção de
capilares de sistemas
dialisadores
São instáveis, reagindo à luz e a
temperatura
Devem ser diluídos criteriosamente a cada
6 horas
Nesta concentração não apresentam alta
toxicidade, porém ainda são corrosivos
Após o procedimento, testar a presença de
resíduos de formol no material
Manipular cuidadosamente devido a
toxicidade e apresentar efeitos mutagênicos e
carcinogênicos
Alta toxicidade
Uso somente quando associado a um
equipamento de esterilização registrado na
ANVISA
ESTERILIZAÇÃO
a.
Conceito:
Processo de destruição de todas as formas de vida microbiana,
inclusive esporos, mediante aplicação de agentes físicos e químicos.
b.
Método:
•
Vapor saturado sob pressão (autoclave),
•
Óxido de etileno,
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•
Calor seco (estufa)
•
Esterilização através do plasma de peróxido de hidrogênio,
•
Esterilização através de vapor de baixa temperatura de formaldeído.
Todos esses processos devem ser acompanhados de controles
rigorosos que vão desde a própria lavagem do material, embalagem a ser
utilizada, tempo/temperatura/pressão e lotação dos equipamentos durante a
esterilização, armazenamento, controles biológicos e outros.
Cuidados gerais com o material devem ser tomados: as embalagens
devem ser preparadas criteriosamente contendo o nome do material, tipo de
esterilização, identificação do equipamento usado, número da carga, data de
validade da esterilização e nome do responsável pelo empacotamento. Devese manter registro de todos os testes de controle de qualidade feitos no
material e equipamento. A supervisão de todas as cargas por um responsável
é uma prática obrigatória para que os materiais sejam liberados com maior
segurança.
c.
Controle de qualidade:
•
Testes
físicos:
observação
direta
dos
parâmetros
do
esterilizador durante o processo normal (sugere-se a validação de
manômetros e registradores utilizando-se equipamento padrão)
e/ou colocação de termopares para confirmação da temperatura no
interior da câmara quando o equipamento passar por grandes
reparos (não precisam ser feitos de rotina).
•
Testes
químicos:
indicadores
químicos
(específicos
para
temperatura) ou integradores químicos (avaliação de tempo,
temperatura e vapor). Os integradores são colocados no interior das
caixas e fornecem resposta imediata quanto a possibilidade de falha
no processo. Existe um terceiro tipo de teste químico chamado de
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Bowie and Dick que é usado para determinar a eficácia do sistema
de vácuo na autoclave, o qual deve ser realizado diariamente antes
do início do trabalho.
Teste biológico: é o único meio de assegurar que o conjunto de
•
todas as condições de esterilização está adequado porque os
microorganismos
são
diretamente
testados
quanto
ao
seu
crescimento ou não após a aplicação do processo. Se o indicador
processado apresentar crescimento, o equipamento deverá ser
revisado tecnicamente e o teste repetido. O ideal é que o
crescimento da cepa seja detectado em 3 horas.
Teste de esterilidade: amostras de artigos esterilizados são
•
encaminhadas para o laboratório a fim de serem avaliados quanto a
sua esterilidade. Este tipo de teste exige pessoal extremamente
habilitado e recursos materiais compatíveis para que o resultado
final seja confiável. Não é recomendado que se faça este
procedimento de rotina devido a sua complexidade. Utilizar apenas
em casos de investigação de surtos de infecção, com agente
etiológico específico, tentando determinar uma fonte comum.
d.
Tabela de alguns métodos de esterilização mais utilizados
Método
Autoclave
Vantagens
Não
tóxico
para
Desvantagens
pacientes,
funcionários e ambiente.
Ciclos
fáceis
de
pode
ser
usada
para
instrumentais termo-sensíveis.
controlar
e
monitorar.
Rápido efeito microbicida.
Boa penetração em pacotes e
dispositivos com lúmem.
Não
Instrumentais
de
microcirurgia
sofrem danos ao longo do tempo.
Pode
úmidos
mesmos.
deixar
facilitando
os
a
instrumentais
ferrugem
dos
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Plasma
peróxido
de
de
hidrogênio
Seguro
para
ambiente
e
profissionais de saúde
Câmara de esterilização pequena.
Ciclos de esterilização entre 45-73
não
Incompatível com celulose, tecidos e
líquidos.
Não deixa resíduo tóxico.
minutos,
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sendo
necessária
aeração.
Contra-indicada,
nos
EUA,
para
materiais com lumens > 40 cm ou
diâmetro < 3 mm. Aqui no Brasil existe
Pode ser utilizada para artigos
um adaptador, autorizado, que pode ser
utilizado neste tipo de material.
termo-sensíveis.
Fácil operação e monitorização.
Necessita embalagem sintética e
container específico.
Óxido de etileno
Boa
penetração
em
materiais
embalados e materiais plásticos.
Pode ser utilizada em artigos
termo-sensíveis.
Boa compatibilidade com materiais
médico-cirúrgico.
Requer aeração forçada e natural
para remover o resíduo do ETO.
Câmara de esterilização pequena.
É tóxico e carcinogênico além de ser
inflamável.
Necessita de grande investimento
para
instalação
e
manutenção
do
equipamento.
Ácido peracético
Ciclos rápidos (30” a 1 hora)
Material não deve ser estocado por
Esteriliza em baixas temperaturas
longos períodos. O equipamento deve
(50-55°C) System 1® - equipamento
estar instalado próximo ao local que vai
compacto, em uso nos EUA há vários
ser usado.
anos e já disponível no Brasil, indicado
especialmente para esterilização de
óticas rígidas e flexíveis.
Baixa toxicidade ambiental e para
profissionais de saúde.
Remove sujidade residual.
Não é possível o uso de indicadores
biológicos.
Usado somente para imersão de
instrumentos.
Corrosivo para artigos que
contenham: aço, bronze, lata e ferro
galvanizado.
Possível o reprocessamento de um
“scópio” por vez.
REFERÊNCIAS
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•
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Graziano KU, et al. Limpeza, desinfecção, esterilização de artigos e
anti-sepsia. In: Fernandes AT editor. Infecção hospitalar e suas
interfaces na área da saúde. Editora Atheneu; 2001. Volume 1. Capítulo
11. P.266-305.
•
Graziano KU, et al. Recomendações práticas para processos de
esterilização em estabelecimento de saúde – Guia elaborado por
enfermeiros brasileiros. Komedi: 2000.
•
APECIH - Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção
Hospitalar. Monografia: Limpeza, desinfecção de artigos em serviços de
saúde. São Paulo, APECIH, 2010.
•
MS Orientações gerais para central de esterilização. Brasília, 2001.
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15. LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE SUPERFÍCIES
As superfícies ambientais são freqüentemente contaminadas com
microrganismos. Há muito tem se debatido qual é a relação entre o ambiente e
a ocorrência de infecção hospitalar. Vários estudos têm demonstrado a
capacidade de resistência de alguns microrganismos em superfícies ambientais
e em matéria orgânica ressecada.
O vírus da Imunodeficiência Humana - HIV pode sobreviver até três dias
no ambiente enquanto o vírus da Hepatite B - HBV até uma semana,
Enterococcus spp até uma semana, o Acinetobacter baumanniii até dois dias, o
Vírus Sincicial Respiratório de 30 minutos até 8 horas e o Rotavírus de 12 a 35
dias.
É importante que a instituição estabeleça rotina e procedimentos de
limpeza de acordo com a localização da unidade, tipo de superfície a ser limpa,
tipo de sujeira presente e atividades ou procedimentos realizados na área. A
utilização de soluções detergentes ou desinfetantes devem se basear no
histórico dos agentes prevalentes nas unidades de internação, especialmente,
nas unidades de terapia intensiva.
As áreas próximas ao paciente são as que merecem maior atenção na
limpeza concorrente e terminal: cama, grades da cama, mesa de cabeceira,
mesa de refeição, maçanetas, interruptores de luz, descarga, bomba de
infusão, e outros equipamentos em uso pelo paciente.
CLASSIFICAÇÕES DAS ÁREAS HOSPITALARES
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Segundo o Manual de Limpeza e Desinfecção de Superfícies (ANVISA,
2010), as áreas hospitalares estão assim classificadas, conforme o risco
potencial de transmissão de infecções:
▪
Áreas Críticas: são aquelas em que existe o risco aumentado de
transmissão de infecções, por serem locais onde se realiza grande volume de
procedimentos de risco, com ou sem pacientes ou onde se encontram
pacientes com seu sistema imunológico deprimido. P.ex.: salas de cirurgia,
Unidade de Terapia Intensiva (UTI), Berçário de Alto Risco, Pronto-Socorro,
Unidade de Queimados e de Isolamento de Doenças Transmissíveis, Unidade
de Transplantes, Central de Material e Esterilização, Salas de Hemodiálise e
Hemodinâmica, Laboratório de Análises Clínicas e de Anatomia Patológica,
Banco de Sangue, Serviço de Nutrição e Dietética, Lactário, Lavanderia,
Farmácia etc.
▪
Áreas Semicríticas: são todas aquelas ocupadas por pacientes com
doenças infecciosas de baixa transmissibilidade e doenças não-infecciosas,
excluindo as incorporadas às áreas críticas. P.ex.: enfermarias, quartos de
pacientes internados, ambulatórios, banheiros, posto de enfermagem, elevador,
corredores etc.
▪
Áreas Não-Críticas: são todas aquelas não ocupadas por pacientes e
onde não se realizam procedimentos de risco. P.ex.: áreas administrativas,
vestiário, copa etc.
PRINCIPAIS CONCEITOS
a. Desinfecção:
Processo de destruição de microrganismos em forma vegetativa em
objetos inanimados.
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▪
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Desinfecção de alto nível: elimina bactérias vegetativas, bacilo da
tuberculose, fungos, vírus e alguns, mas, não necessariamente todos esporos
bacterianos.
▪
Desinfecção de nível intermediário: elimina bactérias vegetativas,
maioria dos fungos, bacilo da tuberculose, e maioria dos vírus, mas não
esporos bacterianos.
▪
Desinfecção de nível baixo: elimina a maioria das bactérias vegetativas,
alguns fungos, e alguns vírus. Não mata micobactérias e esporos bacterianos.
b. Descontaminação
Processo ou tratamento utilizado na superfície ambiental ou em artigo
médico hospitalar, tornando-os seguro para manuseio.
c. Limpeza
É a remoção de sujeira, mau odor e conseqüente redução da população
microbiana de artigos e superfícies através de substâncias tensoativas.
d. Saneantes
Segundo a RDC Anvisa nº. 184, de 22/10/ 2001, saneantes são
substâncias ou preparações destinadas à limpeza, desinfecção, desinfestação,
desodorização/odorização de ambientes domiciliar, coletivos e/ou públicos, para
utilização por qualquer pessoa, para fins domésticos, para aplicação ou
manipulação por pessoas ou entidades especializadas, para fins profissionais.
PROPRIEDADES DE UM DESINFETANTE IDEAL
▪
Amplo espectro de ação – contra bactérias Gram positivas e negativas,
vírus e fungos;
▪
Ação rápida: morte rápida dos microrganismos;
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▪
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Não ser afetado por fatores ambientais: ter atividade na presença de
matéria orgânica, ser compatível com sabões, detergentes e outras soluções
químicas utilizadas no processo;
▪
Não tóxico: não ser irritante para o usuário;
▪
Compatibilidade: não corroer superfícies metálicas; e não causar
deterioração de tecido, borracha, plásticos e outros materiais;
▪
Efeito residual na superfície tratada: deixar filme antimicrobiano na
superfície tratada;
▪
Facilidade de uso;
▪
Odor: ser agradável ou ser inodoro;
▪
Econômico: não ter custo proibitivo;
▪
Solubilidade: ser solúvel em água;
▪
Estabilidade: ser estável na concentração e diluição de uso;
▪
Limpeza: ter boas propriedades de limpeza;
▪
Não poluente ambiental.
Tabela 1. Saneantes mais utilizados
Solução
Álcool: etílico ou
isopropílico
Indicação
Desinfecção de
Vantagens
Desvantagens
Efetivo contra
Não tem
superfície de mobiliário e fungos, bactérias atividade residual.
equipamentos. Proceder
vegetativas,
a fricção, com álcool
micobactéria e
orgânica, sendo
70%, por 30 segundos
vírus (o
necessário remover e
até evaporação.
isopropílico não é limpar previamente a
Fixa a matéria
ativo contra vírus superfície
hidrofílicos –
contaminada, antes
echovírus,
de aplicar o produto;
Coxsackie vírus);
Ação rápida e
É volátil e
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não deixa
resíduo;
Não mancha.
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inflamável;
Evapora
rapidamente, sendo
difícil precisar o
tempo de exposição ,
a menos que artigos
sejam imersos;
Pode ressecar e
irritar a pele; pode
opacificar acrílico e
ressecar plásticos e
borrachas.
Compostos
Desinfecção de
Efetivo contra
liberadores de cloro
superfícies da unidade de
ativo
diálise, hemodiálise, banco micobactéria,
- Cloro inorgânico:
Hipocloritos de
sódio, cálcio ou
lítio
líquida ou pó
bactérias, fungos, metais;
vírus, esporos
pela luz solar,
qualquer superfície
(alta
temperatura maior
contaminada: 1% (10.000
concentração);
que 25 graus e pH
ppm) por 10 minutos.
depósitos de água e
Baixo custo e ácido;
ação rápida;
Baixa
bebedouros: 0,02% cloro
toxicidade e fácil
- Cloro orgânico:
ativo (200 ppm) por uma
manuseio.
Ácidos
hora (não necessita
dicloroisocianúrico enxágüe)
(DCCA) e
Instável: afetado
de sangue, laboratórios e
Lactários, cozinhas,
Apresentações:
Corrosivo para
Descontaminação de
tricloroisocianúrico superfícies: 1% cloro
(TCCA)
ativo (10.000 ppm) por 10
Apresentação: pó
minutos.
* fórmula para auxiliar na
diluição.
É inativado em
presença de matéria
orgânica;
Odor forte e
irritante para
mucosas;
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Cloro Orgânico:
Limpeza/desinfecção
Maior pureza
dicloroisocianurato
superfícies hospitalares;
de sódio (DCCNA)
absorção/descontaminação metais pesados e
(ausência de
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Odor forte e
aerossolização do pó.
de matéria orgânica por 10 de contaminantes),
minutos.
menor toxicidade,
menor
corrosividade,
maior estabilidade,
menor inativação
por matéria
orgânica e
compatibilidade
com tensoativos.
Quaternário de
Amônio
Desinfecção de
Bactericida
Espectro de ação
superfícies, incluindo
(+/-), fungicida,
reduzido
neonatologia (sem a
viruscida (+/-).
(desinfetante de
presença de neonatos) e
Não é
baixo nível) e pode
unidades de manuseio de
tuberculicida nem ser inativado por
alimentos.
esporicida;
matéria orgânica.
Baixa
toxicidade e bom
poder de limpeza.
Ácido Peracético
Desinfetante de
Ação rápida,
Instável,
superfícies fixas na
inclusive frente
principalmente
concentração de 0,5%. O
sobre esporos
quando diluído;
tempo de contato será o
bacterianos em
indicado no rótulo do
produto.
Obs; pode ou não ser
Causa irritação
nos
olhos e trato
concentrações de
respiratório;
0,001 a 0,2%
Corrosivo para
metais
É efetivo na
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associado a peróxido de
presença de
hidrogênio
matéria orgânica
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Baixa
toxicidade
Monopersulfato de
Potássio
Desinfetante de
superfícies na
concentração de 1%
Amplo
espectro de ação
Ativo na
presença de
Reduz a contagem
de micobactérias
somente após 50 min.
de exposição, na
concentração de 3%
matéria orgânica
Não corrosivo
para metais
7
Fonte: Brasil , Rutala
2
* A seguir fórmula para auxiliar na diluição do hipoclorito de sódio Para transformar Unidade:
% em ppm = multiplicar por 10.000
ppm em % = dividir por 10.000
Diluir solução:
VR = volume retirado da solução inicial
VR= CF. VF
CF = concentração final (desejada)
Ci
VF = volume final (desejado)
TRATAMENTO DE SUPERFÍCIES COM MATÉRIA ORGÂNICA
Segundo o Centro de Controle de Doenças, EUA (CDC, 2003), o método a
ser utilizado para tratamento de superfícies contendo matéria orgânica
(sangue, secreção, excreção e outros fluídos corporais), dependerá do volume
e local do derramamento:
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Técnica de desinfecção para superfícies com PEQUENAS quantidades de
matéria orgânica
1.
Aplicar desinfetante com base de cloro orgânico no local onde há
matéria orgânica, cobrindo com material absorvente : Ex. papel toalha.
2.
Esperar a ação do produto por dez minutos e recolher a matéria
orgânica utilizando material absorvente.
3.
Realizar a limpeza da superfície, da qual a matéria orgânica foi removida
com água e detergente: mobiliário, piso, parede etc.
4.
Enxaguar e secar.
5.
Aplicar o desinfetante na superfície onde a matéria orgânica foi removida
e posteriormente limpa.
6.
Deixar o desinfetante na superfície durante o tempo necessário para a
ação do produto. Obs: seguir recomendação do fabricante.
7.
Remover o desinfetante e se necessário, enxaguar e secar.
Obs: no caso de superfícies com GRANDES quantidades de matéria
orgânica remover a matéria orgânica com material absorvente, rodo ou pá
(dependendo da natureza e quantidade da matéria orgânica) e desprezar a
matéria orgânica sólida ou o material absorvente contendo matéria orgânica em
saco plástico de acordo com o PGRSS. A seguir, realizar a limpeza e
desinfecção conforme descrito acima.
TIPOS DE LIMPEZA
A limpeza do ambiente além de proporcionar conforto, bem estar físico e
psicológico ao paciente e a equipe de saúde, é também uma ferramenta eficaz
e importante para o controle de infecção hospitalar.
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A - Limpeza concorrente
É realizada diariamente em todas as áreas do hospital. Tem como
objetivo a remoção do pó, sujidades, resíduos e reposição de material de
higiene. É mais superficial quando comparada à limpeza terminal.
Nos quartos e enfermarias a limpeza concorrente contempla:
Unidade do paciente: criado mudo, mesa de refeições, cadeira ou poltrona
do paciente, escada, controle remoto, parte externa do recipiente para
resíduos, telefone, maçanetas, interruptores etc.;
Piso;
Banheiro.
A limpeza do piso é realizada através de mops:
Seco: para remover pequenas partículas, poeira etc.
Úmido: para realizar a limpeza com solução detergente
B - Limpeza terminal
É realizada em todas as superfícies horizontais e verticais das diferentes
dependências do hospital.
Nos quartos e enfermarias a limpeza terminal ocorre após alta, transferência,
óbito ou periodicamente seguindo protocolo da instituição. Contempla:
Unidade do paciente: cama, colchão, criado mudo, mesa de refeições,
cadeira ou poltrona do paciente, escada, suporte de soro, painel de gases,
controle remoto, recipiente para resíduos (interna e externamente), telefone,
campainha, suportes, interruptores etc.;
Piso, parede, portas, janelas e teto
Banheiro
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C - Limpeza de manutenção
Objetiva a vistoria contínua dos padrões de limpeza concorrente ou terminal.
A revisão da limpeza realizada no turno da manhã, deve ser feita nos turnos
subsequentes: tarde e noite. Os principais pontos da vistoria são:
Mobiliário: verificar se houve derramamento de líquidos, necessidade de
remoção de sujidades como migalhas, cascas de frutas etc.
Piso: verificar necessidade de mopeamento (presença de cabelo,
papéis, migalhas, água etc.)
Banheiro: verificar necessidade de secagem, reposição de materiais de
higiene etc.
Recipiente de resíduos do quarto e banheiro: verificar necessidade de
troca e reposição do saco plástico.
BOAS PRÁTICAS E MEDIDAS DE SEGURANÇA NOS PROCESSOS DE LIMPEZA
Estes princípios asseguram o cumprimento das técnicas de barreira,
controle de infecções hospitalares e minimizam risco ocupacional e ao
ambiente.
Nunca realizar limpeza de superfícies a seco para não dispersar poeira;
Identificar e/ou sinalizar a área durante o processo de limpeza;
Utilizar carro funcional para transporte dos materiais e equipamentos de
limpeza (NR 32);
Para o processo de limpeza do piso, paredes e teto:
o Passo 1- utilizar mop seco (ou mop pó) para remoção de pó e
pequenas partículas. Obs: a estática dos mops impedem a dispersão
das partículas.
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o Passo 2 – utilizar mop água umedecido com solução detergente para
limpeza
Para o processo de limpeza de mobiliário (criado mudo, mesa de refeições,
poltronas etc.):
o Utilizar pano de limpeza manual umedecido em solução detergente.
o A utilização de desinfetantes ou soluções detergente-desinfetantes é
restrita
às
superfícies
contendo
matéria
orgânica
ou
de
quarto/enfermarias com indicações específicas de precauções de
isolamento.
Não utilizar panos de chão para a limpeza, já que os mesmos, representam
riscos ocupacionais aos trabalhadores do serviço de limpeza, pois ao serem
manipulados, podem ocasionar ferimentos com materiais perfurocortantes;
As cabeleiras dos mops devem ser enviadas à lavanderia diariamente. Os
mops não devem ser lavados manualmente devido ao risco de acidentes
com pérfuro-cortante;
Separar panos de limpeza manual e fibras para diferentes superfícies e
áreas;
Utilizar equipamento de proteção individual (EPI) para a realização da
limpeza de acordo com as recomendações do serviço de controle de
infecção hospitalar e segurança do trabalho;
Utilizar preferencialmente dois baldes de cores diferentes; trocando as
soluções e os panos/mops freqüentemente. Se utilizar um balde, a solução
deve ser trocada com freqüência maior;
Desprezar a água suja de baldes em local exclusivo para este fim. Não
desprezar em pias destinadas à lavagem das mãos, vasos sanitários etc.
Não misturar as soluções de limpeza, utilizando-as sempre como indicado e
padronizado;
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Todos os produtos devem estar tampados e devidamente identificados com
data de validade, número do lote e data do reenvase e diluição (quando
houver) seja no carro funcional ou no DML;
Não improvisar ou reutilizar embalagens de produtos de limpeza ou
desinfecção;
Sistematizar os processos de limpeza:
o
Iniciar a limpeza da área mais limpa para a suja.
o
Sentido unidirecional da limpeza e de cima para baixo e do fundo
para a porta de entrada.
Utilizar luvas de cores diferentes para quarto/enfermarias e banheiros;
Em caso de precauções de contato, utilizar preferencialmente luvas e panos
de limpeza manuais descartáveis para limpeza do mobiliário e demais
superfícies próximas ao paciente;
Higienizar as mãos antes e após o uso das luvas de EPI e após o término
das atividades que dispensam o uso deste EPI;
A higienização das mãos deve ser realizada apenas em pia destinada
exclusivamente para este fim;
Não usar esmaltes ou unhas artificiais;
Não utilizar anéis, pulseiras, brincos, aliança, relógios, piercings (em área
do corpo expostas) durante o desempenho das atividades de trabalho;
REFERÊNCIAS
Rutala WA, Weber DJ. Selection and use of disinfectants in healthcare. In:
Mayhall CG, editor. Hospital epidemiology and infection control. - Baltimore:
Williams & Wilkins; 2004. P. 1475-1522.
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Weber DJ, Rutala WA. The environment as a source of nosocomial
infections. In: Wenzel RP, editor. Prevention and control of nosocomial
infections. Baltimore: Williams & Wilkins; 2003. P. 575-97.
APECIH - Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção
Hospitalar.
Monografia:
Limpeza,
desinfecção
de
artigos
e
áreas
hospitalares e anti-sepsia. São Paulo. APECIH, 1999.
BASSO M, ABREU ES. Limpeza, desinfecção de artigos e áreas
hospitalares e anti-sepsia. 2 ed. São Paulo: APECIH, 2004
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária.
Segurança do Paciente em Serviços de Saúde: Limpeza e Desinfecção de
Superfícies: prevenção e controle de riscos. Brasília: Anvisa, 2010.
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária.
Resolução RDC nº 14, de 28 de fevereiro de 2007.
BRASIL. Ministério do Trabalho. Norma Regulamentadora nº. 32, de 11 de
novembro de 2005.
TORRES S, LISBOA TC. Gestão dos Serviços de Limpeza, Higiene e
Lavanderia em Estabelecimentos de Saúde. São Paulo: Sarvier, 2008
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16. ACIDENTES ENVOLVENDO MATERIAL BIOLÓGICO
Os profissionais da área da saúde (PAS) estão constantemente
expostos aos mais diversos grupos de riscos ocupacionais, como riscos
biológicos, químicos, físicos e ergonômicos.
Com o objetivo de minimizar os riscos ocupacionais, todas as
instituições de saúde devem estruturar um Programa de Biossegurança e
garantir a sua implantação em todas as áreas de atuação dos PAS. Este
programa deverá conter estratégias efetivas de prevenção de acidentes e
redução dos riscos ocupacionais nos casos de exposições ocorridas.
Na Universidade Federal de São Paulo – Escola Paulista de Medicina
(UNIFESP – EPM) / Hospital São Paulo (HSP), o Programa de Atendimento de
Acidentes com Material Biológico é de competência da CCIH que presta
atendimento em tempo integral (24 horas por dia, todos os dias da semana,
incluindo finais de semana e feriados) aos funcionários, alunos, estagiários
acidentados do complexo UNIFESP – EPM / HSP.
CONCEITOS IMPORTANTES
a.
Acidentes ocupacionais com material biológico
Os
acidentes
envolvendo
sangue
ou
outros
fluidos
orgânicos
potencialmente contaminados correspondem às exposições mais comumente
relatadas. Os ferimentos com material pérfuro-cortante em geral são
considerados extremamente perigosos por serem potencialmente capazes de
transmitir mais de 50 tipos de patógenos diferentes. Sendo que, os agentes
infecciosos mais frequentemente relatados são o vírus da Imunodeficiência
Humana (HIV) e os vírus das hepatites B (HBV) e C (HCV).
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O risco de adquirir infecção pós-exposição ocupacional é variável e
depende de diversos fatores como o tipo de acidente, tamanho e gravidade da
lesão, presença e volume de sangue envolvido, condições clínicas do pacientefonte e seguimento adequado pós-exposição.
b. Tipos de exposição envolvendo material biológico consideradas de risco
▪
Exposições
percutâneas:
lesões
provocadas
por
instrumentos
perfurantes ou cortantes (ex.: agulhas, lâminas de bisturi, vidrarias, etc.).
▪
Exposições de mucosas: ocorrência de respingos na face envolvendo
olho, nariz ou boca; ou exposição de mucosa genital.
▪
Exposição de pele não íntegra: contato com locais onde a pele
apresenta dermatites ou feridas abertas.
▪
Arranhaduras e/ou mordeduras: são consideradas de risco quando
envolvem a presença de sangue.
Tabela 1. Risco ocupacional de transmissão de infecção pós-exposição
Risco Ocupacional
Estado sorológico
hepatite B
do paciente-fonte
Acidente pérfuro-cortante
HBsAg + e
hepatite clínica: 22 a 31%
HBeAg +
soroconversão: 37 a 62%
HBsAg + e
hepatite clínica: 1 a 6%
HBeAg -
soroconversão: 23 a 37%
HIV +
0,3%
HCV +
Média 1,8%
(variando 0 a 7%)
Exposição de
Exposição de pele
mucosas
não íntegra
Desconhecido
Desconhecido
0,09%
Desconhecido
Desconhecido
Desconhecido
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Fluidos biológicos e risco de transmissão de HIV
Alto risco:
Risco Intermediário:
Sem risco:
sangue, fluidos
contendo sangue,
sêmen e secreções
vaginais;
materiais de culturas ou
concentrados de vírus
em laboratórios.
líquidos de cavidades
serosas (peritoneal,
pleural, pericárdico),
líquido amniótico,
líquido célaforaquidiano (LCR),
líquido articular.
desde que não
envolvam sangue, não
apresentam risco:
suor, lágrimas, fezes,
urina, vômito,
secreções nasais,
saliva (exceto em
odontologia).
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MEDIDAS DE CONTROLE
Evitar a exposição ocupacional é o principal caminho para prevenir a
transmissão dos vírus das hepatites B e C e o HIV. Entretanto, a imunização
contra hepatite B e o atendimento adequado pós-exposição são componentes
integrais para um completo programa de prevenção de infecção após acidente
ocupacional e são importantes elementos para segurança do trabalho.
a. Medidas individuais: recomendações aos PAS
▪
Realizar o esquema completo da vacinação contra a hepatite B;
▪
Adotar precauções padrão: sempre utilizar luvas, óculos, máscara e
avental quando manipular sangue e secreções (independente do
diagnóstico do paciente);
▪
Manter atenção durante a realização dos procedimentos;
▪
Manipular com cuidado as agulhas e instrumentos cortantes;
▪
Não utilizar os dedos como anteparo durante a realização de
procedimentos que utilizem materiais pérfuro-cortantes;
▪
Não reencapar as agulhas e não entortá-las, quebrá-las ou retirálas das seringas com as mãos;
▪
Desprezar conjunto seringa/agulha sem desmontá-lo;
▪
Seguir as recomendações para montagem e preenchimento das
caixas de pérfuro-cortantes;
▪
Desprezar todo material pérfuro-cortante, mesmo que estéril, em
recipientes adequados.
b. Condutas gerais após o acidente
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Todo acidente deve ser considerado uma emergência médica!
▪
Comunicar o acidente à chefia imediata e notificar a CCIH.
▪
Coleta e realização das sorologias para HIV, hepatite B e hepatite
C do profissional acidentado e do paciente-fonte. Comunicar o
paciente-fonte e solicitar seu consentimento para realização dos
exames.
▪
Outras sorologias podem ser solicitadas de acordo com a
situação epidemiológica, tais como: sorologia para Doença de
Chagas, HTLV, sífilis.
▪
Nas situações onde não é possível identificar o paciente-fonte envolvido
no acidente (fonte desconhecida), os riscos devem ser avaliados
individualmente (realizar contato com equipe do CCIH). Na maioria desses
casos, não há vantagens na realização da profilaxia empírica.
▪
Realização do acompanhamento, pela CCIH, conforme o tipo de
exposição.
c. Tratamento imediato do local da exposição
▪
Exposições percutâneas: o local exposto deve ser lavado
exaustivamente com água e sabão. Não apertar, espremer ou
pressionar o local, pois isto pode aumentar a superfície de contato.
Anti-sépticos podem ser utilizados, embora não exista evidência de
que sua aplicação seja eficaz. Nunca utilizar agentes irritantes (como
hipoclorito, éter, benzina) sobre o local.
▪
Exposição de mucosa: a área exposta deve ser lavada apenas
com água ou soro fisiológico 0,9%.
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Tabela 2. Profilaxia pós-exposição ao HBV
Situações
vacinal
sorológica
e
profissional exposto:
Não Vacinado
Com
Paciente-fonte:
do
vacinação
incompleta
HBsAg positivo
IGHAHB + iniciar
vacinação
IGHAHB +
completar vacinação
HBsAg negativo
Iniciar vacinação
Completar
vacinação
HBsAg desconhecido
ou não testado
Iniciar vacinação
1
Completar
vacinação
1
Previamente vacinado
Com resposta vacinal
conhecida e adequada (≥
10mUI/ml)
Sem resposta vacinal após
a
a 1 série (3 doses)
Sem resposta vacinal após
a
2 série (6 doses)
Resposta vacinal
desconhecida
▪
(*)
Nenhuma medida
Nenhuma medida
Nenhuma medida
específica
específica
específica
IGHAHB + 1 dose da
vacina contra hepatite B
Iniciar nova série de vacina
(3 doses)
ou IGHAHB (2x) 2
IGHAHB (2x) 2
Nenhuma medida
específica
Iniciar nova série de
vacina (3 doses) 2
IGHAHB (2x) 2
Testar o profissional de
Testar o profissional de
Testar o profissional de
saúde:
saúde:
saúde:
Se resposta vacinal
Se resposta vacinal
Se resposta vacinal
adequada: nenhuma
adequada: nenhuma
adequada: nenhuma
medida específica
medida específica
medida específica
Se resposta vacinal
Se resposta vacinal
Se resposta vacinal
inadequada: IGHAHB +
inadequada: IGHAHB +
inadequada: IGHAHB +
1 dose da vacina contra
1 dose da vacina contra
1 dose da vacina contra
hepatite
hepatite
hepatite
Profissionais que já tiveram hepatite B estão imunes à reinfecção e não necessitam de profilaxia pós-exposição.
Tanto a vacina quanto a imunoglobulina devem ser aplicadas dentro do período de 7 dias após o acidente, mas,
idealmente, nas primeiras 48 horas após o acidente.
▪
Uso associado de imunoglobulina hiperimune está indicado se o paciente-fonte tiver alto risco para infecção pelo
HBV como: usuários de drogas injetáveis, pacientes em programas de diálise, contactantes domiciliares e sexuais de
portadores de HBsAg positivo, homens que fazem sexo com homens, heterossexuais com vários parceiros e relações
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sexuais desprotegidas, história prévia de doenças sexualmente transmissíveis, pacientes provenientes de áreas
geográficas de alta endemicidade para hepatite B, pacientes provenientes de prisões e de instituições de atendimento
a pacientes com deficiência mental.
IGHAHB (2x) = 2 doses de imunoglobulina hiperimune para hepatite B com intervalo de 1 mês entre as doses.
▪
Esta opção deve ser indicada para aqueles que já fizeram 2 séries de 3 doses da vacina mas não apresentaram
resposta vacina ou apresentem alergia grave à vacina.
Fonte: Recomendações para atendimento e acompanhamento de exposição ocupacional a material biológico HIV e
Hepatites B e C. Ministério da Saúde – 2004.
MEDIDAS PÓS-EXPOSIÇÃO AO HCV
Não existe nenhuma medida rotineira específica eficaz para redução do
risco de transmissão do vírus da hepatite C após exposição ocupacional.
Nos casos de alterações de transaminases ou resultado indeterminado
da sorologia anti-HCV do profissional em acompanhamento, recomendamos
que seja realizado o teste confirmatório por PCR. Se o resultado do teste PCR
for positivo, encaminhar indivíduo acidentado para Centro de Referência ou
ambulatório específico para avaliação, acompanhamento e possível tratamento
da hepatite C aguda. Se resultado do PCR for negativo, um novo Anti-HCV
deverá ser feito em 180 dias.
Tabela 3. Acompanhamento sugerido para todo profissional acidentado
Tipo de acidente
segundo sorologia
do paciente-fonte
Paciente-fonte
desconhecido ou
sorologias não
testáveis
Paciente-fonte com
Momento do
acidente
14 dias
Entre a 4ª e
a 6ª semana
Sorologias
HIV, HBV e HCV
ALT/TGP
ALT/ TGP
Sorologias
sorologias negativas
HIV, HBV e HCV
Paciente-fonte HIV +
Sorologias
03 meses
06 meses
Sorologias
Sorologias
HIV, HBV e
HIV, HBV
HCV
e HCV
ALT/TGP
ALT/TGP
12 meses
Alta do acompanhamento.
Exames
Sorologia
Sorologia
Sorologia
Sorologia
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HIV
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HIV, HBV e HCV e
laboratoriais
HIV e
HIV
HIV
exames laboratoriais
quando
exames
(nos casos
quando indicado
indicado
laboratoriais
suspeitos de
profilaxia anti-
profilaxia
quando
infecção
retroviral
anti-
indicado
aguda e se
retroviral
profilaxia
paciente-
anti-retroviral
fonte com coinfecção HIV
e HCV)
Paciente-fonte HBV
+ e acidentado não
imune
Sorologias
Sorologia
Sorologia
HIV, HBV e HCV
HBV
HBV
Sorologia
Paciente-fonte
HCV +
Sorologia
Sorologias
HIV, HBV e HCV
ALT/TGP
ALT/TGP
HCV
ALT/TGP
PCR HCV
Sorologia
HCV
ALT/TGP
HCV
(se pacientefonte com coinfecção HIV
e HCV)
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Fluxograma CCIH/HSP-UNFESP/EPM HSP
Funcionário, residente ou aluno acidentou-se
Comunicar chefia/docente
Cuidados locais
Notificar CCIH (atendimento 24h)
Fonte conhecida
Fonte desconhecida
(colher sangue - 2 tubos secos
c/ nome e RH do paciente-fonte)
Avaliação individualizada
CCIH
Rua: Napoleão de Barros,
n.º 690 – 2º andar.
Solicitar orientação à CCIH
antes da coleta
Atendimento na CCIH:
avaliação do acidente;notificação e
demais condutas
Quando necessário,
realizar
acompanhamento
Notificar (Comunicado
Acidente de Trabalho)
ao SESMT e ao Dep.
Pessoal
Telefones:
5576 – 4463 ou
5571 – 8935.
(Segunda a Sexta Feira 8:00 as 17:00)
Celular:
7140-5698
(Das 17:00 as 8:00 e
Finais de Semana e Feriados
qualquer horário)
Recomendações Fundamentais para os Meses Após o Acidente
1. Usar corretamente a medicação, quando indicada, e na presença de qualquer efeito
colateral, entrar em contato com a CCIH*;
2. Seguir corretamente o esquema vacinal e uso da imunoglobulina quando indicado **;
3. Realizar o acompanhamento conforme orientação do serviço responsável pelo
atendimento.
4. Usar preservativos durante as relações sexuais, não engravidar, não amamentar* e não
doar sangue ou sêmem no período de acompanhamento.
* recomendação referente à exposição ao HIV
** recomendação referente à exposição ao vírus da hepatite B
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REFERÊNCIAS
▪
Brasil. Recomendações para atendimento e acompanhamento de exposição
ocupacional a material biológico: HIV e Hepatites B e C. Ministério da Saúde,
2004.
▪
CDC. Update US Public health service guidelines for management of
occupational exposures to HBV, HCV and HIV and recommendations for
postexposure prophylaxis. MMWR 2001;50 (RR-11,1).
▪
CDC. Updated US Public health service guidelines for the management of
occupational exposures to HIV and recommendations for postexposure
prophylaxis. MMWR. 2005;54 (RR-09).
▪
Health Canada. Prevention and control of occupational infections in health
care. An infection control guideline. CCDR 2002;28 SI:201-221.
▪
APECIH - Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção
Hospitalar. Monografia: Orientações para controle de infecções em pessoal da
área da saúde São Paulo, APECIH, 1998.
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17. IMUNIZAÇÃO DO PROFISSIONAL DA ÁREA DA SAÚDE
Os profissionais da área da saúde (PAS) estão expostos a um risco maior de
adquirir determinadas infecções do que a em população geral, sendo que
algumas são imunologicamente preveníveis.
A imunização é uma medida de prevenção recomendada com excelentes
repercussões. Os benefícios incluem: a proteção individual, a interrupção da
disseminação de doenças infecciosas e de alguns surtos intrahospitalares e a
proteção indireta de pessoas não vacinadas da comunidade. Além disso,
quando parte de um programa de saúde para profissionais, reduz perdas
com dias de afastamento das atividades e várias outras despesas
relacionadas ao diagnóstico, tratamento e controle da infecção.
PRINCIPAIS CONCEITOS
A imunização pode ser ativa, através de vacinas, que oferecem uma
proteção duradoura ou passiva, pelo uso de imunoglobulinas, que oferecem
curto período de proteção.
A Norma Reguladora nº 32 do Ministério do Trabalho e Emprego tem
como finalidade estabelecer diretrizes básicas para implementação de medidas
de proteção à segurança e saúde do trabalhador em serviços de saúde.
O PAS recém-contratado deve ter em sua ficha médica admissional com
dados precisos quanto ao seu estado imunológico. Na ausência destes dados,
ou constatada uma inadequada proteção, deve contar, imediatamente, com um
plano de imunização a ser executado.
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O momento ideal para recomendar a imunização ativa é antes de início
do contato com os pacientes.
As vacinas recomendadas aos profissionais da área da saúde são:
▪
Hepatite B
▪
Difteria e Tétano
▪
Rubéola, Sarampo, Caxumba
▪
Gripe (Influenza)
▪
BCG
▪
Varicela
A Norma Reguladora nº 32 também estabelece que sempre que houver
vacinas eficazes contra outros agentes biológicos
a que os trabalhadores
estão ou poderão estar expostos, o estabelecimento de Saúde deve oferecer
gratuitamente programas de imunizações ativas contra esses agentes.
Vide
resumo
de
informações
sobre
vacinas
que
podem
ser
administradas em profissionais de saúde na Tabela 1.
A imunização passiva pode estar indicada aos profissionais susceptíveis
diante de algumas exposições de risco.
Tabela 1. Vacinas que podem ser administradas em profissionais de
saúde
Doença
Hepatite B
Tuberculose
Vacina
Recombinante
Bacilo vivo
atenuado
Dose*
Efeitos colaterais
3 doses**
Eritema e
de 1,0ml
induração local
IM/SC***
Raros: prurido,
0-30-180
urticária e
dias
broncoespasmo
Dose única
Abscessos locais,
0,1 ml ID
úlceras e
Aplicar no
linfonodos
Contra-indicações
Relativa: primeiro trimestre da
gravidez
Imunodepressão de qualquer
natureza
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braço D
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fistulizados.
Raros: osteíte,
sepse
Exantema,
linfadenopatia,
Rubéola
Vírus vivo
Dose única
febre, mal estar,
Imunodeprimidos, gestante
atenuado
1,0 ml SC
artralgia, artrite.
quando na tríplice viral
Raros: radiculite e
trombocitopenia
Exantema, quadro
catarral, sintomas
Sarampo
Vírus vivo
Dose única
atenuado
1,0 ml SC
locais.
Raros:
panencefalite
subaguda,
Imunodeprimidos, gestantes
no primeiro trimestre, alergia
do tipo anafilático à ovo e
neomicina
trombocitopenia
Imunodeprimidos exceto
Caxumba
Vírus vivo
Dose única
atenuado
SC
Locais, parotidite,
meningite
asséptica
crianças HIV positivas e
assintomáticas, gestantes no
primeiro trimestre, alergia do
tipo anafilático à ovo e
neomicina
Gripe
(influenza)
Dose única
Dor local,
Componentes
0,5 ml
endurecimento,
virais
SC/IM -
febre, cefaléia,
anual
dores musculares
Alergia do tipo anafilático à
ovo, gestantes no primeiro
trimestre
Se reforço:
Dose única
Tétano e
difteria
Toxóides
IM
Se ausente:
3 doses IM
0-60- 120
Raros: febre, dor
Alergia do tipo anafilático aos
local, astenia,
componentes e adjuvantes da
reação alérgica
vacina
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dias
Associado a imunoglobulinas
como outras vacinas de vírus
Varicela
Vírus vivo
2 doses SC
atenuado
0-60 dias
Exantema, febre
vivos. Durante a fase de
intensa imunossupressão.
Alergia aos componentes da
vacina
*
A dose pode variar conforme o fabricante
** A vacinação contra a hepatite B em imunocomprometidos e renais crônicos deve ser feita
com quatro doses (no esquema 0, 1, 2 e 6-12 meses), aplicando-se o dobro da dose
habitualmente recomendada a adultos imunocompetentes
*** risco de sangramento
REFERÊNCIAS
▪
Brasil. Ministério da Saúde. Material Didático do Curso de Infecção
relacionada à Assistência à Saúde ANVISA /IDIPA/ UNIFESP. Manual n. 5.
2004.
▪
Brasil. Ministério da Saúde. Programa Nacional de Imunizações /CENEPI/
FUNASA. Manual de Normas de Vacinação. Brasília, 2001.
▪
Calendário de Vacinação Ocupacional – Sociedade Brasileira de
Imunização SBIm 2005/2006 em www.sbim.org.br.
▪
Portaria N.° 485, de 11 de Novembro de 2005 – Norma Regulamentadora
n.º 32 Segurança e Saúde no Trabalho em Estabelecimentos de Saúde em
www.mte.gov.br.
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18. CONTROLE AMBIENTAL EM SERVIÇOS DE SAÚDE
A avaliação do risco biológico é o eixo direcionador de várias ações na
tentativa de evitar a disseminação de microrganismos no ambiente hospitalar
ou fora dele. A discussão sobre riscos ambientais e seu controle em
estabelecimentos de saúde é ampla e ainda incipiente no Brasil.
Há duvidas e desafios sobre temas que englobam entre outros,
desde:
(1) as recomendações sobre a freqüência de limpeza do ambiente hospitalar e
os seus desdobramentos, como a escolha da composição química dos
produtos e concentrações utilizadas – e seu conseqüente efeito residual e/ou
adverso,
(2) tipos de equipamentos para efetuar a limpeza (dos mais simples aos mais
complexos - mops ou vapor fluente, etc),
(3) a periodicidade das rotinas de manutenção preventiva e corretiva de
sistemas de ventilação hospitalares - qualidade do ar ambiental interior,
(4) idem, dos sistemas de tratamento da água - garantia da qualidade da água
potável e tratada para fins especiais,
(5) a instalação de barreiras de contenção nos riscos físicos nas reformas e
adequações,
(6) instalação de barreiras nos riscos biológicos - surtos de microrganismos de
transmissão aérea,
(7) os aspectos clínicos e epidemiológicos dos patógenos emergentes e
reemergentes,
(8) a gestão de resíduos potencialmente infectantes, de medicamentos
perigosos, de produtos químicos e radioativos,
(9) o valor da amostragem ambiental e sua interpretação,
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(10) à adequação dos serviços de saúde às normas de segurança do trabalho
e biossegurança.
O controle dos riscos ambientais nos serviços de saúde é
realizado por equipe multidisciplinar, que inclui também os profissionais de
controle de infecção relacionada à saúde em relação ao risco biológico.
São descritos alguns tipos de controle previstos por legislação
específica e obrigatórios no ambiente hospitalar.
REFORMAS E CONSTRUÇÕES
As perturbações ambientais associadas a projetos de construção
nas unidades de saúde podem facilitar a transmissão de doenças via água ou
ar, aumentando os riscos de pacientes imunocomprometidos na aquisição de
doenças por agentes oportunistas.
As intervenções parciais ou totais na estrutura física dos edifícios
que abrigam serviços de saúde precisam ser cuidadosamente monitoradas,
pois além da poeira, barulho e umidade causada pela obra, a movimentação de
materiais, novos ou velhos, e circulação de operários da construção também
pode alterar a microbiota local e/ou contaminar o ambiente com novos
patógenos.
Três tópicos principais devem ser considerados antes do inicio
das atividades de reforma, demolição e construção em ambientes de saúde,
descritos como:
▪
Função da nova estrutura ou área, definido por equipe multidisciplinar
e multiprofissional;
▪
Avaliação dos riscos ambientais para prevenir oportunidades de
doenças de transmissão hídrica e aérea;
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▪
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Implantação de medidas de contenção de poeira e umidade durante
a reforma ou construção – barreiras físicas.
Recomendações básicas para reformas em serviços de saúde
▪
Condutas de avaliação de risco por equipe multiprofissional antes da
obra;
▪
Condutas de avaliação de ventilação relacionadas a instalação de
barreiras de construção. Contenção da poeira e umidade gerada durante a
obra no hospital requer estruturas de barreiras pré-fabricadas ou construídas
em materiais mais duráveis. Ar ambiental externo não filtrado entrando na área
de barreira ou por portas e janelas expõe os pacientes a esporos de fungos.
▪
Estabelecimento e manutenção de pressões diferenciais apropriadas
para áreas de cuidados especiais (salas cirúrgicas, isolamento respiratório,etc);
e,
▪
Implementar procedimentos de controle de infecção para prevenir
disseminação de cocos gram-positivos resistentes a antibióticos e assegurar o
cumprimento destes procedimentos, assim como avaliar resultados de cultura
para micobactérias não-tuberculose ou fungos para fontes ambientais
possíveis.
Recomendações adicionais
▪
Os operários e funcionários da construção devem ser alertados sobre
as conseqüências potencialmente catastróficas da intrusão de poeira e
umidade nas áreas críticas, principalmente em um Centro Cirúrgico com
sistema de climatização e ambientes com pressão positiva. As falhas de
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fornecimento de água e luz ou do sistema de condicionamento do ar podem
prejudicar pacientes, funcionários e equipamentos.
▪
Evitar que os operários circulem por outras áreas do hospital.
Providenciar serviços essenciais como banheiros e local para alimentação,
assim como entrada independente do Centro Cirúrgico para o trânsito de
operários, equipamentos necessários para a obra e suprimentos;
▪
O estabelecimento de linhas específicas de comunicação é
importante para localizar os problemas (por exemplo, controle de poeira,
qualidade do ar ambiental, nível de ruidos, vibrações), contornar contratempos
e manter os projetos caminhando para sua finalização;
▪
A equipe de controle ambiental pode desenvolver um meio para
monitoramento diário da adesão do trabalhador ao programa de controle de
infecção, tanto nas unidades hospitalares como nas proximidades do local de
construção no período de duração do projeto.
QUALIDADE DO AR
Nos procedimentos de manutenção preventiva, principalmente na
troca de filtros e limpeza de dutos de ar condicionado há risco biológico. As
paradas do sistema para rotinas de manutenção devem ser previamente
comunicadas à equipe de controle de infecção, visto que a poeira e
microrganismos contidos no sistema podem se espalhar no ambiente. Há
necessidade de orientação da equipe de sobre uso de equipamentos de
proteção individual e descarte correto dos filtros como resíduos infectantes.
A pressão das salas de isolamento – negativa ou positiva,
também deve ser controlada para evitar quebras de barreira.
Amostragem de ar para análise bacteriológica: considerando o risco
biológico/infecção para pacientes imunocomprometidos, pode-se determinar o
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Padrão referencial de Qualidade do Ar Ambiental Interior (qualitativo e
quantitativo) antes da obra, porém as amostras ambientais devem ser
recomendadas com muito critério, considerando o custo/benefício.
As amostras podem ser usadas como sentinela para analisar a
necessidade da busca das fontes poluentes ou das intervenções ambientais;
fornecem dados quantitativos sobre esporos de fungos (patogênicos ou não),
poeira, bactérias presentes no ambiente, relacionados ou não com a
movimentação do ar e contaminação de superfícies de materiais de construção
(p.ex. Aspergillus spp).
As amostras sentinela serão obtidas em pontos específicos do
ambiente hospitalar, antes do inicio da obra, materiais e pessoas em situações
de rotina e será comparada com outras amostras colhidas durante e após a
obra, nos mesmos pontos.
organismos
oportunistas
Alterações
durante
obras
nas
taxas
também
de
são
infecção
por
indicadores
de
contaminação ambiental e necessidade de intervenção.
QUALIDADE DA ÁGUA
Água potável: implantação de rotinas de manutenção preventiva, com
lavagem semestral dos reservatórios de água potável e cloração adequada,
incluindo a análise periódica de amostras de água colhidas em vários pontos
do edifício, com avaliação físico-químico e microbiológica da água de
abastecimento no cavalete de entrada e nos reservatórios internos. Em
qualquer ponto do sistema de abastecimento o teor mínimo de cloro residual
livre é de 0,2 mg/L e máximo de 2,0 mg/L.
Água tratada para fins especiais: as unidades de hemodiálise possuem
legislação ambiental específica, com obrigatoriedade de análises mensais
microbiológicas, físico-químicas, de microcistinas e endotoxinas (algumas são
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hepatotóxicas ou neurotóxicas) na água antes e depois do tratamento da água.
Além disso, é obrigatória a manutenção preventiva dos pré-filtros de carvão,
areia e abrandadores para retirada de cálcio, magnésio e ferro, da membrana
de osmose reversa e outros equipamentos para tratamento da água. O controle
de formação de biofilme nas tubulações de água tratada (sem cloro, portanto,
sujeita a colonização) deve ser realizado através da desinfecção das
tubulações com produtos oxidantes como hipoclorito de sódio a 0,2%, entre
outros, com periodicidade no mínimo mensal, ou sempre que ocorrerem
reações clínicas adversas durante o tratamento dialítico. Também é
recomendado o controle de qualidade da água tratada para fins especiais em
outras
unidades
hospitalares
com
como
hemodinâmica,
urologia,
na
preparação de dietas enterais e lactário, na lavagem de instrumental cirúrgico
(retirada de endotoxinas), desinfecção criteriosa de tanques de hidroterapia,
entre outros. Para cada setor devem ser criadas rotinas e normas adequadas
às suas necessidades, assim como a manutenção preventiva de equipamentos
de tratamento da água e o controle laboratorial da qualidade da água.
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HIGIENIZAÇÃO DO AMBIENTE HOSPITALAR
As condutas padronizadas de limpeza, higienização e desinfecção
de materiais, equipamentos e superfícies no ambiente hospitalar auxiliam o
controle de infecção hospitalar. O treinamento dos funcionários das empresas
limpadoras deve ser orientado por profissional com experiência em serviço de
saúde.
Os critérios de escolha dos produtos disponíveis devem ser
determinados pela equipe de controle de infecção, assim como para os
suprimentos para a correta lavagem das mãos.
CONTROLE DE PRAGAS URBANAS
Insetos em geral, além do incomodo de sua presença, podem se
tornar vetores mecânicos de infecção hospitalar e devem ser controlados.
Algumas espécies de formiga permanecem no ambiente hospitalar, apesar das
medidas de controle e higienização, devido à complexidade da estrutura física
do edifício que dificulta a penetração de inseticidas, com necessidade de
introdução de métodos mais adequados para sua eliminação.
O controle de roedores requer o uso de iscas contendo produtos
químicos tóxicos que necessitam de monitoramento. O uso de descupinicidas
também deve ser avaliado, com identificação correta do agente etiológico. As
diferentes espécies requerem produtos específicos. A infestação pode ser
causada por cupins de solo ou de madeira, que atacam estruturas físicas e/ou
o mobiliário do serviço de saúde, respectivamente, com diferentes métodos e
estratégias de tratamento, de acordo com o agente.
O impacto ambiental e ação residual dos produtos químicos
usados nos procedimentos de desinsetização, desratização, descupinzação
deve ser avaliado e monitorado principalmente nas áreas de manipulação de
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alimento, como cozinha, refeitório e lactário e unidades de internação, em
especial as pediátricas e de pacientes imunocomprometidos.
As embalagens desses produtos são consideradas como resíduos
químicos e devem ser processadas como tal, encaminhadas para incineração.
REFERÊNCIAS
Anaissie EJ, Stratton SL, Dignani MC, Lee CK, Summerbell RC, Rex JH,
Monson TP, Walsh TJ. Pathogenic molds (including Aspergillus species) in
hospital water distribution systems: a 3-year prospective study and clinical
implications
for
patients
with
hematologic
malignancies.
Blood
2003;
101(7):2542-6.
Carmo AT, Prado RTA. Qualidade do Ar Interno. Texto Técnico, Escola
Politécnica da USP, Departamento de Engenharia e Construção Civil. ISSN
1413-0386. TT/PCC/21. São Paulo, 1999.
CDC. Guideline for Environmental Infection Control in Healthcare
Facilities. Center for Disease Control and Prevention, Healthcare Infection
Controle Practice Advisory Committee (HICPAC) MMWR 2003, 52(RR10); 142.
CDC. Water Sampling Strategies and Culture Techniques for Detecting
Legionellae, MMWR 2003; 52 (RR10) ; 43, Disponível
http://www.cdc.gov/mmwr/preview/mmwrhtml/rr5210a2.htm
em URL:
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Flynn PM, Williams BG, Hethrington SV, Williams BF, Gianini MA,
Pearson TA. Aspergillus terreus during hospital renovation. Infect. Control
Hosp. Epidemiol 1993; 14: 363-365.
Portaria nº 518, DE 25 de março de 2004 Estabelece os procedimentos
e responsabilidades relativos ao controle e vigilância da qualidade da água
para consumo humano e seu padrão de potabilidade, e dá outras providências.
Resolução RDC nº 154, de 15 de junho de 2004. Estabelece o
Regulamento Técnico para o funcionamento dos Serviços de Diálise.
Warris A, Klaassen CH, Meis JF, De Ruiter MT, De Valk HA,
Abrahamsen TG, Gaustad P, Verweij PE. Epidemiology of Aspergillus
fumigatus isolates recovered from water, air, and patients shows two clusters of
genetically distinct strains. J Clin Microbiol. 2003; 41(9):4101-6.
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19. RESÍDUOS DE SERVIÇO DE SAÚDE
O gerenciamento dos Resíduos de Serviços de Saúde (RSS) segue
atualmente duas recomendações federais: a Resolução RDC nº 306, de 07 de
dezembro de 2004 da Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA) e
Resolução 358, de 29 de abril de 2005 do Conselho Nacional do Meio
Ambiente (CONAMA), dispondo o Regulamento Técnico para o gerenciamento
de RSS e sobre o tratamento e a disposição final dos resíduos dos serviços de
saúde, respectivamente.
Cada estado brasileiro pode ainda ter legislações específicas, como é o
caso de São Paulo: a Portaria CVS-21, de 10 de setembro de 2008, elaborada
pelo Centro de Vigilância Sanitária da Secretaria de Estado da Saúde do
Município de São Paulo, que estabelece critérios próprios para os resíduos de
medicamentos
quimioterápicos,
perigosos,
visando
medicamentos
principalmente
vencidos,
embalagens
os
resíduos
com
restos
de
de
medicamentos e sobras de medicamentos nas unidades de internação. As
legislações estaduais também estabelecem as normas do tratamento final dos
resíduos, se incineração ou outros tipos de tratamento térmico.
As ações relativas ao manejo, segregação, acondicionamento, coleta,
armazenamento, transporte, tratamento e disposição final dos resíduos, bem
como a proteção à saúde pública e ao meio ambiente devem estar descritas
em um "Plano de Gerenciamento de Resíduos de Serviços de Saúde" ou
PGRSS, disponível para consulta nas instituições. Em nossa instituição há uma
comissão de resíduos composta por equipe multiprofissional que se reúne
mensalmente para discutir e aplicar a legislação específica sobre resíduos.
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DEFINIÇÃO
Define-se como geradores de RSS todos os serviços que prestem
atendimento à saúde humana ou animal, incluindo os prestadores de serviço
que promovam os programas de assistência domiciliar; serviços de apoio à
preservação da vida, hospitais e clínicas, serviços ambulatoriais de
atendimento médico e odontológico, serviços de acupuntura, tatuagem,
serviços veterinários destinados ao tratamento da saúde animal, serviços de
atendimento radiológico, de radioterapia e de medicina nuclear, serviços de
tratamento quimioterápico, serviços de hemoterapia e unidades de produção de
hemoderivados, laboratórios de análises clínicas e de anatomia patológica,
necrotérios e serviços onde se realizem atividades de embalsamamento e
serviços de medicina legal, drogarias e farmácias, inclusive as de manipulação,
estabelecimentos de ensino e pesquisa na área de saúde, unidades de controle
de zoonoses, unidades móveis de atendimento à saúde e demais serviços
relacionados ao atendimento à saúde que gerem resíduos perigosos.
CLASSIFICAÇÃO DOS RESÍDUOS
Os resíduos de Serviços de Saúde são segregados em cinco grupos
principais, como mostra a tabela abaixo, com subdivisões.Cada grupo segue
uma orientação específica sobre o tipo de acondicionamento e disposição final
mais adequado.
Tabela 1: Classificação de Resíduos Sólidos de Serviços de Saúde em 5 grupos,
segundo CONAMA/2004
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GRUPO A – Resíduos com a possível presença de agentes biológicos que, por suas características de maior virulência ou
concentração, podem apresentar risco de infecção.
SUB-GRUPOS
A1
Os resíduos do Grupo A1, devem ser submetidos a processos de tratamento em equipamento que promova redução de carga
bacteriana.
- Culturas e estoques de microrganismos; resíduos de fabricação de produtos biológicos, exceto os hemoderivados; descarte de
vacinas de microrganismos vivos ou atenuados; meios de cultura e instrumentais utilizados para transferência, inoculação ou mistura
de culturas; resíduos de laboratórios de manipulação genética.
- Resíduos resultantes da atenção à saúde de indivíduos ou animais, com suspeita ou certeza de contaminação biológica por agentes
classe de risco 4, microrganismos com relevância epidemiológica e risco de disseminação ou causador de doença emergente que se
torne epidemiologicamente importante ou cujo mecanismo de transmissão seja desconhecido.
- Bolsas transfusionais contendo sangue ou hemocomponentes rejeitadas por contaminação ou por má conservação, ou com prazo de
validade vencido, e aquelas oriundas de coleta incompleta.
- Sobras de amostras de laboratório contendo sangue ou líquidos corpóreos, recipientes e materiais resultantes do processo de
assistência à saúde, contendo sangue ou líquidos corpóreos na forma livre.
A2
- Carcaças, peças anatômicas, vísceras e outros resíduos provenientes de animais submetidos a processos de experimentação com
inoculação de microorganismos, bem como suas forrações, e os cadáveres de animais suspeitos de serem portadores de
microrganismos de relevância epidemiológica e com risco de disseminação, que foram submetidos ou não a estudo anátomopatológico ou confirmação diagnóstica.
A3
- Peças anatômicas (membros) do ser humano; produto de fecundação sem sinais vitais, com peso menor que 500 gramas ou estatura
menor que 25 centímetros ou idade gestacional menor que 20 semanas, que não tenham valor científico ou legal e não tenha havido
requisição pelo paciente ou familiares.
A4
- Kits de linhas arteriais, endovenosas e dialisadores, quando descartados.
- Filtros de ar e gases aspirados de área contaminada; membrana filtrante de equipamento médico-hospitalar e de pesquisa, entre
outros similares.
- Sobras de amostras de laboratório e seus recipientes contendo fezes, urina e secreções, provenientes de pacientes que não
contenham e nem sejam suspeitos de conter agentes Classe de Risco 4, e nem apresentem relevância epidemiológica e risco de
disseminação, ou microrganismo causador de doença emergente que se torne epidemiologicamente importante ou cujo mecanismo
de transmissão seja desconhecido ou com suspeita de contaminação com príons.
- Resíduos de tecido adiposo proveniente de lipoaspiração, lipoescultura ou outro procedimento de cirurgia plástica que gere este
tipo de resíduo.
- Recipientes e materiais resultantes do processo de assistência à saúde, que não contenha sangue ou líquidos corpóreos na forma
livre.
- Peças anatômicas (órgãos e tecidos) e outros resíduos provenientes de procedimentos cirúrgicos ou de estudos anátomopatológicos ou de confirmação diagnóstica.
- Carcaças, peças anatômicas, vísceras e outros resíduos provenientes de animais não submetidos a processos de experimentação
com inoculação de microorganismos, bem como suas forrações.
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- Bolsas transfusionais vazias ou com volume residual pós-transfusão.
A5
- Órgãos, tecidos, fluidos orgânicos, materiais perfurocortantes ou escarificantes e demais materiais resultantes da atenção à saúde
de indivíduos ou animais, com suspeita ou certeza de contaminação com príons.
GRUPO B – Resíduos contendo substâncias químicas que podem apresentar risco à saúde pública ou ao meio ambiente,
dependendo de suas características de inflamabilidade, corrosividade, reatividade e toxicidade.
- Produtos hormonais e produtos antimicrobianos; citostáticos; antineoplásicos; imunossupressores; digitálicos; imunomoduladores;
anti-retrovirais, quando descartados por serviços de saúde, farmácias, drogarias e distribuidores de medicamentos ou apreendidos e
os resíduos e insumos farmacêuticos dos Medicamentos controlados pela Portaria MS 344/98 e suas atualizações.
- Resíduos de saneantes, desinfetantes, desinfestantes; resíduos contendo metais pesados; reagentes para laboratório, inclusive os
recipientes contaminados por estes.
- Efluentes de processadores de imagem (reveladores e fixadores).
- Efluentes dos equipamentos automatizados utilizados em análises clínicas
- Demais produtos considerados perigosos, conforme classificação da NBR 10.004 da ABNT (tóxicos, corrosivos, inflamáveis e
reativos).
GRUPO C – Quaisquer materiais resultantes de atividades humanas que contenham radionuclídeos em quantidades
superiores aos limites de isenção especificados nas normas do CNEN e para os quais a reutilização é imprópria ou não
prevista.
- Enquadram-se neste grupo os rejeitos radioativos ou contaminados com radionuclídeos, provenientes de laboratórios de análises
clinicas, serviços de medicina nuclear e radioterapia, segundo a Resolução CNEN-6.05.
GRUPO D – Resíduos que não apresentem risco biológico, químico ou radiológico à saúde ou ao meio ambiente, podendo ser
equiparados aos resíduos domiciliares.
- papel de uso sanitário e fralda, absorventes higiênicos, peças descartáveis de vestuário, resto alimentar de paciente, material
utilizado em anti-sepsia e hemostasia de venóclises, equipo de soro e outros similares não classificados como A1;
- sobras de alimentos e do preparo de alimentos;
- resto alimentar de refeitório;
- resíduos provenientes das áreas administrativas;
- resíduos de varrição, flores, podas e jardins
- resíduos de gesso provenientes de assistência à saúde
GRUPO E – Materiais perfurocortantes ou escarificantes, tais como: Lâminas de barbear, agulhas, escalpes, ampolas de
vidro, brocas, limas endodônticas, pontas diamantadas, lâminas de bisturi, lancetas; tubos capilares; micropipetas; lâminas
e lamínulas; espátulas; e todos os utensílios de vidro quebrados no laboratório (pipetas, tubos de coleta sanguínea e placas de
Petri) e outros similares.
COLETA E TRANSPORTE
Resíduos Infectantes
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•
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Coleta em saco branco leitoso com símbolo infectante, sendo seu
preenchimento até 2/3 da capacidade.
•
Transportar em container de cor branca com símbolo infectante que deve
possuir tampa.
Resíduos Químicos
•
Se de natureza sólida, Saco impermeável branco leitoso, resistente a
punctura, ruptura e vazamento, preenchimento de até 2/3 da capacidade; de
natureza líquida, embalagem que evite choque mecânico e garanta a
integridade física dos frascos de acordo com sua compatibilidade química,
mantendo as embalagens originais sempre que possível ou acondicionar em
frascos de até dois litros ou em bombonas de material compatível.
•
Etiqueta de identificação
•
Símbolo de tóxico
Resíduos Radioativos
•
Se de natureza líquida, bomba plástica, armazenar sobre bandeja de
contenção em local ventilado; de natureza sólida saco de cor amarela sem
simbologia; se sólido biológico, envolver em papel absorvente e acondicionar
individualmente em saco de cor amarela ou até 200g por saco.
•
Etiqueta de identificação
•
Preenchimento de até 2/3 da capacidade
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•
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Resíduos Comuns
Coletar em saco de cor preta, preenchimento de até 2/3 da capacidade.
•
Transportar em container (cor azul ou preta) com tampa.
•
Resíduos Recicláveis
O estabelecimento de saúde deve estabelecer regras para a reciclagem,
limitando a segregação de recicláveis dos resíduos comuns. A reciclagem de
plásticos (equipos, etc) não é recomendada para os resíduos potencialmente
infectantes.
Resíduos Pérfuro-cortantes
•
Caixa rígida de papelão
•
Cor amarela
•
Preenchimento até 2/3 da capacidade
•
Após preenchimento colocar a caixa em um saco branco e proceder como
descrito no resíduo infectante.
RISCO OCUPACIONAL
Ao manipular os resíduos é necessária a utilização de Equipamento de
Proteção Individual (EPI) específico para o desenvolvimento de tais atividades
como: luvas, máscara, óculos de proteção e avental.
Em caso de acidente entre em contato com a Comissão de Epidemiologia
Hospitalar (CEH/HSP)
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5576-4463 ou 5571-8935
7140-5698
COMENTÁRIOS
Os Estados e Municípios têm autonomia para adotar ou restringir esta
classificação. Em situações de risco, em especial nos surtos ou mesmo
epidemias/ pandemias, a gestão de resíduos Grupo A (biológicos) torna-se
crítica dentro e fora do estabelecimento de saúde, com tratamento térmico
obrigatório dos resíduos para inativação microbiana total.
É importante ressaltar que os resíduos sólidos dos serviços de saúde –
Grupo D – também devem ter seu gerenciamento integrado com a Política
Nacional de Resíduos Sólidos (PNRS), aprovada em 07 de julho pelo Senado
Federal após duas décadas de negociação. A nova lei 12.305/2010 de 02 de
agosto de 2010 fortalece a interface com as normas já estabelecidas pelo
Sisnama – Sistema Nacional do Meio Ambiente, do Sistema Nacional de
Vigilância Sanitária – SNVS, e outros.
Os Estados e municípios deverão elaborar seus respectivos planos para
resíduos sólidos, prevalecendo a orientação da Política Nacional. Haverá
incentivo para a reciclagem e aproveitamento, patrocínio para a coleta seletiva
dentre outras medidas.
A redução de resíduos, reciclagem, reutilização também deve ser uma ação
sustentável dentro dos serviços de saúde.
A logística reversa é um ponto forte da nova PNRS – recolhimento ou
retorno ao fabricante de produtos como pilhas, medicamentos vencidos,
sistemas filtrantes, por exemplo. O serviço de saúde deve buscar acordos em
conformidade legal com seus fornecedores, revendo os seus contratos, visando
à destinação ambientalmente correta, sem sobrecarregar os aterros sanitários,
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já no limite de capacidade. Serão necessários profissionais credenciados para
a tarefa, visto que a gestão de resíduos sólidos é matéria muito nova,
abrangente e multidisciplinar, além de muito especializada.
REFERÊNCIAS
Norma
CNEN-NE-6.02
– Licenciamento de Instalações
Radiativas.
(Comissão Nacional de Energia Nuclear – CNEN)
Resolução CONAMA 358, de 29 de abril de 2005 Dispõe sobre o tratamento
e a disposição final dos resíduos dos serviços de saúde e dá outras
providências.
Resolução ANVISA RDC nº 306, de 07 de dezembro de 2004 Dispõe sobre
o Regulamento Técnico para o gerenciamento de resíduos de serviços de
saúde.
Portaria CVS nº 21, de 10 de setembro de 2008. Norma Técnica sobre
Gerenciamento de Resíduos Perigosos de Medicamentos em Serviços de
Saúde.
Silva MFI. Resíduos de Saúde: Gerenciamento no Centro Cirúrgico, central
de material e recuperação anestésica de um hospital do interior paulista.
Ribeirão Preto. 2004. Tese de Doutorado. Universidade de São Paulo.
Escola de Enfermagem de Ribeirão Preto.
URL: http://www.teses.usp.br/teses/disponiveis/83/83131/tde-19082004102015/publico/doutorado.pdf.
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Anônimo. Technical Assistance Manual: State Regulatory Oversight of
Medical Waste Treatment Technologies - State and Territorial Association
on Alternate Treatment Technologies - abril de 1994.
URL: http://www.bvsde.paho.org/bvsars/i/fulltext/technical/technical.pdf
Lei 12.305/2010, de 02 de agosto de 2010. regula os “princípios, objetivos e
instrumentos, bem como as diretrizes relativas à gestão integrada e ao
gerenciamento
de
resíduos
sólidos,
incluídos
os
perigosos,
às
responsabilidades dos geradores e do poder público e aos instrumentos
econômicos aplicáveis.”
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20. VIGILÂNCIA EPIDEMIOLÓGICA DAS DOENÇAS DE NOTIFICAÇÃO
COMPULSÓRIA
Nas últimas décadas, mudanças importantes foram observadas no perfil de
mortalidade da população brasileira. As doenças infecciosas e parasitárias que
respondiam por quase metade dos óbitos nas capitais brasileiras na primeira
metade do século passado foram reduzindo progressivamente o seu peso relativo
na mortalidade em especial. Em 1930 as doenças infecciosas representavam
45,7% do total de óbitos ocorridos nas capitais do país, já em 2005, essa
proporção era de apenas 5,2%. Observa-se um controle efetivo estabelecido para
várias doenças infecciosas, principalmente as imunopreveníveis. Apesar da
significativa redução da morbimortalidade por doenças transmissíveis no último
século, o quadro é complexo. Pela análise da trajetória das doenças por grupos
específicos, três situações paradigmáticas se apresentam:
•
Situações favoráveis que indicam que o controle está a caminho:
poliomielite, sarampo, difteria e outros;
•
Situações que sugerem que a doença persistirá por longo tempo em nosso
meio: tuberculose, hanseníase, malária, leishmaniose;
•
Situações que apontam para doenças reemergentes com grande potencial
de expansão no país: dengue, cólera.
Há ainda o grupo de doenças emergentes (hantaviroses, a influenza aviária e
mais recentemente a influenza pandêmica – H1N1, que em 2009 passaram a
afetar um número significativo de pessoas, alterando o cenário epidemiológico e
desenvolvendo risco de disseminação mundial) e outras com risco de serem
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introduzidos no país pela intensificação do intercâmbio internacional (SRAG, febre
do Nilo).
A melhoria da qualidade de assistência médica, especialmente quanto ao
diagnóstico e tratamento associada à notificação oportuna e ações de controle,
desempenham importante papel para redução de uma série de doenças
infecciosas e transmissíveis. Nesta perspectiva, o objetivo do texto é dar
orientações sintéticas sobre o Sistema de Vigilância Epidemiológica, destacando o
papel e responsabilidade dos profissionais de saúde especialmente médicos no
Sistema, para o efetivo controle das doenças infecciosas e transmissíveis.
O controle das doenças transmissíveis é uma das mais altas prioridades do
governo. A frase abaixo, expressa a necessidade da informação para
desencadeamento das ações pelo governo:
“O controle das doenças transmissíveis depende, basicamente, de
que se disponha de informações referentes à ocorrência de casos,
tanto para a pronta efetivação de medidas adequadas para
interromper a cadeia de transmissão, quanto para a produção de
dados estatísticos indispensáveis para estudos epidemiológicos
que fundamentem a programação de atividades e assegurem
avaliação dos seus resultados”.
Saúde de São Paulo, 1975-1979.
PRINCIPAIS CONCEITOS
•
Vigilância Epidemiológica
Walter Leser – Secretário da
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Segundo a Lei 8.080/90 o conceito de vigilância epidemiológica é: “Conjunto de
ações que proporciona o conhecimento, a detecção ou prevenção de qualquer
mudança nos fatores determinantes e condicionantes de saúde individual ou
coletiva, com a finalidade de recomendar e adotar as medidas de prevenção e
controle das doenças ou agravos.”
•
Notificação
A notificação, principal fonte de informação do SNVE, é a comunicação da
ocorrência de determinada doença ou agravo à saúde feita à autoridade
sanitária por profissionais de saúde ou qualquer cidadão para fins de adoção
de medidas de intervenção pertinentes”.
A notificação compulsória é obrigatória a todos os profissionais de saúde
médicos,
enfermeiros,
odontólogos,
médicos
veterinários,
biólogos,
biomédicos, farmacêuticos e outros no exercício da profissão, bem como os
responsáveis por organizações e estabelecimentos públicos e particulares de
saúde e de ensino.
•
Subnotificação
Deixar de notificar uma doença de Notificação Compulsória “constitui infração
da legislação referente à saúde pública, sujeitando o infrator às penalidades
previstas no Decreto-Lei 785 de 25 de agosto de 1969, sem prejuízo das
demais sanções penais cabíveis” (Lei 6.259/75 – Art. 14).
Embora haja penalidades para subnotificação, o profissional de saúde deve
notificar entendendo que se trata de um dever de cidadania e de
responsabilidade profissional.
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RECOMENDAÇÕES PRÁTICAS PARA NOTIFICAÇÃO
Notificação de casos suspeitos ou confirmados
Via de regra, casos de DNC devem ser notificados na suspeita clínica para
possibilitar o desencadeamento das ações imediatas para controle da
transmissão, se for o caso. Nas doenças em que não haja medida imediata a
tomar, a notificação deve ser feita após confirmação diagnóstica. Ex:
tuberculose, hanseníase, esquistossomose e tracoma.
Definição de caso suspeito
Há uma definição padronizada do Ministério da Saúde de caso-suspeito para
cada doença. Todos os casos que se enquadrarem nessa definição devem ser
notificados e investigados.
Segredo médico
A notificação pode criar constrangimentos ao paciente e abalar a relação médicopaciente pela quebra do segredo médico. A legislação do Conselho Federal de
Medicina autoriza a quebra do sigilo em caso de dever legal ou risco para
coletividade em determinados casos. A autoridade sanitária que recebe a
notificação obriga-se a guardar sigilo e a identificação do paciente fora do
âmbito médico-sanitário só pode ser feita em situações excepcionais de grande
risco à comunidade e com conhecimento prévio do paciente ou do seu
responsável.
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É recomendável que o paciente seja informado de que a notificação poderá
ocasionar uma investigação epidemiológica por equipes de saúde pública nos
locais aonde pode ter contraído a doença.
LISTA DE DNC
A lista de DNC para o Território Nacional é elaborada pelo Ministério da Saúde,
considerando
critérios
vulnerabilidade,
como
magnitude,
compromissos
disseminação,
internacionais,
transcendência,
regulamento
sanitário
internacional, epidemias, surtos e agravos inusitados.
Periodicamente esta lista é atualizada e no Anexo I é apresentada a lista definida
pela Portaria nº 104, 25 de janeiro de 2011 do Ministério da Saúde.
Gestores estaduais e municipais podem acrescentar outras doenças/agravos na
Lista do Ministério da Saúde de acordo com o perfil epidemiológico local.
Como notificar
Embora haja uma Ficha de Notificação do SINAN (Sistema Nacional de Agravos
de Notificação), é desnecessário uso do impresso específico. A notificação
pode ser feita pelo meio mais rápido e prático (telefone, fax, internet, etc) e
dirigida para a Unidade Básica de Saúde (UBS). Em Hospitais, a notificação
deve ser dirigida para o Núcleo de Vigilância Epidemiológica Hospitalar (nos
hospitais que tiverem esse serviço) ou para a Comissão de Controle de
Infecção Hospitalar (CCIH).
Notificação imediata
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Via de regra a notificação deverá ser feita o mais rápido possível, para que as
medidas de controle possam ser desencadeadas.
O Ministério da Saúde elaborou uma lista de doenças/agravos de notificação
imediata – em no máximo de 24 horas - a partir da suspeita clínica, que estão
listadas no Anexo II. Para estas doenças a recomendação é que a notificação
seja feita por telefone para o serviço de vigilância local.
A Secretaria da Saúde mantém uma Central de Vigilância com médicos
sanitaristas de plantão 24 horas e que atende pelo telefone 0800-555466.
Recorrer à Central de Vigilância à noite ou finais de semana para orientação
sobre normas e condutas referentes à vigilância epidemiológica ou para
notificação de casos com urgência.
Confirmação laboratorial
Recomenda-se confirmação laboratorial dos casos suspeitos e o SNVE disponibiliza
a rede de laboratórios de saúde pública, sem ônus para o paciente ou
instituição, para confirmação laboratorial.
O Laboratório de referência em São Paulo é, habitualmente, o Instituto Adolfo Lutz
(IAL) que processa os exames específicos para investigação epidemiológica
mas há algumas normas a serem seguidas. Portanto, havendo necessidade de
processar exames no IAL, consulte a UBS, a Vigilância Hospitalar ou CCIH
para orientações.
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REFERÊNCIAS
•
Saúde Brasil 2009: uma análise da situação de saúde e da agenda nacional
e internacional de prioridades em saúde / Ministério da Saúde, Secretaria
de Vigilância em Saúde, Departamento de Análise de Situação de Saúde –
Brasília: Ministério da Saúde, 2010.
•
Brasil. Ministério da Saúde. Lei 8.080 de 19 de setembro de 1990. Dispõe
sobre as condições para promoção, proteção e recuperação da saúde, a
organização e o funcionamento dos serviços correspondentes e dá outras
providências. Diário oficial da União, Poder Executivo, Brasília, DF, 19 set.
1990. Seção I.
•
Brasil. Ministério da saúde. Portaria nº 104, de 25 de janeiro de 2011.
Define as terminologias adotadas em legislação nacional, conforme o
disposto no Regulamento Sanitário Internacional 2005 9RSI 2005), a
relação de doenças, agravos e eventos em saúde púbica de notificação
compulsória em todo território nacional e estabelece fluxo, critérios,
responsabilidades e atribuições aos profissionais e serviços de saúde. DO
nº 18 – 26/02/11 – Seção 1 – p. 37.
•
Brasil. Ministério da Saúde. Secretaria de Vigilância em Saúde. Guia de
Vigilância Epidemiológica / Ministério da Saúde, Secretaria de Vigilância em
Saúde. 6ª ed., Brasília, 2005.
•
Conselho Federal de Medicina. Código de Ética Médica. Resolução CFM nº
1931/2009, capítulo IX,2010. Acesso em 20/01/2011. Disponível em
http://portal.cfm.org.br/index.php?option=com_content&view=article&id=206
64:capitulo-ix-sigilo-profissional&catid=9:codigo-de-etica-medicaatual&Itemid=122
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•
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Centro de Vigilância Epidemiológica “Alexandre Vranjac” (CVE). Acesso em
20/01/2011. Disponível em http://www.cve.saude.sp.gov.br/
ANEXO I: Lista de Notificação Compulsória - LNC
1. Acidentes por animais peçonhentos;
2. Atendimento antirrábico;
3. Botulismo;
4. Carbúnculo ou Antraz;
5. Cólera;
6. Coqueluche;
7. Dengue;
8. Difteria;
9. Doença de Creutzfeldt-Jakob;
10. Doença Meningocócica e outras Meningites;
11. Doenças de Chagas Aguda;
12. Esquistossomose;
13. Eventos Adversos Pós-Vacinação;
14. Febre Amarela;
15. Febre do Nilo Ocidental;
16. Febre Maculosa;
17. Febre Tifóide;
18. Hanseníase;
19. Hantavirose;
20. Hepatites Virais;
21. Infecção pelo vírus da imunodeficiência humana – HIV em gestantes e crianças
expostas ao risco de
transmissão vertical;
22. Influenza humana por novo subtipo;
23. Intoxicações Exógenas (por substâncias químicas, incluindo agrotóxicos, gases
tóxicos e metais pesados);
24. Leishmaniose Tegumentar Americana;
25. Leishmaniose Visceral;
26. Leptospirose;
27. Malária;
28. Paralisia Flácida Aguda;
29. Peste;
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30. Poliomielite;
31. Raiva Humana;
32. Rubéola;
33. Sarampo;
34. Sífilis Adquirida;
35. Sífilis Congênita;
36. Sífilis em Gestante;
37. Síndrome da Imunodeficiência Adquirida - AIDS;
38. Síndrome da Rubéola Congênita;
39. Síndrome do Corrimento Uretral Masculino;
40. Síndrome Respiratória Aguda Grave associada ao Coronavírus (SARS-CoV);
41. Tétano;
42. Tuberculose;
43. Tularemia;
44. Varíola; e
45. Violência doméstica, sexual e/ou outras violências.
OBS: Para o Estado de São Paulo, segundo Resolução SS-20 de 22/02/2006, outras
doenças são incluídas na Lista de Notificação Compulsória:
1. Hipertermia Maligna
2. Síndrome Febril Ictero-Hemorrágica Aguda e
3. Tracoma
ANEXO II: Lista de Notificação Compulsória Imediata – LNCI
I. Caso suspeito ou confirmado de:
1. Botulismo;
2. Carbúnculo ou Antraz;
3. Cólera;
4. Dengue nas seguintes situações:
- Dengue com complicações (DCC),
- Síndrome do Choque da Dengue (SCD),
- Febre Hemorrágica da Dengue (FHD),
- Óbito por Dengue
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- Dengue pelo sorotipo DENV 4 nos estados sem transmissão endêmica desse
sorotipo;
5. Doença de Chagas Aguda;
6. Doença conhecida sem circulação ou com circulação esporádica no território
nacional que não constam no
Anexo I desta Portaria, como: Rocio, Mayaro, Oropouche, Saint Louis, Ilhéus,
Mormo, Encefalites Eqüinas do
Leste, Oeste e Venezuelana, Chikungunya, Encefalite Japonesa, entre outras;
7. Febre Amarela;
8. Febre do Nilo Ocidental;
9. Hantavirose;
10. Influenza humana por novo subtipo;
11. Peste;
12. Poliomielite;
13. Raiva Humana;
14. Sarampo;
15. Rubéola;
16. Síndrome Respiratória Aguda Grave associada ao Coronavírus (SARS-CoV);
17. Varíola;
18. Tularemia; e
19. Síndrome de Rubéola Congênita (SRC).
II. Surto ou agregação de casos ou óbitos por:
1. Difteria;
2. Doença Meningocócica;
3. Doença Transmitida por Alimentos (DTA) em embarcações ou aeronaves;
4. Influenza Humana;
5. Meningites Virais;
6. Outros eventos de potencial relevância em saúde pública, após a avaliação de
risco de acordo com o Anexo II do RSI 2005, destacando-se:
a. Alteração no padrão epidemiológico de doença conhecida, independente de
constar no Anexo I desta Portaria;
b. Doença de origem desconhecida;
c. Exposição a contaminantes químicos;
d. Exposição à água para consumo humano fora dos padrões preconizados pela
SVS;
e. Exposição ao ar contaminado, fora dos padrões preconizados pela Resolução do
CONAMA;
f. Acidentes envolvendo radiações ionizantes e não ionizantes por fontes não
controladas, por fontes utilizadas nas atividades industriais ou médicas e
acidentes de transporte com produtos radioativos da classe 7 da ONU.
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g. Desastres de origem natural ou antropogênica quando houver desalojados ou
desabrigados;
h. Desastres de origem natural ou antropogênica quando houver comprometimento
da capacidade de
funcionamento e infraestrutura das unidades de saúde locais em conseqüência
evento.
III. Doença, morte ou evidência de animais com agente etiológico que podem
acarretar a ocorrência de doenças em humanos, destaca-se entre outras
classes de animais:
1. Primatas não humanos
2. Eqüinos
3. Aves
4. Morcegos - Raiva: Morcego morto sem causa definida ou encontrado em situação
não usual, tais como: vôos diurnos, atividade alimentar diurna, incoordenação
de movimentos, agressividade, contrações musculares, paralisias, encontrado
durante o dia no chão ou em paredes.
5. Canídeos - Raiva: canídeos domésticos ou silvestres que apresentaram doença
com sintomatologia neurológica e evoluíram para morte num período de até 10
dias ou confirmado laboratorialmente para raiva.
Leishmaniose visceral: primeiro registro de canídeo doméstico em área indene,
confirmado por meio da
identificação laboratorial da espécie Leishmania chagasi.
6. Roedores silvestres - Peste: Roedores silvestres mortos em áreas de focos
naturais de peste.
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21. A QUALIDADE, A SEGURANÇA DO PACIENTE E O CONTROLE DE
INFECÇÃO
A qualidade tem sido uma preocupação dos gestores de saúde. Os
processos de avaliação e certificação da qualidade em organizações de
saúde, nos últimos dez anos têm se tornado uma realidade, e até uma
obrigação, cada vez mais presente nestas organizações. Cirurgias em
membros errados ou em pacientes errados; objetos deixados no interior do
corpo do paciente durante a cirurgia; administração de medicamentos em
doses erradas ou a pacientes errados; infecções desenvolvidas dentro do
ambiente hospitalar mas que não são relacionadas à assistência à saúde
representam efeitos indesejados, oriundos de falhas nos processos e, por
vezes, da má prática, quer dos profissionais quanto dos sistemas no qual
estão inseridos.
Estes eventos comprometem diretamente a qualidade do serviço
prestado, a credibilidade da assistência e, principalmente, a segurança do
paciente. Cada vez mais a mídia tem divulgado estes eventos adversos e
cada vez mais as organizações de saúde se preocupam com a qualidade, a
organização dos seus processos, implantação de protocolos e formas de
minimização de riscos visando à assistência segura e a segurança do
paciente.
BASES TEÓRICAS DA QUALIDADE
A qualidade em saúde vem sendo estudada há mais de trinta anos e o
referencial teórico largamente utilizado pelos autores desta área tem sido o
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de Avedis Donabedian que propõe a classificação universal da qualidade na
trilogia: estrutura / processo / resultados para estimar a qualidade de serviço.
A estrutura se refere ao como a assistência é organizada e como os
diversos recursos são utilizados; o processo reporta-se ao que e como foi
feito
e
os
resultados
correspondem
aos
desfechos,
principalmente
relacionados ao que aconteceu com o paciente.
Os processos de avaliação da qualidade têm sua vertente através da
Acreditação que, por sua vez, são originários dos sistemas de acreditação
desenvolvidos pela Comissão Conjunta para Acreditação Hospitalar e
Organizações de Saúde (Joint Commission on Accreditation of Healthcare
Organizations/JCAHO-EUA). Na América Latina como um todo, incluindo o
Brasil, uma contribuição importante foi dada pelas propostas de certificação e
Controle da Qualidade desenvolvidas pela Organização Panamericana de
Saúde que vêm sendo implantadas, integrando, assim, o processo de
mudança da cultura gerencial do sistema de saúde.
ORGANIZAÇÃO NACIONAL DE ACREDITAÇÃO (ONA)
O
Sistema
Brasileiro
de
Acreditação/SBA3
preconizado
pela
Organização Nacional de Acreditação/ONA, a partir de 1998, tem como
enfoque inicial implementar e garantir a qualidade nos serviços de saúde
brasileiros. Nesse sentido, vem contribuindo para que, dentro dos recursos
disponíveis, ocorra uma progressiva mudança planejada de hábitos e
comportamentos, de maneira a provocar nos profissionais de todos os níveis
e áreas um novo estímulo para avaliar as debilidades e forças da instituição,
com o estabelecimento de metas claras e mobilização constante do pessoal,
voltados para a qualidade da assistência prestada aos pacientes/clientes.
A Acreditação é um processo voluntário que detecta não-conformidades
de estrutura e de processos a partir de um padrão definido, é periódica e
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confidencial e, acima de tudo, estabelece prazos para a correção das falhas
encontradas e das não-conformidades constatadas buscando a melhoria
contínua
dos
processos.
O
estabelecimento
de
objetivos
precisos,
mensuráveis, a curto e a longo prazo, e a sua freqüente monitorização,
orientam os planos para a ação, a estratégia da organização e a
implementação de programas de melhorias.
A organização de saúde que adere ao Sistema Brasileiro de Acreditação
denota responsabilidade e comprometimento com a segurança, com a ética
profissional, com os procedimentos que realiza e com a garantia da qualidade
do atendimento à população3.
O Manual Brasileiro de Acreditação das Organizações de Saúde
formado por critérios explícitos, é uma metodologia de avaliação da qualidade
de serviços baseada nos princípios originários da trilogia de Donabedian
(estrutura/processo/resultados), divididos em três Níveis respectivamente: o
Nível 1 Segurança, o Nível 2 Organização e o Nível 3 Excelência. A
instituição avaliada que atinge o Nível 1 recebe o status de Acreditada, a que
atinge Nível 2 é Acreditada Plena e, a de Nível 3, é Acreditada com
Excelência.
A lógica sistêmica permeia toda a estruturação do Manual e,
consequentemente a avaliação do mesmo, pois se supõe que o
funcionamento de qualquer organização dês saúde também deva ser a de um
sistema. O propósito deste enfoque é reforçar o fato de que as estruturas e
processos
de
uma
organização
são
de
tal
ordem
interligados
e
interdependentes, que o funcionamento de um componente interfere em todo
o conjunto e no resultado final. Não se avalia um serviço ou unidade
isoladamente
e,
consequentemente,
não
são
certificadas
unidades
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separadas, ou seja, ou todo o hospital é acreditado em determinado nível ou
não.
Seguindo esta lógica, a atuação do Serviço de Controle de
Infecção/SCIH, e/ou de sua respectiva Comissão, é avaliada em todas as
áreas (que no Manual correspondem a seções e subseções) de Atenção ao
Paciente, de Diagnóstico e na maior parte dos Serviços de Abastecimento e
Apoio Logístico. O item: “Cumpre as diretrizes de prevenção e controle de
infecção” é um requisito obrigatório no Nível 1, presente em todas as
subseções
das
áreas
apontadas
acima
e
que,
se
não
atendido,
comprometerá a certificação de todo o hospital. Isto significa que, não adianta
um hospital demonstrar adequação da estrutura física, hotelaria exemplar,
equipamentos de última geração se não evidenciar, por exemplo, que realiza
periodicamente treinamentos e orientações quanto a lavagem de mãos ou
que atua na Central de Esterilização de Materiais validando fluxos e
processos de desinfecção ou, ainda que, orienta os profissionais quanto ao
uso de antimicrobianos, este hospital não será acreditado, pois demonstra ser
seguro.
O status de Hospital Acreditado (que corresponde ao atendimento dos
requisitos de Nível 1) conota que a instituição é basicamente Segura. Isto é,
possui estrutura adequada e corretamente dimensionada quanto a recursos:
materiais, humanos, financeiros, de informações, serviços terceirizados e que
estes garantem condições para a execução da assistência. Do mesmo modo,
o atendimento dos requisitos para a segurança do paciente, gerenciamento
de riscos, requisitos de estrutura física, infra-estrutura, o cumprimento das
legislações pertinentes e a devida documentação são também aspectos
avaliados.
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ATUAÇÃO
DO
SERVIÇO
DE
CONTROLE
DE
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INFECÇÃO
NO
PROCESSO DE ACREDITAÇÃO
Considerando que a qualidade da assistência, na óptica da Acreditação,
se dá nos três níveis, segurança, organização e excelência, pode-se dizer
que a segurança depende, em grande parte, da atuação do Controle de
Infecção, donde se pode concluir que a qualidade de um serviço de saúde
está intimamente ligada à qualidade da atuação do Serviço de Controle de
Infecção Hospitalar/SCIH.
A atuação do SCIH sistemática, regular e pró-ativa com perfil preventivo;
com
medições
adequadas;
controle
e
monitoramento
de
eventos;
treinamentos periódicos e educativos; indicadores identificados e avaliados e,
através de estudos do impacto da sua ação, representam aspectos que
garantem a segurança ao paciente. Além destes, cabe citar que a segurança
implica na garantia de cuidados prestados por equipe habilitada e capacitada,
orientações/ informações corretas aos pacientes e familiares, condições de
higiene, conforto e privacidade que propiciam o bem-estar e contribuem para
a melhora do estado geral.
O SCIH se pauta em indicadores, os quais mostram o resultado da ação
prestada, da prática institucional. Os indicadores da Comissão não só
demonstram a qualidade assistencial a partir do controle das infecções como,
também, através de índices baixos de infecção retratam a segurança do
serviço. É sabido que a segurança do cuidado tradicionalmente vem sendo
medida através da taxa de infecção hospitalar, amplamente utilizada como
um dos principais indicadores de qualidade da assistência.
Um importante aspecto a ser ressaltado no tema Segurança do Paciente
se refere aquilo que é o próprio princípio da Medicina “Primum non noscere”
(primeiro, não causar dano) de Hipócrates. Um paciente não pode entrar num
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hospital e sair em condições piores de saúde das que entrou. Condições
estas agravadas por circunstâncias que não aquelas que ocasionaram a sua
entrada. Circunstâncias como, não isolamento de paciente infectado, que
implica em transmissão para demais pacientes; bisturi não calibrado que
queima o paciente durante a cirurgia; prescrições com letras ilegíveis que
acarretam em administração de dosagens erradas de medicação; laudos
laboratoriais dados a paciente errado pela falta de identificação adequada;
queda do paciente do leito; úlceras por pressão acarretadas pela ausência de
protocolo para mudança de decúbito etc denotam danos ao paciente.
Muitos exemplos ou situações, parecidos com os descritos acima, já
foram presenciados pelos profissionais da saúde envolvidos direta ou
indiretamente no cuidado ao paciente. De qualquer forma, tanto os incidentes
graves quanto os não tão graves demonstram o não gerenciamento de riscos
e não-qualidade ainda presentes nas organizações de saúde e, em síntese, a
falta de segurança.
Muitas das práticas de controle de infecção e de epidemiologia têm
muito a contribuir com o novo campo da Segurança do Paciente – em
particular, o uso de definições padronizadas, monitoramento de taxas e
indicadores, rigorosa coleta e análise de dados, capacitação/treinamento e o
papel chave dos profissionais para monitorar problemas de segurança e
implementação de práticas seguras.
QUALIDADE NO HOSPITAL SÃO PAULO
Atualmente o programa de qualidade do Hospital conta com o Sistema de
Gestão da Qualidade HSP que é baseado no conceito de abordagem por
Processos e tem como objetivo assessorar a Alta Direção como ferramenta de
gerenciamento. Está estruturado em Comitês divididos em três níveis de
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hierarquia (Central, Nível 1 e Nível 2), os quais configuram uma Rede de
Multiplicadores.
O desenho do Mapa de Processos do HSP contempla: macroprocessos,
processos gerais, processos específicos, tarefas (Procedimentos Operacionais
Padrão/POPs).
Os
macroprocessos
são:
assistência;
abastecimento,
administração/ liderança, apoio técnico e apoio diagnóstico. Representam toda
a estrutura da organização e seus respectivos processos, fluxos e
interrelacionamentos entre operações. O funcionamento e a operação dos
Comitês estão baseados na metodologia do Sistema Brasileiro de Acreditação
da Organização Nacional de Acreditação/ONA.
Portanto, o Sistema de Gestão da Qualidade/SGQ do HSP é composto
pelo Projeto de Acreditação, Mapa de Processos, Rede de Multiplicadores
(Comitês), além do Sistema de Documentação e do Manual da Qualidade. O
acompanhamento do SGQ e análise crítica se dão através de reuniões
periódicas, capacitação dos multiplicadores e auditorias tanto internas quanto
externas. O Sistema de Gestão tem cronograma e ações definidas, assim
como a utilização de indicadores para monitoramento e melhoria de todo o
processo.
REFERÊNCIAS
•
Donabedian A. Explorations in Quality Assessment and Monitoring.
Michigan: Health Administration Press, 1980.
•
Novaes HM, Paganini JM. Garantia da Qualidade: Acreditação de
Hospitais para América Latina e Caribe. OPS e Federação Brasileira de
Hospitais, Série Silos 13, 1992.
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Organização
•
Nacional
de
Acreditação.
Manual
Página: 230/240
Brasileiro
de
Acreditação - Organizações Prestadoras de Serviços de Saúde. Brasília:
ONA; 2010.
Kohn L, Corrigan J, Donaldson M, eds. To Errar is Human: Building a
•
Safer Health System. Washington, DC: Committee on Quality of Health
Care in America, Institute of Medicine: National Academy Press, 2000.
Wachter RM. Compreendendo a Segurança do Paciente. Porto
•
Alegre: Artmed, 2010.
•
Committee on Quality Health Care in America, Institute of Medicine.
Crossing the Quality Chasm: A New health System for the 21st
Century. Washington, DC: National Academy Press, 2001.
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22. ROTINAS PARA TROCA, LIMPEZA E DESINFECÇÃO DE MATERIAIS E
DISPOSITIVOS
Existem
várias
técnicas
de
limpeza
ou
desinfecção
possíveis
dependendo dos componentes de cada dispositivo e de sua rotina de uso.
Cada instituição deve estabelecer sua rotina de troca e o método
utilizado
para
desinfecção
e/ou
esterilização
de
materiais
baseado,
primeiramente nas recomendações da legislação vigente e, a seguir,
considerando a infra-estrutura local.
Por exemplo: para a maioria dos materiais e equipamentos respiratórios
classificados como “não-críticos” ou “semi-críticos” não existe recomendação
específica em relação à freqüência de troca quando utilizado no mesmo
paciente. Cada instituição deve estabelecer sua rotina baseados na infraestrutura local.
Também existem materiais que são exclusivamente descartáveis, de
uso único.
Seguem algumas recomendações e sugestões para os materiais e
dispositivos mais utilizados.
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ROTINA DE TROCA E DESINFECÇÃO DOS DISPOSITIVOS RESPIRATÓRIOS
Para a maioria dos materiais e equipamentos respiratórios classificados como “não-crítico” ou “semicrítico” não existe recomendação específica em relação à freqüência de troca quando utilizado no mesmo
paciente. Cada instituição deve estabelecer sua rotina baseados na infra-estrutura local.
TIPO DE MATERIAL
Água estéril do
nebulizador/ umidificador
Ambú
Cateter de oxigênio e
extensão
Circuitos respiratórios/
umidificador
Equipo de água destilada
de nebulização
Extensão do frasco de
aspiração (látex ou
silicone).
Filtro Higroscópico/
Hidrofóbico
Frasco de aspiração
vácuo: portátil
PERIODICIDADE DE
TROCA
- Trocar a cada 24 horas.
- Manter protegido em
embalagens plásticas,
junto ao leito.
- Não haverá troca
programada.
- Não haverá troca
programada no mesmo
paciente
- Ausência de filtro
higroscópico: a cada 07
dias.
- Filtro higroscópico:
apresentar sujidade e
mau funcionamento.
LIMPEZA/DESINFECÇÃO
- Desprezar o líquido, higienizar o
material e realizar novo
preenchimento. Não acrescentar
líquido para preencher o reservatório
antes de higienizar.
- Desinfecção de alto nível no CME a
cada novo paciente ou se apresentar
sujidade.
- Desinfecção com álcool 70% a cada
plantão e descartar na saída do
paciente.
- Desinfecção de alto nível no CME.
- Troca a cada 24 horas
- Desprezar frasco da água destilada
e equipo.
- Troca a cada 24 horas.
- Desinfecção de alto nível no CME.
- Troca a cada 48 – 72
horas ou apresentar
sujidade e mau
funcionamento.
- Limpeza com água e
sabão a cada plantão no
- Desprezar a cada 48 – 72 horas.
- Realizar limpeza com água e sabão
e fricção com álcool 70% no expurgo
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expurgo da própria
da própria unidade.
unidade.
- Limpeza concorrente a
- Realizar limpeza com água e sabão
Frasco de aspiração
cada plantão no expurgo
e desinfecção com álcool 70% no
vácuo: vidro
da própria unidade.
expurgo da própria unidade.
Frasco de aspiração
- Desprezar o frasco
- Desprezar o frasco na lixeira
vácuo:
quando completar ¾ da
infectante sem abri-lo no expurgo.
descartável/Nasodreno
capacidade do recipiente.
- Manter protegidos em
embalagens plásticas,
Máscara de Nebulização
junto ao leito.
Máscara de Venturi/
- Desinfecção de alto nível no CME a
- Limpeza com água e
CPAP
cada 24 horas.
sabão e fricção com
Inaladores
álcool 70% a cada uso.
- Troca a cada 24 horas.
Sistema de aspiração
- Desprezar a cada 72
- Troca a qualquer momento se
fechado (Trach-care)
horas.
houver quebra de técnica.
- Troca junto com o
Tubo T
circuito respiratório, ou
- Desinfecção de alto nível no CME.
Traqueinha
antes, se sujidade.
- Umidificador com água:
Umidificadores (parede)
troca a cada 24 horas.
- Desinfecção de alto nível no CME.
para nebulização
- Umidificador sem água:
troca a cada 7 dias.
* Identificar os equipamentos respiratórios conforme a periodicidade de troca.
ROTINA DE TROCA E DESINFECÇÃO DOS DISPOSITIVOS DIVERSOS
TIPO DE MATERIAL
Bandejas de
procedimentos
Recipiente para algodão
seco e cotonetes
Almotolias
Dispensadores de BAG:
sabão líquido e álcool gel
PERIODICIDADE DE
TROCA
A cada uso
- Limpeza a cada 7 dias.
LIMPEZA/DESINFECÇÃO
- Limpeza com água e sabão e
fricção com álcool 70%
- Limpeza com água e sabão e
desinfecção com álcool 70%.
- Descartar a cada 7 dias.
- Anotar a data de
abertura e manter tampa
fechada.
- Limpeza com água e sabão
externamente diariamente
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- Limpeza terminal na troca do BAG
Braçadeiras de
esfigmomanômetro:
Tecido
Braçadeiras de
esfigmomanômetro: Nylon
Derivação Ventricular
Externa (DVE)
EQUIPOS
- Descosturar e
encaminhar para
lavanderia entre pacientes
ou sempre que apresentar
sujidade.
Limpeza entre pacientes
ou sempre que apresentar
sujidade.
- Esvaziar quando
completar ¾ da
capacidade do recipiente
ou a cada 72 horas.
- Limpeza com água e sabão e
fricção com álcool 70%
- Realizar limpeza e desinfecção no
expurgo da própria unidade.
- Desinfecção com álcool 70% onde
será inserida a agulha. Utilizar
agulha 30X7 e seringa de 60ml para
evitar repetidas desconexões do
sistema.
PERIODICIDADE DE
TROCA
Trocar todo sistema a cada 72
horas
Infusão contínua (sem
desconectar do acesso venoso)
Trocar a qualquer momento se
houver refluxo sanguíneo,
desconexão ou sinais de
hiperemia no local da punção.
Rotular data e período da troca.
Trocar o equipo a cada infusão
Infusão intermitente
Trocar a qualquer momento se
(administração de
houver refluxo sanguíneo,
antimicrobianos, drogas
desconexão ou sinais de
vasoativas)
hiperemia no local da punção.
Rotular data e período da troca.
Sangue, hemoderivados ou
Trocar equipo a cada frasco/
soluções lipídicas (NPP)
infusão ou no máximo 24 horas
ROTINA DE TROCA DOS DISPOSITIVOS VASCULARES
LIMPEZA/DESINFECÇÃO
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A cada 72 horas
Trocar a qualquer momento se
Para PVC (Pressão Venosa
houver refluxo sanguíneo,
Central)
desconexão ou sinais de
hiperemia no local da punção.
Rotular data e período da troca.
Para Diálise Peritoneal (aranha)
Trocar após o término de cada
banho
Para PIC (Pressão Intracraniana)
Não há recomendação para
troca programada.
EQUIPO COM CÂMARA
GRADUADA - BURETAS
Administração de
medicamentos em geral
Buretas para administração
de leite e fórmulas lácteas via
sonda orogástrica.
TORNEIRINHAS/
EXTENSORES/
CONECTORES
Conectados ao equipo
Extensores
PERIODICIDADE DE
TROCA
Trocar a cada 72 horas
Trocar a qualquer momento
se houver refluxo
sanguíneo, desconexão.
Trocar a cada 24 horas
PERIODICIDADE DE
TROCA
Trocar a cada 72 horas
Trocar a qualquer momento
se houver refluxo sanguíneo,
ou sinais de hiperemia no
local da punção.
Rotular data da instalação.
Trocar a cada 72 horas
Trocar a qualquer momento
se houver refluxo sanguíneo,
desconexão ou sinais de
hiperemia no local da
punção.
LIMPEZA/DESINFECÇÃO
Lavar com solução fisiológica
0,9% após cada uso. Rotular
com nome do paciente, data e
horário da instalação.
Lavar com solução fisiológica
0,9% após cada uso. Rotular
com nome do paciente, data e
horário da instalação.
LIMPEZA/DESINFECÇÃO
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Rotular data da instalação.
Transdutores
Conectores valvulados
SERINGAS
Para bomba de infusão
Para leite ou fórmulas lácteas
CATETERES VENOSOS
Trocar a cada 72 horas
Trocar a qualquer momento
se houver refluxo sanguíneo,
desconexão ou sinais de
hiperemia no local da
punção.
Rotular data da instalação.
Trocar a cada 72 horas
Trocar a qualquer momento
se houver refluxo sanguíneo,
desconexão ou sinais de
hiperemia no local da
punção.
Rotular data da instalação.
PERIODICIDADE DE
TROCA
LIMPEZA/DESINFECÇÃO
A cada 24 horas
Na presença de sujidade,
recomendamos a troca do
dispositivo
A cada uso
Na presença de sujidade,
recomendamos a troca do
dispositivo
PERIODICIDADE DE
TROCA
LIMPEZA/DESINFECÇÃO
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“Intracath”, cateteres de duplo
ou triplo lúmen, cateter para
hemodiálise (Shilley)
CATETERES VENOSOS
Swan-Ganz
Cateter Periférico
Na presença de sinais
flogísticos, secreção local,
obstrução ou indicação
clínica.
Não há recomendação para
troca programada.
Curativo com gaze e
micropore: a cada 24 horas
ou antes se apresentar
sujidade ou sangramento.
Curativo transparente: a
cada 7 dias ou antes se
apresentar sujidade ou
sangramento.
PERIODICIDADE DE
TROCA
Até 5 dias ou na presença
de sinais flogísticos,
secreção local, obstrução ou
indicação clínica.
Curativo com gaze e
micropore: a cada 24 horas
ou antes se apresentar
sujidade ou sangramento.
Curativo transparente: a
cada 7 dias ou antes se
apresentar sujidade ou
sangramento.
Adulto: Até 72 horas
Pediatria: Não há
recomendação para troca
programada.
Trocar a qualquer momento
na presença de sinais
flogísticos, secreção local,
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Curativo: Limpar com solução
fisiológica e clorexidine
alcoólico, somente no local da
inserção do cateter – data e
hora.
UTILIZAR TÉCNICA
ASSÉPTICA
LIMPEZA/DESINFECÇÃO
Curativo: Limpar com solução
fisiológica e clorexidine
alcoólico, somente no local da
inserção do cateter – data e
hora.
UTILIZAR TÉCNICA
ASSÉPTICA
Curativo: Limpar com solução
fisiológica somente no local da
inserção do cateter - data e
hora.
UTILIZAR TÉCNICA
ASSÉPTICA
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PICC (Cateter Central de
Inserção Periférica)
PAM (Pressão Arterial Média)
e Flebotomia
CATETERES VENOSOS
Cateter Umbilical Arterial
obstrução, infiltração ou
indicação clínica.
Curativo: trocar a cada 24
horas para curativos com
micropore, 72 horas no caso
da película transparente, ou
antes, se apresentar
sujidade ou sangramento.
Na presença de sinais
flogísticos, secreção local,
obstrução ou indicação
clínica.
Não há recomendação para
troca programada.
Trocar a qualquer momento
na presença de sinais
flogísticos, secreção local,
obstrução ou indicação
clínica.
Curativo transparente: a
cada 7 dias ou antes se
apresentar sujidade ou
sangramento.
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Curativo: Limpar com solução
fisiológica e utilizar clorexidine
alcoólico, somente no local da
inserção do cateter – data e
hora.
UTILIZAR TÉCNICA
ASSÉPTICA
Até 5 dias
Trocar a qualquer momento
na presença de sinais
flogísticos, secreção local,
obstrução, infiltração ou
indicação clínica.
PERIODICIDADE DE
TROCA
Até 96 horas
Remover a qualquer
momento na presença sinais
flogísticos, secreção local,
obstrução, mau
funcionamento ou
LIMPEZA/DESINFECÇÃO
Curativo: Limpar com solução
fisiológica e utilizar clorexidine
alcoólico, somente no local da
inserção do cateter.
Hospital São Paulo
SPDM – Associação Paulista para o Desenvolvimento da Medicina
Hospital Universitário da UNIFESP
Comissão de Epidemiologia Hospitalar
DIRETRIZES PARA A PREVENÇÃO E O CONTROLE DE INFECÇÕES
RELACIONADAS À ASSISTÊNCIA À SAÚDE
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complicações ao recémnascido.
Cateter Umbilical Venoso
Cateter Diálise Peritoneal
Até 96 horas
Remover a qualquer
momento na presença sinais
flogísticos, secreção local,
obstrução, mau
funcionamento ou
complicações ao recémnascido.
- Não haverá recomendação
de troca programada.
Remover a qualquer
momento na presença sinais
flogísticos, secreção local,
obstrução ou mau
funcionamento.
Curativo: Limpar com solução
fisiológica e utilizar clorexidine
alcoólico, somente no local da
inserção do cateter.
Curativo: Limpar com solução
fisiológica e utilizar clorexidina
alcoólico, somente no local da
inserção do cateter.
REFERÊNCIAS
•
CDC. Guidelines for preventing health-care associated pneumonia.
Recommendations of the CDC and the HealthCare Infection Control
Practices Advisory Committee. MMWR 2004; 53(N°RR-3) .
•
CDC. Guidelines for the Prevention of Intravascular Catheter-Related
Infections MMWR 2002 ; 51 (Nº RR10)
•
APECIH - Associação Paulista de Estudos e Controle de Infecção
Hospitalar. Monografia: Prevenção da infecção do trato urinário hospitalar.
São Paulo, APECIH, 2000.
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