2- Introdução - FACUAL - Fundo de Apoio à Cultura do Algodão

Fundação Parque Tecnológico da Paraíba
Empresa Brasileira de Pesquisa Agropecuária
Embrapa Algodão
Relatório Final de Projeto
Genética da resistência do algodoeiro à virose doença azul
Campina Grande – Paraíba
2004
Índice
1. Resumo ............................................................................................................. 2
2- Introdução......................................................................................................... 3
3. Revisão de literatura ........................................................................................ 5
4) Material e métodos ......................................................................................... 10
4.1 Formação das populações.......................................................................... 10
4.2 Caracterização molecular dos genitores e descendentes........................... 10
4.3 Criação do pulgão vetor (Aphis gossypii).................................................... 12
4.4 Avaliação de acessos do banco ativo de germoplasma da Embrapa Algodão
para detecção de novas fontes de resistência .................................................. 13
4.5 Avaliação do teor de sólidos solúveis e amido em folhas e pecíolos foliares
.......................................................................................................................... 13
5. Resultados e Discussão ................................................................................ 15
5.1. Formação das populações......................................................................... 15
5.2 Cultivo de pulgões ...................................................................................... 15
5.3 Avaliação de acessos do banco ativo de germoplasma ............................. 18
5.5 Avaliação do teor de sólidos solúveis nos pecíolos e de amido nas folhas 29
5.6. Extração do DNA para caracterização dos genitores e análise dos genitores
e da geração F1 ................................................................................................ 32
6. Conclusões: .................................................................................................... 34
Anexos ................................................................................................................ 39
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1. Resumo
Este projeto foi desenvolvido para realizar estudos para definir a herança
da resistência do algodoeiro à doença azul ou mosaico das nervuras f. sp.
Ribeirão Bonito. Foram realizados cruzamentos entre genitores resistentes e
susceptíveis para gerar populações segregantes, sendo obtidas as gerações F 1,
F2, RC11 e RC12. A população F1 foi avaliada com marcadores moleculares e
confirmou-se tratarem de indivíduos provenientes de cruzamentos. Também
foram realizados experimentos a campo para identificar novas fontes de
resistência. Foi observado que as espécies Gossypium mustelinum, nativa do
país, G. barbadense, que ocorre em grande quantidade no Mato Grosso e que o
Brasil é centro de diversidade e G. arboreum, espécie diplóide cultivada na Ásia,
apresentam acessos susceptíveis à doença azul. Outros acessos destas espécies
apresentaram resistência e podem ser usados para o melhoramento desde que
precedidos por um trabalho bem realizado de pré-melhoramento. Entre os
genótipos da espécie cultivado no Brasil, G. hirsutum, a maioria dos acessos é
susceptível à doença, mas há fontes de resistência que podem ser melhor
aproveitadas pelo melhoramento, como BJA 592, Cacique, Chaco, Texas 341, Del
Cerro UMPGR, La Banda e Lambmcht gl-5. Parte destes materiais apresentam
desempenho agronômico que permite sua inserção direta nos programas de
melhoramento como genitores de populações segregantes, enquanto outros
precisariam ser previamente trabalhados entes de serem colocados à disposição
dos melhoristas. A sintomatologia externa da doença é acompanhada por
alterações na produção e/ou armazenamento de substâncias como amido e
outros açúcares solúveis. Esta alteração bioquímica é um fator que fortalece a
hipótese de que o agente causal seja um vírus da família luteoviridae.
2
2- Introdução
A doença azul do algodoeiro ou mosaico das nervuras f. Ribeirão Bonito é
uma das doenças mais importantes da cultura do algodão no Estado do Mato
Grosso. Os prejuízos decorrem da ação direta do patógeno na cultura, reduzindo
a produtividade e a qualidade da fibra produzida, pelo custo de produção mais
elevado devido às aplicações adicionais de inseticida realizadas para manter o
pulgão Aphis gossypii em níveis adequados como vetor da doença, ao invés de
praga.
Há variabilidade genética passível de manipulação pelos programas de
melhoramento, pois parte das variedades recomendadas para cultivo no Estado
são resistentes à doença. Como a base genética destas variedades é diferente, é
possível que haja mais de uma fonte de resistência.
Apesar da importância econômica da doença, pouco foi feito para melhor
compreendê-la. No caso da genética da resistência, grande parte dos
conhecimentos existentes é fruto de observações realizadas durante a condução
de populações de melhoramento, formadas pelo cruzamento entre genitores
contrastantes para a resistência. Devido aos experimentos nos quais se
realizaram as observações não terem sido delineados para estudar aspectos
genéticos da doença, informações importantes para o melhoramento podem não
ter sido obtidas.
Permanecem por serem determinados de modo acurado: i) o tipo de
herança da resistência, se qualitativa ou quantitativa; ii) o número de locos
envolvidos na expressão do caráter; iii) a relação entre alelos, visando determinar
se a herança é predominante dominante ou aditiva; iv) se as variedades
resistentes oriundas de base genética diferente contém alelos de resistência
distintos; v) se existe variabilidade para a resistência dentro dos bancos de
germoplasma brasileiros, principalmente entre acessos de outras espécies
tetraplóides.
Os conhecimentos da genética da resistência e a determinação de fontes
alternativas de variabilidade para o caráter permitirão que os melhoristas
manejem de modo mais racional a resistência à doença azul do algodoeiro, de
3
modo que a enfermidade seja geneticamente controlada em prazo relativamente
curto.
Este projeto de pesquisa foi realizado para iniciar os trabalhos permitam
melhor compreender a herança da resistência à doença azul, permitndo aos
melhoristas e geneticistas realizar seus trabalhos de modo mais efetivo.
4
3. Revisão de literatura
A doença azul do algodoeiro, azulão, ou mosaico das nervuras f. Ribeirão
Bonito tem etiologia ainda indeterminada, mas provavelmente deve ser causada
por um vírus. Ela foi observada pela primeira vez no Brasil em 196263 na
Fazenda Água Virtuosa, Município de Ribeirão Bonito (Costa & Carvalho, 1965;
Costa, 1966). Os estudos realizados por Costa & Carvalho (1965) não foram
capazes de concluir se a moléstia era causada por forma mais severa do vírus do
mosaico das nervuras ou por um vírus diferente.
A doença começou a causar problemas econômicos no Estado do Mato
Grosso a partir da safra 1992/93. Na safra de 1997/98, a doença causou enormes
prejuízos em Minas Gerais e Goiás, além de afetar economicamente a
cotonicultura de São Paulo e Paraná (Freire, 1998).
Na Argentina, a doença azul foi diagnosticada pela primeira vez em
1982/83. Em 1993/94 ela se manifestou de forma generalizada em variedades
susceptíveis e em grandes extensões de cultivo. Entre 1994/95 a 1996/97 a
incidência da doença foi reduzida, sendo atribuído, entre outras causas, à menor
área cultivada com variedades susceptíveis (Kresic et al., 2001). Na safra 1994/95
a doença causou grandes prejuízos no Paraguai (Freire, 1998). Outros locais em
que é provável que a doença tenha sido relatada são: República Centro Africana
(Dyck, 1979; Cauquil & Follin, 1983), Tchad, República dos Camarões, Zaire,
Benin, em regiões da antiga União Soviética (Azerbaijão, Turquestão, Armênia),
Filipinas e Tailândia (Cauquil, 1977; Araújo, 2001). Embora nenhum estudo tenha
sido realizado para averiguar se a doença azul que ocorre no Brasil é a mesma
relatada em outros países, a sintomatologia idêntica e a transmissão pelo mesmo
vetor são indícios mais fortes que fortalecem esta hipótese.
O controle da doença tem sido realizado por meio de variedades
resistentes e, no caso de variedades susceptíveis, pela manutenção do pulgão
em níveis baixos (Santos, 1997; Santos, 1999). A variedade mais plantada no
Estado do Mato Grosso, CNPA ITA 90, é susceptível. Devido ao alto potencial
produtivo desta variedade, os produtores têm optado por manejar o vetor ao invés
de substituir a CNPA ITA 90 por materiais resistentes (Ornellas, 2001).
Atualmente, em função do manejo adequado que inclui variedades
resistentes e manutenção do pulgão em níveis baixos, as reduções de produção
5
devido aos efeitos diretos da doença são relativamente baixas, embora bastante
significativas. Freire (1999c) estimou que na safra de 1998/98 as perdas foram de
2% no Mato Grosso e de 1,44% em Goiás, o que representou 20,6 e 18,8 mil
fardos a menos produzidos nos dois estados, respectivamente. Os maiores
prejuízos financeiros provêm do custo adicional com pulverizações de inseticidas
para controle do pulgão como vetor, avaliado em cerca R$100,00 por hectare
(Araújo, comunicação pessoal).
A doença azul é transmitida pelo pulgão Aphis gossypii de maneira
provavelmente persistente. Isto quer dizer que o pulgão é capaz de reter o vírus
durante algum tempo, sendo capaz de infectar diversas plantas (Costa &
Carvalho, 1965). Os sintomas da doença são o encurtamento dos entrenós
formados após a infecção, reduzindo o porte da planta, a redução no tamanho
das folhas, que ficam com as nervuras pálidas, com margens voltadas para baixo,
conglomerando-se juntamente com as flores. Também ocorre a diminuição do
número e do tamanho dos capulhos produzidos e a perda de qualidade da fibra
(Costa & Carvalho, 1965; Costa, 1966; Passos, 1977; Cia & Fuzatto, 1999; Araújo
2000). A intensidade dos sintomas e os danos causados à planta variam com a
época em que a infecção ocorreu, podendo reduzir em até 80% o porte da planta
e causar sua completa esterilidade (Gridi-Papp et al., 1992; Silva et al., 1995; Cia
& Fuzatto, 1999 e Araújo, 2001).
Além do algodoeiro, plantas de Malva parviflora foram infectadas
experimentalmente, sem, contudo, apresentar sintomas. É provável que outras
malváceas nativas ou cultivadas sejam hospedeiras do vírus (Costa & Carvalho,
1965).
Alguns estudos a respeito da transmissão da doença e do comportamento
das plantas infectadas artificialmente foram realizados na África, quase todos
desenvolvidos no IRCT, na República Centro Africana.
Cauquil & Follin (1983) mostraram que a infecção artificial das plantas
podia ser realizada pelo vetor virulífero, por enxertia tipo garfagem com portaenxerto infectado e o enxerto sadio e por enxertia de gemas axilares. Tentativas
sem sucesso de transmissão foram realizadas utilizando porta-enxerto sadio e
enxerto doente e por inoculação mecânica. Na transmissão com o vetor em
plantas com duas folhas verdadeiras, os autores observaram que os sintomas
6
tinham início 9 a 28 dias após a alimentação do pulgão virulífero. Eles verificaram,
ainda, que a transmissão não ocorre por sementes e nem por solo cultivado
anteriormente com plantas doentes. (Cauquil & Follin, 1983).
Cauquil & Vaissayre (1971) obtiveram de 80 a 100% de infecção em
plantas de 10 variedades de algodão (7 de G. hirsutum, 2 de G. barbadense e 1
de G. puncatum) utilizando 15 pulgões provenientes do campo. Usando 15
pulgões alimentados durante 24 horas sobre uma folha contendo os sintomas
carac terísticos, os autores observaram taxa de 82% de transmissão. Os sintomas
se iniciaram nas folhas em que a inoculação foi realizada e, em seguida, nas
folhas formadas posteriormente. Durante a inoculação, os autores empregaram
cilindros de plástico transparente com 2cm de diâmetro e 1cm de comprimento,
com uma das extremidades fechada com uma tela. A outra face fica em contato
com a folha, presa por um clipe.
Cauquil (1977) testou diferentes tipos de pulgões para verificar a
capacidade de causar infecção. Os pulgões foram coletados a campo e colocados
sob 10 plantas por 24 horas. A avaliação da infecção foi realizada 32 dias após a
alimentação dos pulgões sob as plantas. Eles observaram que 10, 8, 10 e 6
plantas apresentavam sintomas quando foram usados pulgões alados, ápteros
escuros, ápteros amarelados e larvas ápteras, respectivamente.
Trabalhos a respeito do patógeno desenvolvidos na Argentina verificaram
que as plantas com sintomas apresentavam três moléculas de RNA de fita dupla
(dsRNA), que geralmente representam a forma replicativa do RNA nucléico de
vírus cujo genoma é composto por uma molécula de RNA de fita simples.
Também foram verificadas relações serológicas entre o vírus associado às
plantas sintomáticas com o vírus do nanismo amarelo da cevada, estirpes RPV e
PAV, um luteovírus que causa doença em muitas gramíneas (Kresic, 2001).
O nível de incidência da doença a campo está relacionado com o genótipo
de algodão e a quantidade de plantas hospedeiras do pulgão e, provavelmente,
do vírus (Santos, 1997). Na ausência de controle do pulgão, incidências mais
altas têm sido relatadas nas variedades CNPA ITA 90 e Deltapine Acala 90.
(Santos, 1997; Lanza et al., 1999; Freire et al., 1999b; Freire et al., 1999c; Cia,
1998; Andrade et al., 1999). Outras variedades têm apresentado níveis
intermediários, como a IAC 22 (Fuzzato et al., 1999). Há também materiais que
7
apresentam resistência à doença, como a BRS Antares, BRS Facual, BRS ITA
96, Coodetec 401, Epamig Precoce 1, CNPA 7H, FMT Fetagri, FMT Saturno, BRS
268, e IAPAR 71 PR3 (Freire et al., 1999b; Lanza, 1999; Ornellas et al., 2001).
Para avaliar a incidência da doença azul foram desenvolvidas algumas
escalas de notas. Freire et al. (1999a) definiram uma escala que abrange notas
de 1 a 5, sendo atribuída o valor 1 quando a parcela não apresenta plantas com
sintomas visíveis da doença, e a nota 5 à parcela em que todas as plantas
manifestam sintomas da doença. Com esta escala, os autores constataram que à
medida que a incidência da doença aumenta, os efeitos deletérios sobre a altura
das plantas, a percentagem de fibra, a produção, o número e o peso de capulhos
sobre variedades susceptíveis (CNPA ITA 90 e Deltapine Acala 90) foram mais
pronunciados. Na escala utilizada por CIA (1997) as notas variam de 1 a 6,
representando
variedades
muito
resistentes
e
muito
susceptíveis,
respectivamente. Andrade et al. (1999) utilizaram uma escala cujas notas
correspondiam a: 1 – 0% de plantas com sintomas; 2- 1 a 5% das plantas com
sintomas; 3 – 6 a 25% das plantas com sintomas; 4 – 26 a 50% das plantas com
sintomas; 5 – 51 a 100% das plantas com sintomas. Em outros trabalhos a
avaliação da incidência também é realizada por meio da percentagem de plantas
com sintomas (Fuzzato et al, 1999; Freire et al., Lanza et al, 1999; Freire et al.,
1999b)
Freire et al. (1999a) também desenvolveram uma escala de notas para
avaliar a severidade da doença azul no desenvolvimento de plantas individuais.
Nesta escala são considerados: a produção de algodão planta, o número e o peso
dos capulhos, o porte e a percentagem de fibra.
Outra escala para medir a severidade dos sintomas nas plantas foi
desenvolvida por Cauquil (1974). Esta escala tem notas de 0 a 4. A nota 0 é
atribuída a plantas sem sintomas; a nota 1 é dada a plantas quase normais, com
alguns sintomas foliares e produção de capulhos 10% menor; a nota 2 é atribuída
a plantas levemente encarquilhadas, com numerosos sintomas foliares e
produção reduzida em 10 a 50%; as plantas nota 3 estão encarquilhadas, com
alguns sintomas foliares severos e redução de produção de capulhos acima de
50%; finalmente, a nota 4 é dada a plantas muito encarquilhadas, com sintomas
foliares severos e generalizados e praticamente não produz capulhos.
8
As linhagens HAR, híbridas entre as espécies G. hirsutum, G. arboreum e
G. raimundii, produzidas pela estação experimental do I.R.C.T.
na Costa do
Marfim, apresentam resistência completa à doença azul africana. A resistência
desta linhagens, que é quase uma imunidade, deve provir de G. arboreum. A
variedade SR1-F4, originária do Tchad, também revelou uma boa tolerância à
doença azul (Cauquil, 1977), porém, quando inoculada artificialmente por meio de
enxertia apresentou os sintomas típicos da doença. (Cauquil & Follin, 1983).
No final da década de 70, estas linhagens HAR foram introduzidas na
Argentina e utilizadas pelo INTA para melhorar a produtividade e outras
características agronômicas de suas variedades (Juan Poisson, comunicação
pessoal). Quando a doença azul foi diagnosticada neste país, as variedades
produzidas pelo INTA apresentaram elevado grau de resistência, ou mesmo
imunidade, devido a incorporação dos alelos de resistência provenientes das
linhagens HAR. A linhagem REBA P 279
também não apresentou sintomas
(Kresic et al., 2002).
Fuzzato et al. (1999) realizaram o único estudo encontrado na literatura
brasileira sobre a genética da resistência à doença azul. Os dados foram obtidos
de um ensaio de progênies da variedade IAC 22 em que houve incidência natural
da doença. O nível da doença foi medido pela percentagem de plantas com
sintomas. Eles verificaram haver diferenças entre o nível de susceptibilidade entre
as progênies, herdabilidade no sentido amplo de 0,45 e relação entre os
coeficientes de variação genético e ambiental de 0,45. A incidência da doença foi
relativamente baixa, prejudicando o contraste entre as progênies e aumentando o
erro experimental (CV=83,7%). No experimento também foi verificado o
murchamento avermelhado, também em baixa incidência. A análise de ambas
moléstias de modo conjunto permitiu identificar a existência de uma correlação
genética positiva e relativamente fraca (rg=0,375). Isto indica que, pelo menos em
progênies derivadas da variedade IAC 22, o melhoramento simultâneo para as
duas características é possível. Os autores concluem que para obter boas
estimativas dos parâmetros genéticos e para avaliar de modo consistente os
genótipos é preciso elevados índices da doença.
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4) Material e métodos
4.1 Formação das populações
Plantas das variedades susceptíveis CNPA ITA 90 e Deltapine Acala 90
foram cruzadas sob telado com plantas das variedades BRS FACUAL, Delta Opal
e Coodetec 401. Também foram realizados cruzamentos entre todos os genótipos
com a variedade de algodoeiros mocó CNPA 6M. Nos cruzamentos, os genitores
masculinos ora foram usados como fêmeas e ora como masculinos. Parte das
flores das plantas F1 formadas foram autofecundadas para dar origem a
populações F2. As flores restantes foram retrocruzadas com a variedade genitora
susceptível e com a variedade genitora resistente para dar origem às populações
RC11 e RC21, respectivamente. Os cruzamentos foram realizados sob condições
de telado para: i) facilitar a obtenção das duas gerações completas necessárias
para obter as sementes das populações F2, RC11 e RC21; ii) controlar de modo
eficiente à genealogia das populações; iii) evitar prováveis contaminações
genéticas.
4.2 Caracterização molecular dos genitores e descendentes
Para garantir a pureza genética das populações a serem formadas, os
genitores foram avaliados com marcadores moleculares. Os marcadores foram
usados para estabelecer um padrão específico de cada variedade (fingerprinting).
Este padrão foi utilizado para verificar a identidade genética das plantas F 1 a
serem usadas para gerar as demais populações.
O DNA foi extraído conforme descrito por Li et al. (2001). Brevemente,
cerca de 0,1g de tecido foliar será macerado, misturado a tampão de extração
(100uM de Tris, 5uM de EDTA, 0,4%(V/V) de bissulfito de sódio e 0,35M de
sorbitol), agitado em vórtex, centrifugado, acrescentado tampão de lise (0,2M de
tris, 50uM de EDTA, 2M de NaCl e 55uM de CTAB) ao precipitado, incubado a
65oC, clarificado com clorofórmio:álcool isoamílico (24:1, v/v), agitado em vórtex,
centrifugado para separar as fases. O DNA será precipita pela adição de
isopropanol gelado à fase aquosa será adicionado, coletado por centrifugação,
10
lavado em etanol 70% e dissolvido em água. O DNA obtido será quantificado em
gel de agarose 0,8% corado com brometo de etídio.
A caracterização dos genitores e a avaliação dos descendentes foi
realizada com marcadores microssatélites e RAPD. Os marcadores RAPD foram
obtidos conforme Barroso (2000). As reações de amplificação de DNA para
obtenção de marcadores RAPD foram realizadas colocando-se DNA genômico
em tampão 10mM de Tris-HCl, pH 8,3, e 50mM de KCl, 4mM de cloreto de
magnésio, 1,5 unidades de Taq DNA polimerase, 0,2 mM de dNTP e 0,2M de
primer com 10pb (Operon). Foi realizada denaturação inicial a 94C por 5
minutos, seguida de 45 ciclos, cada qual com denaturação a 94C por 1 minuto,
anelamento do primer a 35C por 1 minuto e amplificação a 72C por 2 minutos.
Ao final, foi realizada uma extensão adicional de 5 minutos a 72C. Os produtos
de amplificação gerados foram separados em gel de agarose 1,4%, corados com
brometo de etídio e analisados.
Os marcadores microssatélites foram obtidos utilizando os primers BNL,
desenvolvidos no Brookhaven National Laboratory. As reações foram realizadas
em solução com volume de 20uL, contendo 20ng do DNA genômico de algodão,
tampão PCR (10mM de Tris-HCl pH 8,3, 50mM de KCl), 2,0 a 3,5 mM de MgCl2
(de acordo com o primer), 0,2mM de dNTPs, 0,15uM dos dois primers e 1 unidade
de Taq DNA polimerase.
As condições físicas durante a reação PCR foram
constituídas por uma desnaturação inicial a 94oC por 5 minutos, seguidos de 10
ciclos de “Touchdown PCR”, iniciando com a temperatura de anelamento de
65°C. Após o “touchdown” foram realizados 35 ciclos de denaturação a 94 oC por
15 segundos (passo 1), anelamento do primer a 55 oC por 30 segundos (passo 2)
e amplificação a 72oC por 1 minuto. Uma amplificação final de 72oC por 5 minutos
finalizou a reação PCR. Os alelos microssatélites foram separados em gel
denaturante de sequenciamento (poliacrilamida 6% com 7M de uréias) e corados
com prata de acordo com Creste et al. (2001).
Uma solução estoque de acrilamida 40% foi preparada utilizando 380g de
acrilamida, 20g de bisacrilamida e água qsp 1000ml. Uma segunda solução
estoque (acrilamida 4%) foi realizada utilizando 210g de uréia, 25ml de TBE 10X,
50ml da solução estoque de acrilamida 40% e água qsp 500ml. Para a confecção
de cada gel foi misturado 40ml da solução de acrilamida 4% e 274ul de
11
perssulfato de amônia 10%. A acrilamida 4% vertida em cuba de sequenciamento
com espaçadores de 4mm. Uma das placas da cuba foi tratada com solução de
bind silane (995μl etanol 100%; 5μl ácido acético e 3μl de bind silane), e outra
com a solução “repel silane”. As amostras receberam tampão de formamida e
foram desnaturadas a 92˚C por 5 minutos e aplicadas em gel previamente
aquecido a 50°C. A eletroforese realizada a 80W durante 2 horas e os alelos SSR
foram corados método de coloração com nitrato de prata conforme descrito por
Creste et al. (2001). As placas foram separadas e a placa contendo o gel foi
colocada em solução de oxidação (ácido acético 10% em etanol) por 10 minutos,
lavadas em água destilada por 1 minuto, colocadas na solução de oxidação (ácido
nítrico 1,5%) por 3 minutos. Após nova lavagem em água, o gel foi impregnada
com nitrato de prata (solução 0,2%) por 20 minutos, lavado novamente com água
e as bandas reveladas com solução contendo 3% de carbonato de sódio e 0,02%
de formaldeído. Quando as bandas apresentavam contratação adequada, a
reação de revelação foi interrompida em solução aquosa de ácido acético 5%.
4.3 Criação do pulgão vetor (Aphis gossypii)
Pulgões da espécie Aphis gossypii foram coletados no campo, identificados
e levados ao laboratório. Eles foram criados sobre folhas de algodão recémcolhidas e desinfestadas superficialmente para etanol 70% para evitar a
introdução acidental de patógenos ou predadores. Após a transferência dos
pulgões, as folhas foram colocadas inicialmente em Placas de Petri e
posteriormente em copos plásticos, sendo o pecíolo umedecido com um chumaço
de algodão ou espuma embebido em água para evitar a perda de turgidez. As
placas com os pulgões foram mantidas em estufa BOD a temperatura de 26 oC
sob fotoperíodo de 16 horas de luz. Periodicamente os pulgões foram transferidos
para novas folhas de algodão, visando manter a população em níveis adequados
e fornecer alimento fresco.
12
4.4 Avaliação de acessos do banco ativo de germoplasma da Embrapa
Algodão para detecção de novas fontes de resistência
Cem acessos de algodoeiro pertencentes ao Banco Ativo de Germoplasma
da Embrapa Algodão foram avaliados (Tabela A, anexo), visando a detecção de
eventuais novas fontes de resistência à doença azul. Os acessos foram
escolhidos considerando origem e diversidade genética. Inclui-se plantas de
Gossypium mustelinum, G. barbadense, G. hirsutum e G. tomentosum, espécies
tetraplóides.
Foram montados dois experimentos contendo os mesmos acessos em
Primavera do Leste e Novo São Joaquim, em áreas com histórico de alta
incidência da doença azul. Os experimentos foram montados em látice triplo,
sendo incluídos genótipos de comportamento conhecido como testemunhas As
parcelas eram compostas por uma fileira de 3 metros de comprimento, sendo
mantidas 10 plantas por metro linear. No experimento montado em Primavera do
Leste, três plantas de cada parcela foram inoculadas com pulgões virulíferos no
estágio de duas folhas verdadeiras. Em cada uma destas plantas foram postos
pelo menos 5 pulgões coletados em plantas a campo com sintomas. No
experimento montado em Novo São Joaquim as plantas não foram artificialmente
inoculadas.
As parcelas foram avaliadas quanto à incidência de plantas com sintomas e
características morfológicas.
4.5 Avaliação do teor de sólidos solúveis e amido em folhas e pecíolos
foliares
Todos as análises foram realizadas em acessos pertencentes ao Banco
Ativo de Germoplasma, da Embrapa Algodão plantadas na Fazenda Itaquerê,
município de Novo São Joaquim (MT). As análises foram realizadas em de G.
barbadense, G. hirsutum var. latifolium, G. hirsutum var. marie galante e G.
arboreum.
Plantas de 24 acessos foram avaliadas quanto ao teor de sólidos solúveis
no pecíolo foliar, medido pelo grau brix. Os pecíolos foram espremidos e o grau
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brix do líquido resultante foi avaliado em refratômetro de campo. A quantificação
do amido foi realizada em 39 acessos segundo metodologia definida por McCredy
et al. (1950). Foram analisadas pares de folhas de idade semelhante, sendo cada
par composto por folhas retiradas de plantas com e sem sintomas da doença azul
em uma mesma parcela.
Os teores de amido e de sólidos solúveis das plantas com e sem sintomas
da doença azul foram comparadas pelo teste t pareado.
14
5. Resultados e Discussão
5.1. Formação das populações
Foram realizados 450 cruzamentos entre plantas das variedades
resistentes BRS Facual, Delta Opal e Coodetec 401 com as variedades
susceptíveis CNPA Ita 90 e Deltapine Acala 90 (Tabela 1).
Tabela 1. Número de cruzamentos entre os genitores resistentes e susceptíveis
CNPA
CNPA
6M
90
Ita Deltapine Acala Mákina Fábrica Total
90
BRS Facual
30
30
30
30
30
150
Delta Opal
30
30
30
30
30
150
Coodetec
30
30
30
30
30
150
90
90
90
90
90
450
401
Total
As sementes geradas pelos cruzamentos foram plantadas e suas flores
foram autofecundadas para dar origem a geração F2, ou retrocruzadas originar as
populações RC11 e RC12. Foram realizados 600 retrocruzamentos, sendo 300
para o genitor resistente e 300 para o genitor susceptível (Tabela 2).
As sementes F1, F2, RC , RC , além dos genitores, serão usados para os
estudos de herança da resistência à doença azul.
5.2 Cultivo de pulgões
Diversas maneiras de criar os pulgões em laboratório foram testadas. Na
primeira tentativa os pulgões foram colocados em folhas de algodoeiros e estas
dentro de placas de Petri umedecidas. As placas com os pulgões foram mantidas
em estufa BOD com temperatura e luminosidades controladas. Verificou-se que a
quantidade de umidade dentro da placa era excessiva, não permitindo o
desenvolvimento adequado dos pulgões e aumentando o nível de mortes por
doenças fúngicas.
15
Tabela 2. Número de retrocruzamentos realizados
Facual
DO
CD
6M Ita Acala Mákina Fábrika Total
401
Facual x 6M
20
Facual x Ita
20
Facual x Acala
20
FacualxMákina
20
FacualxFábrika
20
20
40
40
20
40
20
40
20
20
DO x 6M
20
DO x Ita
20
DO x Acala
20
DO x Mákina
20
DO x Fábrika
20
40
20
40
20
40
20
40
20
20
CD 401 x 6M
20
CD 401 x Ita
20
CD 401 x
20
40
40
40
20
40
20
40
20
Acala
CD 401 x
20
40
20
Mákina
CD 401 x
20
20
40
60
600
Fábrika
Total
100
100
100
60
60
60
60
Facual – BRS Facual
DO – Delta Opal
CD 401 – Coodetec 401
6M – BRS 6M
Acala- Deltapine Acala 90
Um segundo método foi tentado, consistia de colocar os pulgões sob folhas
de algodoeiro em posição vertical, fixadas em espuma umedecida com água. Este
método permitiu o desenvolvimento das colônias, que aumentavam em número
de indivíduos de modo muito rápido.
Tanto no primeiro quanto no segundo método, a transferência dos pulgões
para folhas novas era realizada a cada dois dias, período em que as folhas
usadas para a alimentação dos insetos permaneciam com as características que
16
permitiam o desenvolvimento adequado das colônias. Após este período, as
folhas começavam a perder a turgidez e os pulgões a abandonavam. A
transferência dos pulgões para folhas frescas era realizada manualmente com o
auxílio de pincel umedecido. Este processo de transferência era lento e
necessitava de muita mão-de-obra com uma certo treinamento para ser realizado
de modo adequado.
Contatou-se que a lentidão para realizar as transferências manuais era um
gargalo do método. Uma alternativa que desse mais rapidez a tarefa na criação
seria imprescindível para obter quantidade de pulgões suficiente para realizar as
inoculações artificiais que o projeto necessitava, bem como para ser
posteriormente usada na avaliação de populações e linhagens de melhoramento.
Em função disto, um novo procedimento foi tentado.
No terceiro método desenvolvido, a transferência manual dos pulgões foi
substituída. Folhas frescas foram colocadas no mesmo copo de plástico em que
as folhas com as colônias dos pulgões estavam sendo criadas. À medida que as
folhas iam perdendo a turgidez, os pulgões migravam para as folhas mais novas.
Isto reduzia o trabalho manual apenas à limpeza e colocação de folhas novas.
Contudo, após um período em que o método apresentava bons resultados,
problemas de ordem sanitária começaram a aparecer.
Uma doença que mumificava os pulgões surgiu e em quatro dias todos os
pulgões haviam sido mortos. Todos os equipamentos e material usados passaram
por um processo de esterilizarão e a criação foi novamente iniciada. Para evitar
que o fungo fosse novamente introduzido na criação pelas folhas usadas na
alimentação dos insetos, as plantas de algodão de onde se estava retirando as
folhas foram pulverizadas com fungicida. Contudo, após manter a criação com
sucesso por algum tempo, novamente a doença atingiu a população. Buscou-se
então, ainda, tratamento das plantas com fungicida de contato, para eliminar os
fungos que eventualmente estivessem aderidos à face externa das folhas. As
folhas eram imersas por 10 minutos na solução contendo o fungicida, enxaguadas
em água, secas em papel toalha e colocadas a disposição dos pulgões. Após este
tratamento adicional, não se verificou mais a presença do fungo patogênico aos
pulgões, mas a rapidez com que se desenvolviam foi bastante afetada. Novos
fungicidas foram testados, mas todos eles apresentaram o mesmo problema.
17
Embora não haja relatos de que fungicidas afetem o desenvolvimento dos
pulgões, acredita-se que estas substâncias tenham as responsáveis pelo
reprodução e crescimento mais lentos observados. Uma explicação provável é
que a quantidade de fungicida presente nas folhas seja superior a quando a
aplicação é realizada a campo. Como as folhas eram renovadas periodicamente,
a quantidade de fungicida presente era sempre elevada.
Decidiu-se realizar então uma realizar uma criação que envolvesse duas
etapas. A primeira etapa foi realizada em laboratório e durava cerca de 20 dias,
período que se considerou suficiente para verificar se os pulgões estavam livres
de doenças e parasitóides. A segunda etapa seria a multiplicação dos pulgões
sob condições de telado. Na primeira tentativa, passados cerca de 30 dias
começaram a aparecer pulgões mumificados devido ao parasitismo de larvas de
uma pequena vespa. As plantas e todo o telado foram pulverizados com inseticida
para eliminar o parasitóide. Duas semanas após a pulverização novos pulgões
provenientes do laboratório foram colocados sob as plantas, mas o problema se
repetiu. Mais uma vez o telado e as plantas foram pulverizadas e depois de 15
dias os pulgões foram postos nas plantas, com o cuidado das plantas terem sido
colocadas sob uma gaiola entomológica revestida com o tecido de malha fina e
transparente (voil). Destas vez a cultura teve sucesso. Em razão dos problemas
encontrados para a criação dos pulgões foi decidido que parte das inoculações
seriam realizadas com pulgões provenientes do campo e parte dos mantidos em
casa-de-vegetação. Caso fossem retirados de plantas com sintomas severos da
doença azul, seriam colocados diretamente sob as plantas a serem testadas,
caso estivessem em plantas sem sintomas, seriam alimentados em plantas com
sintomas por 48 horas e depois colocados sob as plantas cujo comportamento
frente à virose era desejado conhecer.
5.3 Avaliação de acessos do banco ativo de germoplasma
Três avaliações foram realizadas: em março, maio e julho. Na primeira
avaliação não foi verificada nenhuma planta com sintomas nítidos de doença azul,
18
sendo realizada a primeira inoculação com pulgões virulíferos. A inoculação foi
extremamente prejudicada pelas fortes chuvas que ocorreram durante a noite e
no dia seguinte. Tentativas posteriores de inoculação também tiveram o mesmo
problema: devido a pluoviosidade elevada os pulgões não colonizavam as
plantas. Somente após uma interrupção das chuvas, em meados de abril, foram
verificadas colônias de pulgões infestando as plantas.
Devido aos problemas com a inoculação, não se realizou a avaliação da
severidade dos sintomas, pois não era possível precisar se as plantas adquiriram
o vírus na mesma época, fator essencial para comparar a intensidade dos danos
causados.
Vinte e um genótipos não desenvolveram sintomas detectáveis de doença
azul (Tabela 3 e Tabela B Anexo). Os sintomas foram verificados em todas as
espécies estudadas e no acesso de algodoeiro mocó incluído nos experimento
(CNPA 6M).
Tabela 3. Incidência média da virose doença azul (em percentagem) nos
genótipos do banco ativo de germoplasma de algodoeiro da Embrapa Algodão.
Acesso
149 F URRS
1931 15 R1
6M
81-2
95-967 BV-61
A H 67
Incidência
12,69
28,49
1,75
7,89
14,98
0,00
Acala ancien
Albae 627
Allen 333-57
AK 235
Co Lu Ngan
DESI G27
Lao1/85 (Arbor)
Rim-de-Boi 1
Rim-de-Boi 2
Rim-de-Boi 3
Morro 74
0,88
0,00
3,36
0,00
2,11
0,00
0,00
3,51
25,44
22,81
1,67
Acesso
Incidência
Acesso
Incidência
CNPA CO 97-668
0,00 LSS (PAQUISTAO) 28,91
CNPA CO 98-6152
6,18
Luk 13-4
25,01
CNPA CO 98-6399
1,75
M-11
2,63
CNPA CO 98-7161
4,98
McNair 220
30,69
CNPA CO 98-7191
0,88
Mebane
27,04
CNPA CO 98-7663
3,51
Mebane b-1
9,65
CNPA GO 98-05946
CNPA GO 98-05975
CNPA GO-98-10004
CNPA ITA90
CNPA TB 90
Cubq
Del Cerro
Del Cerro UMPGR
Delta Opal
DES. 67-132
DES. 67-213
0,88
7,02
18,73
35,77
0,62
6,27
2,22
0,00
0,00
24,29
28,89
Mexican
Mexico 910
Mustelinum 1
Mustelinum 2
Parrot 427
Porainte
Quallandri
Reba p-274
Sakhaa 642-53
Smoth leaves
SP 2473-A
9,51
0,00
23,33
50,00
11,57
0,00
29,82
0,00
15,84
1,59
0,60
19
BJA 592
BP 52/NC.63
BPA 68
Brs Aroeira
Brs Cedro
BRS Facual
Brs Ipê
BRS Ita 96
C 316-91
C-1211
Cacique
CC-A-1
Chaco - 520
CNPA 96-117
CNPA 97-1682
CNPA BA 98-6123
CNPA BA 98-9193
0,00
0,49
2,63
1,15
0,00
0,00
3,51
2,63
1,75
7,02
0,00
47,70
0,00
30,94
0,88
3,35
12,56
Empire Glandless
Gumb okra leaf
Hancock
Hancor
HG 1845
HL-1
HR 21 T.16
Hybee 200a
Hybee100a
Ibdar 45 pr2
Ita 90 ii
J. Brebbia
Karnar
La banda
La frego
Lambmcht gl-5
Lasani
51,43
0,88
11,79
0,00
3,70
1,75
34,78
1,59
0,88
19,30
32,11
14,74
4,01
0,00
17,63
0,00
12,57
SPO - 199
T-766
Tancot sp 21
Tashken 2
Tashken t1
Tb 41
Texas 163
Texas 2036
Texas 314
Texas 322
Texas 341
Triumph big boll
V-3
V-5
Watson 2040
0,00
0,00
14,97
35,52
16,49
0,00
11,50
11,40
0,76
45,25
0,00
27,81
0,88
26,43
39,44
Em relação à G. arboreum, apenas uma parcela do acesso Co Lu Ngan
apresentou plantas sintomas da doença azul. Cauquil (1977) verificou que as
linhagens HAR, híbridas entre as espécies G. hirsutum, G. arboreum e G.
raimundii, produzidas pela estação experimental do I.R.C.T. na Costa do Marfim,
apresentou resistência completa à doença azul africana. Segundo o autor, a
resistência desta linhagens, que é quase uma imunidade, deve vir de G.
arboreum. Os resultados obtidos neste trabalho também mostraram que G.
arboreum também é resistência doença azul que ocorre no Brasil.
Os genótipos de G. barbadense brasileiros, coletados no Mato Grosso,
foram susceptíveis. Morro 74 foi o único acesso desta espécie em que nenhuma
planta doente foi verificada. Os sintomas observados nos rins-de-boi foram
diferentes dos tradicionais. Caracterizou-se pela paralisação do crescimento das
plantas, com a formação de uma estrutura similar a uma escova de garrafas
(Figura 1). Em algumas plantas foi verificado mosaico suave nas nervuras e em
outras houve uma remissão dos sintomas, que retomaram o crescimento normal.
Caso a remissão dos sintomas de G. barbadense seja freqüente, as plantas
20
mantidas em fundos de quintal podem ser um importante hospedeiro intermediário
da doença.
Em G. mustelinum os sintomas foram similares aos verificados em nos
algodoeiros herbáceos, com encurvamento das folhas e aparecimento de mosaico
das nervuras. G. mustelinum é a única espécie nativa do Brasil, com centro de
origem no semi-árido nordestino. Provavelmente devido às diferenças climáticas
entre seu local original e as presentes no cerrado do Mato Grosso, nenhuma
planta chegou a florescer.
Algumas implicações dos resultados são: i) a possibilidade de afetar a
continuidade das populações naturais de G. mustelinum (presentes na Bahia e
Rio Grande Norte e em perigo de extinção) caso a doença azul seja introduzida
nas proximidades dos locais em que as populações são encontradas; ii) a espécie
G. barbadense, mantida como planta perene em diversas regiões do Mato
Grosso, pode ser uma importante fonte de inóculo do patógeno.
21
Figura 1. Sintomas da doença azul em G. barbadense oriundos do estado do
Mato Grosso.
22
Figura 2. Planta com mosaico das nervuras e com interrupção de crescimento
As produtividades médias obtidas nas parcelas variaram de 3.156Kg/ha, da
CNPA 96-117, até zero (Tabela 4), nos dois acessos de G. mustelinum, que não
floresceu sob as condições ambientais do Mato Grosso, e em dois acessos de G.
barbadense coletado no Mato Grosso, que devido ao ciclo extremamente longo
impediu o fechamento do ciclo durante o período de execução do experimento.
Excluindo os genótipos que não apresentaram plantas com sintomas de
doença azul, foi verificada uma correlação linear de –0,44 entre a produtividade
de algodão em caroço e a incidência de doença azul (Figura 3). Esta correlação
foi influenciada pelas diferenças nos potenciais produtivos dos acessos. Portanto,
caso fossem considerados apenas os genótipos com potenciais produtivos
similares, a correlação deveria ser mais elevada. Por exemplo, o acesso Lao 1/85
de G. arboreum produziu 675 Kg/ha com um nível extremamente baixo de
doença. Já Empire Glandless, o genótipo em que a doença azul apresentou a
maior incidência (47%) produziu 1617 Kg/ha, proporcionalmente acima do que
seria esperado. Outros fatores estão confundidos na correlação e devem estar
influenciando-a.
23
Caso a incidência de uma doença seja 10% e as plantas doentes
produzam 70% menos que as sadias, seria esperado uma redução da
produtividade em 7%. Contudo, não é isto o que geralmente se observa. As
condições ambientais nas proximidades da planta que teve seu desenvolvimento
prejudicado pela doença são alteradas, permitindo maior disponibilidade de água,
nutrientes e luminosidade para as plantas vizinhas. A diminuição da competição
permite às plantas vizinhas às doentes produzir mais do que sob condições
normais. Este fenômeno, chamado de compensação, reduz parcialmente as
perdas causadas pela doença, que cai para níveis inferiores ao esperado, no
exemplo, abaixo de 7%. Como o nível de compensação varia com o genótipo, a
correlação pode ter sido afetada pelas capacidades diferentes de amenizar as
perdas que os acessos devem possuir.
Plantas que desenvolvem a doença azul mais cedo têm a capacidade
produtiva comprometida em maior grau do que aquelas contaminadas no final do
ciclo. Em média não houve grandes diferenças na época em que as plantas
apresentaram sintomas, mas como não houve uma perfeita homogeneidade, este
fator também deve estar afetando a correlação.
Tabela 4 Produção média (Kg/ha de algodão em caroço) dos genótipos no
experimento realizado em Primavera do Leste
Genótipo
149 F URRS
1931 15 R1
6M
81-2
95-967 BV-61
A H 67
Acala ancien
Albae 627
Allen 333-57
AK 235
Co Lu Ngan
DESI G27
Lao1/85 (Arbor)
Rim-de-Boi 1
Rim-de-Boi 2
Rim-de-Boi 3
Produção
1100
1683
1328
2550
1439
1483
1311
1556
1611
717
133
1333
561
0
0
1233
Genótipo
Produção
Genótipo
Produção
CNPA CO 97-668
2700
LSS
3011
CNPA CO 98-6152
2194
Luk 13-4
1372
CNPA CO 98-6399
1650
M-11
2794
CNPA CO 98-7161
2333
McNair 220
744
CNPA CO 98-7191
2483
Mebane
1239
CNPA CO 98-7663
3056
Mebane b-1
1650
CNPA GO 98-05946
2161
Mexican
1428
CNPA GO 98-05975
2761
Mexico 910
2561
CNPA GO-98-10004 1983
Mustelinum 1
0
CNPA ITA90
1294
Mustelinum 2
0
CNPA TB 90
2461
Parrot 427
1889
Cubq
1200
Porainte
1506
Del Cerro
1925
Quallandri
1406
Del Cerro UMPGR
1633
Reba p-274
2267
Delta Opal
2194
Sakhaa 642-53
1200
DES. 67-132
950
Smoth leaves
2022
24
Morro 74
BJA 592
BP 52/NC.63
BPA 68
Brs Aroeira
Brs Cedro
BRS Facual
Brs Ipê
BRS Ita 96
C 316-91
C-1211
Cacique
CC-A-1
Chaco - 520
CNPA 96-117
CNPA 97-1682
CNPA BA 98-6123
CNPA BA 98-9193
1300
1278
1894
1250
2706
2839
2450
2017
1939
1700
2100
1728
1500
1122
3156
2422
2456
2172
DES. 67-213
Empire Glandless
Gumb okra leaf
Hancock
Hancor
HG 1845
HL-1
HR 21 T.16
Hybee 200a
Hybee100a
Ibdar 45 pr2
Ita 90 ii
J. Brebbia
Karnar
La banda
La frego
Lambmcht gl-5
Lasani
1856
1617
1211
1700
1278
1758
2067
1811
1931
1672
1317
2678
1617
1939
2144
1756
1889
1983
SP 2473-A
SPO - 199
T-766
Tancot sp 21
Tashken 2
Tashken t1
Tb 41
Texas 163
Texas 2036
Texas 314
Texas 322
Texas 341
Triumph big boll
V-3
V-5
Watson 2040
1639
1039
1889
2278
1644
1150
1650
1656
1811
675
1233
983
439
1344
1417
1506
3500
Produtividade (Kg/ha)
3000
2500
2000
1500
1000
500
0
0
10
20
30
40
50
Incidência (%)
Figura 3. Produtividade de algodão em caroço dos genótipos segundo a
incidência de doença azul.
25
O agrupamento dos genótipos do banco ativo de germoplasma da
Embrapa Algodão com base na distância Eucliadiana pode ser observada na
Figura 4. Verificou-se uma boa consistência do agrupamento na separação das
espécies de Gossypium. Os genótipos de G. arboreum, G. mustelinum, G.
barbadense e G. hirsutum se agruparam em clusters diferentes (Figura 4 A, B, C
e D, respectivamente). Esta separação já era esperada devido às diferenças
morfológicas bem características entre as espécies. G. barbadense foi a espécie
que se agrupou de modo mais próximo de G. hirsutum. A espécie mais distante
das demais foi G. arboreum, espécie diplóide com folhas, flores e maçãs
menores.
Dentro do agrupamento de G. barbadense, verificou-se que os três
genótipos coletados no estado do Mato Grosso foram mais similares entre si do
que com o acesso Morro 74, um algodoeiro do tipo Pima. Este resultado concorda
com o esperado, pois Morro 74 é um algodoeiro do tipo Pima, já trabalhado pelo
melhoramento, enquanto os demais acessos de G. barbadense são do tipo rimde-boi, material com origem e características bastante diferenciadas.
No agrupamento de G. hirsutum, pelo menos três clusters podem ser
observados na Figura 4. O primeiro cluster, entre o genótipo 1 (149 F URRS) e o
genótipo 9 (ALLEN 333-57) estão incluídas quatro das seis variedades da
Embrapa
incluídas
nos
ensaios,
todas
produzidas
pelo
programa
de
melhoramento mantido no estado do Mato Grosso. Apenas as variedades CNPA
ITA 90 e BRS Ipê não se agruparam neste cluster. Elas se agruparam no segundo
cluster, do genótipo 43 a 91. Os genótipos mais divergentes se agruparam no
terceiro cluster (genótipos 3 a 93). Analisando cada cluster, verifica-se que CNPA
Ita 90 e a ITA 90 II se agruparam muito próximas uma da outra, refletindo a
origem genética da segunda, uma seleção dentro de CNPA Ita 90.
Os resultados indicam que a análise de agrupamento foi capaz de realizar
uma boa classificação dos genótipos de G. hirsutum. Caso a classificação dos
genótipos de G.hirsutum realizada pela análise de agrupamento reflita a real
diversidade existente, os genótipos mais resistentes à doença azul estão bem
distribuídos ao longo do dendrograma.
Isto significa que é possível ampliar a
base genética das populações de melhoramento e obter cultivares resistentes,
26
estratégia importante para garantir ganhos genéticos no longo prazo e reduzir o
impacto econômico da doença azul.
A espécie G. arboreum é diplóide, com 2N=26 cromossomos, enquanto as
outras espécies estudadas são alotetraplóides (2N=52 cromossomos). Devido à
diferença de ploidia, os acessos de G. herbaceum não são sexualmente
compatíveis com os demais genótipos, portanto, não é possível obter
descendentes viáveis via cruzamentos. Para que os genes de resistência
presentes em G. arboreum possam ser usados, é necessário realizar
procedimentos especiais para compatibilizar o número de cromossomos, de modo
geral, caros, trabalhosos e difíceis. Outros grupos de pesquisa já obtiveram
híbridos interespecíficos viáveis. Tais híbridos poderiam ser solicitados às
instituições que os desenvolveram e utilizá-los diretamente em cruzamentos
visando adicionar tais genes nas variedades brasileiras.
Alguns materiais de algodoeiro herbáceo resistentes a doença azul
apresentam problemas graves em outros caracteres, como susceptibilidade
elevada a outras doenças e produtividade baixa. Caso sejam usados diretamente
na composição de populações de melhoramento contribuíram para afetar
negativamente o desempenho das populações, reduzindo a possibilidade de
obtenção de novas variedades. O procedimento mais adequado seria realizar um
programa de pré-melhoramento, em que os genes de resistência e outros genes
favoráveis presentes fossem recombinados os genes de genótipos que
complementassem as deficiências. O resultado final deste programa de prémelhoramento seria uma linhagem a ser usada como genitora. Este procedimento
é adotado por instituições de públicas de pesquisa de alguns países. Tal
linhagem, passível de registro e proteção é usada pela instituição que a
desenvolveu e por programas de melhoramento de outras empresas mediante
remuneração. Estratégia similar poderia ser adotada no Brasil para garantir que
os ganhos genéticos fossem mantidos no longo prazo.
27
2.2
2.0
1.8
D
1.6
Distância Euclidiana
1.4
A
C
1.2
1.0
0.8
B
0.6
0.4
13
11
78
17
16
73
58
84
18
29
4
88
20
91
83
98
97
24
44
39
26
9
8
86
51
66
36
79
56
55
99
62
76
89
80
27
47
81
49
67
82
92
35
60
45
87
19
41
96
31
12
10
77
15
14
46
61
59
63
32
94
28
3
52
42
34
30
50
85
40
43
69
6
57
72
68
75
90
25
48
64
7
37
93
100
21
33
53
95
54
70
38
23
74
65
22
5
2
71
1
0.2
Genótipos
Figura 4. Agrupamento dos genótipos avaliados o método UPGMA. Agrupamentos: A – G. arboreum; B – G. mustelinum; C – G.
barbadense; D – G. hirsutum. Números dos genótipos são os apresentados na Tabela A do capítulo Anexo.
28
5.5 Avaliação do teor de sólidos solúveis nos pecíolos e de amido nas folhas
Verificou-se grau brix mais elevado em pecíolos de folhas de plantas com
sintomas do que em pecíolo de folhas sem sintomas (Tabela 5). Apenas duas
avaliações realizadas resultaram em brix mais altos em plantas sem sintomas
(Figura 5 e Tabela C - anexo), IBDAR 45 PR2 e um acesso de G. barbadense
coletado no Mato Grosso. No G. barbadense as leituras realizadas em plantas com e
sem sintomas foram baixas e similares, respectivamente 3,0 e 3,2 e em IBDAR 45
PR2 ambas leituras foram altas (6,0 e 6,8 em plantas com e sem sintomas). Caso se
considere que em IBDAR 45 PR2 e no acesso de G. barbadense foram analisados
quatro e cinco pares plantas, respectivamente, e que em apenas uma de suas
análises o comportamento foi diferente do observado de maneira mais freqüente,
pode-se supor que o maior grau brix em plantas com sintomas deve ser um
comportamento válido também para estes acessos.
Tabela 5 Graus brix em pecíolo de plantas de algodoeiro com e sem sintomas de
doença azul
Média
Desvio padrão
Com sintoma
6,52
1,44
Sem sintoma
4,34
1,03
t
GL
p
10,91
41
1,07E-13
Do mesmo modo que para o grau brix, verificou-se que o teor de amido nas
lâminas foliares foi mais alto em plantas com sintomas do que em plantas sem
sintomas (Tabela 6). Em 11 dos 67 pares de folhas analisados verificou-se teor de
amido mais alto em plantas assintomáticas (Figura 6 e Tabela D - anexo). Em cinco,
os valores foram bastante similares, podendo, na prática, serem consideradas
iguais. Os outros seis foram observados em cinco acessos: 149 F URSS, 1931 15
R1, IBDAR 45 PR2, acesso 3 de G. barbadense, Texas 2036 e Texas 322. Em
todos estes acessos foram realizadas análises em mais de um par de plantas. Para
1931 15 R1 foram realizadas três análises e em IBDAR 45 PR2 quatro. Em ambas,
apenas uma das análises apresentou maior quantidade de amido em folhas de
plantas sem sintomas. Portanto, o raciocínio apresentado para o teor de sólidos
29
solúveis também deve se aplicar a estes acessos, ou seja, o comportamento do
genótipo quanto ao teor de amido deve ser similar àquele predominantemente
Graus brix em plantas com sintomas
observado.
9
8
7
6
5
4
3
2
2
3
4
5
6
7
8
9
Graus brix em plantas sem sintomas
Figura 5. Graus brix em pecíolo de plantas de algodoeiro com e sem sintoma de
doença azul. Pontos acima da linha diagonal correspondem a maiores valores em
plantas com sintomas da doença e abaixo da diagonal a valores mais baixos em
plantas com sintomas.
Tabela 6 Teor de amido em limbo foliar de plantas de algodoeiro com e sem
sintomas de doença azul
Média
Desvio padrão.
Com sintoma
86,30
51,1411
Sem sintoma
42,10
26,113
T
df
P
6,95
66
2,03E-09
30
Amido em plantas com sintomas
-1
(mg*glucose*g *peso seco)
250
210
170
130
90
50
10
10
50
90
130
170
210
250
Amido em plantas sem sintomas
(mg*glucose*g-1*peso seco)
Figura 6. Amido em limbo foliar, medido em miligramas de glucose por grama (peso
seco) de algodoeiro com e sem sintoma de doença azul. Pontos acima da linha
diagonal correspondem a maiores valores em plantas com sintomas da doença e
abaixo da diagonal a valores mais baixos em plantas com sintomas.
Para 149 F URSS e para o acesso 3 de G. barbadense foram avaliados dois
pares de amostras, todos com teores de amido mais elevados em plantas sem
sintomas. Em uma avaliação da posterior do experimento, cerca de 45 dias após a
amostragem, verificou-se que as parcelas destes dois acessos apresentavam
incidência muito mais elevada da doença, chegando a 100%. É muito provável que
as plantas assintomáticas amostradas já estivessem contaminadas com o agente
causal e ainda não estivessem mostrando os sintomas característicos da doença.
Caso isto tenha ocorrido, a dificuldade em translocar os fotoassimilados para outras
regiões da planta e o conseqüente acúmulo de açúcares já estaria presente antes do
aparecimento dos primeiros sintomas utilizados na diagnose.
A associação entre o excesso no teor de amido nas folhas e de sólidos
solúveis no pecíolo de plantas com sintomas da doença azul se assemelha a relatos
na literatura de alterações provocadas pela presença de vírus. Comportamento
similar em relação ao grau brix em folhas foi verificado em cana-de-açúcar atacada
pelo vírus do amarelecimento foliar da cana-de-açúcar (Barroso et al., 1997), um
vírus provavelmente pertencente à família dos luteovírus. Contudo, tal alteração não
31
foi verificada em algodoeiros infectados com o Vírus do Mosaico do Abutilon, um
geminivírus causador do mosaico comum do algodoeiro (Barroso, dados não
publicados). O aumento no teor de amido em folhas de plantas infectadas com
luteovírus também foi descrito (Brunt et al., 1996; Orlob & Arny, 1961). Os luteovírus
são vírus restritos ao floema e o aumento no teor de polissacarídeos está
relacionado com os danos causados nas células deste tecido. Embora seja uma
característica marcante dos luteovírus, o aumento no teor de açúcares em tecidos
foliares não é exclusivo deste grupo de vírus de plantas, podendo ser também
causados por vírus pertencentes a outras famílias (Tecsi, 1992). Logo, o excessivo
teor de amido e de sólidos solúveis observados é mais uma evidência de que o
agente causal da doença azul seja um luteovírus, mas não descarta outras
possibilidades.
5.6. Extração do DNA para caracterização dos genitores e análise dos
genitores e da geração F1
Após certo insucesso na extração do DNA, uma nova metodologia de
extração foi desenvolvida. Este novo método tem funcionado a contento, permitindo
obter DNA´s com grau relativamente alto de pureza e permitindo sua conservação
em longo prazo.
Análises com marcadores moleculares envolvendo os genitores dos
cruzamentos e os F1 foram realizados e permitiram verificar que todas as plantas F 1
utilizadas para gerar as gerações F2 e de retrocruzamentos realmente provinham de
cruzamentos. Para cada tipo de cruzamento, as avaliações foram realizadas com,
pelo menos, três marcadores contrastantes nos genitores.
A confirmação da origem de cruzamento foi importante para a certeza de que
as etapas posteriores, realização dos cruzamentos para obtenção das populações
segregantes e a avaliação em relação à resistência à doença azul, pudessem ser
realizadas tendo-se a certeza de que todas as plantas eram realmente provenientes
de cruzamento e não de autofecundação.
32
33
6. Conclusões:
1) Há variabilidade no banco ativo de germoplasma da Embrapa Algodão que
pode ser usada para a obtenção de cultivares resistentes à doença azul.
2) Todas as espécies de Gossypium avaliadas apresentaram acessos
susceptíveis à doença azul.
3) Plantas de algodoeiro atacadas pela doença azul acumulam excessivamente
amido no limbo foliar e sais sólidos solúveis no pecíolo foliar.
4) A criação de pulgões em laboratório para a realização de inoculações
artificiais é possível, desde que as inoculações sejam escalonadas.
34
7. Referências bibliográficas
ANDRADE,
D.F.A.A.;
LAMAS,
F.M.;
FORTUNA,
P.A.
Comportamento
de
cultivares/linhagens de algodoeiro frente à ocorrência de doenças em Chapadão do
Sul, MS, safra 1998/99. Anais II Congresso Brasileiro de Algodão, p. 458-460, 1999.
ARAÚJO, A.E. Doenças da cultura do algodoeiro no cerrado. Anais do V Seminário
Estadual da Cultura do Algodão, p.189-195, 2000.
ARAÚJO, A.E. Quando a doença é azul. Cultivar. Pelotas, n.25, p.46-47. 2001
BARROSO, P.A.V. Comparações entre métodos quantitativos e métodos baseados
em marcadores RAPD para a predição do comportamento de populações de soja.
Piracicaba, Tese (doutorado), 2000. 162p.
BARROSO, P.A.V.; NOGUEIRA, N.L.; CHINEA, A.M. Aumento no teor de sólidos
solúveis em folhas de cana-de-açúcar portadoras de sintomas da síndrome do
amarelecimento foliar da cana-de-açúcar. Fitopatologia Brasileira, v.20, p.360, 1985.
BRUNT, A.A., CRABTREE, K., DALLWITZ, M.J., GIBBS, A.J., WATSON, L. AND
ZURCHER, E.J. (eds.) (1996 onwards). `Plant Viruses Online: Descriptions and Lists
from
the
VIDE
Database.
Version:
20th
August
1996.'
URL
http://biology.anu.edu.au/Groups/MES/vide/
CAUQUIL, J. & FOLLIN, J.C.
Presumed vírus and mycoplasma-like organism
diseases in subsaharan Africa and in the rest of the world. Coton et fibres tropicales,
v.38, n.4, p.309-315, 1983.
CAUQUIL, J. & VAISSAYRE, M.
La maladie bleue du cotonnier en Afrique:
transmission decotonnier à cotonnier par Aphis gossypii Glover. Coton et fibres
tropicales, v.26, n.4, p.463-466, 1971.
CAUQUIL, J. Essai de deux insecticides acaricides systémiques contre la maladie
bleue (Virose) du cotonnier (G. hirsutum) em Centrafrique. Cotton et fibres tropicales,
v.29, p.327-329, 1974.
CAUQUIL, J. Etudes sur une maladie d´origine virale du cotonnier: la maladie bleue.
Cotton et fibres tropicales, v.32, n.3, p.259-278, 1977
35
CIA, E. & FUZATTO, M.G. Manejo de doenças na cultura do algodão. In: Cultura do
Algodoeiro. CIA, E.; FREIRE, E.C.; SANTOS, W.J., ed.
Piracicaba: POTAFOS,
1999. p.121-131.
CIA, E. Doenças do algodoeiro no cerrado matogrossense. Anais do IV Seminário
Estadual do Algodão, p.49-60, 1998.
COSTA, A.S. Moléstias de vírus do algodoeiro. In: Divulgação Agronômica, n.21,
1966. p.27-29.
COSTA, A.S. & CARVALHO, A.M.B. Moléstias de vírus. In: Cultura e Adubação do
Algodoeiro.
São Paulo: Instituto Brasileiro de Potassa experimentações e
pesquisas, 1965. p.440-443.
CRESTE S, TULMANN-NETO A, FIGUEIRA A, (2001). Detection of single sequence
repeat polymorphisms in denaturing polyacrylamide sequencing gels by silver
staining. Plant Molecular Biology Repórter, v.19, p.1–8, 2001.
DYCK, J.M. La maladie bleue du cotonnier au Tchad. Coton et fibres tropicales,
v.34, n.2, p.229-238, 1979.
FREIRE, E.C. Doença azul do algodoeiro. Fibras e Óleos, p.4, n.28, 1998.
FREIRE, E.C.; FARIAS, F.J.C.; ARAUJO, A.E.; AGUIAR, P.H. Efeitos da virose mosaico das nervuras f. Ribeira Bonito sobre plantas da cultivar CNPA ITA 90.
Anais II Congresso Brasileiro de Algodão, p. 449-451, 1999a.
FREIRE, E.C; FARIAS, F.J.C.; AGUIAR, P.H. Perdas estimadas da produção de
algodão devido a pragas e doenças no centro-oeste - safra 1998/99. Anais II
Congresso Brasileiro de Algodão, p. 1-3, 1999c.
FREIRE, E.C; FARIAS, F.J.C.; AGUIAR, P.H.; ARAÚJO, A.E. Influência da
população de pulgões sobre a incidência de virose. Anais II Congresso Brasileiro de
Algodão, p. 452-453, 1999b.
FUZZATO, M.G.; CIA, E.; BORTOLETTO, N.; ERISMANN, N.M. Variabilidade
genética e potencial de seleção para a resistência ao mosaico das nervuras em
cultivar mediamente susceptível. Anais II Congresso Brasileiro de Algodão, p. 476477, 1999.
36
GRIDI-PAPP, I.L.; CIA, E.; FUZATTO, M.G.; SILVA, N.M.; FERRAZ, C.A.M.;
CARVALHO, N. de; CARVALHO, L.H.; SABINO, N.P.; KONDO, J.I.; PASSOS,
S.M.de GODOY; CHIAVEGATO, E.J.; CAMARGO, P.P.de & CAVALERI, P.A.
Manual do Produtor de Algodão. São Paulo: Bolsa de Mercadorias & Futuros, 1992.
158p.
KRESIC, I.B.; CAMPAGNAC, N.A.; OJEDO, A.D. Informe sobre enfermedad azul Del
algodonero
em
la
Republica
Argentina
(Resumen).
Disponível
em
<http://saenzpe.inta.ar/Fito/enf_azul.htm>. Acesso em 12/12/2001.
LANZA, M.A.; FALLIERI, J.; SILVA, P.J.; FARIA, R.S. Comportamento de cultivares
de algodã o quanto à resistência a viroses. Anais do II Congresso Brasileiro de
Algodão, p.428-430, 1999.
LI, H.; LUO, J.; HEMPHILL, J.K.;WANG, J.T.; GOULD, J.H. A rapid and high yielding
DNA miniprep for cotton. Plant molecular biology reporter,v.19, p.183a-193e, 2001.
MCCREADY, R.M.; GUGGOLZ, A.; SILVEIRA, V.; OWENS, H.S. Determination of
starch and amylase in vegetables; application to peas. Analitical Chemistry, v.22,
p.1156-1158, 1950.
ORLOB, G. B.; ARNY, D. C. Some changes accompanying infection by barley yellow
dwarf virus. Phytopathology v.51, p.768-775, 1961.
ORNELLAS, A.P.; HIROMOTO, D.M.; YUYAMA, M.M.; CAMARGO, T.V. Cultivares.
Boletim de pesquisa de algodão.Rondonópolis, Fundação MT, n.4, p.13-39, 2001.
PASSOS, S.M. de GODOY. Pragas. In: Algodão. Campinas: Instituto Campineiro
de
Ensino Agrícola, 1977, p.226-277.
SANTOS, W.J. Manejo integrado de pragas do algodoeiro no Brasil. In: FUNDACAO
DE APOIO A PESQUISA AGROPECUARIA DE MATO GROSSO Mato Grosso:
autosuficiência: o algodão no caminho do sucesso. p. 48-71, Rondonópolis:
FUNDACAO MT, 1997. Boletim de Pesquisa.
SANTOS, W.J. Monitoramento e controle das pragas. In: Cultura do Algodoeiro. CIA,
E.; FREIRE, E.C.; SANTOS, W.J., ed. Piracicaba: POTAFOS, 1999. p.133-179.
37
SILVA, N.M.; CARVALHO, L.H.; CIA, E.; FUZATTO, M.G.; CHIAVEGATO, E.J.
ALLEONI, L.R.F. Arquivo do agrônomo. Piracicaba: POTAFOS, n.8, março. 1995.
24p.
TECSI, L.I. Red clover mottle virus infection affects sink-source relationships and
starch accumulation in pea plants. Journal of Experimental Botany, v.43, p.14091412, 1992.
38
Anexos
39
Tabela A. Genótipos do banco ativo de germoplasma da Embrapa Algodão
avaliados
Genótipo
ACESSO
ESPÉCIE
G. hirsutum
1
149 F URRS
G. hirsutum
2
1931 15 R1
G. hirsutum
3
6M
G. hirsutum
4
81-2
G. hirsutum
5
95-967 BV-61
G. hirsutum
6
A H 67
G. arboreum
7
ACALA ANCIEN
G. hirsutum
8
ALBAE 627
G. hirsutum
9
ALLEN 333-57
G. arboreum
10
AK 235
G. arboreum
11
Co Lu Ngan
G. arboreum
12
DESI G27
G. arboreum
13
LAO 1/85
G. barbadense
14
Rim-de-Boi 1
G. barbadense
15
Rim-de-Boi 2
G. barbadense
16
Rim-de-Boi 3
G. barbadense
17
Morro 74
G. hirsutum
18
BJA 592
G. hirsutum
19
BP 52/NC.63
G. hirsutum
20
BPA 68
G. hirsutum
21
Brs Aroeira
G. hirsutum
22
Brs Cedro
G. hirsutum
23
BRS Facual
G. hirsutum
24
Brs Ipê
G. hirsutum
25
BRS Ita 96
G. hirsutum
26
C 316-91
G. hirsutum
27
C-1211
G. hirsutum
28
CACIQUE
G. hirsutum
29
CC-A-1
G. hirsutum
30
CHACO - 520
G. hirsutum
31
CNPA 96-117
G. hirsutum
32
CNPA 97-1682
G. hirsutum
33
CNPA BA 98-6123
G. hirsutum
34
CNPA BA 98-9193
G. hirsutum
35
CNPA CO 97-668
G. hirsutum
36
CNPA CO 98-6152
G. hirsutum
37
CNPA CO 98-6399
G. hirsutum
38
CNPA CO 98-7161
G. hirsutum
39
CNPA CO 98-7191
40
Tabela A. Genótipos do banco ativo de germoplasma da Embrapa Algodão
avaliados (continuação)
TRATAMENTO
ACESSO
ESPÉCIE
G. hirsutum
40
CNPA CO 98-7663
G. hirsutum
41
CNPA GO 98-05946
G. hirsutum
42
CNPA GO 98-05975
G. hirsutum
43
CNPA GO-98-10004
G. hirsutum
44
CNPA ITA90
G. hirsutum
45
CNPA TB 90
G. hirsutum
46
CUBQ
G. hirsutum
47
Del Cerro
G. hirsutum
48
Del Cerro UMPGR
G. hirsutum
49
Delta Opal
G. hirsutum
50
DES. 67-132
G. hirsutum
51
DES. 67-213
G. hirsutum
52
Emp. Glandless
G. hirsutum
53
GUMB OKRA LEAF
G. hirsutum
54
HANCOCK
G. hirsutum
55
HANCOR
G. hirsutum
56
HG 1845
G. hirsutum
57
HL-1
G. hirsutum
58
HR 21 T.16
G. hirsutum
59
HYBEE 200A
G. hirsutum
60
HYBEE100A
G. hirsutum
61
IBDAR 45 PR2
G. hirsutum
62
ITA 90 II
G. hirsutum
63
J. BREBBIA
G. hirsutum
64
KARNAR
G. hirsutum
65
LA BANDA
G. hirsutum
66
LA FREGO
G. hirsutum
67
LAMBMCHT GL-5
G. hirsutum
68
LASANI
G. hirsutum
69
LSS (PAQUISTAO)
G. hirsutum
70
LUK 13-4
G. hirsutum
71
M-11
G. hirsutum
72
MCRAIR 220
G. hirsutum
73
MEBANE
G. hirsutum
74
MEBANE B-1
G. hirsutum
75
MEXICAN
G. hirsutum
76
MEXICO 910
G.mustelinum
77
Mustelinum 1
G.mustelinum
78
Mustelinum 2
G. hirsutum
79
PARROT 427
41
Tabela A. Genótipos do banco ativo de germoplasma da Embrapa Algodão
avaliados (continuação)
TRATAMENTO
80
81
82
83
84
85
86
87
88
89
90
91
92
93
94
95
96
97
98
99
100
ACESSO
PORAINTE
QUALLANDRI
REBA P-274
SAKHAA 642-53
SMOTH LEAVES
SP 2473-A
SPO - 199
T-766
TANCOT SP 21
TASHKEN 2
TASHKEN T1
TB 41
TEXAS 163
TEXAS 2036
TEXAS 314
TEXAS 322
TEXAS 341
Triumph Big Boll
V-3
V-5
WATSON 2040
ESPÉCIE
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
G. hirsutum
42
Tabela B. Genótipos que não apresentaram nenhuma planta com sintoma de
doença azul nos dois ensaios.
Acesso
Espécie
Origem
AH 67
G. hirsutum
AK 235
G. arboreum
ALBAE 627
G. hirsutum var Latifolium
Zâmbia
BJA 592
G. hirsutum var Latifolium
Chad
Brs Cedro
G. hirsutum var Latifolium
Brasil
BRS Facual
G. hirsutum var Latifolium
Brasil
CACIQUE
G. hirsutum var Latifolium
CHACO – 520
G. hirsutum var Latifolium
CNPA CO 97-668
G. hirsutum var Latifolium
Del Cerro UMPGR
G. hirsutum var Latifolium
Delta Opal
G. hirsutum var Latifolium
HANCOR
G. hirsutum var Latifolium
LA BANDA
G. hirsutum var Latifolium
LAMBMCHT GL-5
G. hirsutum var Latifolium
LAO 1/85
G. arboreum
MEXICO 910
G. hirsutum var Latifolium
PORAINTE
G. hirsutum var Latifolium
REBA P-274
G. hirsutum var Latifolium
SPO - 199
G. hirsutum var Latifolium
T-766
G. hirsutum var Latifolium
TB 41
G. hirsutum var Latifolium
TEXAS 341
G. hirsutum var Latifolium
Índia
Brasil
EUA
Lao
México
Chad
México
43
Tabela C. Graus brix de plantas com e sem sintomas da doença azul
Acesso
C – 1211
Brix com sintoma
8,0
Brix sem sintoma
4,5
Watson 2040
7,8
3,4
Rim de Boi 4
5,5
3,0
Rim de Boi 4
5,5
4,0
IBDAR 45 PR2
8,0
4,8
TANCOT SP 21
7,4
4,0
1931 15 R1
5,0
3,8
CNPA 96-117
7,2
5,0
TASHKEN 2
6,5
4,8
EMP. GLANDLESS
8,5
5,4
TEXAS 322
9,2
5,0
LSS (Paquistão)
6,0
3,0
CC – A-1
7,5
5,2
HANCOCK
7,5
6,8
QUALLANDRI
5,2
5,0
QUALLANDRI
7,0
4,4
CNPA ITA 90
7,5
3,4
149 F URRS
4,4
3,4
Rim de Boi 3 (barb)
4,5
3,5
Rim de Boi 3 (barb)
4,6
3,0
Rim de Boi 4 (barb)
3,0
3,2
Rim de Boi 4 (barb)
5,2
3,6
Rim de Boi 4 (barb)
4,5
3,0
149 F URRS
7,0
4,0
149 F URRS
5,8
4,0
Rim de Boi (barb)
6,0
3,0
Rim de Boi (barb)
4,8
3,2
1931 15 R1
5,5
4,0
LUK 13-4
7,0
4,8
TEXAS 322
7,5
3,6
IBDAR 45 PR2
5,5
5,0
44
CNPA 96-117
7,8
4,0
Tabela C. Graus brix de plantas com e sem sintomas da doença azul
(continuação)
Acesso
CNPA ITA 90
Brix com sintoma
6,2
Brix sem sintoma
4,0
TEXAS 2036
6,4
4,0
LSS (Paquistão)
6,5
3,8
HANCOCK
6,4
3,8
Emp. Glandless
7,8
4,4
CC-A-1
6,8
5,4
Emp. Glandless
7,2
5,4
WATSON 2040
8,9
3,8
C – 1211
7,2
4,8
IBDAR 45 PR2
6,2
6,8
IBDAR 45 PR2
7,4
6,4
1931 15 R1
6,6
3,5
V-5
5,2
4,4
V-5
7,6
4,8
V-5
6,8
5,8
SAKHAA 642-53
7,6
4,2
SAKHAA 642-53
6,6
5,0
CNPA ITA 90
8,8
5,8
CNPA ITA 90
6,5
6,0
CNPA ITA 90
7,4
6,5
Média
6,6
4,4
45
Tabela D Teor médio de amido (expresso em mg de glucose por grama de peso da
matéria seca) em limbo foliar de plantas de algodoeiro com e sem sintomas de
doença azul
Acesso
Sintoma
Sadio
149 F URRS
121,51
153,30
-31,80
1931 15 R1
36,55
30,58
5,97
CNPA 6M
85,19
48,91
36,28
221,60
30,56
191,04
C 316-91
65,91
37,45
28,46
C-1211
80,10
25,93
54,18
CC-A-1
123,30
76,74
46,56
CNPA 96-117
31,29
83,11
-51,82
CNPA BA 98-6123
45,32
29,28
16,04
CNPA CO 98-6399
21,14
17,63
3,51
CNPA CO 98-6152
85,07
41,31
43,76
CNPA GO-98-10004
31,92
29,66
2,26
171,60
53,25
118,35
66,35
24,13
42,22
111,24
67,87
43,37
88,84
37,80
51,04
146,59
35,79
110,81
90,79
33,40
57,39
CNPA ITA 90
103,18
33,35
69,83
CNPA ITA 90 II
122,50
29,07
93,43
J. Brebbia
51,70
32,12
19,58
Karbar
55,38
34,83
20,55
95-967 BV-61
Co Lu Ng
DES. 67-213
Empire Glandless
Hancock
HR 21 T.16
IBDAR 45 PR2
Diferença
46
Tabela D Teor médio de amido (expresso em mg de glucose por grama de peso da
matéria seca) em limbo foliar de plantas de algodoeiro com e sem sintomas de
doença azul (continuação)
La Frego
103,30
30,28
73,02
LSS
107,96
55,86
52,11
Luk 13-4
48,47
26,76
21,71
McRair 220
21,00
23,24
-2,24
Quallandri
49,15
32,76
16,39
Rim de Boi 3
67,11
33,62
33,49
Rim de Boi 2
30,59
42,45
-11,86
Rim de Boi 1
119,20
33,21
85,99
Sakhaa 642-53
58,64
41,61
17,03
Tancot SP 21
56,19
20,26
35,93
Tashken 2
110,05
33,51
76,54
Tashken t1
22,91
22,99
-0,08
Texas 2036
111,57
49,66
61,91
Texas 322
91,76
61,79
29,97
V-5
85,44
53,41
32,03
105,94
28,64
77,31
82,80
41,48
41,32
Watson 2040
Média geral
47